Name: Techniek van Subnormothermic Ex Vivo Leverperfusie voor de opslag, Assessment, en reparatie van Marginal Lever Enten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-08-13T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Leer subnormotherme ex vivo leverperfusie voor behoud en beoordeling van marginale levertransplantaten. Deze techniek reduceert bewaarletsel en maakt functionele evaluatie voor transplantatie mogelijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De studie werd ondersteund door subsidies voor onderzoek van de Roche Organ Transplant Research Foundation (ROTRF) en Astellas. Markus Selzner werd ondersteund door een ASTS Career Development Award. Matthias Knaak werd gesteund door de Astellas Research Scholarship. Wij danken Uwe Mummenhoff en de familie in Birmingham voor hun genereuze steun.

Een schematisch overzicht van het protocol is weergegeven in figuur 1. <img alt="Figuur 1" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig1highres.jpg" /> Figuur 1 Studie-protocol. De varkens studie ontwerp van leverschade is gebaseerd op een donatie na hartdood (DCD) model. Na dissectie van alle schepen de lever, wordt het hart van de dood veroorzaakt, gevolgd door 45 min van warme ischemie graft. Een graft transport tussen de donor en de ontvanger ziekenhuizen in een klinische omgeving te simuleren, wordt de transplantaat opgeslagen op ijs gedurende 4 uur na koude, dual flush. Na koude opslag, het orgaan subnormothermic geperfundeerde 6 h teneinde de perfusie stabiliteit te beoordelen. In een transplantatie model, kan de perfusie tijd korter om de opslag van energie op te laden en om de levensvatbaarheid van het orgaan te beoordelen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51419/51419fig1large.jpg" target="_blank">Klik hij</a>opnieuw voor een grotere versie van deze afbeelding te bekijken. 1 Dieren OPMERKING: Man Yorkshire varkens, 30-35 kg, werden gebruikt voor dit onderzoek. Alle dieren kregen humane zorg in overeenstemming met de &#39;Principles of Laboratory Animal Care&#39; &#39;door de National Society for Medical Research en de&#39; Gids voor de verzorging van proefdieren &#39;gepubliceerd door de National Institutes of Health geformuleerd. De Animal Care Committee van de Toronto General Research Institute keurden alle studies. 2 Organ Retrieval <ol><li> Huis mannelijke Yorkshire varkens in onderzoek Faciliteiten 1 week vóór perfusie / transplantatie om het niveau van stress en de dieren wennen aan de huisvesting. Minder dan 2 dagen woningen in de inrichting leidt tot een stress geïnduceerde fysische reactie, waarbij de perfusie van 22,23 uitkomst kan veranderen. </li><li> Verdoven van varkensdoor een intramusculaire (im) injectie van een mengsel van ketamine (25 mg / kg), atropine (0,04 mg / kg), en midazolam (0,15 mg / kg). </li><li> Voorafgaand aan de intubatie, zorgen voor de varkenshouderij ademt spontaan 2 L van O 2 gedoseerd met 5% isofluraan. Spuit de stembanden met 2% lidocaïne 2 min voor intubatie om stembanden krampen te vermijden. Bijvoorbeeld, voor een 35 kg in een varken 6,5 fr. tracheatube. Blokkeer de tracheale tube met 3-5 ml lucht in de ruimte. </li><li> Na intubatie, gebruiken capnometrie om correcte intubatie te bevestigen. Verlaag de isofluraan gas naar 2%. Zet het beademingsapparaat 14-16 ademhalingen / min en een tidal volume van 10 ml / kg lichaamsgewicht. </li><li> Plaats een 20 G intraveneus (iv) katheter in een van de oor aderen infusie van Ringer&#39;s lactaat (200 ml per uur) mogelijk. Dan scrub het varken en dek deze af met steriele doeken. </li><li> Maak een middellijn incisie gevolgd door een linker laterale extensie. Gebruik een handdoek om grote en kleine darmen te dekken en verplaats deze naar de linkerkant. </li><li> Aparte Inferior vena cava (IVC) en distale aorta van elkaar; Ligeer aorta takken naar achteren; isoleren en vrij nierslagaders van aanhechtend weefsel. </li><li> Verdeel de falciforme ligament en de driehoekige ligament met cauterisatie. </li><li> Laat de poortader door een incisie van het buikvlies tussen de alvleesklier en de poortader. Afhechten aderen drainage van de alvleesklier naar de poortader. </li><li> Ontleden de coeliakie kofferbak onder de poortader en volg deze naar achteren naar de aorta. Omringen de mesenterica met een 2-0 gelijkspel; omringen de milt en de linker maag slagaders, welke tak posterieur aan de coeliakie kofferbak. Ontleden de coeliakie stam uit de poortader. </li><li> De lymfevaten in de hepatoduodenale ligament ligeren aan lymfatische lekkage te voorkomen. Verdeel de juiste maag slagader tussen de banden. Afbinden kleinere aderen. Scheid de galwegen van het ligament en verdeel het distaal na ligatie. </li><li> Ontleden de aorta achter het membraan tussen hart en coeliakie trunk; Plaats een 2-0 gelijkspel rond de aorta. </li><li> Laat de lever uit de onderste cava op de rechterkant met electro cauterisatie; Gebruik schaar voor het bovenste gedeelte tussen cava en lever. </li><li> Verwijder de galblaas en cauterize bleeders uit galblaas bed. </li><li> Dien iv 1.000 IE / kg donor gewicht heparine. Voor een DCD-model, veroorzaken hartstilstand door intracardiale injectie van 40 mval KCl 3 min na heparinetoediening. Stel een hartstilstand als het beginpunt van warme ischemie. </li><li> Voor de perfusie, verzamel 1,6 L varkensbloed in CPDA zakken (citraat, fosfaat, dextrose, adenosine) onmiddellijk na hartdood. Voer een zachte draai (2.000 xg zonder rem). Verwijder het plasma en de buffy coat onder steriele toestand (bioveiligheid kast klasse II) en bewaar de erytrocyten in CPDA zakken voor transfusie. </li><li> Canule poortader en aorta met orgel flush lijnen. Bind de eerder ingestelde banden rond dijbeen, de nieren, de milt, het mesenterium, en links maag kunsteries evenals de bovenste aorta. Voor een hart beating donor (HBD) model, voert u de infusen van de aorta en de vena porta onder hartslag voorwaarden. </li><li> Na 45 min warme ischemie, spoelt de lever met de University of Wisconsin (UW) oplossing met behulp van dual perfusie via de aorta (druk zak) en de poortader (de zwaartekracht aangedreven). </li><li> Snij de lever van het varken, alle resterende vaartuigen lang verlaten. </li><li> Tijdens het back-tafel voorbereiding, klem de bovenste IVC met een Satinský klem en spoel de lever een tweede keer met ongeveer 0,5 L van de UW-oplossing retrogradely via lagere IVC totdat de poortader uitstroom is duidelijk. </li><li> Bind alle arteriële takken van de aorta en coeliakie stam. Voer een arteriële back-tafel druk perfusie met ongeveer 0,5 L van UW-oplossing. </li><li> Spoel de galwegen met UW-oplossing. </li><li> Canule de bovenste en onderste delen van het IVC met 1/2 &quot;x 3/8&quot; verloopstukken met Luer Lock; canule de poortader en de leverslagader met 3/8 &quot;; x 1/4 &quot;en 1/4&quot; x 3/8 &quot;verloopstukken met Luer Lock. Met de bovenste en onderste vena cava veneuze drainage. </li><li> Leg de lever in een orgaan zak, sluit het orgel zak, en bewaar de lever op ijs tot de perfusie is begonnen. </li></ol> 3 Ex vivo leverperfusie <ol><li> Bereid de perfusie-oplossing die 2000 ml Steen oplossing, 400 ml gewassen erytrocyten, 550 mg natrium pyruvaat, 100 ml aminozuur-oplossing (10% Travasol), 10 mg calcium gluconaat, 1000 IE snelwerkende insuline, 1 g cefazoline, 500 mg metronidazol, en 10.000 IU heparine. Voeg andere moleculen voor vaatverwijding, immunosuppressie, wegvangen van schadelijke soorten, of levercel behandeling op basis van de specifieke studie-protocol. </li><li> Voor de dialyse component, gebruikt standaard dialysaat bevattende 3,5 mM kalium, 25 mM bicarbonaat, 27 mM glucose, en 275 mg / L pyruvaat. </li><li> Stel de perfusiecircuit (schema zie figuur 2). <img alt="Figuur 2" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig2highres.jpg" /> Figuur 2 Circuit opgezet. Vanuit het belangrijkste reservoir als het startpunt en het eindpunt wordt de perfusie-oplossing aangedreven door een centrifugaalpomp via een oxygenator. Vlak na de zuurstofvoorziening van de oplossing, het circuit splitst in een kleinere lijn loopt naar een kunstnier unit voor elektrolyt homeostase en een grotere lijn loopt naar een leukocyt filter voor de vermindering van de overgebleven witte bloedcellen (WBC). De oplossing die door de dialysator loopt terug naar de belangrijkste reservoir. Na de leukocyt filter, het circuit weer splitst in 2 gelijke regels. Een lijn loopt bij hoge druk (ongeveer 60 mmHg) direct in de aorta naar de leverslagader perfuseren. De andere lijn uitmondt in een tweede reservoir. Vanuit dit reservoir de poortader wordt doorbloed. De druk van het portaal perfusie afhankelijk van de hoogte energie van het reservoir oplossing niveau (ongeveer 2-6 mmHg). Alle vloeistoffen zijn drained via de infra en supra-lever cava terug in het belangrijkste reservoir. Voor de zwaartekracht reductie en homogene perfusie, is de lever in een zwembad gevuld met de temperatuur geregeld water. Het wordt gescheiden van het water door een ondoordringbare membraan en het zwemt in een perfusie schorsing. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51419/51419fig2large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.</a> <ol><li> Verzamel alle vloeistoffen van het circuit in een 3 L reservoir (belangrijkste reservoir) en klem de uitstroom. </li><li> Sluit de uitstroom naar een centrifugaalpomp gevolgd door een commerciële oxygenator. </li><li> Achter de oxygenator, splitsen de slang in 2 lijnen. Sluit de ene lijn naar een kunstnier en laat het terug in het belangrijkste reservoir. Sluit de tweede lijn naar een leukocyten reductie filter. </li><li> Splitsen van de lijn na de leukocyten reductie filter in een arteriële lijn, die perfusie-oplossing levert aan de leverslagader, en een portaal venous lijn, waarmee perfusie-oplossing naar een tweede reservoir, dat uitmondt in de poortader door de zwaartekracht uitstroom. Klem de portal instroom. </li><li> Sluit de arteriële lijn om een ​​vena cava lijn afwateren in het belangrijkste reservoir voor vloeistof herinnering. </li><li> Voor het verzamelen van ascites of lekken van perfusievloeistof van de lever, stelt een zuigleiding aangesloten op het reservoir. </li></ol></li><li> Laat de uitstroom klem van het belangrijkste reservoir en vul het circuit met de perfusie-oplossing. Start de centrifugaalpomp bij 1.500 rondes / min. De perfusie oplossing zal rijden door de arteriële lijn in de vena cava lijn terug in het belangrijkste reservoir. Zorg ervoor dat alle lucht wordt verdreven van het circuit. </li><li> Zet de gastoevoer naar de oxygenator. </li><li> Neem de lever uit het ijs. Spoelen van de UW-oplossing met behulp van een zoutoplossing. </li><li> Plaats de lever, met zijn convexe zijde naar de toegang tot de vaartuigen, idealiter in een zwaarteloze omgeving te vermijdenorgel compressie op het contactoppervlak. Gebruik een warmte-en koelbaar waterbad. Stel de starttemperatuur van het circuit en waterbad tot 20 ° C. Bedek het waterbad met ondoordringbaar membraan en leg de lever op dat membraan. Verminder de zwaartekracht gedreven compressie door onderdompeling van de lever met perfusie-oplossing. </li><li> Verminder het toerental van de centrifugaal pomp 1000 rounds / min en telkens twee klemmen aan de aansluiting van arteriële en vena cava lijnen. Snij vervolgens de slang tussen de klemmen. Met behulp van een 3-weg connector, sluit zowel cava uitstroom en sluit ze aan op de vena cava lijn. </li><li> Maak de klem van de arteriële lijn, giet perfusie-oplossing in de arteriële canule om zich te ontdoen van de bubbels, en sluit de lijn naar de canule. Verhoog de centrifugaalpomp tot 1.500 rondes / min. Maak de tweede klem van de vena cava lijn. </li><li> Maak de klem van de portal veneuze reservoir om het te vullen. Laat perfusieoplossing giet het in het portaal cannula en sluit deze. Wees extra voorzichtig van stabiele vloeistof niveaus in het portaal reservoir. </li><li> Sluit drukleidingen naar de Luer Sloten van de arteriële, portal, en vena cava canules. </li><li> Om fysiologische omstandigheden na te bootsen, toegepast behandelingen in de juiste vat. Injecteer glucose in de poortader en niet in de arteriële lijn teneinde een gradiënt nabootsen een verhoogde portale veneuze glucose gradient en induceren glycogeensynthese 24,25 stellen. </li><li> Nadat de lever om het circuit binnen 60 minuten verhogen van de temperatuur tot 33 ° C. </li><li> Streven naar een arteriële beginnend stroom op ongeveer 250 ml / min bij 40 mmHg. Dit kan 700 ml / min bereikt tijdens perfusie zodra de druk wordt verhoogd tot 70 mmHg. </li><li> Bij het starten van de temperatuur, te streven naar een poortader stroom van 500-600 ml / min bij 3-5 mmHg. Na het verhogen van de temperatuur, toezicht houden op de portal veneuze flow, die zal toenemen tot 1.100 ml / min bij 4-6 mmHg. Voorkom het overschrijden portal druk boven Physiological waarden (ongeveer 8 mmHg) sinusvormige fenestraties 26 beschermen. Te overschrijden totale stroom boven 2000 ml / min teneinde te beschadigen het orgel. Stel de uitstroom naar -2 mmHg door de belangrijkste reservoir laten zakken om de lever congestie door functionele obstructie te voorkomen. </li><li> Voeg de dialyse component naar het circuit om de perfusievloeistof naar vooraf bepaalde waarden 27 evenwicht. Stel het dialysaat stroom tot 500 ml / uur. Wees extra aandacht aan de dialyse uitstroom te passen, zodat de perfusie-oplossing is noch verdund of geconcentreerd. Binnen het eerste uur van de perfusie van de belangrijkste reservoir zorgvuldig moet worden bekeken! </li><li> Homogene zuurstofvoorziening van de weefsels te herstellen en te handhaven orgel functie met behulp van een grote gasmengsel onderdeel van O 2 (95-98%) en CO 2 (2-5%). Gebruik variabele gas tijdens perfusie sinds de lever verandert het metabolisme en de pH vraag tijdens perfusie. </li><li> Houd een lage pH tijdens de start van deperfusie van organen te beschermen met de paradox pH begrip 28 en voorkomen ernstige weefselbeschadiging die kan ontstaan ​​door snel naar fysiologische pH onder reoxygenation, aangezien na opslag in UW-oplossing, het orgel acidose pH lager dan 7 Stel de partiële druk van CO 2 continu naar 25-30 mmHg zodat de pH een fysiologische niveau binnen 1 uur bereikt. </li><li> Voeg natrium of kaliumbicarbonaat om het circuit een fysiologische concentratie standaard bicarbonaat in de perfusie-oplossing. Injecteren zorgvuldig onder repetitieve bloed gas en elektrolyt controle. </li><li> Bewaken van de perfusie door periodieke veneuze en arteriële bloed gas-en AST-analyses. De veneuze PO 2 blijft boven 175 mmHg tijdens de perfusie. Monitor vasculaire flow en druk en noteer een stabiele perfusie door een constante vaatweerstand. </li><li> Houd de perfusie systeem stabiel voor maximaal 8 uur. Aan het einde van het ex vivo perfusie periode koellangs de perfusie systeem 20 ° C en, na het loskoppelen van de slangen circuit van de lever, spoel de perfusievloeistof de lever tweevoudig met ijskoude UW-oplossing. Bewaar de lever opnieuw op ijs geplaatst in een steriele zak orgaan. </li></ol>

<ol><li>, Department of Health and Human Service, Organ Procurement and Transplantation Service. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://optn.transplant.hrsa.gov">http://optn.transplant.hrsa.gov</a> (2013).</li>
<li>Qiu, J., Ozawa, M., Terasaki, P. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+transplantation+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Transplants%22%5BJournal%5D)">Liver transplantation in the United States.</a> Clinical Transplants. , 17-28 (2005).</li>
<li>Maheshwari, A., Maley, W., Li, Z., Thuluvath, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biliary+complications+and+outcomes+of+liver+transplantation+from+donors+after+cardiac+death%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">Biliary complications and outcomes of liver transplantation from donors after cardiac death.</a> Liver Transpl. 13 (12), 1645-1653 (2007).</li>
<li>Reich, D. J., Hong, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+status+of+donation+after+cardiac+death+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Organ+Transplant%22%5BJournal%5D)">Current status of donation after cardiac death liver transplantation.</a> Curr Opin Organ Transplant. 15 (3), 316-321 (2010).</li>
<li>Grewal, H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+transplantation+using+controlled+donation+after+cardiac+death+donors%3A+an+analysis+of+a+large+single-center+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">Liver transplantation using controlled donation after cardiac death donors: an analysis of a large single-center experience.</a> Liver Transpl. 15 (9), 1028-1035 (2009).</li>
<li>Nguyen, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+outcomes+of+donation+after+cardiac+death+liver+allografts+from+a+single+center%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">Long-term outcomes of donation after cardiac death liver allografts from a single center.</a> Clin Transplant. 23 (2), 168-173 (2009).</li>
<li>Heidenhain, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incidence+of+and+risk+factors+for+ischemic-type+biliary+lesions+following+orthotopic+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl+Int%22%5BJournal%5D)">Incidence of and risk factors for ischemic-type biliary lesions following orthotopic liver transplantation.</a> Transpl Int. 23 (1), 14-22 (2010).</li>
<li>Moench, C., Uhrig, A., Lohse, A. W., Otto, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CC+chemokine+receptor+5delta32+polymorphism-a+risk+factor+for+ischemic-type+biliary+lesions+following+orthotopic+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">CC chemokine receptor 5delta32 polymorphism-a risk factor for ischemic-type biliary lesions following orthotopic liver transplantation.</a> Liver Transpl. 10 (3), 434-439 (2004).</li>
<li>Iacob, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic%2C+immunological+and+clinical+risk+factors+for+biliary+strictures+following+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Int%22%5BJournal%5D)">Genetic, immunological and clinical risk factors for biliary strictures following liver transplantation.</a> Liver Int. 32 (8), 1253-1261 (2012).</li>
<li>Heidenhain, C., Puhl, G., Moench, C., Lautem, A., Neuhaus, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemokine+Receptor-5Delta32+Mutation+is+No+Risk+Factor+for+Ischemic-Type+Biliary+Lesion+in+Liver+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Chemokine Receptor-5Delta32 Mutation is No Risk Factor for Ischemic-Type Biliary Lesion in Liver Transplantation.</a> J Transplant. , (2009).</li>
<li>Hashimoto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+tissue+plasminogen+activator+in+liver+transplantation+from+donation+after+cardiac+death+donors%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Use of tissue plasminogen activator in liver transplantation from donation after cardiac death donors.</a> Am J Transplant. 10 (12), 2665-2672 (2010).</li>
<li>Staib, W., Scholz, R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStaib%2C+W+%22Stoffwechsel+der+perfundierten+Leber%22">Stoffwechsel der perfundierten Leber</a>. , Springer. (1968).</li>
<li>Brauer, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Physiol%22%5BJournal%5D)">Liver.</a> Annu Rev Physiol. 18, 253-278 (1956).</li>
<li>Boehnert, M. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normothermic+acellular+ex+vivo+liver+perfusion+reduces+liver+and+bile+duct+injury+of+pig+livers+retrieved+after+cardiac+death%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Normothermic acellular ex vivo liver perfusion reduces liver and bile duct injury of pig livers retrieved after cardiac death.</a> Am J Transplant. 13 (6), 1441-1449 (2013).</li>
<li>Guarrera, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypothermic+machine+preservation+in+human+liver+transplantation%3A+the+first+clinical+series%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Hypothermic machine preservation in human liver transplantation: the first clinical series.</a> Am J Transplant. 10 (2), 372-381 (2010).</li>
<li>Fondevila, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypothermic+oxygenated+machine+perfusion+in+porcine+donation+after+circulatory+determination+of+death+liver+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Hypothermic oxygenated machine perfusion in porcine donation after circulatory determination of death liver transplant.</a> Transplantation. 94 (1), 22-29 (2012).</li>
<li>Rougemont, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((One+hour+hypothermic+oxygenated+perfusion+%28HOPE%29+protects+nonviable+liver+allografts+donated+after+cardiac+death%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">One hour hypothermic oxygenated perfusion (HOPE) protects nonviable liver allografts donated after cardiac death.</a> Ann Surg. 250 (5), 674-683 (2009).</li>
<li>Chung, W. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Addition+of+a+kidney+to+the+normothermic+ex+vivo+perfused+porcine+liver+model+does+not+increase+cytokine+response%5BTitle%5D)+AND+%22J+Artif+Organs%22%5BJournal%5D)">Addition of a kidney to the normothermic ex vivo perfused porcine liver model does not increase cytokine response.</a> J Artif Organs. 15 (3), 290-294 (2012).</li>
<li>Brockmann, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normothermic+perfusion%3A+a+new+paradigm+for+organ+preservation%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Normothermic perfusion: a new paradigm for organ preservation.</a> Ann Surg. 250 (1), 1-6 (2009).</li>
<li>Hessheimer, A. J., Fondevila, C., García-Valdecasas, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracorporeal+machine+liver+perfusion%3A+are+we+warming+up%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Organ+Transplant%22%5BJournal%5D)">Extracorporeal machine liver perfusion: are we warming up.</a> Curr Opin Organ Transplant. 17 (2), 143-147 (2012).</li>
<li>Vogel, T., Brockmann, J. G., Friend, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex-vivo+normothermic+liver+perfusion%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Organ+Transplant%22%5BJournal%5D)">Ex-vivo normothermic liver perfusion: an update.</a> Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 167-172 (2010).</li>
<li>Swindle, M. M., Smith, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Best+practices+for+performing+experimental+surgery+in+swine%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invest+Surg%22%5BJournal%5D)">Best practices for performing experimental surgery in swine.</a> J Invest Surg. 26 (2), 63-71 (2013).</li>
<li>Smith, A. C., Swindle, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+swine+for+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+J%22%5BJournal%5D)">Preparation of swine for the laboratory.</a> ILAR J. 47 (4), 358-363 (2006).</li>
<li>Cywes, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+intraportal+glucose+infusion+on+hepatic+glycogen+content+and+degradation%2C+and+outcome+of+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Effect of intraportal glucose infusion on hepatic glycogen content and degradation, and outcome of liver transplantation.</a> Ann Surg. 216 (3), 235-246 (1992).</li>
<li>Ishida, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+oral%2C+peripheral+intravenous%2C+and+intraportal+glucose+on+hepatic+glucose+uptake+and+insulin+and+glucagon+extraction+in+conscious+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Differential effects of oral, peripheral intravenous, and intraportal glucose on hepatic glucose uptake and insulin and glucagon extraction in conscious dogs.</a> J Clin Invest. 72 (2), 590-601 (1983).</li>
<li>Morsiani, E., Aleotti, A., Ricci, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Haemodynamic+and+ultrastructural+observations+on+the+rat+liver+after+two-thirds+partial+hepatectomy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Anat%22%5BJournal%5D)">Haemodynamic and ultrastructural observations on the rat liver after two-thirds partial hepatectomy.</a> J Anat. 4 (Pt 4), 507-515 (1998).</li>
<li>Schön, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+transplantation+after+organ+preservation+with+normothermic+extracorporeal+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Liver transplantation after organ preservation with normothermic extracorporeal perfusion.</a> Ann Surg. 233 (1), 114-123 (2001).</li>
<li>Currin, R. T., Gores, G. J., Thurman, R. G., Lemasters, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protection+by+acidotic+pH+against+anoxic+cell+killing+in+perfused+rat+liver%3A+evidence+for+a+pH+paradox%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Protection by acidotic pH against anoxic cell killing in perfused rat liver: evidence for a pH paradox.</a> FASEB J. 5 (2), 207-210 (1991).</li>
<li>Derveaux, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Does+ex+vivo+vascular+resistance+reflect+viability+of+non-heart-beating+donor+livers%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Does ex vivo vascular resistance reflect viability of non-heart-beating donor livers?</a> Transplant Proc. 37 (1), 338-339 (2005).</li>
<li>Guarrera, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypothermic+Machine+Preservation+of+Human+Liver+Allografts%3A+Markers+of+Reperfusion+Injury+%5Babstract%23+1282%5D%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transpl%22%5BJournal%5D)">Hypothermic Machine Preservation of Human Liver Allografts: Markers of Reperfusion Injury [abstract# 1282].</a> Am J Transpl. 7, Suppl 2. 476(2007).</li>
<li>Tolboom, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subnormothermic+machine+perfusion+at+both+20%C2%B0C+and+30%C2%B0C+recovers+ischemic+rat+livers+for+successful+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Subnormothermic machine perfusion at both 20°C and 30°C recovers ischemic rat livers for successful transplantation.</a> J Surg Res. 175 (1), 149-156 (2012).</li>
<li>Vollmar, B., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hepatic+microcirculation%3A+mechanistic+contributions+and+therapeutic+targets+in+liver+injury+and+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">The hepatic microcirculation: mechanistic contributions and therapeutic targets in liver injury and repair.</a> Physiol Rev. 89 (4), 1269-1339 (2009).</li>
<li>Jamieson, R. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hepatic+steatosis+and+normothermic+perfusion-preliminary+experiments+in+a+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Hepatic steatosis and normothermic perfusion-preliminary experiments in a porcine model.</a> Transplantation. 92 (3), 289-295 (2011).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

In een varken model dat DCD levertransplantatie nabootst, hebben we aangetoond dat subnormothermic lever perfusie met een mobiele perfusie oplossing resulteert in stabiele perfusie parameters, minimal hepatocyt- letsel, en actieve levermetabolisme. Onze subnormothermic perfusie opgezet heeft zich bewezen als een hepatocellulaire homeostase en de stofwisseling te herstellen. Glycogeenopslag wordt hersteld en metabolieten worden weggegooid. Ex vivo perfusie als bewaarmethode techniek biedt voor het eerst de mogelijkheid om merkers van transplantaatfunctie en schade te bepalen gedurende orgaanpreservatie en voorafgaand aan de transplantatie. Naast de macroscopische beoordeling van de graft perfusie homogeniteit debietwaarden een goede indicator van de levensvatbaarheid van het transplantaat en de omvang van de ischemische schade 29 het eerder hebben geleden. Zuurstofverbruik en gal productie zijn markers van metabolische functie. Niveaus van leverenzymen zoals AST kan worden gebruikt om alsSess de mate en de dynamiek van hepatocellulair letsel 30. Deze grondige graft assessment kan een betrouwbaar onderscheid tussen transplanteerbare en niet-transplanteerbare marginale organen mogelijk te maken. We kozen voor een subnormothermic temperatuur van 33 ° C in ons perfusiesysteem omdat de temperatuur voldoende om het metabolisme en ATP en glycogeensynthese mogelijk. Tegelijkertijd verschaft het een afgenomen zuurstofverbruik ten opzichte van normothermische perfusie instellingen die extra veiligheid tegen ischemisch letsel geeft. In het algemeen perfusie temperaturen boven 30 ° C is aangetoond dat koude ischemie minimaliseren en voldoende metabolische activiteit 31. In tegenstelling tot andere groepen, hebben we geen volbloed gebruiken als perfusaat, maar een normo-osmotische oplossing van albumine (Steen) met gewassen en gefilterd rode bloedcellen. Door het uitsluiten van de plasma-componenten alsook trombocyten en leukocyten, de perfusie-oplossing is deondertekend om pro-inflammatoire signalering tijdens de ex vivo perfusie minimaliseren. Naast het transplantaat beoordeling stabiele perfusie omstandigheden gedurende enkele uren staan ​​graft behandeling. Talrijke moleculen aangetoond reperfusieschade te verminderen onder experimentele omstandigheden 32. Er is echter bijna geen behandeling regime zijn weg naar de klinische praktijk gemaakt, maar toch. Een reden lijkt het ontnemen van die behandelingen toepassen tijdens het invriezen worden. Een metabolisch actief lever op een ex vivo perfusie systeem is optimaal voor de toepassing van elke vorm van behandeling. In dit verband niet alleen behandelingen reperfusie omstandigheden verbeteren zoals verzwakking van Kupffer celactiviteit of wegvangen van vrije radicalen zijn denkbaar, maar ook behandelingen zoals gentherapie aan het transplantaat, bijvoorbeeld tegen Hepatitis C herhaling conditioneren. Andere mogelijke strategieën kunnen zijn korting op steatose tijdens het ex vivo perfusieperiode 33. Samengevat, ex vivo perfusie is een nieuwe strategie ter koude ischemie minimaliseren en marginale lever grafts voor levertransplantatie beoordelen. De ex vivo perfusie instelling biedt unieke kans om te herstellen en de conditie enten voorafgaand aan de transplantatie.

Levertransplantatie is de enige optie voor de behandeling bij patiënten met eindstadium leverziekte of gevorderde leverkanker. Voor de laatste 25 jaar is het aantal wachtlijst kandidaten geleidelijk verhoogd en overtrof het aantal beschikbare transplantaten. Het aantal heart-beating donoren is afgenomen in het afgelopen decennium. Tegelijkertijd zijn aantallen marginale transplantaten, zoals schenking na hartdood (DCD), evenals oude en vette lever verhoogde 1,2. Marginal grafts worden vaak afgewezen voor levertransplantatie vanwege de hogere kans primaire transplantaat niet of vertraagde werking. In DCD enten, ontwikkeling van ischemische soort gal vernauwingen (ITBS) is van bijzonder belang. Met de conventionele statische koude bewaring techniek, ITBS komen voor bij ongeveer 10-40% van de DCD enten. In de meeste patiënten, ITBS leidt opnieuw transplantatie of overlijden van de patiënt. Vooral langdurige warme en koude ischemische tijden zijn risicofactoren voor ITBS 3-7. Donor leeftijd, genetische aanleg (bijvoorbeeld CCR5 delta 32), en de keuze van preservatievloeistof ook besproken als bijkomende risicofactoren 7-10. Gedeeltelijke microtrombose van de peribiliary schepen is gesuggereerd als mogelijke mechanisme voor ITBS na levertransplantatie met DCD ent 11. Voorafgaand aan de klinische introductie van levertransplantatie, zijn ex vivo lever perfusie gebruikt om metabolisme in de lever en fysiologie 12,13 bestuderen. Na levertransplantatie zijn weg gevonden in de klinische setting in de jaren 1960, zijn talloze pogingen gedaan om ex vivo lever perfusie gebruiken als conserveringsmethode door het nabootsen van fysiologische voeding en zuurstoftoevoer condities. Het nut ervan voor het behoud van marginale enten is onderzocht in de afgelopen tien jaar, maar het heeft de standaard klinische zorg niet bereiken. We beschreven onlangs een vermindering van galwegletsel in DCD levertransplantatie door ex vivo doorbloed bewaring 14. Verschillende benaderingen betreffende de perfusievloeistof gemaakt. De keuze varieert van mobiele oplossingen zoals volbloed uit de donor dier of rode bloedcellen in combinatie met menselijk plasma, om acellulaire benaderingen zoals machine University of Wisconsin-oplossing, IGL oplossing, of Steen oplossing 14-19. De temperatuur varieert 4-37 ° C 20. De nomenclatuur in onderkoeld, subnormothermic en normotherme is zeer variabel en inconsistent. Alle verschillende technieken, oplossingen, en de temperatuur instellingen zijn gericht op 1) stabiele perfusie voorwaarden, 2) voldoende zuurstof, en 3) herstel van de orgaanfuncties. Een verbeterde behoud capaciteit en het vermogen van orgel beoordeling en behandeling tijdens normothermische en subnormothermic perfusie gezichten hogere technische complexiteit en de kosten in vergelijking met onderkoelde perfusie 20,21. We hebben een subnormothermic ex vivo lever perfusie systeem ontwikkeld in de afgelopen 4 jaar. Het systeem kan gebruikt worden om 1) de hepatische energie-inhoud &quot;laden&quot;, 2) de kwaliteit van de transplantaat te beoordelen, en 3) repareren marginale levers voor transplantatie. Het volgende protocol bevat alle informatie voor een stabiele leverperfusie.

<table><tbody><tr><td>circuit</td><td>Maquet (Hirrlingen, GER)</td><td>custom made</td><td>main reservoir (3 L, 3/8" outflow) 
portal reservoir (1.5 L, 1/4", outflow) 
centrifugal pump 
oxygenator 
lycocyte filter </td></tr><tr><td>Tubing (1/4" x 1/16")</td><td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td><td>MED7506</td><td></td></tr><tr><td>Tubing (3/8" x 3/32")</td><td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td><td>MED7536</td><td></td></tr><tr><td>Tubing connectors</td><td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td><td></td><td>various sizes</td></tr><tr><td>Dialysis filter, Optiflux F160NR</td><td>Fresenius Medical Care (Waltham, MA)</td><td>F160NR</td><td></td></tr><tr><td>STEEN solution</td><td>XVIVO (G&ouml;teborg, SWE)</td><td>19004</td><td>2 L</td></tr><tr><td>Dialysis acid concentrate A</td><td>Baxter (Mississauga, ON)</td><td>D12188M</td><td>45 ml</td></tr><tr><td>Amino acid, Travasol 10%</td><td>Baxter (Mississauga, ON)</td><td>JB6760</td><td>100 ml</td></tr><tr><td>Sodium pyruvate</td><td>Sigma-Aldrich (St. Louis, MO)</td><td>P2256</td><td>1.1 g</td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Sandoz Canada Inc (Toronto, ON)</td><td>10750</td><td>40,000 iU</td></tr><tr><td>Calcium gluconate</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON)</td><td>C31110</td><td>10 mg</td></tr><tr><td>Fast acting insulin</td><td>various vendors</td><td></td><td>1,000 iU</td></tr><tr><td>Cefazoline</td><td>various vendors</td><td></td><td>1 g</td></tr><tr><td>Metronidazole</td><td>Baxter (Mississauga, ON)</td><td>JB3401</td><td>500 mg</td></tr></tbody></table>

techniek van subnormothermic<em&gt; ex vivo</em&gt; leverperfusie voor de opslag, assessment, en reparatie van marginal lever enten

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Het succes van levertransplantatie resulteerde in een dramatische tekort aan organen. In de meeste regio&#39;s transplantatie 20-30% van de patiënten op de wachtlijst voor levertransplantatie sterven zonder het ontvangen van een orgaantransplantatie of worden geschrapt voor progressie van de ziekte. Een strategie om de donor zwembad te verhogen is het gebruik van marginale enten, zoals vette levers, enten van oudere donoren, of donatie na hartdood (DCD). De huidige bewaartechniek koude statische opslag alleen slecht verdragen door marginale levers resulteert in aanzienlijke orgaanschade. Bovendien heeft koude statische opslag van organen niet graft assessment of reparatie vóór transplantatie toestaan. Deze tekortkomingen van koude statische bewaring hebben een belang in warme perfusie preservatie getriggerd om koude ischemische letsel te verminderen, lever transplantaties te beoordelen tijdens bewaring, en de mogelijkheid om marginale levers herstellen voorafgaand aan de transplantatie te verkennen. De optimale preszeker en stromingsomstandigheden, perfusie temperatuur, samenstelling van de perfusie-oplossing en de noodzaak van een zuurstofdrager is controversieel in het verleden. Ondanks de veelbelovende resultaten in verschillende dierstudies, hebben de complexiteit en de kosten van een bredere klinische toepassing verhinderde tot nu toe. Onlangs, met verbeterde technologie en een beter begrip van de lever fysiologie tijdens ex vivo perfusie de uitkomst van warme leverperfusie verbeterd en consistent goede resultaten kunnen worden bereikt. Dit document bevat informatie over de lever retrieval, opslagtechnieken, en geïsoleerde lever perfusie bij varkens te voorzien. We zullen illustreren a) de eisen om voldoende zuurstof zorgen aan het orgel, b) technische overwegingen over de perfusie machine en de perfusie-oplossing, en c) biochemische aspecten van geïsoleerde organen.

Hieronder worden de resultaten van 5 perfusie experimenten met DCD-grafts na 45 min warme- en 4 uur koude ischemie voor aanvang van de subnormothermic ex vivo perfusie. Het belangrijkste doel van een ex vivo lever perfusie is om een voldoende toevoer van zuurstof naar de organen te waarborgen. Ischemie vasoconstrictie, waardoor de perfusie weerstand. Het bereiken van een constante vasculaire stromen met stabiele druk is een goede indicator van voldoende zuurstof. Tijdens een inductieperiode van 1-2 uur de perfusievloeistof en het orgel opgewarmd tot 33 ° C, waarbij de vasculaire weerstand van de lever overlijdt. Zodra de gewenste temperatuur van 33 ° C is bereikt, debietwaarden niveau op een constante, bijna fysiologische bereik voor de rest van de 6 uur perfusie tijd (figuren 3A-3D). Tegelijkertijd, het orgaan wordt metabolisch actief. Figuur 4A toont de veneuze pO &lt;sub&gt; 2, een marker van zuurstofverbruik. In de eerste 2 uur veneuze pO 2 afziet constant plateau. Op dit metabolisch actieve toestand, begint de lever produceren gal (Figuur 4B). De dialysator een evenwichtig elektrolyt homeostase (Figuren 4C-4D). Een eerste hyperkaliëmie wordt snel genivelleerd. Online AST meting dient als controle van hepatocellulaire schade. Figuur 5 geeft alleen een ondiepe lineaire AST stijging ten opzichte van de gehele perfusie periode. H &amp; E kleuring na 6 uur perfusie toont necrose &lt;5% met een intacte lobulaire en sinusvormige structuur (figuur 6). PAS kleuring op hetzelfde tijdstip toont bijgevuld cellulair glycogeen opslag tegenover uitgeputte opslag in koud bewaard DCD-grafts (figuur 7). <img alt="Figuur 3" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig3highres.jpg" /> Figuur 3 Perfusie stromen en druk (n = 5, foutbalken tonen standaarddeviatie). (A, B) leverslagader (HA) stroom en een druk tijdens de opwarmfase in de eerste 1-2 uur, de stroom toeneemt met stabiele druk en daarna constant. Kijkend naar de dalende portale veneuze druk (C), kan de toename van HA stroom naar het einde van de perfusie een autoregulatoire reactie van de lever. (C, D) de portale veneuze (PV) stroom toename die overeenkomt met de HA stroom tijdens de eerste 2 uur van de aarde. De druk blijft relatief stabiel. <img alt="Figuur 4" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig4highres.jpg" /> Figuur 4 Monitoring parameters (n = 5, error bars tonen standaarddeviatie). (A) De veneuze pO 2 als marker van zuurstofverbruik en metabole activiteit verlaagt in de beginfase van opwarming door geactiveerde cellular de stofwisseling; blijft stabiel daarna (B) Bile productie als een marker van metabolische activiteit begint bij temperaturen rond 30 ° C en, derhalve, tussen de eerste en tweede uur van perfusie (C, D) de dialysator verzekert elektrolyt homeostase..; een eerste hyperkaliëmie is snel evenwicht. <img alt="Figuur 5" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig5highres.jpg" /> Figuur 5 AST (n = 5, foutbalken tonen standaarddeviatie) AST is een gevoelige merker van hepatocellulaire beschadiging.; de ondiepe toename suggereert geen significant letsel tijdens ex vivo perfusie. <img alt="Figuur 6" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig6highres.jpg" /> Figuur 6 H &amp; E kleuring (20x vergroting). (A) Sham lever monster voor warme ischemie, een vertegenwoordiger lever lobule met intacte architecture. (B) lever monster na 45 minuten warme ischemie, 4 uur koude ischemie en 6 hr subnormothermic perfusie, de lobulaire architectuur intact zonder necrose en slechts minimale cellen zwellen, worden de sinusoïdale ruimten licht groter in vergelijking met de schijnvertoning monster.

Marginale enten, zoals vette levers, enten van oudere donoren, of levers teruggehaald na hartdood (DCD) tolereren conventionele, koude statische opslag alleen slecht. We ontwikkelden een nieuw model van subnormothermic ex vivo lever perfusie voor het behoud, de beoordeling, en de reparatie van marginale lever transplantaties voorafgaand aan de transplantatie.

Techniek van Subnormothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Leverperfusie voor de opslag, Assessment, en reparatie van Marginal Lever Enten

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

Het doel van deze procedure is om een levertransplantaat te behouden en te beoordelen onder bijna fysiologische omstandigheden. Dit wordt bereikt door eerst het levertransplantaat uit een donorvarken te halen. In de tweede stap wordt de lever gecanuleerd en vervolgens wordt het transplantaat aangesloten op de ex vivo perfusiecircuit.In de laatste stap worden de perfusie-eigenschappen en de kenmerken van het levertransplantaat gemonitord gedurende de gewenste perfusietijd. Uiteindelijk worden aspartaataminotransferase of ST-waarden en histologische analyses van parenchymale biopsieën gebruikt om de behoud van de schade en de levensvatbaarheid van het levertransplantaat aan te tonen. Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van bestaande bewaarmethoden, zoals statische opslag, is dat behoud onder fysiologische omstandigheden resulteert in minder bewaarschade en het mogelijk maakt om de functionele beoordeling en behandeling van het transplantaat uit te voeren vóór de daadwerkelijke orgaantransplantatie.Direct na het induceren van hartdood door toediening van kaliumchloride, verzamel 1,6 liter bloed van een mannelijke Yorkshire-varken van 30 tot 35 kilogram in CPDA-zakken sluit de buik, laat de lever 45 minuten intra-abdominaal achter om warme ischemische schade te induceren onmiddellijk voor het einde van de warme ischemie. Canuleer de aorta en de poortader met orgaanspoellijnen op dit moment ook. Gebruik dubbele perfusie via aortadruk en poortgedreven zakken om de lever te spoelen met University of Wisconsin-oplossing.Snijd vervolgens de lever uit het varken, laat alle overgebleven bloedvaten lang en plaats het in een orgaanzak. Canuleer de supra- en infrahepatische delen van de inferieure vena caver met reducers van een halve inch bij drie achtste van een inch met een lure lock. Canuleer de poortader en leverarterie met drie achtste van een inch bij een kwart inch en een kwart inch bij drie achtste van een inch.Reduceer op dit moment ook met een lure lock. Sluit vervolgens de zak en bewaar de lever op ijs tot de perfusie. Om het ex vivo perfusiecircuit op te zetten, verbind de uitstroom van een hoofdreservoir met een centrifugaalpomp en een commerciële oxygenator achter de oxygenator.Splits de slang in twee lijnen. Verbind één lijn met een dialyser die terugdraineert in het hoofdreservoir. Verbind de andere lijn met een leukocytenreductiefilter.Splits de lijn na het leukocytenreductiefilter in een arteriële lijn voor het leveren van perfuse acht aan de leverarterie en een poortveneuze lijn voor het leveren van perfuse acht aan een tweede reservoir dat door zwaartekrachtafvoer in de poortader stroomt. Klem de poortinvoer af en verbind vervolgens de arteriële lijn met een vena caver-lus die in het hoofdreservoir afvoert. Voor vloeistofrecolletie stel de starttemperatuur van het circuit en het waterbad in op 20 graden Celsius.Bedek vervolgens het bad met een ondoordringbare membraan om ascites of lekkage van de perfuse acht te verzamelen. Verbind een rollerpomp aangedreven zuigslang met het hoofdreservoir. Laat vervolgens de uitstroomklem van het hoofdreservoir los en vul het circuit met de perfusieoplossing.Start de centrifugaalpomp op 1.500 rondes per minuut, zorg ervoor dat alle lucht uit het circuit wordt gedrukt. Zet vervolgens de gastoevoer naar de oxygenator aan. Het aansluiten van de lever op het circuit is het lastigste deel van de procedure.Zorg ervoor dat de slang niet knalt en verwijder eventuele luchtbellen om belemmering van de leveruitstroom te voorkomen. Het niveau van het poortreservoir moet ook aandachtig worden gevolgd. Het mag nooit leeg lopen.Verwijder de lever van het ijs en spoel de University of Wisconsin-oplossing uit met zoutoplossing. Plaats vervolgens de lever op de membraan over het waterbad. Verlaag de snelheid van de centrifugaalpomp tot 1000 rondes per minuut en plaats twee klemmen aan de arteriële kant van de vena caver-lus.Snijd vervolgens de slang tussen de klemmen door en verbind beide vena caver-uitstroom met de vena caver-lijn. Laat de klem van de arteriële lijn los. Giet perfuse acht in de arteriële canule om de luchtbellen te verwijderen en verbind de lijn met de canule.Verhoog de centrifugaalpomp tot 1.500 rondes per minuut en laat de tweede klem van de venner caver-lijn los en laat de klem van het poortveneuze reservoir los om het te vullen. Laat de perfusieoplossing in de poortcanule stromen en verbind het vervolgens. Zorg ervoor dat de vloeistofniveaus in het poortreservoir stabiel blijven.Na het aansluiten van de lever op het circuit, verhoog de temperatuur van het waterbad gedurende de volgende 60 minuten tot 33 graden Celsius. Streef naar een start arteriële stroom van ongeveer 250 milliliter per minuut bij 40 millimeter kwik. Dit kan tijdens de perfusie oplopen tot 700 milliliter per minuut.Zodra de druk is verhoogd tot 70 millimeter kwik, streef naar een poortveneuze stroom van 500 tot 600 milliliter per minuut bij drie tot vijf millimeter kwik. Na het verhogen van de temperatuur zal de poortveneuze stroom toenemen tot 1.100 milliliter per minuut. Verlaag het hoofdreservoir om de uitstroom op minus twee millimeter kwik in te stellen om levercongestie door functionele uitstromingsobstructie te voorkomen, zorg ervoor dat er geen luchtbellen in de cavale slangen zitten.Stel de dialyze acht-stroom in op 500 milliliter per uur. Zorg ervoor dat het dialyseerdoplossing noch verdund noch geconcentreerd is. Houd een lage pH aan het begin van de perfusie aan om het orgaan te beschermen.Stel de partiële druk van het koolstofdioxide continu af tot 25 tot 30 millimeter kwik zodat de pH binnen een uur een fysiologisch niveau bereikt. Om fysiologische omstandigheden na te bootsen, injecteer continu glucose en insuline in de poortader. Injecteer zorgvuldig natrium- of kaliumbicarbonaat in de circuit onder herhaalde bloed, gas en elektrolytcontrole en monitor de perfusie door periodieke veneuze en arteriële bloedgas en een ST-analyses.Bewaak de vas

technique-subnormothermic-ex-vivo-liver-perfusion-for-storage

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

Onderzoek naar de fysiologie van dierlijke organen kan worden uitgevoerd door een experimenteel ex vivo perfusiesysteem uit te voeren. De toevoeging van een varkensnier, als homeostatisch orgaan aan ons eerder ontwikkelde ex vivo leverperfusiemodel, kan een belangrijke stap zijn om een betere fysiologische omgeving te realiseren.

Stappen voor het autologe Ex vivo geperfundeerde varkenslever-nierexperiment

Hier presenteren we een protocol dat de geoxygeneerde ex situ machineperfusie van donorlevergrafts beschrijft. Dit artikel bevat een stap voor stap protocol om het levergraft voor machineperfusie te verkrijgen en voor te bereiden, de perfusie vloeistof voor te bereiden, de perfusiemachine te primen en de geoxygeneerde normotherme machineperfusie van het levergraft uit te voeren.

Ex Situ normothermische machineperfusie van donorlevers

We beschrijven een werkwijze voor ex vivo machine perfusie van menselijke lever transplantaten bij subnormothermic temperatuur (21 ° C).

Functionele menselijke lever behoud en herstel door middel van Subnormothermic Machine perfusie

Het ernstige tekort aan organen heeft geleid tot een toename van het gebruik van marginale nieren grafts voor transplantatie. Dit heeft de interesse in alternatieve methoden voor de opslag geactiveerd, omdat marginale enten vooral tolereren koude opslag slecht. De techniek van normotherme ex vivo perfusie nier (NEVKP) een nieuwe bewaarmethode voor nieren grafts voorafgaand aan de transplantatie.

Normotherme<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Nier Perfusie voor het Behoud van de Nier transplantaten voorafgaand aan de transplantatie

Er is een belangrijke donor van lever tekort, en criteria voor lever donoren hebben uitgebreid. Normothermic ex vivo lever perfusie (NEVLP) is ontwikkeld om te evalueren en wijzigen van orgaanfunctie. Deze studie toont een model van de rat van NEVLP en test het vermogen van gepegyleerde-katalase, te verzachten lever behoud letsel.

Een kleine diermodel van Ex Vivo Normothermic lever perfusie

Normothermische ex vivo machineperfusie (NEVP) is nauwelijks onderzocht voor het behoud van pancreas allografts. We presenteren een innovatieve conserveringstechniek voor pancreas allografts vóór transplantatie.

Normothermic Ex Vivo Pancreas Perfusie voor het behoud van Pancreas allogläts vóór transplantatie

Het varkensmodel van normotherme machineperfusie (NMP) in de lever, dat hier wordt beschreven, kan met succes worden gebruikt om NMP te bestuderen als een conserveringsstrategie, een hulpmiddel voor levensvatbaarheidsbeoordeling en een platform voor orgaanherstel. Het heeft een hoge translationele waarde, maar het is technisch uitdagend en arbeidsintensief.

Normothermische geïsoleerde leverperfusie bij varkens

Een normotherm ex vivo leverperfusie (NEVLP) systeem werd gecreëerd voor muizenlevers. Dit systeem vereist ervaring in microchirurgie, maar zorgt voor reproduceerbare perfusieresultaten. Het vermogen om muizenlevers te gebruiken vergemakkelijkt het onderzoek van moleculaire routes om nieuwe perfusaatadditieven te identificeren en maakt de uitvoering van experimenten gericht op orgaanherstel mogelijk.

Normothermic Ex Vivo Lever Machine Perfusie in Muis

Dit protocol schetst de methodologie voor het opstellen van een varkensmodel met behulp van variabele temperatuurgecontroleerde machineperfusie (MP) voor het behoud van de donorlever, gevolgd door orthotope levertransplantatie (OLTx). Het heeft tot doel het slagingspercentage van OLTx te bevorderen met behulp van donordonatie na overlijden in de bloedsomloop (DCD) lever en een stabiel model op te zetten.

Bewaring van varkensdonatie na overlijden van de bloedsomloop (DCD) lever door perfusie en orthotope levertransplantatie

Hier presenteren we een protocol om een model voor koude opslag en transplantatie van lever op lange termijn op te zetten in Daurian grondeekhoorn (DGS), wat technisch uitdagend was in standaard knaagdiermodellen.

Lever koude opslag en transplantatie in de koude-adaptieve Daurian grondeekhoorns

Leer subnormotherme ex vivo leverperfusie voor behoud en beoordeling van marginale levertransplantaten. Deze techniek reduceert bewaarletsel en maakt functionele evaluatie voor transplantatie mogelijk.

Techniek van Subnormothermic

Meer video's verkennen