Name: Een gewijzigde methode voor Heterotope Mouse Hart transplantatie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-23T19:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 29 s
Description: Leer een microchirurgische techniek voor heterotopische harttransplantatie bij muizen, inclusief donorharvesting en vaatanastomose. Deze methode helpt onderzoekers transplantatieafstoting en stamcompatibiliteit bestuderen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd ondersteund door de National Health en Medical Research Council (NHMRC) van Australië Project Grant 1.029.205, door de Microsearch Foundation of Australia, en door de Myee Codrington Medical Research Foundation.

Voor aanvang van de experimenten, te verkrijgen toestemming van Animal Care Ethische Commissie de betrokken instelling voor de geplande experimenten. Handhaven muizen in de overeenstemming met de eisen van uw instelling. Het volgende protocol is goedgekeurd door de Universiteit van Sydney en Royal Prince Alfred Hospital commissies. Voor aanvang van de operatie, moeten alle instrumenten grondig worden gereinigd en gesteriliseerd door onderdompeling in 80% ethanol. Sommige instellingen bepalen autoclaaf maar dit fijne microchirurgische instrumenten kan schade op de lange termijn. Waar mogelijk gebruik steriel wegwerpmateriaal. 1. Anesthesie <ol><li> Verdoven muis met isofluraan in een afgesloten container plaatsen dan in rugligging op een operationele boord, snel verbinding verdoving neuskegel. Test toereikendheid van de anesthesie door te knijpen de achterste voet te verzekeren dat er geen reflex. </li><li> Scheer de huid met een chirurgisch mes ensteriliseren met 80% ethanol. Daarnaast kunnen 2% chloorhexidine in 70% isopropylalcohol gebruikt voor huid sterilisatie. Tijdens de inductie van de anesthesie de isofluraan concentratie van 3%, maar beperken deze tot 1-1,5% voor onderhoud. Maak kleine aanpassingen aan deze concentratie aan regelmatige ademhaling en hartslag te behouden. Handhaaf de temperatuur van het dier op een verwarmingselement. </li></ol> 2. Donoroperatie <ol><li> Maak een thoracotomie naar het hart en vaten bloot door het snijden van de borst door beide zijden van de ribbenkast van de rib rand tot aan de oksel, gevolgd door een dwarse snede op het niveau van de xiphisternum een ​​borstwand flap te vormen. Til deze klep omhoog naast het hoofd en speld het aan de operationele bestuur. Scheur hartzakje naar het hart en vaten bloot. </li><li> Til de onderste holle ader met een tang in de ene hand en met de andere Injecteer 1 ml koud gehepariniseerde zoutoplossing proximaal van hart door de IVC, zet dan een kleine slagader klem op het IVC aan preventiet stroom van perfusieoplossing terug door de naald gat. </li><li> Met behulp van gaas en een wattenstaafje, trekken het hart naar beneden om de opgaande aorta en de longslagader bloot. Pass een blad van een paar microscissors door het kanaal (dwarse sinus) posterieur van de bundel aorta en longslagader en snijd de aorta en longslagader samen zoveel distaal mogelijk voldoende lengte te hebben voor anastomose. </li><li> Stropdas en verdeel de IVC, rechter superieure vena cava (SVC), links SVC en longvenen behulp 6-0 zijden draad. Bind het IVC en rechts SVC afzonderlijk plaats dan een enkele draad posterior naar het hart naar links SVC samen omringen met pulmonale aderen en bind het. Oogst het hart van de donor site door distale snijden van de schepen aan de banden, dan opslaan in koude steriele zoutoplossing bij 4 ° C tot transplantatie. Dit resulteert in de dood van de donor door verbloeding. </li></ol> 3. Ontvanger Operation <ol><li> Verdoven van deontvanger zoals hierboven beschreven (paragraaf 1). Scheren zorgvuldig buik om irritatie te voorkomen, maak dan een laparotomie door incisie van schaambeen naar xiphisternum en trek met behulp van paperclips gebogen om retractors vormen. Wikkel de darm in warme steriele zoutoplossing gedrenkt gaas en trekken naar de rechterbovenhoek van de buik. </li><li> Om de infra-renale aorta en IVC bloot, bevrijden de gebundelde segmenten van de aorta en IVC uit de linker nierslagader en ader aan de iliacale bifurcatie door ze te delen van de lumbale vaartuigen met een cauterisatie-apparaat. Zorg ervoor dat de cauterisatie is op de juiste temperatuur en gebruikt voor voldoende tijd om de uiteinden vat verdelen en af ​​te dichten. </li><li> Breng een kleine atraumatische klemmen vaartuig naar de aorta en IVC segmenten distaal en proximaal. Een incisie in de voorwand van de aorta door eerst een gat prikken met een 30 G naald; knip een incisie verticaal met microscissors de grootte van de donor aorta passen. Spoel de aorta lumen met gehepariniseerde zoutoplossing om elke bl verwijderenood stolsels. </li><li> Breng het donorhart aan de ontvanger plaats bedekt met gaas gedrenkt in koude zoutoplossing en plaats aan de rechterkant van de buik. Zorg ervoor dat de donor aorta is gepositioneerd naast de insnijding op de ontvanger aorta en de donor longslagader gepositioneerd naast de ontvanger IVC. </li><li> Anastomose de donor aorta end-to-side de ontvanger aorta met actief 10-0 nylon hechtingen vanaf het proximale hoek en hechten aan de linkerzijde eerste tot aan de distale hoek, in welk stadium de dier wordt 180 ° gedraaid. Beweeg het donorhart aan de linkerkant van de buik naar de rechterkant van de aorta bloot en blijven hechten door de rechterkant van de aorta van het distale uiteinde naar het proximale uiteinde. Voor het sluiten van de aorta-anastomose, voorzichtig spoelen het lumen met gehepariniseerde zoutoplossing aan een stolsel en lucht te verwijderen. </li><li> Anastomose de donor pulmonale arterie (PA) end-to-side met de ontvanger IVC. Maak een insnijding vertisch met microscissors in de voorwand van de IVC op een locatie overeenkomstig de slagader anastomose. Anastomose de donor PA ontvanger IVC actief 10-0 nylon hechtingen vanaf het distale uiteinde van de linker wand in het lumen van de IVC. Na het bereiken van het proximale uiteinde, verder hechtingen langs de rechter zijwand tot aan het distale einde aan de anastomose voltooien. Voor het sluiten van de anastomose, voorzichtig spoelen het lumen om eventuele stolsels en lucht te verwijderen. </li><li> Voor het vrijgeven van het schip klemmen, plaats stukjes Gelfoam rond de anastomose sites, en druk zachtjes met een katoenen applicator totdat hemostase is bereikt. Ten tijde van revascularisatie, laat het distale klem, gevolgd door de proximale klem. </li><li> Na revascularisatie, gelden warme zoutoplossing bij 37 ° C om de graft extern om het herstel te helpen. De ent begint meestal fibrillatie onmiddellijk en keert spontaan naar sinusritme binnen een paar minuten. Injecteer 0,6 ml warmzoutoplossing subcutaan hydratatie van de ontvanger behouden. Injecteer subcutaan buprenorfine analgesie vóór de operatie te </li><li> Sluit de abdominale wond met een 5-0 absorbeerbare lopende hechtdraad voor zowel de lagen. Begin met het invullen van de binnenste laag en verder langs de huid. </li></ol> 4. Herstel en Graft Monitoring <ol><li> Injecteer ampicilline voor profylaxe van infectie en plaats de ontvanger op een verwarmingselement bij 37 ° C gedurende herstel. De meeste dieren herstellen snel en worden meestal drinken en eten vaak binnen 3 uur. Als de muis toont tekenen van nood, aandachtig onderzoeken om oorzaak te bepalen. Als er geen duidelijke oorzaak, de behandeling met buprenorfine en de voet volgen. Een dierenarts te raadplegen als de symptomen ernstig of aanhoudend zijn meer dan 8 uur en overwegen euthanasie. Indien nodig, geef voortdurende 12 uurlijkse injecties van buprenorfine tot de symptomen verdwijnen. Als de muis toont tekenen van nood na 8 uur, geven voortgezette 12hourly injecties van buprenorfine tot ze op te lossen. Raadpleeg de dierenarts als de symptomen blijven voor meer dan 48 uur en euthanaseren indien nodig. </li><li> Monitor graft hartslag door directe abdominale palpatie en noteer de sterkte beat als + + + + voor een gezonde transplantaat + zwakke maatslag door geavanceerde afwijzing en - als niet kloppend door afstoting van het transplantaat te voltooien. Monitor muizen dagelijks gedurende de eerste 10 dagen, vervolgens 3x per week gedurende de duur van het experiment. </li></ol>

<ol><li>Aramaki, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-10+but+not+transforming+growth+factor-beta+is+essential+for+generation+and+suppressor+function+of+regulatory+cells+induced+by+intratracheal+delivery+of+alloantigen%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Interleukin-10 but not transforming growth factor-beta is essential for generation and suppressor function of regulatory cells induced by intratracheal delivery of alloantigen.</a> Transplantation. 79, 568-576 (2005).</li>
<li>Chen, R. H., Bushell, A., Fuggle, S. V., Wood, K. J., Morris, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+granzyme+A+and+perforin+in+mouse+heart+transplants+immunosuppressed+with+donor-specific+transfusion+and+anti-CD4+monoclonal+antibody%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Expression of granzyme A and perforin in mouse heart transplants immunosuppressed with donor-specific transfusion and anti-CD4 monoclonal antibody.</a> Transplantation. 61, 625-629 (1996).</li>
<li>Poulin, L. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-9+promotes+eosinophilic+rejection+of+mouse+heart+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Interleukin-9 promotes eosinophilic rejection of mouse heart allografts.</a> Transplantation. 76, 572-577 (2003).</li>
<li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 57, 225-229 (1969).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li>
<li>Larsen, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD40-gp39+interactions+play+a+critical+role+during+allograft+rejection.+Suppression+of+allograft+rejection+by+blockade+of+the+CD40-gp39+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">CD40-gp39 interactions play a critical role during allograft rejection. Suppression of allograft rejection by blockade of the CD40-gp39 pathway.</a> Transplantation. 61, 4-9 (1996).</li>
<li>Saitovitch, D., Bushell, A., Mabbs, D. W., Morris, P. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+induction+of+transplantation+tolerance+with+a+nondepleting+anti-Cd4+monoclonal+antibody+and+donor-specific+transfusion+before+transplantation.+A+critical+period+of+time+is+required+for+development+of+immunological+unresponsiveness%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Kinetics of induction of transplantation tolerance with a nondepleting anti-Cd4 monoclonal antibody and donor-specific transfusion before transplantation. A critical period of time is required for development of immunological unresponsiveness.</a> Transplantation. 61, 1642-1647 (1996).</li>
<li>Callaghan, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+allograft+survival+by+inhibitory+FcgammaRIIb+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Regulation of allograft survival by inhibitory FcgammaRIIb signaling.</a> J. Immunol. 189, 5694-5702 (2012).</li>
<li>Qian, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+donor+MHC+Class+I+or+Class+II+antigen+deficiency+on+first-+and+second-set+rejection+of+mouse+heart+or+liver+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Immunology%22%5BJournal%5D)">Impact of donor MHC Class I or Class II antigen deficiency on first- and second-set rejection of mouse heart or liver allografts.</a> Immunology. 88, 124-129 (1996).</li>
<li>Wang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+acceptance+of+mouse+kidney+allografts+is+associated+with+increased+Foxp3+expression+and+differences+in+the+B+and+T+cell+compartments%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Spontaneous acceptance of mouse kidney allografts is associated with increased Foxp3 expression and differences in the B and T cell compartments.</a> Transpl. Immunol. 24, 149-156 (2011).</li>
<li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+Heart+Transplantation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Heterotopic Heart Transplantation in Mice.</a> J. Vis. Exp. , (2007).</li>
<li>Mottram, P. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocardiographic+monitoring+of+cardiac+transplants+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc.+Res%22%5BJournal%5D)">Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice.</a> Cardiovasc. Res. 22, 315-321 (1988).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

Muis harttransplantatie is een uitdagende microchirurgische methode die aanzienlijke chirurgische vaardigheid onder de knie vereist. De meest uitdagende aspect is de kleine diameter van de schepen. Bovendien moet de ontvanger werkingstijd en bloeden beperken. De techniek voor muizen harttransplantatie werd eerst beschreven door Corry et al.. in 1973 en vervolgens door Mottram et al. 12. Onze wijzigingen omvatten de volgende punten. Ten eerste, onmiddellijke perfusie van het donorhart met kou...

Diermodellen van orgaantransplantatie kan waardevolle informatie verschaffen voor het verbeteren van de behandeling van klinische transplantatie patiënten. Muismodellen zijn vooral nuttig voor het bestuderen van het afweermechanisme van afstoting van getransplanteerde organen of aanvaarding vanwege de brede waaier van genetisch gemodificeerde muizen en reagentia specifiek voor muizen die niet beschikbaar zijn voor andere dierlijke modellen 1-3 zijn. Een uitdaging met muismodellen van de transplantatie is de geringe omvang van de donoren en ontvangers die aanzienlijke technische vaardigheid om bevredigende resultaten te bereiken vereist. Een techniek werd voor het eerst beschreven voor heterotopische transplantatie van harten in ratten 4 die later werd aangepast voor muis harttransplantatie door Corry et al. 5. Deze techniek betrokken bereiden van de ontvanger voorafgaand aan de donor bedrijf en geen perfusie van het donorhart, die beide waarschijnlijk overleving van het getransplanteerde hart of t compromishij ontvanger. De procedure is op grote schaal gebruikt als oorspronkelijk beschreven de mechanismen van transplantaat afstoting en tolerantie 6-8 onderzoeken. Anderen hebben de oorspronkelijke rat harttransplantatie procedure van Ono en Lindsey voor harttransplantaties in muizen 9,10 aangepast. Meer recent werd een techniek gepubliceerd muis harttransplantatie dat enkele problemen bij de werkwijze Corry et al. 11 overwonnen. Het protocol hier beschreven omvat onze modificaties, gebaseerd op de methode van Mottram et al. 12, die omvat: in situ perfusie met koud gehepariniseerde zoutoplossing onmiddellijk na thoracotomie en uitvoeren van de donor operatie vóór de ontvanger operatie ontvanger operatie te minimaliseren. Daarnaast maken we gebruik van kleine atraumatic vaartuig klemmen in plaats van 6-0 zijden dassen. Hoewel vaartuig klemmen hebben het nadeel van het nemen van meer ruimte ze makkelijker te controleren dan banden, die niet te strak of los moet wordenen zijn minder eenvoudig te verwijderen dan klemmen. Onze werkwijze gebruikt een lopende hechting voor verblijf anastomose, hoewel de initiële stadia leren alternatief is het verblijf hechtingen aan de proximale en distale hoeken om gelijkheid van hechtingen garanderen en zo doorgankelijkheid van de anastomose.

<table><tbody><tr><td>Operatiemicroscoop&nbsp;</td><td>Leica, Heerbrugg, Zwitserland</td><td>M651</td><td>10-25X vergroting</td></tr><tr><td>Verdovingsapparaat&nbsp;</td><td>Vet Quip Pty Ltd, Sydney, Australië</td><td>Vett3</td><td>In staat om een mengsel van isofluraange en zuurstof in lucht af te geven&nbsp;</td></tr><tr><td>Operatiebord&nbsp;</td><td>Hardware winkel of kantoor leverancier</td><td></td><td>Dicht kurk of kunststof dat in staat is om spelden te houden</td></tr><tr><td>Heparine zoutoplossing (5 U/ml, 4 &deg;C)</td><td>Pfizer, VS</td><td>FW25</td><td>In 1 ml spuit met 23 G naald op ijs</td></tr><tr><td>Normale zoutoplossing (37 &deg;C)</td><td>AstraZeneca Pty Ltd, Australië</td><td>4538</td><td>In 1 ml spuit met 23 G naald op warm kussen</td></tr><tr><td>Hechtdraad 10- nylon, 5-0 Vicryl</td><td>Ethicon, Inc. NJ, VS</td><td>2870G/J421H</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfine (0,05 mg/kg in 0,1 ml zoutoplossing)</td><td>Reckitt Benckiser, Sydney, Australië</td><td></td><td>In 1 ml spuit met 23 G naald op ijs</td></tr><tr><td>Ampicilline (5 mg/kg in 0,1 ml zoutoplossing)</td><td>Aspen, Sydney, Australië</td><td></td><td>In 1 ml spuit met 23 G naald op ijs</td></tr><tr><td>Gel Foam</td><td>Pharmacia &amp; Upjohn Co. VS</td><td>801289304</td><td>In kleine stukjes gesneden</td></tr><tr><td>Hoogtemperatuur brandwondapparaat</td><td>Medtronic, VS</td><td>8444000</td><td></td></tr><tr><td>Verwarmingskussen/Right Temp</td><td>Kent Scientific Corporation, Turrington, CT 06790</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microchirurgie instrumenten:</td><td>Shanghai Medical Instruments Co. Ltd.,&nbsp;&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micronaaldhaakjes</td><td>Shanghai, China</td><td>WT2020</td><td></td></tr><tr><td>Microschaartjes</td><td>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; "&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; "</td><td>WT1020</td><td></td></tr><tr><td>Microtang (rechte punt)</td><td>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; "&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; "</td><td>WA3010</td><td></td></tr><tr><td>Microtang (gebogen punt)</td><td>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; "&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; "</td><td>WA3020</td><td></td></tr><tr><td>Microklippers (1 paar)</td><td>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; "&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; "</td><td>W40350</td><td></td></tr><tr><td>Microvatjesongetraumatische klippers (1 paar)</td><td>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; "&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; "</td><td>W40130/W40150</td><td></td></tr></tbody></table>

een gewijzigde methode voor heterotope mouse hart transplantatie

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Muizen worden vaak gebruikt als harttransplantatie donoren en ontvangers in studies van transplantatie-immunologie vanwege het brede scala van transgene muizen en reagentia beschikbaar. Een moeilijkheid wordt gepresenteerd als gevolg van de geringe omvang van het dier en de aanzienlijke technische uitdagingen van de microchirurgie betrokken bij harttransplantatie. In het bijzonder kan een hoge mate van technisch falen vroeg na transplantatie gevolg van de ontvanger dood en postoperatieve complicaties zoals verlamming of niet kloppend hart. Hier wordt de volledige techniek voor heterotope harttransplantatie muis aangetoond met oogsten van de donor hart en de daaropvolgende implantatie in een ontvanger muis. Het donorhart wordt geoogst onmiddellijk na in situ perfusie met koud gehepariniseerde zoutoplossing en doorsnijding van de omhooggaande aorta en longslagader. De ontvanger operatie omvat bereiding van het abdominale aorta en inferior vena cava (IVC), gevolgd doorend-to-side anastomose van de donor aorta van de ontvanger aorta met een draaiende 10-0 microsuture en soortgelijke anastomose van de donor longslagader de ontvanger IVC. Na de operatie wordt het dier geïnjecteerd met 0,6 ml fysiologische zoutoplossing subcutaan en om te herstellen op een 37 ° C verwarming pad. De resultaten van 227 muis harttransplantaties samengevat, met een slagingspercentage van 48 uur van 86,8%. Van de mislukkingen 13,2% binnen 48 uur, 5 (2.2%) ervaren verlamming, 10 (4,4%) hadden een niet-kloppend hart als gevolg van ischemische schade en / of trombose te enten, terwijl 15 (6.6%) stierven binnen 48 uur .

Na een eerste training periode werden 227 gevallen van muis heterotope harttransplantatie in onze groep geanalyseerd. Het succes binnen de eerste 24 uur werd 90,3% en na 48 uur was 86,8%. Van de 30 (13,2%) storingen binnen 48 uur, 5 (2.2%) ervaren verlamming en moesten ze worden gedood, 10 (4,4%) hadden een niet-kloppend hart als gevolg van graft ischemie letsel en / of trombose, terwijl 15 (6.6%) stierven binnen 48 uur. Sommige experimentele transplantaat overleving zijn in tabel 1 met verschillende co...

Er wordt een techniek gedemonstreerd voor de microchirurgische procedure voor heterotope transplantatie van harten bij muizen, inclusief vereenvoudigde methoden voor donoroogst en anastomose van de bloedvaten van de ontvanger.

Een gewijzigde methode voor Heterotope Mouse Hart transplantatie

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Het algemene doel van deze procedure is om een hart van een donormuis naar een recipiëntmuis te transplanteren. Dit wordt bereikt door eerst het hart uit de thorax van de donor te verwijderen en dit te bewaren in koude zoutoplossing. De volgende stappen zijn het transplanteren van het hart in het abdomen van de recipiënt en vervolgens het monitoren van de hartslag van het getransplanteerde hart.Ten slotte wordt transplantatieafstoting bevestigd door visuele inspectie en pathologische analyse. Uiteindelijk laten de resultaten zien dat harten die tussen niet-verwante muizenstammen zijn getransplanteerd worden afgestoten, terwijl harten die tussen dezelfde stam zijn getransplanteerd worden geaccepteerd. Een video-demonstratie op de lange termijn van deze meting is cruciaal, aangezien de microsurgische stappen moeilijk aan te leren zijn vanwege de zeer kleine omvang van de donor- en recipientdieren.De complexe chirurgische procedure en de noodzaak voor een verhoogde nauwkeurigheid en snelheid bij het uitvoeren van de operaties bij de ontvanger vereisen zorgvuldigheid. Zorg er altijd voor dat alle instrumenten grondig zijn gereinigd en gesteriliseerd in een bad van 80% ethanol. Het gebruik van steriele wegwerpartikelen wordt sterk aanbevolen. Nadat de donormuis is geanestheseerd in een isofluraankamer, wordt deze in rugligging op de operatietafel geplaatst.Sluit vervolgens snel de neuskegel aan om het anestheticum toe te dienen. Controleer de kwaliteit van de anesthesie door in de achterpoot te knijpen. Als er geen reflexreactie optreedt, kan er worden gestart met het scheren van de huid met een chirurgisch mesje.Steriliseer vervolgens de huid gedurende de gehele operatie met drie afwisselende veegbeurten van 2% Chlorhexidine in 70% isopropyl alcohol. Houd de ademhaling en hartslag van het dier visueel in de gaten. Pas de toediening van isofluraan dienovereenkomstig aan.Begin met het uitvoeren van een thoracotomie om het hart en de vaten bloot te leggen door de borstkas aan beide zijden van de ribbenkast te openen. Snijd vanaf de ribrand omhoog naar de axilla en transversaal op het niveau van het xiphisternum. Hierdoor ontstaat een flap van de borstwand.Zet de flap open vast op het operatiebord nabij de kop. Verwijder vervolgens het pericardium rondom het hart. Til de vena cava inferior op met een pincet en injecteer een milliliter koude gehepariniseerde zoutoplossing in de IVC proximaal van het hart.Bevestig vervolgens een kleine arterieklem aan de IVC om te voorkomen dat de oplossing via het naaldgat terugstroomt, en gebruik hiervoor gaas en een wattenstaafje. Verplaats het hart naar beneden om de aorta en de longslagader bloot te leggen. De transversale sinus is het kanaal posterior van de bundel van de aorta en de longslagader.Snijd vervolgens de aorta en de longslagader zo distaal mogelijk door om de lengte van de vaten voor de anastomose te maximaliseren. Verdeel nu de IVC, de rechter SVC, de linker SVC en de longaders. Elk van deze moet apart worden afgebonden met 6.0 zijden hechtdraad.Knoop eerst de IVC en de rechter SVC af. Knoop vervolgens de linker SVC en de longaders af. Verwijder nu het hart door alle vaten distaal van de knopen door te snijden.Bewaar het hart in koude, steriele zoutoplossing bij vier graden Celsius tot aan de transplantatie. Nadat het dier voor de operatie is voorbereid zoals beschreven voor de donor, begint men met het uitvoeren van een laparotomie. Snijd door de middellijn van het schaambeen tot het zwaardbeen.Gebruik paperclips die zijn omgebogen tot retractors. Open de buikholte, wikkel de darmen in gaas gedrenkt in warme zoutoplossing en retraheer deze naar de rechterbovenkant van de buikholte. Leg vervolgens de infrarenale aorta en Vena Cava Inferior (IVC) bloot tussen de iliacabifurcatie en de linker nierslagader en -ader.Maak het gebundelde segment van de aorta en de vena cava inferior (VCI) vrij. Scheid vervolgens de aorta en de VCI van de lombaire vaten met een gekalibreerd cauterisatieapparaat. Plaats kleine atraumatische klemmen op de proximale en distale uiteinden van het vrijgemaakte aorta-VCI-segment.Pons met een naald van 30 gauge een gat in de voorwand van de aorta vanuit het verticaal uitgesneden gat, waarbij een gat ter grootte van de aorta van de donor wordt gemaakt. Maak van deze gelegenheid gebruik om eventuele bloedstolsels uit het lumen van de aorta te verwijderen door te spoelen met gehepariniseerde zoutoplossing. Introduceer nu het donorhart in koude zoutoplossing.Positioneer het donorhart naast de incisie in de aorta van de ontvanger. Positioneer de longslagader van de donor naast de vena cava inferior (VCI) van de ontvanger met behulp van 10-0 lopende nylon hechtingen. Voer een end-to-side anastomose van de aorta's uit.Begin bij de proximale hoek en hecht langs de linkerkant naar de distale hoek. Draai het dier vervolgens 180 graden. Verschuif daarna het hart en zet de hechtingen voort via de rechterkant van de aortawand, van distaal naar proximaal.Spoel vóór het sluiten van de anastomose het lumen voorzichtig door met hepariene zoutoplossing om stolsels en lucht te verwijderen. Voltooi vervolgens de hechting. Maak daarna een verticale incisie in de voorwand van de Vena Cava Inferior (IVC) op de plek waar de longslagader geanastomoseerd zal worden.Ten tweede, gebruik 10-0 lopende hechtingen voor de anastomose. Begin met de vaten aan het distale uiteinde van de linkerwand binnen het lumen van de Vena Cava Inferior (VCI) aan het proximale uiteinde. Ga verder langs de voorzijde van de rechterwand en hecht tot aan het distale uiteinde. Herhaal dit proces.Spoel het lumen grondig door voordat de anastomose wordt voltooid. Plaats vervolgens stukjes gel-foam rondom de anastomose. Hemostase wordt bereikt door zachte druk uit te oefenen met wattenstaafjes.Om de ontvanger te revasculariseren. Laat eerst de distale klem los, gevolgd door de proximale klem. Tijdens de operatie bij de ontvanger is het essentieel om de nauwkeurigheid en de snelheid van de chirurgische ingreep te optimaliseren.De klemmetijd is idealiter korter dan 30 minuten. Om het herstel te bevorderen, dient warme zoutoplossing bij 37 °C op de graftplaats te worden aangebracht. Fibrillatie moet onmiddellijk optreden en binnen enkele minuten spontaan terugkeren naar het sinusritme.Voordat de chirurgische plek wordt gesloten, dient er een intramusculaire injectie buprenorfine te worden toegediend. Voltooi de operatie door de wond te sluiten met een doorlopende hechting van absorbeerbaar 5-0 draad voor alle weefsellagen. Injecteer het ontvangende dier na het sluiten van de chirurgische wond met ampicilline en een subcutane injectie van 0,6 milliliters saline.Om de hydratatie te ondersteunen, plaatst u het dier op een warmtemat die is ingesteld op 37 °C A totdat het dier het bewustzijn terugkrijgt. De meeste dieren drinken en eten zelfs al binnen drie uur na de operatie. Als de muis na acht uur nog steeds tekenen van distress vertoont, dient u elke 12 uur injecties buprenorfine toe te dienen totdat de symptomen verdwijnen.Als de muis gedurende meer dan 48 uur in distress blijft, dient men tijdens de eerste 10 postoperatieve dagen contact op te nemen met een dierenarts. Controleer de hartslag van het transplantaat direct via abdominale palpatie. Registreer dagelijks de sterkte van de slag op een schaal van vier plus voor een gezond transplantaat tot één plus voor een zwakke slag als gevolg van gevorderde afstoting.Noteer een niet kloppend transplantaat als negatief vanwege volledige afstoting van het transplantaat na 10 dagen. Ga door met het drie keer per week monitoren van de hartslag van het getransplanteerde hart; na 227 heterotope harttransplantaties waren 90,3% gedurende 24 uur succesvol en 86,8% gedurende 48 uur succesvol. Tot het falen behoorden verlamming van de achterpoten, een niet kloppend hart als gevolg van het transplantaat, ischemische schade en/of trombose, en de overlevenden van het transplantaat werden gecatalogiseerd.De oorzaak van het falen van de harttransplantaties werd vastgesteld via pathologie. Analyse van het getransplanteerde hart, hier aangegeven met een pijl, wees uit dat trombose en infarct van het hartweefsel de oorzaak waren van het falen van dit getransplanteerde hart; bij de stamcombinatie van C 57 Black six donor en ontvanger werd geen enkel hart afgestoten en overleefden de getransplanteerde harten langer dan 100 dagen. In dit geval was het hart enigszins in omvang afgenomen als gevolg van spieratrofie secundair aan de niet-levensondersteunende status.Daarentegen was bij de afstotende stamcombinatie van DBA 2-donoren naar C57BL/6-recipiënten dit getransplanteerde hart tegen dag zeven gestopt met kloppen en vertoonde het tegen dag 100 tekenen van afstoting. Datzelfde hart was volledig fibrotisch en gekrompen zodra het werd geanalyseerd. Deze techniek kan in 90 miljoen of minder worden uitgevoerd als deze correct wordt uitgevoerd, en vergeet niet dat werken met SF₆-gas extreem gevaarlijk kan zijn.Het gebruik van een anesthesiegasafzuiger is zeer aanbevolen.

a-modified-method-for-heterotopic-mouse-heart-transplantion

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

De muis heterotope harttransplantatie model is bewezen door vele onderzoekers een belangrijke methode voor het bestuderen van de mechanismen van de afwijzing en immuunrespons worden. Echter, de betrokken technieken zijn nog steeds uitdagend. Door het wijzigen van standaard technieken die we hebben succes gehad met meer dan 1000 transplantaties.

Heterotope harttransplantatie in Muizen

Het murine cervicale harttransplantatie model is geschikt voor immunologische en ischemie-reperfusie schade studies. We pasten de procedure met een niet-hechtingsmanchet techniek en uitgevoerd meer dan 1000 succesvolle transplantaties met deze benadering.  Hierin geven we meer details van deze techniek om de video te vullen.

Muizen Baarmoederhalskanker harttransplantatie Model met een aangepaste manchet Techniek

Het manuscript beschrijft de stappen die nodig zijn om de heterotopische harttransplantatie uit te voeren in de muis.

Muizen Heterotope Heart Transplant Techniek

De manchettechniek verkort en vergemakkelijkt het model van heterotope cervicale harttransplantatie bij muizen door technisch uitdagende hechtingsanastomosen van kleine bloedvaten te vermijden. De technische details die in dit videopapier worden getoond, zouden onderzoekers in staat moeten stellen dit model in hun laboratoria tot stand te brengen.

Heterotopische Cervical harttransplantatie in Muizen

We introduceren een binnenband benadering van de manchettechniek voor muis cervicale heterotopische harttransplantatie om evert het vat over de manchet te helpen. We ontdekten dat de samenwerking tussen twee ervaren chirurgen de operatietijd aanzienlijk verkort.

Optimalisatie van de Cuff Techniek voor Murine Heart Transplantation

Een nieuwe techniek voor bloedcircuitreconstructie in een heterotopisch abdominale muisharttransplantatiemodel wordt gedemonstreerd.

Bloedcircuitreconstructie in een abdominale muis harttransplantatiemodel

In het huidige protocol wordt een muisharttransplantatiemodel gebruikt voor het onderzoeken van het mechanisme van cardiale allograftafstoting. In dit heterotope harttransplantatiemodel wordt de operatie-efficiëntie verbeterd en wordt de overleving van harttransplantaten verzekerd door een cervicale end-to-end anastomose van hartimplantatie met behulp van een gemodificeerde Cuff-techniek.

Een aangepaste manchettechniek voor muis cervicaal heterotopisch harttransplantatiemodel

Harttransplantatiemodellen bij muizen vertegenwoordigen waardevolle onderzoeksinstrumenten voor het bestuderen van de immunologie van transplantaties. Het huidige protocol beschrijft muis heterotopische cervicale harttransplantatie waarbij manchetten op de gemeenschappelijke halsslagader van de ontvanger en de longslagaderstam van de donor worden geplaatst om laminaire bloedstroom mogelijk te maken.

Muis heterotopische cervicale harttransplantatie met behulp van vasculaire manchetten

Dit artikel beschrijft een aangepaste techniek voor heterotope gevasculariseerde harttransplantatie met bijgewerkte aseptische techniek, analgesie en anesthesie.

Een gemodificeerd muizen heterotopisch harttransplantatieprotocol dat overeenkomt met hedendaagse normen voor aseptische techniek, anesthesie en analgesie

Dit protocol presenteert een vereenvoudigde, end-to-side hechtingsanastomosetechniek voor muis-cervicale harttransplantatie, en biedt een robuust en reproduceerbaar model voor het bestuderen van transplantatie-immunologie.

Cervicale heterotopische muisharttransplantatie met behulp van end-to-side anastomosetechniek om transplantatie-immunologie te bestuderen

Leer een microchirurgische techniek voor heterotopische harttransplantatie bij muizen, inclusief donorharvesting en vaatanastomose. Deze methode helpt onderzoekers transplantatieafstoting en stamcompatibiliteit bestuderen.

Een gewijzigde methode voor Heterotope Mouse Hart transplantatie

Meer video's verkennen