23 juni 2014
Er wordt een techniek gedemonstreerd voor de microchirurgische procedure voor heterotope transplantatie van harten bij muizen, inclusief vereenvoudigde methoden voor donoroogst en anastomose van de bloedvaten van de ontvanger.
Het algemene doel van deze procedure is om een hart van een donormuis naar een recipiëntmuis te transplanteren. Dit wordt bereikt door eerst het hart uit de thorax van de donor te verwijderen en dit te bewaren in koude zoutoplossing. De volgende stappen zijn het transplanteren van het hart in het abdomen van de recipiënt en vervolgens het monitoren van de hartslag van het getransplanteerde hart.
Ten slotte wordt transplantatieafstoting bevestigd door visuele inspectie en pathologische analyse. Uiteindelijk laten de resultaten zien dat harten die tussen niet-verwante muizenstammen zijn getransplanteerd worden afgestoten, terwijl harten die tussen dezelfde stam zijn getransplanteerd worden geaccepteerd. Een video-demonstratie op de lange termijn van deze meting is cruciaal, aangezien de microsurgische stappen moeilijk aan te leren zijn vanwege de zeer kleine omvang van de donor- en recipientdieren.
De complexe chirurgische procedure en de noodzaak voor een verhoogde nauwkeurigheid en snelheid bij het uitvoeren van de operaties bij de ontvanger vereisen zorgvuldigheid. Zorg er altijd voor dat alle instrumenten grondig zijn gereinigd en gesteriliseerd in een bad van 80% ethanol. Het gebruik van steriele wegwerpartikelen wordt sterk aanbevolen. Nadat de donormuis is geanestheseerd in een isofluraankamer, wordt deze in rugligging op de operatietafel geplaatst.
Sluit vervolgens snel de neuskegel aan om het anestheticum toe te dienen. Controleer de kwaliteit van de anesthesie door in de achterpoot te knijpen. Als er geen reflexreactie optreedt, kan er worden gestart met het scheren van de huid met een chirurgisch mesje.
Steriliseer vervolgens de huid gedurende de gehele operatie met drie afwisselende veegbeurten van 2% Chlorhexidine in 70% isopropyl alcohol. Houd de ademhaling en hartslag van het dier visueel in de gaten. Pas de toediening van isofluraan dienovereenkomstig aan.
Begin met het uitvoeren van een thoracotomie om het hart en de vaten bloot te leggen door de borstkas aan beide zijden van de ribbenkast te openen. Snijd vanaf de ribrand omhoog naar de axilla en transversaal op het niveau van het xiphisternum. Hierdoor ontstaat een flap van de borstwand.
Zet de flap open vast op het operatiebord nabij de kop. Verwijder vervolgens het pericardium rondom het hart. Til de vena cava inferior op met een pincet en injecteer een milliliter koude gehepariniseerde zoutoplossing in de IVC proximaal van het hart.
Bevestig vervolgens een kleine arterieklem aan de IVC om te voorkomen dat de oplossing via het naaldgat terugstroomt, en gebruik hiervoor gaas en een wattenstaafje. Verplaats het hart naar beneden om de aorta en de longslagader bloot te leggen. De transversale sinus is het kanaal posterior van de bundel van de aorta en de longslagader.
Snijd vervolgens de aorta en de longslagader zo distaal mogelijk door om de lengte van de vaten voor de anastomose te maximaliseren. Verdeel nu de IVC, de rechter SVC, de linker SVC en de longaders. Elk van deze moet apart worden afgebonden met 6.0 zijden hechtdraad.
Knoop eerst de IVC en de rechter SVC af. Knoop vervolgens de linker SVC en de longaders af. Verwijder nu het hart door alle vaten distaal van de knopen door te snijden.
Bewaar het hart in koude, steriele zoutoplossing bij vier graden Celsius tot aan de transplantatie. Nadat het dier voor de operatie is voorbereid zoals beschreven voor de donor, begint men met het uitvoeren van een laparotomie. Snijd door de middellijn van het schaambeen tot het zwaardbeen.
Gebruik paperclips die zijn omgebogen tot retractors. Open de buikholte, wikkel de darmen in gaas gedrenkt in warme zoutoplossing en retraheer deze naar de rechterbovenkant van de buikholte. Leg vervolgens de infrarenale aorta en Vena Cava Inferior (IVC) bloot tussen de iliacabifurcatie en de linker nierslagader en -ader.
Maak het gebundelde segment van de aorta en de vena cava inferior (VCI) vrij. Scheid vervolgens de aorta en de VCI van de lombaire vaten met een gekalibreerd cauterisatieapparaat. Plaats kleine atraumatische klemmen op de proximale en distale uiteinden van het vrijgemaakte aorta-VCI-segment.
Pons met een naald van 30 gauge een gat in de voorwand van de aorta vanuit het verticaal uitgesneden gat, waarbij een gat ter grootte van de aorta van de donor wordt gemaakt. Maak van deze gelegenheid gebruik om eventuele bloedstolsels uit het lumen van de aorta te verwijderen door te spoelen met gehepariniseerde zoutoplossing. Introduceer nu het donorhart in koude zoutoplossing.
Positioneer het donorhart naast de incisie in de aorta van de ontvanger. Positioneer de longslagader van de donor naast de vena cava inferior (VCI) van de ontvanger met behulp van 10-0 lopende nylon hechtingen. Voer een end-to-side anastomose van de aorta's uit.
Begin bij de proximale hoek en hecht langs de linkerkant naar de distale hoek. Draai het dier vervolgens 180 graden. Verschuif daarna het hart en zet de hechtingen voort via de rechterkant van de aortawand, van distaal naar proximaal.
Spoel vóór het sluiten van de anastomose het lumen voorzichtig door met hepariene zoutoplossing om stolsels en lucht te verwijderen. Voltooi vervolgens de hechting. Maak daarna een verticale incisie in de voorwand van de Vena Cava Inferior (IVC) op de plek waar de longslagader geanastomoseerd zal worden.
Ten tweede, gebruik 10-0 lopende hechtingen voor de anastomose. Begin met de vaten aan het distale uiteinde van de linkerwand binnen het lumen van de Vena Cava Inferior (VCI) aan het proximale uiteinde. Ga verder langs de voorzijde van de rechterwand en hecht tot aan het distale uiteinde. Herhaal dit proces.
Spoel het lumen grondig door voordat de anastomose wordt voltooid. Plaats vervolgens stukjes gel-foam rondom de anastomose. Hemostase wordt bereikt door zachte druk uit te oefenen met wattenstaafjes.
Om de ontvanger te revasculariseren. Laat eerst de distale klem los, gevolgd door de proximale klem. Tijdens de operatie bij de ontvanger is het essentieel om de nauwkeurigheid en de snelheid van de chirurgische ingreep te optimaliseren.
De klemmetijd is idealiter korter dan 30 minuten. Om het herstel te bevorderen, dient warme zoutoplossing bij 37 °C op de graftplaats te worden aangebracht. Fibrillatie moet onmiddellijk optreden en binnen enkele minuten spontaan terugkeren naar het sinusritme.
Voordat de chirurgische plek wordt gesloten, dient er een intramusculaire injectie buprenorfine te worden toegediend. Voltooi de operatie door de wond te sluiten met een doorlopende hechting van absorbeerbaar 5-0 draad voor alle weefsellagen. Injecteer het ontvangende dier na het sluiten van de chirurgische wond met ampicilline en een subcutane injectie van 0,6 milliliters saline.
Om de hydratatie te ondersteunen, plaatst u het dier op een warmtemat die is ingesteld op 37 °C A totdat het dier het bewustzijn terugkrijgt. De meeste dieren drinken en eten zelfs al binnen drie uur na de operatie. Als de muis na acht uur nog steeds tekenen van distress vertoont, dient u elke 12 uur injecties buprenorfine toe te dienen totdat de symptomen verdwijnen.
Als de muis gedurende meer dan 48 uur in distress blijft, dient men tijdens de eerste 10 postoperatieve dagen contact op te nemen met een dierenarts. Controleer de hartslag van het transplantaat direct via abdominale palpatie. Registreer dagelijks de sterkte van de slag op een schaal van vier plus voor een gezond transplantaat tot één plus voor een zwakke slag als gevolg van gevorderde afstoting.
Noteer een niet kloppend transplantaat als negatief vanwege volledige afstoting van het transplantaat na 10 dagen. Ga door met het drie keer per week monitoren van de hartslag van het getransplanteerde hart; na 227 heterotope harttransplantaties waren 90,3% gedurende 24 uur succesvol en 86,8% gedurende 48 uur succesvol. Tot het falen behoorden verlamming van de achterpoten, een niet kloppend hart als gevolg van het transplantaat, ischemische schade en/of trombose, en de overlevenden van het transplantaat werden gecatalogiseerd.
De oorzaak van het falen van de harttransplantaties werd vastgesteld via pathologie. Analyse van het getransplanteerde hart, hier aangegeven met een pijl, wees uit dat trombose en infarct van het hartweefsel de oorzaak waren van het falen van dit getransplanteerde hart; bij de stamcombinatie van C 57 Black six donor en ontvanger werd geen enkel hart afgestoten en overleefden de getransplanteerde harten langer dan 100 dagen. In dit geval was het hart enigszins in omvang afgenomen als gevolg van spieratrofie secundair aan de niet-levensondersteunende status.
Daarentegen was bij de afstotende stamcombinatie van DBA 2-donoren naar C57BL/6-recipiënten dit getransplanteerde hart tegen dag zeven gestopt met kloppen en vertoonde het tegen dag 100 tekenen van afstoting. Datzelfde hart was volledig fibrotisch en gekrompen zodra het werd geanalyseerd. Deze techniek kan in 90 miljoen of minder worden uitgevoerd als deze correct wordt uitgevoerd, en vergeet niet dat werken met SF₆-gas extreem gevaarlijk kan zijn.
Het gebruik van een anesthesiegasafzuiger is zeer aanbevolen.
Bekijk het volledige transcript en krijg toegang tot duizenden wetenschappelijke video's
Dit artikel demonstreert een microsurgische techniek voor heterotope harttransplantatie bij muizen. Het omvat methoden voor het oogsten van het donorhart en de anastomose van de vaten van de ontvanger, met een focus op het monitoren van het succes van de transplantatie.
Deze microsurgische techniek maakt preklinische evaluatie van de overleving van harttransplantaten en afstotingsmechanismen in muismodellen mogelijk, wat targetvalidatie bij de ontdekking van cardiovasculaire geneesmiddelen ondersteunt. Door een reproduceerbaar platform te bieden voor het beoordelen van transplantatie-uitkomsten, draagt het bij aan mechanistische risicoreductie van immunomodulerende en cardioprotectieve kandidaten. Het nut van de methode in stamafhankelijke afstotingsstudies verhoogt het voorspellend vertrouwen in vroege discovery-workflows.
De methode integreert in de discovery biology door hypothese-testen van immunomodulerende targets te ondersteunen en loopt door in preklinisch werk via longitudinale beoordeling van de graft-viabiliteit.