Experimentele agenten introduceren in de muis
Veel experimenten zijn afhankelijk van de toediening van stoffen aan muizen. Vaak worden deze stoffen toegediend om hun effect op een biologisch proces te testen. Stoffen kunnen ook een belangrijke rol spelen bij het voorbereiden van dieren voor experimenten. In deze video bespreken we belangrijke overwegingen bij het toedienen van experimentele stoffen, hulpmiddelen voor stoftoediening, enkele specifieke toedieningswegen en toepassingen van deze essentiële technieken.
Dus welke factoren moeten worden overwogen bij het plannen van de toediening van een experimentele stof?
De eerste is de juiste dosis. Meestal berekend in verhouding tot het gewicht van het dier, het verstrekken van de juiste dosis van een stof is cruciaal.
De toedieningswijze is ook belangrijk om te overwegen. Eigenschappen zoals de smakelijkheid van de stof, de viscositeit, de te toedienen hoeveelheid, het doelweefsel en de gewenste verspreidingssnelheid zullen bepalen welke van de vele beschikbare toedieningsroutes u moet kiezen. In deze video zullen we ons concentreren op injectie, een van de meest efficiënte methoden voor stoftoediening.
Voordat we bespreken hoe een injectie moet worden uitgevoerd, laten we vertrouwd raken met de belangrijkste hulpmiddelen voor deze techniek.
We beginnen met de spuit. Vloeistoffen worden in de cilinder bewaard, die is gemarkeerd om nauwkeurige volumemetingen mogelijk te maken. De plunjer past in de cilinder en wordt gebruikt om de beweging van de inhoud aan te drijven. Ten slotte is de spuitpunt de plaats waar de naaldhub is bevestigd. Aan de andere kant van de naaldschacht vindt u een afgeschuinde punt. Wees voorzichtig, het is erg scherp!
Naaldhubbers zijn gekleurd om hun grootte of “gauge” weer te geven, waarbij hogere gaugenummers kleinere naalden aangeven. Gauges worden gekozen op basis van de gewenste toedieningsmethode: hoe kleiner of gevoeliger het gebied, hoe kleiner de naald die nodig is.
Nadat u de juiste naald en spuit voor uw experiment hebt geselecteerd, trekt u de stof in de cilinder door de plunjer terug te trekken. Luchtbellen die samen met de stof worden geïnjecteerd, kunnen weefsels verstoren en het proefdier beschadigen. Draai daarom de spuit om en klik zachtjes op de cilinder, zodat eventuele bellen naar de punt bewegen en ontsnappen. Indien mogelijk, verwijdert u wat overtollige stof om ervoor te zorgen dat de bellen volledig zijn verwijderd.
Nu uw spuit klaar is en geladen, bent u bijna klaar om een injectie uit te voeren!
Voordat u begint, is het belangrijk om uzelf uit te rusten met de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen, inclusief handschoenen. Correcte dierhantering is ook essentieel en varieert enigszins afhankelijk van de gebruikte injectieplaats.
Voor subcutane injecties, die vaak gericht zijn onder de dermis van de nek van het dier, worden muizen vastgehouden door “scruffing.” Houd het dier eerst vast aan de staart en laat het de kooideksel grijpen. Grijp vervolgens stevig de scruff en til een tent van huid over de schouders van het dier.
De naald moet worden ingebracht aan de basis van de tentvormige huid, en de stof wordt gedispenseerd met een stevige, consistente druk op de plunjer. De geïnjecteerde vloeistof wordt langzaam opgenomen in de bloedbaan.
Intraperitoneale injecties in de lichaamsholte worden geabsorbeerd met een snelheid vergelijkbaar met inname. Draai het scruffed dier om en schuif de staart stevig onder uw pink.
Vervolgens verdeel je mentaal de buik van het dier in 4 kwadranten en steek je de naald in het onderste linker of rechter kwadrant. Oefen stevige, consistente druk uit op de plunjer om tot enkele honderden microliters stof af te geven. Als alternatief laten intraveneuze injecties een efficiëntere, systemische toediening van experimentele stof toe.
IV-injecties worden meestal uitgevoerd in de staaraderen. Eerst worden muizen enkele minuten onder een verwarmingslamp verwarmd, waardoor de aderen opzwellen en het inbrengen van de naald gemakkelijker wordt. Om de muis tijdens de injectie stabiel te houden, plaatst u deze in een plastic begrenzer, waarbij de staart door een speciale opening aan de achterkant wordt gestoken.
Het identificeren van de juiste ader is cruciaal voor succesvolle intraveneuze injecties. Zorg ervoor dat u een van de twee caudale aders aan weerszijden van de staart vindt; niet de slagader aan de onderkant van de staart.
Houd de naald met de bevelzijde omhoog en steek deze in de ader. Als de naald correct is geplaatst, zal de injectie ervoor zorgen dat de ader van donkerblauw naar bleekwit van kleur verandert terwijl de stof door de ader beweegt.
Na elke injectie gooit u de naald in een biogevaarlijke puntencontainer zonder deze te hersluiten. Gebruik de naald nooit opnieuw, omdat de uiteinden bot kunnen worden en het muisje kunnen verwonden.
Nu u bekend bent met veelvoorkomende injectiemethoden, laten we eens kijken naar enkele praktische toepassingen van experimentele stoftoediening.
In veel experimenten worden muizen geïnfecteerd met een specifiek pathogeen om de ziekteprogressie en de interacties tussen gastheer en pathogeen te bestuderen. Bijvoorbeeld, subcutane injecties van antibioticaresistent bacteriën veroorzaken laesies waarvan de grootte een aflezing is van de virulentie van het pathogeen. Alternatief kunnen injecties in de voetzool worden gebruikt voor live beeldvorming van immuuncelrekrutering naar de infectieplaats.
Muismodellen zijn ook nuttig voor het bestuderen van kankerprogressie en therapieën. Om deze modellen te genereren, kunnen injecties worden gebruikt om snel en efficiënt kwaadaardige gezwellen bij muizen te induceren, zowel door de toediening van carcinogene stoffen als door
Veel onderzoeken die bij muizen (Mus musculus) worden uitgevoerd, vereisen het toedienen van een experimenteel middel aan het dier. Het kan bijvoorbee…
Veel experimenten zijn afhankelijk van de toediening van stoffen aan muizen. Vaak worden deze stoffen toegediend om hun effect op een biologisch proces te testen. Stoffen kunnen ook een belangrijke rol spelen bij het voorbereiden van dieren voor experimenten. In deze video bespreken we belangrijke overwegingen bij het toedienen van experimentele stoffen, hulpmiddelen voor stoftoediening, enkele specifieke toedieningswegen en toepassingen van deze essentiële technieken.
Dus welke factoren moeten worden overwogen bij het plannen van de toediening van een experimentele stof?
De eerste is de juiste dosis. Meestal berekend in verhouding tot het gewicht van het dier, het verstrekken van de juiste dosis van een stof is cruciaal.
De toedieningswijze is ook belangrijk om te overwegen. Eigenschappen zoals de smakelijkheid van de stof, de viscositeit, de te toedienen hoeveelheid, het doelweefsel en de gewenste verspreidingssnelheid zullen bepalen welke van de vele beschikbare toedieningsroutes u moet kiezen. In deze video zullen we ons concentreren op injectie, een van de meest efficiënte methoden voor stoftoediening.
Voordat we bespreken hoe een injectie moet worden uitgevoerd, laten we vertrouwd raken met de belangrijkste hulpmiddelen voor deze techniek.
We beginnen met de spuit. Vloeistoffen worden in de cilinder bewaard, die is gemarkeerd om nauwkeurige volumemetingen mogelijk te maken. De plunjer past in de cilinder en wordt gebruikt om de beweging van de inhoud aan te drijven. Ten slotte is de spuitpunt de plaats waar de naaldhub is bevestigd. Aan de andere kant van de naaldschacht vindt u een afgeschuinde punt. Wees voorzichtig, het is erg scherp!
Naaldhubbers zijn gekleurd om hun grootte of “gauge” weer te geven, waarbij hogere gaugenummers kleinere naalden aangeven. Gauges worden gekozen op basis van de gewenste toedieningsmethode: hoe kleiner of gevoeliger het gebied, hoe kleiner de naald die nodig is.
Nadat u de juiste naald en spuit voor uw experiment hebt geselecteerd, trekt u de stof in de cilinder door de plunjer terug te trekken. Luchtbellen die samen met de stof worden geïnjecteerd, kunnen weefsels verstoren en het proefdier beschadigen. Draai daarom de spuit om en klik zachtjes op de cilinder, zodat eventuele bellen naar de punt bewegen en ontsnappen. Indien mogelijk, verwijdert u wat overtollige stof om ervoor te zorgen dat de bellen volledig zijn verwijderd.
Nu uw spuit klaar is en geladen, bent u bijna klaar om een injectie uit te voeren!
Voordat u begint, is het belangrijk om uzelf uit te rusten met de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen, inclusief handschoenen. Correcte dierhantering is ook essentieel en varieert enigszins afhankelijk van de gebruikte injectieplaats.
Voor subcutane injecties, die vaak gericht zijn onder de dermis van de nek van het dier, worden muizen vastgehouden door “scruffing.” Houd het dier eerst vast aan de staart en laat het de kooideksel grijpen. Grijp vervolgens stevig de scruff en til een tent van huid over de schouders van het dier.
De naald moet worden ingebracht aan de basis van de tentvormige huid, en de stof wordt gedispenseerd met een stevige, consistente druk op de plunjer. De geïnjecteerde vloeistof wordt langzaam opgenomen in de bloedbaan.
Intraperitoneale injecties in de lichaamsholte worden geabsorbeerd met een snelheid vergelijkbaar met inname. Draai het scruffed dier om en schuif de staart stevig onder uw pink.
Vervolgens verdeel je mentaal de buik van het dier in 4 kwadranten en steek je de naald in het onderste linker of rechter kwadrant. Oefen stevige, consistente druk uit op de plunjer om tot enkele honderden microliters stof af te geven. Als alternatief laten intraveneuze injecties een efficiëntere, systemische toediening van experimentele stof toe.
IV-injecties worden meestal uitgevoerd in de staaraderen. Eerst worden muizen enkele minuten onder een verwarmingslamp verwarmd, waardoor de aderen opzwellen en het inbrengen van de naald gemakkelijker wordt. Om de muis tijdens de injectie stabiel te houden, plaatst u deze in een plastic begrenzer, waarbij de staart door een speciale opening aan de achterkant wordt gestoken.
Het identificeren van de juiste ader is cruciaal voor succesvolle intraveneuze injecties. Zorg ervoor dat u een van de twee caudale aders aan weerszijden van de staart vindt; niet de slagader aan de onderkant van de staart.
Houd de naald met de bevelzijde omhoog en steek deze in de ader. Als de naald correct is geplaatst, zal de injectie ervoor zorgen dat de ader van donkerblauw naar bleekwit van kleur verandert terwijl de stof door de ader beweegt.
Na elke injectie gooit u de naald in een biogevaarlijke puntencontainer zonder deze te hersluiten. Gebruik de naald nooit opnieuw, omdat de uiteinden bot kunnen worden en het muisje kunnen verwonden.
Nu u bekend bent met veelvoorkomende injectiemethoden, laten we eens kijken naar enkele praktische toepassingen van experimentele stoftoediening.
In veel experimenten worden muizen geïnfecteerd met een specifiek pathogeen om de ziekteprogressie en de interacties tussen gastheer en pathogeen te bestuderen. Bijvoorbeeld, subcutane injecties van antibioticaresistent bacteriën veroorzaken laesies waarvan de grootte een aflezing is van de virulentie van het pathogeen. Alternatief kunnen injecties in de voetzool worden gebruikt voor live beeldvorming van immuuncelrekrutering naar de infectieplaats.
Muismodellen zijn ook nuttig voor het bestuderen van kankerprogressie en therapieën. Om deze modellen te genereren, kunnen injecties worden gebruikt om snel en efficiënt kwaadaardige gezwellen bij muizen te induceren, zowel door de toediening van carcinogene stoffen als door
Veel experimenten zijn afhankelijk van de toediening van stoffen aan muizen. Vaak worden deze stoffen toegediend om hun effect op een biologisch proces te testen. Stoffen kunnen ook een belangrijke rol spelen bij het voorbereiden van dieren voor experimenten. In deze video bespreken we belangrijke overwegingen bij het toedienen van experimentele stoffen, hulpmiddelen voor stoftoediening, enkele specifieke toedieningswegen en toepassingen van deze essentiële technieken.
Dus welke factoren moeten worden overwogen bij het plannen van de toediening van een experimentele stof?
De eerste is de juiste dosis. Meestal berekend in verhouding tot het gewicht van het dier, het verstrekken van de juiste dosis van een stof is cruciaal.
De toedieningswijze is ook belangrijk om te overwegen. Eigenschappen zoals de smakelijkheid van de stof, de viscositeit, de te toedienen hoeveelheid, het doelweefsel en de gewenste verspreidingssnelheid zullen bepalen welke van de vele beschikbare toedieningsroutes u moet kiezen. In deze video zullen we ons concentreren op injectie, een van de meest efficiënte methoden voor stoftoediening.
Voordat we bespreken hoe een injectie moet worden uitgevoerd, laten we vertrouwd raken met de belangrijkste hulpmiddelen voor deze techniek.
We beginnen met de spuit. Vloeistoffen worden in de cilinder bewaard, die is gemarkeerd om nauwkeurige volumemetingen mogelijk te maken. De plunjer past in de cilinder en wordt gebruikt om de beweging van de inhoud aan te drijven. Ten slotte is de spuitpunt de plaats waar de naaldhub is bevestigd. Aan de andere kant van de naaldschacht vindt u een afgeschuinde punt. Wees voorzichtig, het is erg scherp!
Naaldhubbers zijn gekleurd om hun grootte of “gauge” weer te geven, waarbij hogere gaugenummers kleinere naalden aangeven. Gauges worden gekozen op basis van de gewenste toedieningsmethode: hoe kleiner of gevoeliger het gebied, hoe kleiner de naald die nodig is.
Nadat u de juiste naald en spuit voor uw experiment hebt geselecteerd, trekt u de stof in de cilinder door de plunjer terug te trekken. Luchtbellen die samen met de stof worden geïnjecteerd, kunnen weefsels verstoren en het proefdier beschadigen. Draai daarom de spuit om en klik zachtjes op de cilinder, zodat eventuele bellen naar de punt bewegen en ontsnappen. Indien mogelijk, verwijdert u wat overtollige stof om ervoor te zorgen dat de bellen volledig zijn verwijderd.
Nu uw spuit klaar is en geladen, bent u bijna klaar om een injectie uit te voeren!
Voordat u begint, is het belangrijk om uzelf uit te rusten met de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen, inclusief handschoenen. Correcte dierhantering is ook essentieel en varieert enigszins afhankelijk van de gebruikte injectieplaats.
Voor subcutane injecties, die vaak gericht zijn onder de dermis van de nek van het dier, worden muizen vastgehouden door “scruffing.” Houd het dier eerst vast aan de staart en laat het de kooideksel grijpen. Grijp vervolgens stevig de scruff en til een tent van huid over de schouders van het dier.
De naald moet worden ingebracht aan de basis van de tentvormige huid, en de stof wordt gedispenseerd met een stevige, consistente druk op de plunjer. De geïnjecteerde vloeistof wordt langzaam opgenomen in de bloedbaan.
Intraperitoneale injecties in de lichaamsholte worden geabsorbeerd met een snelheid vergelijkbaar met inname. Draai het scruffed dier om en schuif de staart stevig onder uw pink.
Vervolgens verdeel je mentaal de buik van het dier in 4 kwadranten en steek je de naald in het onderste linker of rechter kwadrant. Oefen stevige, consistente druk uit op de plunjer om tot enkele honderden microliters stof af te geven. Als alternatief laten intraveneuze injecties een efficiëntere, systemische toediening van experimentele stof toe.
IV-injecties worden meestal uitgevoerd in de staaraderen. Eerst worden muizen enkele minuten onder een verwarmingslamp verwarmd, waardoor de aderen opzwellen en het inbrengen van de naald gemakkelijker wordt. Om de muis tijdens de injectie stabiel te houden, plaatst u deze in een plastic begrenzer, waarbij de staart door een speciale opening aan de achterkant wordt gestoken.
Het identificeren van de juiste ader is cruciaal voor succesvolle intraveneuze injecties. Zorg ervoor dat u een van de twee caudale aders aan weerszijden van de staart vindt; niet de slagader aan de onderkant van de staart.
Houd de naald met de bevelzijde omhoog en steek deze in de ader. Als de naald correct is geplaatst, zal de injectie ervoor zorgen dat de ader van donkerblauw naar bleekwit van kleur verandert terwijl de stof door de ader beweegt.
Na elke injectie gooit u de naald in een biogevaarlijke puntencontainer zonder deze te hersluiten. Gebruik de naald nooit opnieuw, omdat de uiteinden bot kunnen worden en het muisje kunnen verwonden.
Nu u bekend bent met veelvoorkomende injectiemethoden, laten we eens kijken naar enkele praktische toepassingen van experimentele stoftoediening.
In veel experimenten worden muizen geïnfecteerd met een specifiek pathogeen om de ziekteprogressie en de interacties tussen gastheer en pathogeen te bestuderen. Bijvoorbeeld, subcutane injecties van antibioticaresistent bacteriën veroorzaken laesies waarvan de grootte een aflezing is van de virulentie van het pathogeen. Alternatief kunnen injecties in de voetzool worden gebruikt voor live beeldvorming van immuuncelrekrutering naar de infectieplaats.
Muismodellen zijn ook nuttig voor het bestuderen van kankerprogressie en therapieën. Om deze modellen te genereren, kunnen injecties worden gebruikt om snel en efficiënt kwaadaardige gezwellen bij muizen te induceren, zowel door de toediening van carcinogene stoffen als door
View the full transcript and gain access to JoVE Science Education videos
Q1: What factors should be considered when planning to administer an experimental agent to a mouse?
Key factors include the appropriate dose, calculated relative to the animal's weight, and the route of administration. The agent's properties—such as palatability, viscosity, and the amount to be administered—along with the target tissue and desired rate of dissemination, determine which administration route is most suitable for your experiment.
Q2: How do you prepare a syringe to remove air bubbles before injection?
After drawing the agent into the barrel by pulling back the plunger, invert the syringe and gently flick the barrel so bubbles move toward the tip and escape. If possible, expel some excess agent to ensure all bubbles are completely removed, since air bubbles injected with the agent can disrupt tissues and harm the animal.
Q3: What is the proper restraint technique for performing a subcutaneous injection in mice?
Hold the mouse by the tail and allow it to grip the cage lid. Then firmly grasp the scruff, raising a tent of skin across the animal's shoulders. Insert the needle at the base of the tented skin and apply firm, consistent pressure to the plunger to dispense the agent, which will be slowly absorbed into the bloodstream.
Q4: Why is warming mice under a heat lamp important before performing intravenous injections?
Warming mice under a heat lamp for a few minutes causes the veins to swell, making needle insertion easier and more successful. This preparation step is essential for identifying and accessing the correct tail veins, which are the most common sites for intravenous injections in mice.
Q5: How can you confirm that an intravenous injection has been placed correctly in the tail vein?
If the needle is correctly placed in the vein, injection will cause the vein to change from dark blue to pale white in color as the agent moves through the vessel. This color change indicates successful delivery and proper needle positioning in the caudal vein, not the artery on the underside of the tail.
Q6: What are some practical applications of subcutaneous and intraperitoneal injections in mouse research?
Subcutaneous injections of antibiotic-resistant bacteria can cause lesions whose size indicates pathogen virulence, while footpad injections enable live imaging of immune cell recruitment. Intraperitoneal injections are absorbed at a rate similar to ingestion and can deliver several hundred microliters of agent for studying disease progression and host-pathogen interactions.
Q7: What alternative routes of agent administration exist besides injection in mice?
Intranasal inoculation delivers agents directly to the lungs to mimic and study respiratory disease progression. Gavage allows direct administration of agent to the stomach, ensuring precise and accurate dosing not achievable through food- or water-based treatment, making it useful when exact dosing is critical.
Chapters in this video
0:00
Overview
0:41
Planning the Administration of an Agent
1:28
Tools for Injection
2:53
Mouse Injection Methods
5:40
Applications
7:12
Summary