Name: Halsslagader Infusions voor farmacokinetische en farmacodynamische analyse van Taxanen in Muizen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 41 s
Description: Leer een halsslagaderinfusiemethode voor farmacokinetische analyses van taxanen bij muizen. Deze techniek gebruikt een aangepaste katheter en een geautomatiseerde pomp voor gestage toediening van geneesmiddelen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

We willen graag de FCCC Laboratory Animal Facility erkennen voor hun steun aan dit project. Wij danken Wolfe Laboratories, Inc. voor hun hulp bij het analyseren van paclitaxel in plasma en weefsel. Dit werk werd ondersteund door de National Institutes of Health verleent K01CA120091 aan EHB, en CA06927 aan Fox Chase Cancer Center.

Dit protocol is goedgekeurd door het Fox Chase Cancer Center Institutional Animal Care en gebruik Comite en door het Laboratory Animal Facility, en gevonden te worden in overeenstemming met de institutionele richtlijnen voor humane behandeling van dieren. 1. Voorafgaande Voorbereiding <ol><li> Bereiding van catheter: Bereid een katheter van een kort stuk polyethyleen buis, gemodificeerd om een verdunde, afgestompte uiteinde (figuur 3A) te vormen. Maak meerdere katheters op voorhand en op te slaan voor onbepaalde tijd. <ol><li> Steek een bunsenbrander, en aan te passen aan een lage stabiele vlam vestigen. Houd slangen dicht bij de vlam te polyethyleen verzachten. Wanneer slangen begint te smelten, langzaam uit elkaar trekken van de twee uiteinden van een verdunde segment van de buis, ongeveer 0,25 mm OD creëren. </li><li> Snijd een afgeschuind uiteinde ongeveer 0,75 cm langs dunne gedeelte. Dit verzekert voldoende buis worden vastgezet in slagader, zonder een te lange katheter. OPMERKING: Een lange dunne uiteinde op the katheter heeft een neiging tot verstoppen. Een te lange uiteinde kan ook voldoende vloeistof houden om vloeibare volume capaciteit van de katheter significant veranderen. </li><li> Blunt de afgeschuinde einde door het passeren snel door de vlam - mits goed verwarmd, het einde wordt het licht afgeronde en vergroot. De tip haken iets terug, dat helpt het verankeren van de slang bij het inbrengen in de slagader. </li><li> Snijd de slang 6.0 cm vanaf het punt waar het begint te dun. Dit maakt een zeer beheersbaar katheter, die lang genoeg is om door draad te verlaten en de hals te houden en werken comfortabel, maar kort genoeg om te voorkomen dat de muis knagen op teveel aan slangen of die teveel extra infusievolume initiële zoutoplossing wissen . </li><li> Bereid een spuit van ongeveer 0,2 ml heparine oplossing, overgoten met een afgestompte naald. Breng de naald in het wijde uiteinde van de katheter (Figuur 3B). Vul catheter met heparine, en voorzichtig om ervoor te zorgen dat er geen luchtbellen inde slang. Stel de heparine spuit en katheter opzij op een steriele omgeving. Steriliseer katheters met gammastraling, door het plaatsen van de katheter (s) in een petrischaal, en blootgesteld aan 20 Gy van gamma bestraling. Als u geen toegang tot een gamma stralingsbron hebben, contact op met uw dier faciliteit om andere manieren van sterilisatie, zoals gas- of chemische sterilisatie te onderzoeken. Niet in een autoclaaf, zoals polyethyleen geen warmte kan worden gesteriliseerd. </li></ol></li><li> Oprichting van een zoutoplossing lood (Figuur 3B). <ol><li> Bereid een tweede spuit van ongeveer 0,5 ml steriele zoutoplossing, let daarbij goed op een bel-vrije lijn te garanderen. </li><li> Knip een tweede stuk slang, ongeveer 15 cm, en glijden op de afgestompte injectienaald. Bevestig een aansluitpoort het vrije uiteinde van de slang. </li><li> Test die stroom van zoutoplossing onbelemmerd door vlot voortbewegen van een klein volume zoutoplossing door de leiding. Gebruik deze zoutoplossing leiding na inbrengen van de katheter, om de stroom door te controlerende katheter, en de lijn van bloed spoelen. Stel de zoutoplossing spuit opzij op een steriele omgeving. </li></ol></li><li> Voorafgaand aan de operatie, steriliseren apparatuur in een autoclaaf, of als alternatief door gas sterilisatie of glazen kraal sterilisatie. </li><li> Bereid steriel chirurgisch gebied. <ol><li> Veeg bankje en microscoop oppervlakken met een ontsmettingsmiddel zoals 70% ethanol of chloordioxide. Bedek bankje en microscoop basis met een schone wegwerp, absorberend kussen. </li><li> Bereid een chirurgische bord door ze met twee lagen van schoon, absorberend papier, stevig vastgemaakt met plakband. </li></ol></li><li> Leg alle chirurgische benodigdheden (zoals die worden genoemd in Materials List), zodat ze gemakkelijk bereikbaar. <ol><li> Snijd drie lengtes van steriel hechtmateriaal, 8 cm per stuk, en opzij gezet met andere benodigdheden. Plaats een poort waar het gemakkelijk beschikbaar zijn (Figuur 3B). </li></ol></li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Bereiding van het dier <ol><li> Anesthetize muis door blootstelling aan 2-3% isofluraan in anesthesie kamer verbonden met precisie vaporizer. Trekken muis uit de kamer, en scheren haar van de muis zijn nek / bovenlichaam, en onder het rechter oor (site van de katheter exit). Dien veterinaire vaseline oogzalf voor de ogen tot droog te voorkomen terwijl ze onder narcose. Verzekeren het dier niet wakker tijdens chirurgische preparaten doordat muis voldoende tijd inhalatiekamer voor prep (minimaal twee minuten), of door toediening isofluraan muis via een neuskegel tijdens prep. Keer terug muis om anesthesie kamer. </li><li> Wanneer de muis is voldoende inert, te verplaatsen naar steriele chirurgische gebied, plaatst anesthesie neuskegel op neus en mond van de muis, en af ​​te leiden van de stroom van isofluraan neuskegel. Bevestig de juiste verdoving door knijpen poot met een pincet; wanneer de muis niet reageert, ga dan naar de volgende stap. </li><li> Plaats de muis op de rug, met de kop gericht naar deonderzoeker. Bevestig de oren, voorpoten en achterpoten-poten naar chirurgische bord met plakband of andere begrenzers apparaat om de muis stil te houden. Reinig de incisie met povidon-jodium en 70% ethanol. </li></ol></li><li> Isolatie van halsslagader <ol><li> Maak een 1 cm gesneden lengterichting enigszins rechts van de middellijn van de hals. Tang om vet en spier om de trachea (figuur 4A) bloot te scheiden. Zoek de halsslagader die parallel loopt aan de luchtpijp (Figuur 4B). </li><li> Zorgvuldig gebruik een tang om aparte fascia bovenop de slagader (Figuur 4C). Lichtjes trek de nervus vagus afgezien van de halsslagader, en steek een tang in de ruimte tussen. Voorzichtig geopend tang om een ​​gat in de fascia creëren, en zorgvuldig weg te trekken van de zenuw van de slagader, uit de vork in de slagader in de buurt van het strottenhoofd (voorste einde), up (posterior) zo ver mogelijk (minimaal 3 mm) ( figuur 4D). </li><li> Opruimen elke reresterende fascia totdat de slagader is goed geïsoleerd (Figuur 4E). Voeg een druppel zoutoplossing om de operatie gebied af weefsel vochtig en dus minder bros en minder gevoelig voor scheuren willekeurig houden. </li></ol></li><li> Hechtdraad plaatsing en slagader voorbereiding katheterinsertieplaatsen (figuren 4, 5). <ol><li> Gebruik een tang om een ​​zijden hechtdraad te trekken onder de slagader. Bind een stevige knoop aan het afsluiten van de slagader zo ver in de richting van de voorste mogelijk (Figuur 4F). </li><li> Teken een tweede draad onder de slagader. Bind een intrekbare knoop om tijdelijk afsluiten van de slagader zo ver in de richting van het achterste mogelijk (Figuur 4F). </li><li> Opneming van een derde draad onder de slagader. Das een zeer losse knoop tussen de eerste twee hechtingen, te worden gebruikt om snel de katheter na plaatsing (figuur 4G) veilig te stellen. </li><li> Houd uiteinden van alle hechtingen uit de weg door ze te bevochtigen met een beetje van 70% ethanol. </li></ol></li><li&gt; katheterinsertieplaatsen <ol><li> Met de hechtdraad, pak de onderste knoop te trekken de slagader licht gespannen. Nick de slagader boven, maar zeer dicht bij, de voorste hechtdraad (figuur 4H). Wees voorzichtig niet te diep te snijden, maar check de gleuf om te controleren of de opening niet verstopt is. </li><li> Verwijder-heparine gevuld katheter uit spuit naald, in een poging te voorkomen dat er grote luchtbellen aan beide uiteinden. Manipuleren van de katheter om schuine positie met comfortabele hoek, over het algemeen naar beneden, en iets naar rechts (voor rechtshandigen). </li><li> Terwijl het vasthouden aan de hechtdraad om de slagader te houden resterende licht gespannen, breng dan katheter in gleuf (Figuur 4I). Gebruik de tang om de voorste hechtdraad te houden en trek de slagader naar beneden over katheter (omhoog te duwen overdreven met de katheter kan de afgeschuinde einde veroorzaken aan de slagader punctie). Zorgvuldig de katheter en anterior hechtdraad los. </li></ol></li><li> Borging van de katheter en de start van de bloedstroom (Figuren 4J, 5B). <ol><li> Bevestig de katheter vast door de knoop van de middelste hechtdraad, bij de ingang van de katheter in de slagader. Maak een strakke driedubbele knoop, maar zeker zo strak niet te trekken als om de stroom door de katheter belemmeren. Verder de katheter beveiligen door binden hem met de voorste hechtdraad, onder de ingang van de slagader. </li><li> Bevestig de zoutoplossing leiden tot de katheter via de stekker opnieuw proberen voorkomen dat er luchtbellen in de lijn. </li><li> Pak de uiteinden van de achterste hechtdraad en trek om de knoop los te maken. Manoeuvreren de hechtdraad beneden de slagader, over het uiteinde van de katheter (niet verwijderen van de draad). Bloed moet vloeien in de katheter; als er geen bloedstroom voorzichtig wiebelen katheter proberen de vernauwing te verwijderen. </li><li> Wanneer stroom lijkt vrij, gebruik maken van de laatste draad (van het achterste hechtdraad) om een ​​extra knoop, iets boven het midden hechtdraad. </li></ol></li><li> Temporary afdichting van de katheter. Spoel de katheter van bloed, gebruik dan een hemostaat aan het einde van de katheter dichtbij de stekker klemmen. Verwijder de connector en vervang deze door de poort plug voor het afdichten van het uiteinde van de katheter, en verwijder de hemostaat. </li><li> Herpositionering katheter te verlaten achterkant van de nek. <ol><li> Met een tang in elke hand, gebruik een pincet vasthouden aan de katheter juist onder de voorste hechtdraad, en de andere, op een knik in de katheter zodat het gemakkelijk buigt opzij. Herhalen om een ​​tweede knik maken. Hierdoor kan het vrije uiteinde van de katheter wordt getrokken naar het achterhoofd van de muis, zonder dat de punt van de katheter zijdelings tegen de wand van de slagader draaien. </li><li> Zet de muis op de (linker) kant, het bijhouden van de neuskegel geplaatst over de mond en neus, en het reinigen van de incisie gebied met 70% ethanol en povidonjood. Maak een kleine incisie (ongeveer 4 mm) onder en achter het rechter oor. </li&gt; <li> Gebruik een tang om de open klep van de huid te houden, tijdens het werken de stompe holle sonde onder de huid om een ​​kanaal te creëren door middel van de wang, om de holte in de nek. Het is raadzaam om de sonde rond de speekselklier brengen, in plaats van te proberen te gaan tussen het drukstuk en de huid. Gebruik een tang om voorzichtig te bevrijden van een ruimte voor de sonde om af te sluiten. </li><li> Rijg poort plug / katheter door sonde om af te sluiten in de nek. Niet te hard trekken; Zorg ervoor dat de katheter niet breken of vernauwen de bloedvaten of organen. </li></ol></li><li> Sluiting en herstel. Dien actueel pijnstillende (bijv bupivacaïne) aan de schouder incisie, en bedek de wond met water-proof, chirurgisch plakband. Breng een tweede stukje plakband om de katheter verder te beveiligen. <ol><li> Dien actueel pijnstillende om borst incisie, en dicht wond met zijde of nietjes. </li><li> Verwijder de muis uit narcose, en laat dier te herstellen in een schone, verwarmde ruimte (plaats kooi op de top van een verwarmingselementof onder een warmtelamp) gedurende ten minste 30 min. </li></ol></li></ol> 3. Infusion <ol><li> Aliquots van 5 mg / ml oplossing van paclitaxel / methanol. <ol><li> Meet 50 mg paclitaxel in een 15 ml centrifugebuis. Voeg 10 ml steriel methanol. Cap buis. Draai met de hand of op een roterende schudinrichting bij kamertemperatuur totdat poeder wordt opgelost. </li><li> Aliquot 500 pi oplossing in 20 kleine, vriezer veilig buizen, en bewaar bij -20 ° C. </li><li> Dooi individuele portie bij kamertemperatuur of 37 ° C waterbad, onmiddellijk voor de infusie. </li></ol></li><li> Bereid de infusiepomp (Figuur 6). <ol><li> Een lang lengte van polyethyleen buis van ongeveer 40 cm. Bevestig een stompe naald aan één uiteinde, en een aansluitpoort voor de andere. </li><li> Opstellen geneesmiddel in een injectiespuit met een bekende inwendige diameter (grootste programmeerbare pompen de diameter van de injectiespuit vereisen teneinde de snelheid va berekenene pomp arm). Bevestig de naald aan de spuit en laad het geneesmiddel door de naald en slangen. </li><li> Situeren de spuit in de pomp volgens de aanwijzingen van de fabrikant. Prime de pomp zodanig dat het geneesmiddel wordt soepel stroomt uit de connector plug, en het is klaar voor infusie. </li></ol></li><li> Bevestig de muis om te pompen. <ol><li> Houd de muis gestage en gebruik de hemostaat om katheter, dicht bij de haven plug klem. Stekker en vervangen door de connector aan de spuit en slang. OPMERKING: Blood kan beginnen terug te stromen door buizen. </li><li> Snel toedienen snelle pomp om het volume van de catheter te verwijderen (empirisch berekend door waarnemen van de hoeveelheid van 6 cm buis), dan onmiddellijk naar het gewenste infusiesnelheid. </li></ol></li><li> Doorgaan Paclitaxel infusie gedurende drie uur de tijd natuurlijk. <ol><li> Monitor slangen af ​​en toe te controleren op lekkage op kruispunten want dit is vaak een teken van een blokkade in de stroom naar de muis.Let op de muis voor verwachte of onverwachte reacties op de infusie (lusteloosheid of hyperactiviteit, tekenen van ongemak). </li><li> Afhankelijk van de lengte en de aard van de infusie, kan de muis niet eten of drinken, maar zorg ervoor dat de toegang tot voedsel en water te voorzien volgens de vastgestelde beleid van de instelling. Wees je bewust van de mogelijkheden voor het drogen van de muis via het verzamelen van grote hoeveelheden bloed. </li><li> Blijf de kooi warm te houden met een verwarmingselement of lamp, tenzij de muis lijkt te verlangen om te ontsnappen aan de hitte te blijven. Wanneer het dier niet wordt gedood binnen enkele uren na de operatie, voeren programma voor post-operatieve behandeling van dieren, waaronder steriele huisvesting en behandeling van postoperatieve pijn. </li><li> Houd goed in de gaten op de muis, vooral in de eerste paar minuten, om het te verzekeren niet trek de slang door hyperactiviteit, of irritatie van de buis (wat een teken van een slechte inbrengen kan zijn). Als de muis is niet over-actief, constant monitoring is misschien niet nodig, maar controleer de muis regelmatig om zeker te zijn het dier niet verstrikt raken in de slang. Harnas en tuiersysteem zijn commercieel verkrijgbaar, maar het gebruik valt buiten het bestek van dit protocol. </li></ol></li><li> Het verzamelen van monsters. <ol><li> Verzamel bloedmonsters periodiek door submandibulaire of retro-orbitale bloedingen (Als protocol geen gebruik van borstkanker modellen, beschouwen bloedafname via een jugulaire katheter tegelijkertijd de halsslagader katheter). Wees voorzichtig niet te trekken aan de infuuslijn. Als het verzamelen van retro-orbitale bloedingen, licht verdoven van de muis met een inhalatie-anestheticum (bv methoxyfluraan) dus men hoeft niet te grijpen door het nekvel om de muis te beveiligen. </li><li> Spin bloed in hemocrit centrifuge bloedcellen gescheiden van plasma. Gebruik een file of diamant-tip pen naar de buis te scoren op het gezicht van fasescheiding. Breken buis en het verzamelen van plasma alleen, in kleine, diepvries-safe buis. Bewaar bij -80 ° C tot analyse. OPMERKING: Indien een hemocrit centrifuge is niet beschikbaar, overdragen bloedmonster in micro-centrifugebuis en rotatie in een micro-centrifuge met hoge snelheid bloedcellen gescheiden van plasma. Verzamelen plasma in een tweede buis, en bewaren bij -80 ° C. </li><li> Euthanaseren muis door CO 2 stikken. Verzamel materiaal (ongeveer 20-50 mg) van de organen van de rente en flits bevriezen in vloeibare stikstof. Bewaren bij -80 ° C tot analyse. </li></ol></li></ol> 4. Sample Analysis OPMERKING: Alle monsters voor dit protocol werden geanalyseerd door middel van een extern laboratorium met behulp van vloeistofchromatografie-tandem massaspectrometrie (LC - MS / MS), die berekende de paclitaxel concentraties als volgt: <ol><li> Uittreksel paclitaxel uit monsters. Homogeniseer weefselmonster in 0,1% azijnzuur, 50% methanol voor extractie. Extract paclitaxel door vloeistof / vloeistof extractie met methyl-tert-butylether (MTBE) versterkt met een interne analoge (docetaxel) standaard. Verwijder MTBE en droge monsters. Resuspendeer in 50% acetonitril, 0,1% azijnzuuroplossing. </li><li> Bereid kalibratiestandaarden. Voeg een bekende concentratie van paclitaxel C57BL / 6 matrix dient een uiteindelijke reeks standaarden te verkrijgen (van 1 tot 20.000 ng / ml voor plasmamonsters van 0,1 tot 5000 ng / ml voor weefselmonsters). Extract normen in tweevoud, volgens dezelfde methode als voor de proefmonsters hierboven. Meet paclitaxel piek in monsters met behulp van HPLC / MS / MS met behulp elektrosprayionisatie. </li><li> Bereken concentratie met de oppervlakteverhouding van paclitaxel interne standaard. Gebruik kalibratiestandaarden een standaardcurve en geïnterpoleerd proefmonsters maken door geschikte op de curve. Normaliseren concentratie van onderzoek monsters door het gewicht vanaf monster voor homogenisering. </li></ol>

<ol><li>Gallo, J. M., Li, S., Guo, P., Ma Reed, K., J, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Effect+of+P-Glycoprotein+on+Paclitaxel+Brain+and+Brain+Tumor+Distribution+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">The Effect of P-Glycoprotein on Paclitaxel Brain and Brain Tumor Distribution in Mice.</a> Cancer Research. 63 (16), 5114-5117 (2003).</li>
<li>Sonnichen, D. S., Relling, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+Pharmacokinetics+of+Paclitaxel%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Pharmacokinetics%22%5BJournal%5D)">Clinical Pharmacokinetics of Paclitaxel.</a> Clinical Pharmacokinetics. 27 (4), 256-269 (1994).</li>
<li>Gianni, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonlinear+Pharmacokinetics+and+Metabolism+of+Paclitaxel+and+Its+Pharmacokinetic+%2F+Pharmacodynamic+Relationship+in+Humans%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Clinical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Nonlinear Pharmacokinetics and Metabolism of Paclitaxel and Its Pharmacokinetic / Pharmacodynamic Relationship in Humans.</a> Journal Clinical Oncology. 13 (1), 180-190 (1995).</li>
<li>Sparreboom, A., Van Tellingen, O., Nooijen, W. J., Beijnen, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonlinear+Pharmacokinetics+of+Paclitaxel+in+Mice+Results+from+the+Pharmaceutical+Vehicle+Cremophor+EL%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Nonlinear Pharmacokinetics of Paclitaxel in Mice Results from the Pharmaceutical Vehicle Cremophor EL.</a> Cancer Research. 56 (9), 2112-2115 (1996).</li>
<li>Sparreboom, A., Van Tellingen, O., Nooijen, W. J., Beijnen, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+paclitaxel+and+metabolites+in+mouse+plasma%2C+tissues%2C+urine+and+faeces+by+semi-automated+reversed-phase+high-performance+liquid+chromatography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chromatography+B%3A+Biomedical+Sciences+and+Applications%22%5BJournal%5D)">Determination of paclitaxel and metabolites in mouse plasma, tissues, urine and faeces by semi-automated reversed-phase high-performance liquid chromatography.</a> Journal of Chromatography B: Biomedical Sciences and Applications. 664, 383-391 (1995).</li>
<li>Bradshaw-Peirce, E. L., Eckhardt, S. G., Gustafson, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Physiologically+Based+Pharmacokinetic+Model+of+Docetaxel+Disposition%3A+from+Mouse+to+Man%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">A Physiologically Based Pharmacokinetic Model of Docetaxel Disposition: from Mouse to Man.</a> Clinical Cancer Research. 13, 2768-2778 (2007).</li>
<li>Eiseman, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma+Pharmacokinetics+and+Tissue+Distribution+of+Paclitaxel+in+CD2F1+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Chemotherapy+and+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Plasma Pharmacokinetics and Tissue Distribution of Paclitaxel in CD2F1 Mice.</a> Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 34 (6), 465-471 (1994).</li>
<li>Schinkel, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normal+Viability+and+Altered+Pharmacokinetics+in+Mice+Lacking+mdr1-type+%28drug-transporting%29+P-glycoproteins%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Nat.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Normal Viability and Altered Pharmacokinetics in Mice Lacking mdr1-type (drug-transporting) P-glycoproteins.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 94, 4028-4033 (1997).</li>
<li>Fraser, I. J., Dear, G. J., Plumb, R., L’Affineur, M., Fraser, D., Skippen, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Use+of+Capillary+High+Performance+Liquid+Chromatography+with+Electrospray+Mass+Spectrometry+for+the+Analysis+of+Small+Volume+Blood+Samples+from+Serially+Bled+Mice+to+Determine+the+Pharmacokinetics+of+Early+Discovery+Compounds%5BTitle%5D)+AND+%22Rapid+Communications+in+Mass+Spectrometry%22%5BJournal%5D)">The Use of Capillary High Performance Liquid Chromatography with Electrospray Mass Spectrometry for the Analysis of Small Volume Blood Samples from Serially Bled Mice to Determine the Pharmacokinetics of Early Discovery Compounds.</a> Rapid Communications in Mass Spectrometry. 13 (23), 2366-2375 (1999).</li>
<li>Bateman, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduction+of+Animal+Usage+by+Serial+Bleeding+of+Mice+for+Pharmacokinetic+Studies%3A+Application+of+Robotic+Sample+Preparation+and+Fast+Liquid+Chromatography+%E2%80%93+Mass+Spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chromatography+B%3A+Biomedical+Sciences+and+Applications%22%5BJournal%5D)">Reduction of Animal Usage by Serial Bleeding of Mice for Pharmacokinetic Studies: Application of Robotic Sample Preparation and Fast Liquid Chromatography – Mass Spectrometry.</a> Journal of Chromatography B: Biomedical Sciences and Applications. 754 (1), 245-251 (2001).</li>
<li>Berndt, K., Vogel, J., Buehler, C., Vogt, P., Born, W., Fuchs, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+for+repeated+drug+infusion+into+the+femoral+artery+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Assoc.+Lab+Animal+Sci%22%5BJournal%5D)">A new method for repeated drug infusion into the femoral artery of mice.</a> J. Am. Assoc. Lab Animal Sci. 51 (6), 825-831 (2012).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Squibb+%26+Sons%2C+L.L.C.%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Information+for+TAXOL+%28Paclitaxel%29+Injection%22%5BJournal%5D)">Squibb & Sons, L.L.C.</a> Drug Information for TAXOL (Paclitaxel) Injection. , Bristol-Myers Squibb Company. (2011).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abraxis+BioScience+L.L.C%5BTitle%5D)+AND+%22Full+Prescribing+Information+ABRAXANE+for+Injectable+suspension+%28paclitaxel+protein-bound+particles+for+injectable+suspension%29+%28albumin-bound%29%22%5BJournal%5D)">Abraxis BioScience L.L.C.</a> Full Prescribing Information ABRAXANE for Injectable suspension (paclitaxel protein-bound particles for injectable suspension) (albumin-bound). , Celgene Corporation. (2013).</li>
<li>Fergusson, G., Ethier, M., Zarrouki, B., Fontés, G., Poitout, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Model+of+Chronic+Nutrient+Infusion+in+the+Rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat.</a> J. Vis. Exp. (78), (2013).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

Halsslagader infusie is een belangrijke techniek in dit onderzoek van paclitaxel farmacokinetiek. Halsslagader infusie is een methode om snel de gehele bloedsomloop 14 verdelen drug. De 3 uur infusie is een dichter nabootsing van klinische toediening van geneesmiddelen zoals taxanen dan bolus injecties. De operatie betrouwbaar kan worden uitgevoerd door een enkel individu, chirurgie is relatief kort, en rendement zijn&gt; 75%. Na monsters worden verzameld, moeten ze worden geanalyseerd door de geschikte metho...

Geneesmiddel infusie via de carotis betrouwbaar en reproduceerbaar uitgevoerd door optimalisatie apparatuur en technieken. De procedure is niet ingewikkeld, maar het vereist een nauwkeurige controle en aandacht voor detail. Superieure zorg en handigheid nodig zijn halsslagader isoleren en een katheter, die in het algemeen kan worden verkregen door oefening. Chirurgie door een ervaren technicus mag niet meer dan een uur. Na succesvolle operaties dient de muis normale en gezonde verschijnen (hoewel de muis kan reageren op de werkelijke geneesmiddelinfuus) en geneesmiddel (en) kunnen in een gecontroleerde uniforme continue dosering worden toegediend. Bloedmonsters moeten worden genomen van een andere dan de halsslagader site; retro-orbitale bloedingen bleken gemakkelijk te verzamelen en bevredigende analyse van geneesmiddelconcentraties. Katheters van optimale grootte en de vorm zijn van onschatbare waarde in het uitvoeren van een succesvolle infusie 11. We vonden de katheters beschikbaar commercially vaak te groot en / of te flexibel zijn dat gemakkelijke toegang tot de muis carotide slagader. Het bleek beter om fashion katheters uit de polyethyleen buis gebruikt om de muis aan te sluiten op het infuus spuit. Dus alle slangen, connectors en naalden waren consistente afmetingen, die Infusiesamenstel vereenvoudigd. Met deze techniek is het niet noodzakelijk om de punt van de katheter te duwen in de slagader voorbij het punt waar het nog zichtbaar, en bloedtoevoer naar de halsslagader niet hersteld nadat de katheter aanvankelijk bevestigd. Dit vermindert het gevaar van doorboren de slagader of met de katheter geduwd door de hoge druk van de bloedstroom. De katheter ontwerp hoeft hierin niet voorzien van een &quot;bump&quot; om het op zijn plaats houden, dus het veiligstellen van de katheter goed met hechtingen en chirurgische tape is een prioriteit. Infusies voorkeur gemeenschappelijke iv bolus injecties, een betere nabootsing van klinische toediening vangeneesmiddelen zoals taxanen 3, 12, 13. De hier beschreven techniek werd oorspronkelijk ontwikkeld om infusie toe in muismodellen waarbij toegang tot de jugulaire of femorale vene werd uitgesloten door mammaire tumorgroei en / of overmatige vascularisatie van het inbrenggebied. Deze methode kan vaak aangewezen zijn, zelfs in tumorvrije muizen: hoewel het isoleren en catheterizing de carotis wordt iets meer invasieve, vonden we het beter om de halsader, omdat de neiging van de halsader muur te rippen resulteerde in meer mislukte inserties en mislukkingen te voltooien de 3 hr tijdsverloop. Hoewel de hier getoonde resultaten zijn uit C57BL / 6J (in-house gefokt) muizen, we hebben deze techniek gebruikt om met succes bezielen paclitaxel in verschillende stammen van muizen, waaronder FVB en mixed-stammen, met de farmacokinetiek bij muismodellen transgenically gemanipuleerd volgen naar down-reguleren cellulaire transporter functies. Het bloed en weefsel monsters toonde verwachte niveaus van paclitaxel, in het bereik van het niveau na halsslagader infusies 1. Deze techniek kan worden verwacht dat even goed in andere muismodellen en met andere infusievloeistoffen.

<table><tbody><tr><td>Polyethylene tubing 0.024&rdquo; OD X 0.011&rdquo; ID&nbsp;</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>PE10</td><td></td></tr><tr><td>3 Blunted needles (30 gauge)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>NB-30</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel port plug (28 gauge)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>PP-28</td><td>Iets groter dan PE buis ID, om goed te passen en een strakke afdichting te behouden.</td></tr><tr><td>2 Stainless steel connector plugs (30 gauge)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>C-30</td><td></td></tr><tr><td>Three 1 cc syringes</td><td>Becton, Dickinson and Co.</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Sterile 0,9% Saline oplossing</td><td>Hospira</td><td>0409-7984-37</td><td></td></tr><tr><td>Cath-Loc HGS Heparine/Glyceroloplossing&nbsp;</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>HGS</td><td></td></tr><tr><td>Zijde draad</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>SUT-S&nbsp;113</td><td></td></tr><tr><td>Vanna Schaartjes (micro-schaar)</td><td>World Precision Instruments</td><td>14122</td><td>Dit model heeft een gebogen punt, maar schaar met rechte punt werkt ook.</td></tr><tr><td>Hartman Mesquito Hemostatische Forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>501705</td><td></td></tr><tr><td>Betadine Swabsticks</td><td>Perdue Products L.P.</td><td>BSWS1S</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaine</td><td>Hospira</td><td>0409-1160-01</td><td>Kan worden vervangen door Lidocaine, of vergelijkbare lokale anesthesie.</td></tr><tr><td>Paclitaxel</td><td>LC Laboratories</td><td>P-9600</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>32213</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Hematocriet Capillaire Buizen, Geheparineerd</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-362-566</td><td></td></tr><tr><td>Micro Capillaire Buis Dichting&nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-678</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J muizen</td><td>Fox Chase Cancer Center, Laboratory Animal Facility in-house gefokt</td><td></td><td></td></tr><tr><td>API 4000 Q-Trap massaspectrometer</td><td>Applied Biosystems</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

halsslagader infusions voor farmacokinetische en farmacodynamische analyse van taxanen in muizen

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

Wanneer voorstelt een geneesmiddel, drug combinatie of geneesmiddelafgifte in een nieuw systeem, moet men de farmacokinetiek van het geneesmiddel in kwestie in de studie model. Aangezien het gebruik van muizenmodellen vaak een belangrijke stap in preklinische ontdekking van geneesmiddelen en ontwikkeling van geneesmiddelen 1-8, moet een systeem drugs introduceren in muizen in een uniforme, reproduceerbare wijze te ontwerpen. Idealiter zou het systeem de inzameling van bloed monsters kunnen op regelmatige tijdstippen gedurende een ingestelde tijd natuurlijk. De mogelijkheid om geneesmiddelconcentraties door massaspectrometrie gemeten, heeft onderzoekers toegestaan ​​om de veranderingen in plasmaspiegels van het geneesmiddel in de tijd volgen individuele muizen 1, 9, 10. In deze studie werd paclitaxel in transgene muizen geïntroduceerd als een continue arteriële infusie gedurende drie uur, terwijl bloedmonsters tegelijkertijd werden genomen door retro-orbitale bloedingen op vaste tijdstippen. Halsslagader infusies een mogelijk alternatief voor halsader infusies, wanneer factoren zoalsborsttumoren of andere obstakels maken halsader infusies onpraktisch. Met deze techniek paclitaxel concentraties in plasma en weefsel bereikt hetzelfde niveau ten opzichte jugularis infusie. In deze tutorial zullen we laten zien hoe succesvol katheteriseren de halsslagader door het opstellen van een geoptimaliseerde katheter voor het individu muismodel, vervolgens laten zien hoe in te voegen en maak de katheter in de muis halsslagader en haal het uiteinde van de katheter via de rug van de muis nek en haak de muis een pomp een gecontroleerde snelheid van geneesmiddelafgifte instroom leveren. Meerdere laag volume retro-orbitale bloedingen zorgen voor de analyse van plasma concentraties van het geneesmiddel in de tijd.

<html> Paclitaxel distributie op voorspelbare patronen tijdens een 3 uur doseringsschema van 15 min snelle infusie, gevolgd door 165 min langzame infusie. Figuur 1 toont een vergelijking van halsader-infusie plasma paclitaxel concentraties en halsslagader-infusies. De paclitaxel concentraties dalen snel in de eerste 15 min na een eerste hoog volume infusie, en daarna afvlakken in de komende 150 min. Ter vergelijking, paclitaxel niveaus in een slechte infusie beginnen relatief...

Deze methode is ontwikkeld met als doel het leveren van een constante geneesmiddeloplossing via de halsslagader, de farmacokinetiek van nieuwe geneesmiddelen evalueren muismodellen.

Halsslagader Infusions voor farmacokinetische en farmacodynamische analyse van Taxanen in Muizen

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Het algemene doel van deze procedure is om een medicijn van belang door de halsslagader in te brengen om het farmacokinetische profiel van het medicijn te analyseren. Dit wordt bereikt door eerst een aangepaste katheter te maken van polyethyleenbuis en deze vervolgens in de muis halsslagader te bevestigen. Vervolgens wordt de muis aangesloten op een geautomatiseerde infusiepomp via de halsslagaderkatheter.In de laatste stap wordt het medicijn met een constante snelheid in de muis geïnfundeerd en worden er regelmatig bloedmonsters genomen. Uiteindelijk wordt vloeistofchromatografie, massaspectrometrie gebruikt om de concentratie van het medicijn in het weefsel en plasmamonsters te bepalen. Het belangrijkste voordeel van deze techniek boven bestaande methoden zoals bolus, intraperitoneale of staartveneninspuiting of halsslagaderinfusie, is dat het representatief is voor klinische infusiesnelheden, evenals over het algemeen gemakkelijker uit te voeren dan halsslagaderinbrenging.Deze methode kan belangrijke vragen in de farmacologie beantwoorden, zoals wat is de in vivo verdeling van een medicijn, of we kunnen bepalen of een remmer of modulator de functie van het eiwit beïnvloedt. Om een katheter voor het experiment voor te bereiden, stelt u eerst een lage constante vlam in op een bunsenbrander. Houd vervolgens een stuk buis dicht bij de vlam om het polyethyleen te verzachten.Wanneer de buis begint te smelten, trekt u langzaam de twee uiteinden uit elkaar om een ​​dun stuk buis te maken, ongeveer 0,25 millimeter in diameter. Snijd vervolgens een afgeschuinde uiteindje in de buis ongeveer 0,75 centimeter langs het dunne gedeelte, en haal vervolgens het uiteinde snel door de vlam om het lichtjes afgerond en vergroot te laten worden. Het uiteinde zal iets naar achteren haken, wat zal helpen om de buis tijdens het inbrengen in de ader te verankeren.Snijd de buis 6,0 centimeter vanaf het punt waar het begint te verdunnen om een katheter te maken, en vul vervolgens een spuit uitgerust met een afgeronde naald met 200 microliters heparineoplossing. Steek de naald in de brede kant van de katheter en vul de katheter met heparine. Zorg ervoor dat er geen luchtbellen ontstaan.Bewaar vervolgens de naald en katheter op een steriele locatie om de halsslagader te isoleren. Begin met het maken van een snede van één centimeter langs de rechterkant van de middellijn van de nek van het dier, en gebruik vervolgens een pincet om het vet en de spieren te scheiden en de luchtpijp bloot te leggen. De halsslagader loopt parallel aan de luchtpijp.Scheed vervolgens voorzichtig het bindweefsel dat de ader bedekt en trek lichtjes de zenuw van de VAs-zenuw opzij. Steek het pincet in de ruimte tussen de halsslagader en de zenuw van de VAs en open voorzichtig het pincet om een ​​spleet in het fascia te maken. Trek voorzichtig de zenuw weg van de ader en maak een ruimte vrij van de vork aan het voorste uiteinde nabij de keelholte tot het meest verre blootgestelde achterste uiteinde, waarbij minimaal een lengte van drie millimeter van de ader wordt geïsoleerd.Gebruik vervolgens een pincet om een ​​zijden draad onder de ader te trekken en maak een stevige knoop om de ader zo dicht mogelijk bij het voorste uiteinde te sluiten. Nadat een tweede draad is geplaatst, maak een intrekbare knoop om de ader zo dicht mogelijk bij het achterste uiteinde tijdelijk te sluiten. Gebruik vervolgens een derde draad om een ​​zeer losse knoop te binden tussen de eerste twee steken om de katheter snel te bevestigen na plaatsing.Om de katheter in te brengen, grijpt u de onderste knoop om de ader lichtjes te spannen. Snijd vervolgens de ader boven en heel dicht bij de voorste draad. Zorg ervoor dat u niet te diep snijdt.Controleer de insnijding om er zeker van te zijn dat de opening niet is verstopt. Verwijder de met heparine gevulde katheter van de naald van de spuit en manipuleer vervolgens de katheter aan beide uiteinden om het afgeschuinde uiteinde in een comfortabele hoek naar beneden en iets naar de dominante hand te positioneren, zonder grote luchtzakken te maken.Terwijl u de draad vasthoudt om de ader lichtjes gespannen te houden, steekt u voorzichtig de katheter in de insnijding. Gebruik vervolgens het pincet om de voorste draad vast te pakken en trek de ader voorzichtig over de katheter. Laat de katheter en de voorste draad voorzichtig los.Vervolgens verstevigt u de middelste knoop om de katheter dicht bij de ingang van de katheter in de ader te bevestigen, zorg ervoor dat u de doorstroming door de katheter niet belemmert. Maak een strakke drievoudige knoop met de middelste draad en gebruik vervolgens de voorste draad om de katheter onder de ingang van de ader op zijn plaats te bevestigen. Gebruik nu een verbindingsplug om een ​​zoutleiding aan de katheter te bevestigen, zorg ervoor dat er geen luchtbellen ontstaan.Pak vervolgens de uiteinden van de achterste draad en trek er voorzichtig aan om de knoop los te maken, manoeuvreer de draad langs de ader en over het uiteinde van de katheter zonder de draad te verwijderen. Het bloed zou in de katheter moeten stromen wanneer de doorstroming onbelemmerd lijkt. Gebruik de draad van de achterste draad om een ​​extra knoop iets boven de middelste draad te binden.Spoel vervolgens de katheter van bloed en gebruik een klemmen om het uiteinde van de katheter dicht bij de verbindingsplug te klemmen. Vervang de verbinding door een poortplug om het uiteinde van de katheter af te sluiten en verwijder de klemmen. Gebruik vervolgens een paar pincetten om de katheter net onder de voorste draad vast te houden en een ander pincet om een ​​kink in de katheter te duwen, zodat deze gemakkelijk naar de zijkant kan buigen na het maken van een tweede kink.Op dezelfde manier draait u de muis op zijn linkerkant en reinigt u het gebied onder en net achter het oor van het dier met 70% ethanol en povidonjodium. Wanneer het gebied is gedesinfecteerd, maakt u een kleine snede van vier millimeter in de huid. Gebru

carotid-artery-infusions-for-pharmacokinetic-pharmacodynamic-analysis

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

Dit beschrijft een gedeeltelijke carotis ligatie chirurgie, die verstoord stromingscondities en verdere ontwikkeling van atherosclerose (in twee weken) oorzaken met plaque neo-vascularisatie (in vier weken) in de muis gemeenschappelijke halsslagader. We beschrijven ook een nieuwe methode van RNA isolatie van de halsslagader intima, het verstrekken van hoge zuiverheid endotheliale RNA.

Een model van Disturbed Flow-geïnduceerde atherosclerose in Muis halsslagader op een gedeelte van ligatie en een eenvoudige methode van RNA isolatie van carotis Endotheel

De beperkende manchet die in dit artikel is bedoeld om atherosclerose te induceren in de muis gemeenschappelijke halsslagader. Door de conische vorm van de binnenste lumen van de geïmplanteerde cuff genereert goed gedefinieerde gebieden met een lage, hoge en oscillerende shear stress triggering de ontwikkeling van atherosclerotische letsels van verschillende inflammatoire fenotypes.

Implantatie van een carotis Cuff voor het activeren van Shear-stress geïnduceerde atherosclerose in Muizen

Source: Leda, A. R., et al. Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery. J. Vis. Exp. (2017)This video demonstrates a microsurgical procedure designed to facilitate the targeted infusion of a test substance into the brain via the internal carotid artery (ICA). The procedure involves precise suturing and vascular manipulation to temporarily restrict blood flow, ensuring controlled delivery. A capillary tube is inserted into...

Targeted Substance Delivery to the Mouse Brain via Infusion into the Internal Carotid Artery

Wij beschrijven hierin de methode van op fiber gebaseerde confocale fluorescente microscopie (FCFM) gebaseerde beeldvorming, die een innovatieve manier biedt om fysiologische fenomenen op cellulair en subcellulair niveau bij dierlijke onderwerpen te begrijpen.

Chemotherapie-geïnduceerde vaattoxiciteit - Real-time<em&gt; In vivo</em&gt; Beeldvorming van Vessel Impairment

Het huidige protocol beschrijft een microchirurgie-infusietechniek bij muizen, die stoffen effectief rechtstreeks in de hersenen afgeeft via de interne halsslagader.

Mouse Microchirurgie Infusion Techniek voor gerichte afgifte van een substantie in het centraal zenuwstelsel via De interne halsslagader

Brain metastase is uitgegroeid tot een dringende onvervulde medische noodzaak als de incidentie is toegenomen, terwijl de therapeutische opties palliatieve zijn gebleven. Het creëren van experimentele diermodellen van de hersenen metastase via intracarotid arteriële injectie van kankercellen vergemakkelijkt mechanistische studies van de ziekte biologie en de evaluatie van nieuwe interventies regimes.

Intracarotid Cancer Cell Injection aan muismodellen van Brain metastase Produce

We presenteren een methode voor het isoleren van endotheelcellen en kernen uit het lumen van muiscarotisslagaders die zijn blootgesteld aan stabiele of verstoorde stroomomstandigheden om eencellige omics-experimenten uit te voeren.

Isolatie van endotheelcellen uit het lumen van muisslagaders voor eencellige multi-omics-experimenten

Hersenmetastase is een oorzaak van ernstige morbiditeit en mortaliteit bij kankerpatiënten. De meeste muismodellen voor hersenmetastasen worden gecompliceerd door systemische metastasen die de analyse van mortaliteit en therapeutische interventie-uitkomsten verstoren. Hier gepresenteerd is een protocol voor interne carotisinjectie van kankercellen dat consistente intracraniale tumoren produceert met minimale systemische tumoren.

Modellering van hersenmetastase door interne halsslagaderinjectie van kankercellen

Tumoren van het centrale zenuwstelsel (CZS) zijn de belangrijkste oorzaak van kankergerelateerde sterfte bij kinderen, en locoregionale immuungebaseerde therapieën worden steeds vaker getest voor patiënten in klinische onderzoeken. Dit protocol beschrijft methoden voor locoregionale canule-implantatie bij muizen voor de preklinische evaluatie van immunotherapeutische infusies gericht op CZS-tumoren.

Intracraniële canule-implantatie voor seriële locoregionale chimere antigeenreceptor (CAR) T-celinfusies bij muizen

Reparatie van de slagader in een muismodel na injectie zorgt ervoor dat het bloed weer naar de slagader stroomt zonder de verdeling van het geïnjecteerde materiaal negatief te beïnvloeden. Reparatie op de injectieplaats vergemakkelijkt volgende injecties via dezelfde slagader en voorkomt cerebrale ischemie bij muizenstammen die geen volledige Circle of Willis hebben.

Het vergemakkelijken van herhaalde intracarotisinjecties in muismodellen door een nieuwe techniek voor het herstellen van de injectieplaats

Het huidige protocol beschrijft een gestandaardiseerde chirurgische methode voor de inductie van halsslagaderaneurysma's in een muizenmodel door middel van een enkele chirurgische ingreep.

Een muizenmodel van de vorming van een aneurysma van de halsslagader

Leer een halsslagaderinfusiemethode voor farmacokinetische analyses van taxanen bij muizen. Deze techniek gebruikt een aangepaste katheter en een geautomatiseerde pomp voor gestage toediening van geneesmiddelen.

Halsslagader Infusions voor farmacokinetische en farmacodynamische analyse van Taxanen in Muizen

Meer video's verkennen