Een zeer reproduceerbare en eenvoudige methode om te presteren In Vivo Oculaire Enucleatie in de muis na opening van de ogen
6 oktober 2014
Het verwijderen van de ogen, ook wel enucleatie, een bruikbare strategie om aspecten van de visuele, cross-modale en ontwikkelingsplasticiteit bestuderen langs de zoogdieren visuele systeem is omdat het leidt tot onomkeerbare gedeeltelijke (monoculair) of volledige (binoculair) verlies van gezichtsvermogen. Hier beschrijven we een zeer reproduceerbare en duidelijke aanpak om te presteren in vivo enucleatie.
Het algemene doel van deze procedure is om met succes een oog van een verdovde muis op een zeer eenvoudige en reproduceerbare manier te verwijderen. Dit wordt bereikt door eerst de oogbol te verplaatsen door voorzichtig op de canthus te drukken met een gebogen pincet. De tweede stap van de procedure is om het pincet achter het oog te leiden, om de oogzenuw stevig vast te grijpen.
De derde stap is om circulaire bewegingen te maken. Met de hand die het pincet vasthoudt, zal het lichaam van de muis in dezelfde richting bewegen. De laatste stap is om geleidelijk de snelheid van de bewegingen te verhogen om constricție van de oogzenuw te garanderen, wat resulteert in het loslaten van de oogbol.
Uiteindelijk kan het oog worden gebruikt om de visuele weg van de AFR longitudinaal te bestuderen door bijvoorbeeld verschillende processen van sensorische deprivatieplasticiteit in de hersenen van de muis te onthullen. Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van bestaande methoden, die vaak het gebruik van hechting en stompe dissectie omvatten, is dat onze methode gewoon gebaseerd is op de constricție van de oogzenuw, wat resulteert in minimaal tot geen bloeding en zeer eenvoudig te leren is. Begin met het verdoven van de muis door een intraperitoneaal injectie van een mengsel van ketamine en meine in zoutoplossing te geven.
Bevestig de sedatie door de reflexen van de muis te controleren. Knijp in de tenen met pincet en controleer op een reflexreactie. Als er geen reactie is, gebruik dan een wattenstaafje en 70%ethanol om de oogleden en het gebied rond het oog te reinigen.
Als er geen ooglimkreactie is, gaat u door met de enucleatie van het oog. Leg de muis op een stabiel, vlak, glad en droog oppervlak. Steriliseer de uiteinden van het gebogen gekartelde pincet in een glaskralensterilisator.
De beste puntgrootte om te gebruiken is 0,5 bij 0,4 millimeter. Druk vervolgens voorzichtig op de canthus met het pincet totdat de oogbol uit de holte wordt verplaatst en de oogzenuw bereikbaar is. Leid vervolgens het pincet achter het oog en druk stevig op de oogzenuw en houd deze vast met de oogzenuw vastgegrepen. Begin langzaam met het bewegen van het pincet in cirkels in de richting van de minste weerstand.
Houd de muis tegen de operatietafel, de muis moet worden vastgezet. Het lichaam moet ook bewegen. Verhoog geleidelijk de snelheid totdat na zeven tot vijftien cirkelvormige bewegingen de oogzenuw construeert en de oogbol loslaat.
Als de rotaties te snel zijn of het pincet te hard wordt getrokken, zal de zenuw voortijdig breken en pijn volgen. Begin met het omkeren van de anesthesie. Geef de muis een intraperitoneaal injectie van aamaz all hydrochloride in zoutoplossing.
Geef vervolgens intramusculair 0,05. Milliliters van voorbereid pijnstiller zoals meloxicam en analgesie moet elke 24 uur worden toegediend. Breng nu oogzalf aan op het overgebleven oog om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.
Als dit vóór de operatie was aangebracht, zou het op de tafel zijn gesmeerd. Verplaats de muis naar een kooige, controleer de lichaamstemperatuur van de muis met behulp van een verwarmingsplaat of een deken terwijl het dier herstelt wanneer het dier motorische controle herkrijgt, breng het terug naar zijn kooige. Een succesvolle verwijdering van het oog wordt gekenmerkt door de afwezigheid van bloeding of enige duidelijke fysieke schade aan het orbitale weefsel of de oogkas.
Het enucleatieoog moet kenmerken van een intacte bol hebben, zoals een glad hoornvlies en choroïde. De oogzenuw moet worden beperkt aan de basis van de retina. De resterende lengte van de zenuw op het dier moet een schone snede vertonen en het omringende hersengebied mag niet worden beschadigd.
Er werd een experiment uitgevoerd met behulp van deze technieken, gevolgd door detectie van Z 2 68 mRNA door radioactief in C twee hybridisatie om visueel geïnduceerde neuronale activiteit in de hersenschors te ontdekken. In tegenstelling tot visueel gestimuleerde controles vertoonden muizen met beide ogen en nucleair basale activiteit in de linker en rechter visuele cortex als gevolg van volledige gebrek aan visuele input. Als zodanig werden de grenzen tussen visueel met niet-visuele cortex ontdekt.
Monoculaire enucleatie onthulde de twee monoculaire gedreven gebieden als hypoactief in de visuele cortex contralateraal aan de verwijderde verf. Deze gebieden bevinden zich mediaal en lateraal aan de centrale binoculaire zone. Eenmaal beheerst, kan deze techniek in minder dan een minuut worden uitgevoerd als deze correct wordt uitgevoerd.
Daarom biedt het een efficiënte methode om activiteit, plasticiteit of andere fenomenen in de ENT-visuele weg te onderzoeken.
Overzicht
Dit artikel presenteert een eenvoudige methode voor het uitvoeren van in vivo enucleatie bij muizen, waardoor onderzoekers visuele en cross-modale plasticiteit kunnen bestuderen. De techniek minimaliseert bloedingen en is gemakkelijk aan te leren, waardoor deze geschikt is voor diverse experimentele toepassingen.
Belangrijkste studiecomponenten
Wetenschappelijk gebied
- Neurowetenschappen
- Visueel Systeem
- Plasticiteitsonderzoek
Achtergrond
- Enucleatie veroorzaakt visusverlies, wat studies naar visuele verwerking vergemakkelijkt.
- De procedure maakt het mogelijk om de effecten van sensorische deprivatie op de hersenen te onderzoeken.
- Bestaande methoden maken vaak gebruik van complexe technieken die tot complicaties kunnen leiden.
- Deze methode beoogt een veiliger en efficiënter alternatief te bieden.
Doel van de studie
- Om een reproduceerbare techniek te beschrijven voor het verwijderen van de ogen bij muizen.
- Om de studie naar visuele banen en plasticiteit in de hersenen mogelijk te maken.
- Om bestaande enucleatiemethoden te verbeteren.
Gebruikte methoden
- Anesthesie van de muis met behulp van een mengsel van ketamine en zoutoplossing.
- Verplaatsing van de oogbol met behulp van gebogen pincetten.
- Het vastpakken en afknellen van de oogzenuw om de oogbol los te maken.
- Postoperatieve zorg, inclusief pijnstilling en het monitoren van het herstel.
Belangrijkste resultaten
- De techniek resulteerde in minimale bloedingen en intacte omliggende weefsels.
- Geënucleerde muizen vertoonden een veranderde neuronale activiteit in de visuele cortex.
- Monoculaire enucleatie onthulde hypoactiviteit in specifieke visuele regio's.
- De procedure kan efficiënt in minder dan één minuut worden uitgevoerd.
Conclusies
- De beschreven enucleatiemethode is effectief voor het bestuderen van visuele plasticiteit.
- Het biedt een betrouwbare aanpak voor het onderzoeken van de effecten van sensorische deprivatie.
- Toekomstige studies kunnen deze techniek benutten voor diepere inzichten in de visuele verwerking.
Veelgestelde vragen
Industriële relevantie voor executives
Betrouwbare in vivo occulaire enucleatie bij muizen maakt high-throughput onderzoek naar de plasticiteit van het visuele systeem en mechanismen van sensorische deprivatie mogelijk, wat vroege targetvalidatie in de neurobiologie ondersteunt. De reproduceerbaarheid en operationele eenvoud van de methode verminderen procedurele variabiliteit, waardoor het voorspellend vertrouwen in downstream analyses wordt vergroot. Deze mogelijkheid is strategisch relevant voor biofarmaceutische teams die robuuste preklinische modellen zoeken om neurale adaptatie en cross-modale plasticiteit te onderzoeken.
Strategische toepassingen in biofarmaceutisch R&D
Vroege ontdekking & targetvalidatie
- Maakt gecontroleerde deafferentatiemodellen mogelijk voor mechanistische studies naar neurale plasticiteit.
- Ondersteunt functionele targetvalidatie door sensorische inputvariabelen in vivo te isoleren.
- Faciliteert hypothesegestuurd onderzoek naar de adaptatie van de visuele route.
Screening & Assayontwikkeling
- Biedt gestandaardiseerde preparatie van diermodellen voor reproduceerbare fenotypische screening.
- Garandeert minimale weefselschade en een consistent postoperatief herstel, wat de betrouwbaarheid van de assay ondersteunt.
- Maakt kwantitatieve beoordeling van veranderingen in neuronale activiteit na sensorische deprivatie mogelijk.
Translationeel & Preklinisch Onderzoek
- Sluit aan bij ziekterelevante modellen voor het bestuderen van neuroplasticiteit en sensorisch verlies.
- Ondersteunt de continuïteit van ontdekking tot preklinische validatie van neurale targets.
- Vermindert het biologische risico door het mogelijk maken van een robuuste, schaalbare generatie van diermodellen.
Integratie van Pipeline & Workflow
Deze enucleatiemethode past binnen het continuüm van vroege ontdekking tot preklinisch onderzoek en biedt een basis voor mechanistische risicoreductie en targetvalidatie in neurobiologisch onderzoek.
- Ontdekkingsbiologie: Faciliteert het testen van nulhypotheses door het mogelijk maken van nauwkeurige verwijdering van sensorische input.
- Screening: Levert reproduceerbare diermodellen voor daaropvolgende kwantitatieve assays.
- Analytiek: Ondersteunt de meting van neuronale activiteit en corticale plasticiteit na enucleatie.
- Translationeel onderzoek: Slaat een brug tussen fundamentele ontdekkingen en preklinische modellen van sensorische deprivatie.
- Hergebruik in de praktijk: Biedt een schaalbaar protocol met lage variabiliteit dat aanpasbaar is voor diverse knaagdiermodellen.
Operationele & Bedrijfsimpact
- Wetenschappelijke waarde: Verhoogt het voorspellend vertrouwen in studies naar neurale adaptatie en doelvalidatie.
- Operationele waarde: Standardiseert de voorbereiding van dieren, waardoor de trainingslast en procedurele variabiliteit worden verminderd.
- Strategische waarde: Maakt efficiënte go/no-go-beslissingen mogelijk in portfolio's die gericht zijn op neuroplasticiteit.
- Impact op portfolio: Ondersteunt risico-gecorrigeerde prioritering van neurale targets en pathways.
Overwegingen voor implementatie
- Vereist bekwaamheid in anesthetie van knaagdieren en microsurgische handelingen.
- Toegang tot gesteriliseerde gebogen pincetten en infrastructuur voor postoperatieve zorg is noodzakelijk.
- Standaardisatie tussen teams is vereist voor reproduceerbaarheid in multi-center studies.
- Aanpassing aan andere knaagdiersoorten is mogelijk met kleine wijzigingen.
- Niet geschikt voor analyse van retinaal weefsel vanwege mogelijke procedurele beschadiging.
