Name: De Swimmeret Systeem van rivierkreeftjes: Een praktische gids voor de dissectie van de Nerve Koord en extracellulaire Opnamen van de Motor van het Patroon (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 45 s
Description: Leer de dissectie van het abdominale zenuwstelsel van rivierkreeften voor elektrofysiologisch onderzoek naar fictieve locomotie. Deze methode maakt extracellulaire opnamen van zwemvliesmotorneuronen mogelijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wij bedanken Jos Burgert voor het helpen met een aantal van de cijfers. We zijn dankbaar voor Ingo Selbach (en de groep &quot;Edelkrebsprojekt NRW&quot;) voor zijn inspanningen om het lab te voorzien van proefdieren. Wij danken Anna C. Schneider voor proeflezen eerste versies van het manuscript. Dit onderzoek werd gesteund door een Emmy Noether DFG subsidie ​​SM 206 / 3-1 en een startup subsidie ​​van de Universiteit van Keulen voor vrouwelijke docenten.

Deze dissectie procedure is in overeenstemming met de Europese Gemeenschappen Richtlijn van de Raad van 22 september 2010 (2010/63 / EU). 1. Voorbereiding <ol><li> Verkrijgen rivierkreeft, Pacifastacus leniusculus (Dana), van beide geslachten ≥8 cm groot. Zorg ervoor dat de dieren zijn van vitaal belang en de buik en de buik ledematen intact zijn. </li><li> Zorg ervoor dat het schild te inspecteren en dat dit cuticula is hard en stijf. Pre- en postmolt dieren een zachte schaal en zijn niet geschikt voor experimenten omdat tijdens de rui proces vele parameters (bijvoorbeeld afname van locomotorische activiteit). </li><li> Verzamel alle gereedschappen en materialen die worden gebruikt tijdens de dissectie, pinning en desheathing van de zenuw koord weergegeven in figuur 2 en in de supplementen verstrekt vermeld. </li></ol><img alt="Figuur 2" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig2highres.jpg" /> Figuur 2: <strong&gt; Materialen en instrumenten die gebruikt worden voor de dissectie, pinning en desheathing van de zenuw koord. (1) grote emmer gevuld met ijs; (2) rivierkreeft zoutoplossing; (3) zoutoplossing dispenser; (4) dissectie microscoop; (5) dissectie gerecht; (6) sterke scharen; (7) pincet (8) lente schaar; (9) petrischaal bekleed met duidelijke Sylgard; (10) bevestigingspennen; (11) koude bron lamp. 2. Bruto Dissection <ol><li> Verdoven dier op het ijs voor 15 - 20 min. Het uitvoeren van het eerste deel van het bruto dissectie op een lab bankje bij de gootsteen omdat hij een verbloeding stap en het monster moet regelmatig worden gespoeld met rivierkreeftjes zoutoplossing tijdens de procedure. </li><li> Houd dier ventrale zijde naar boven en gebruik sterke schaar om beide klauwen snijden op hun bases in de buurt van de thorax (Figuur 3-1). Verwijder links en rechts Uropode (Afbeelding 3-2). </li><li> Leg het dier ventrale zijde naar boven in de dissectie schotel bekleed met zwarte Sylgard. Elevate kopborststuk door het invoegen van het ijs eronder en speld de buik op de telson (Figuur 4A). </li><li> Vul het zoute dispenser met ~ 60 ml gekoelde rivierkreeft zoutoplossing. Perfuse rivierkreeft met koude zoutoplossing door de klauw opening (Figuur 4B). Overtollige zout zal afdruipen door de bezuinigingen op de uropods. Bedek rivierkreeft met ijs tijdens exsanguinatie </li><li> Onthoofden het dier met een enkelvoudige transversale gesneden juist achter het dier ogen met behulp van een sterke schaar (Figuur 5A). Verwijderen lopen benen nabij de basis gewrichten zoals in figuur 5B. </li><li> Isoleer de buik met de laatste thoracale segmenten van de rest van het kopborststuk. Voeg een eerste snede ter hoogte van de tweede benen lopen (thoracale segment 3) door de punt van de schaar in de opening van de tweede lopende poot en snijden aan de andere kant. (Figuur 6A-1). </li><li> Verleng deze eerste snede aan beide zijden door tHij cephalothorax (Figuur 6A-2). </li><li> Draai het dier open sommige van de interne organen zichtbaar te maken. Duw de prominente spijsverteringsklier (figuur 6B-3) aan het voorste gedeelte van het monster en een tang om de reproductieve organen van de buikholte verwijderen. </li><li> Verwijder het voorste deel van het kopborststuk (figuur 6C). Gebruik lateraal bezuinigingen op de zijdelen van de schaal, die de kieuwen te verwijderen, aan beide zijden van de resterende thorax (figuur 6D-4). Verwijder de kieuwen en spoel het monster met koude zoutoplossing. </li><li> Verdere dissectie met een snede door de gehele lengte van de sternale plaat zoals in figuur 6E-5. Maak deze bezuiniging op maximale laterale posities tussen Pleuron en swimmerets (Figuur 6E rode markeringen). Ga aan de andere kant met een zelfde cut. Spoel het monster met koude zoutoplossing. </li><li> Het uitvoeren van de resterende dissectie onder een dissection microscoop. Plaats buik ventrale zijde van de rivierkreeft&#39;s in de dissectie schotel bekleed met zwarte Sylgard en gevuld met rivierkreeftjes zoutoplossing zodat het dekt het monster. OPMERKING: De volgende stappen (2,12-4,8) bevatten directionele instructies die gelden voor rechtshandig onderzoekers. In de volgende stappen (2,12-6,8) is het belangrijk rivierkreeft zoutoplossing vervangen regelmatig elke 20-30 min met koude zoutoplossing, het zenuwstelsel gezond. </li><li> Fix het exemplaar met insect pinnen posterieur aan het telson en naar voren bij de resten van de schaal. Plaats het monster zodat het telson naar links wijst en parallel aan de rand van de tafel. </li><li> Gebruik grof tang in de linker hand door een wandelende been opening (Figuur 7A) te pakken en trek het model geopend (Figuur 7B witte pijl). Identificeer de grote twee dorsale flexor spier strengen (Figuur 7B-1 en C-1) en snijd hun ventralebasis zoals getoond in Figuur 7B. </li><li> Identificeer de sternale slagader (figuur 7C-2), die afstamt van dorsale (het hart) ventrale op de 4e thoracale segment. Deze slagader ligt recht boven de zenuw koord (figuur 7C-3), voordat deze projecten onder de zenuw koord, de vorming van de ventrale slagader. </li><li> Doorsnijden het borstbeen slagader. Zoals aangetoond in figuur 7C, til de slagader eerste, met behulp van een blad van de schaar, en alleen knippen als de ventraal gelegen zenuwkoord zichtbaar is. </li><li> Bevestig de dorsale flexoren voren (aan de rechterkant). Dit dient te gebeuren in maximaal gestrekte positie met pinnen, zodat ze niet de visie zal blokkeren en het monster blijft gespannen. Wanneer de dorsale spier strengen bevestigd (figuur 8.1), de eerste abdominale ganglia, A1 en A2, met bijbehorende zenuwen N1, N2 en N3 zichtbaar (figuur 8). </li><li> Gebruik een tang in de linkerhand naar de spec te grijpenimen op een opening van de benen lopen. Gedurende de volgende dissectie stappen trekt voorzichtig met het model open te houden. </li><li> Doorsnijden van de zenuwen N3 op de meest afgelegen positie van de zenuw koord. (Figuur 8-3). </li><li> Snijd de flexor spieren nabij de ventrale apodeme zoals in figuur 8.4. Verzorgen de zenuw snoer of de zenuwen N2 niet te beschadigen. </li><li> Herhaal de stappen 2.18 en 2.19 van de zenuwen N3 en de flexor spieren van de resterende abdominale ganglia A2 tot A5. </li><li> Op de laatste buik ganglion, A6, snijd het dorsale flexor spieren van de ventrale apodeme en het monster moeten kijken zoals getoond in figuur 9. </li><li> Snijd het borstbeen plaat posterior aan de zenuwen van de A6 (Figuur 9-1) en houd het ventrale deel (Figuur 9-2). Gooi het dorsale gedeelte met buigspieren (Figuur 9-3). Fix het borstbeen plaat naar voren met pinnen door de openingen van de benen lopen,en posterieur tot A6. </li></ol> 3. Fijne Dissection <ol><li> Plaats het monster onder de microscoop met het voorste deel weg gericht en het achterste deel naar de rand van de tafel &#39;. </li><li> Een tang zoals getoond in figuur 10A om de voorste delen van de cephalothoracic sterna verwijderen. OPMERKING: De thoracale ganglia en de bijbehorende zenuwen worden deels gedekt door het been spieren en cephalothoracic sterna. De cephalothoracic sterna vormen een skelet dat de zijdelings gelegen holtes van de benen lopen van elkaar scheidt en de mediale holte waarin de ventrale zenuw koord bevindt. </li><li> Snijd de spieren tussen de resterende exoskeletal structuren zoals aangegeven in Figuur 10B -1 en B2. Gebruik een tang om te grijpen en til de voorste einde van de ventrale zenuw koord (Figuur 10C). OPMERKING: De zenuw koord zal worden beschadigd in het proces dus vermijd het oppakken van de nerve koord meerdere keren. </li><li> Snijd de thoracale zenuwen zijdelings terwijl het opheffen van de zenuw koord (Figuur 10C-3). Houd deze zenuwen op geschikte lengte voor pinning. Verwijder de kneep van de keten ganglia, die werd opgenomen met forceps, door het wegsnijden van alle weefsel anterior T4 (figuur 10C-4). </li><li> Plaats het monster met het voorste gedeelte links en focus op A1. Snijd de zenuwen N1 en N2 van de A1 op een geschikte lengte (max. 1 cm) voor pinning ze uit. </li><li> Focus op A2 en identificeren van de zenuwen N1, N2 en N3 van dit segment (figuur 11). De zenuwen N1 van abdominale ganglia A2-A5 tussen twee sternale cuticulair infoldings wonen in elk segment (figuur 11A-1) en zijn gedekt door spiermassa. Maak een snede langs de achterste borstbeen cuticulair binnen vouwen. Begin bij de laterale rand van de buik en ga naar de middellijn zoals weergegeven in figuur 11A. </li><li> Als het doel N1 is nog inhamrood met weefsel zoals getoond in figuur 11B (rode pijl), dwars door de spier bundel, maar deze keer juist voor zowel sternale cuticulaire infoldings en ​​de zenuw N1 (figuur 11B-2). </li><li> Snijd zenuw N1 zo distaal mogelijk (Figuur 11C-3). Nerve N1 volledig zichtbaar en de voorste en achterste tak kan worden geïdentificeerd (Figuur 11C). </li><li> Ga verder naar de contralaterale zenuw N1 en snijd eerst de spieren langs de achterste borstbeen cuticulair binnen vouwen, mediaal beginnen, in de buurt van het ganglion (Figuur 11D). Als de zenuw is nog altijd in weefsel, dwars door de spier bundel, maar deze keer juist voor zowel sternale cuticulaire infoldings en ​​de zenuw N1, overeenkomstig figuur 11B-2. Snijd de zenuw N1 zo distaal mogelijk. </li><li> Snijd de zenuwen N2 van deze ganglion op een geschikte lengte (ong. 0,5 cm) voor pinnen. </li><li> Herhaal de stappen 3,7-3,11 voor de zenuwen van A3-A5. </li><li> Snijd de NeRves van ganglion A6 zo distaal mogelijk (Figuur 12A). Gebruik een tang om meerdere zenuwen van A6 te grijpen om dit ganglion tillen en beginnen met het isoleren van de keten van ganglia van het borstbeen plaat. </li><li> Terwijl het opheffen van de zenuw snoer, trek er zachtjes in de voorste richting zoals aangetoond in figuur 12B (witte pijl). Aangezien de afzonderlijke ganglia worden opgeheven, verwijdert de ventrale ader die kunnen worden verbonden aan de ventrale zijde van de zenuwkoord (Figuur 12C). Ga door met deze (zachtjes) Trek-cut volgorde totdat de zenuw koord is volledig geïsoleerd. </li><li> Breng de geïsoleerde keten van ganglia naar een petrischaal bekleed met duidelijke Sylgard en gevuld met rivierkreeftjes zoutoplossing (Figuur 12D). </li></ol> 4. Pinning de Nerve Koord in de petrischaal OPMERKING: Gebruik kleine pinnetjes gesneden uit roestvrij staaldraad (zie supplementen) om de zenuw koord pin. Raak alleen de zenuw eindigend met de tang en niet squeeze de connectieven of ganglia. <ol><li> Speld de keten van ganglia in een rechte lijn, terwijl de toepassing van zachte stretch. </li><li> Schik de zenuw koord in de petrischaal met de rugzijde naar boven (Figuur 13, zwarte lijn). De ventrale zijde van de ganglia kan worden geïdentificeerd door zijn convexiteit; de dorsale zijde is vlak. Speld de thoracale zenuwen naar de zijkanten. Ga verder met de zenuwen van A6, het uitrekken van de zenuw koord langs zijn lengteas. </li><li> Pin uit de zenuwen van de A1 bij een hoek van 90 ° ten opzichte van de zenuw koord. </li><li> Ga verder met A2 en speld de zenuwen N2 onder een hoek van 35-45 ° ten opzichte van de zenuwkoord (Figuur 1A). </li><li> Scheid de zenuwen N1 in de voorste en achterste takken voordat pinning zoals getoond in figuur 14. Met twee paar fijne tang te halen met een pincet de voorste en anderzijds de achterste tak van de zenuw N1. Zorg ervoor dat alleen de meest distale einde halens van de zenuw takken. Nu trek ze voorzichtig uit elkaar. </li><li> Pin het voorste tak van de zenuw N1 bij 90 ° ten opzichte van de zenuwkoord (Figuur 1A). Speld de posterieure tak van zenuwen N1 tussen de anterior N1 tak en de zenuw N2. </li><li> Herhaal de stappen 4,4-4,6 voor de zenuwen van ganglia A3-A5. Terwijl het fixeren van de zenuwkoord stretch in lengterichting als transversale richtingen. </li></ol> 5. Desheathing de Ganglia <ol><li> Plaats het preparaat zodanig dat de handen van de experimentator steeds rusten op een stabiele vliegtuig te schudden. Om desheath de ganglia verlichten de zenuw snoer van onderen. </li><li> Focus op elke buik ganglion A1 tot A5. Gebruik fijne lente schaar om een kleine zijdelingse snede door het ganglion schede te maken, posterior naar het ganglion en tussen de zenuwen N2 en N3 (Figuur 15A rode pijl). </li><li> Pak de ganglion omhulsel met behulp van zeer fine pincet en dwars dwars door de mantel boven de connectoren, zoals aangegeven in Figuur 15A-1. Zorg dat u niet te knijpen of snijd de zenuw koord met de schaar. </li><li> Nog steeds houden en de opheffing van het ganglion schede met een tang blijven om het te snijden langs de laterale grenzen van het ganglion (Figuur 15B-2 en -3). Verwijder de mantel. Alternatief pin aan beide zijden van de connectoren zodanig dat het opgelost maar de zenuw snoer niet geperst. </li><li> Herhaal stap 5,2-5,4 voor abdominale ganglia A1 tot A5. </li><li> Desheathe de thoracale ganglia en de ganglion A6 op een vergelijkbare manier. Om A6 start anterior desheathe naar het ganglion en ga in de posterieure richting. Pin het ganglion omhulsel van A6 aan het achterste uiteinde van de keten ganglia. </li></ol> 6. Extracellulair Opnames van Motor Neuronen <ol><li> Verzamel alle gereedschappen en materialen die worden gebruikt voor het extracellulaire opnames getoond in figuur 16B en vermeld in de supplementen. Een overzicht van de opname setup is getoond in figuur 16A. Draai alle elektronische apparaten die in dit experiment (figuur 16C), waardoor de versterkers kan opwarmen gedurende ten minste 30 min voor opname. Zet de computer aan en start de opname software. </li><li> Plaats de keten ganglia van de microscoop tafel en verlichten van beneden. Plaats het opnamemedium elektrode in de Sylgard dicht bij het ​​doel zenuw en de referentie-elektrode in de buurt positie, maar lateraal van de ganglia (Figuur 17A en B). Buig de doelgroep zenuw rond de registratie-elektrode (Figuur 17C). </li><li> Strek de zenuw iets, om het contact tussen de elektrode en de zenuw te verzekeren en speld het aan de zijkant (F IGUUR 17D). Bevestig de elektrode kabels aan de microscoop tafel met behulp van boetseerklei, zodat ze blijven in de gewenste positie. </li><li> Gebruik eeninjectiespuit gevuld met vaseline en een 20 gauge naald (met afgeronde tip) (Figuur 17E-3) om de beoogde zenuw van de badoplossing isoleren. Dep eerst wat vaseline op de Sylgard rond de registratie-elektrode. Het resultaat is een laag van vaseline die de Sylgard in de nabijheid van de registratie-elektrode (figuur 17E-4). Zorg dat er geen direct schar op de zenuw en vermijd luchtbellen in deze laag. </li><li> Verzegel de registratie-elektrode vaseline van alle kanten naar het maaiveld van de zoutoplossing (figuur 17F). </li><li> Herhaal deze procedure voor alle doelgroepen zenuwen waarvan de activiteit moeten worden gecontroleerd. </li><li> Beginnen met opnemen. Gebruik een continue of kloof vrije overname modus en een sampling rate van 5 kHz. Stel de extracellulaire versterker de volgende parameters; krijgen tot 1.000 (versterkt het signaal 1.000 keer, zorg voor deze versterking parameter in de acquisitie software instellingen omvatten) eenda filterbreedte bereik van 300 Hz (laag uitgesneden) tot 2.000 Hz (high cut). </li></ol>

<ol><li>Hughes, G. M., Wiersma, C. A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Co-Ordination+of+Swimmeret+Movements+in+the+Crayfish%2C+Procambarus-Clarkii+%28Girard%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">The Co-Ordination of Swimmeret Movements in the Crayfish, Procambarus-Clarkii (Girard).</a> J Exp Biol. 37 (4), 657-670 (1960).</li>
<li>Mulloney, B., Smarandache, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fifty+Years+of+CPGs%3A+Two+Neuroethological+Papers+that+Shaped+the+Course+of+Neuroscience%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Behav+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Fifty Years of CPGs: Two Neuroethological Papers that Shaped the Course of Neuroscience.</a> Front Behav Neurosci. 4, 45(2010).</li>
<li>Murchison, D., Chrachri, A., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Separate+Local+Pattern-Generating+Circuit+Controls+the+Movements+of+Each+Swimmeret+in+Crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">A Separate Local Pattern-Generating Circuit Controls the Movements of Each Swimmeret in Crayfish.</a> J Neurophys. 70 (6), 2620-2631 (1993).</li>
<li>Mulloney, B., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+organization+of+crayfish+abdominal+ganglia.+III.+Swimmeret+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Functional organization of crayfish abdominal ganglia. III. Swimmeret motor neurons.</a> J Comp Neurol. 419 (2), 233-243 (2000).</li>
<li>Davis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lobster+Righting+Responses+and+Their+Neural+Control%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+R+Soc+Ser+B-Bio%22%5BJournal%5D)">Lobster Righting Responses and Their Neural Control.</a> Proc R Soc Ser B-Bio. 170 (1021), 435-456 (1968).</li>
<li>Mulloney, B., Smarandache-Wellmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurobiology+of+the+crustacean+swimmeret+system%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Neurobiology of the crustacean swimmeret system.</a> Prog Neurobiol. 96 (2), 242-267 (2012).</li>
<li>Huxley, T. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHuxley%2C+TH+%22The+crayfish%3A+An+introduction+to+the+study+of+zoology%22">The crayfish: An introduction to the study of zoology</a>. , MIT Press. Cambridge, MA. (1980).</li>
<li>Smarandache-Wellmann, C., Weller, C., Wright, T. M., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Five+types+of+nonspiking+interneurons+in+local+pattern-generating+circuits+of+the+crayfish+swimmeret+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Five types of nonspiking interneurons in local pattern-generating circuits of the crayfish swimmeret system.</a> J Neurophys. 110 (2), 344-357 (2013).</li>
<li>Skinner, F. K., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intersegmental+coordination+of+limb+movements+during+locomotion%3A+mathematical+models+predict+circuits+that+drive+swimmeret+beating%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Intersegmental coordination of limb movements during locomotion: mathematical models predict circuits that drive swimmeret beating.</a> J Neurosci. 18 (10), 3831-3842 (1998).</li>
<li>Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((During+fictive+locomotion%2C+graded+synaptic+currents+drive+bursts+of+impulses+in+swimmeret+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">During fictive locomotion, graded synaptic currents drive bursts of impulses in swimmeret motor neurons.</a> J Neurosci. 23 (13), 5953-5962 (2003).</li>
<li>Smarandache-Wellmann, C., Grätsch, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+coordination+in+distributed+neural+circuits%3A+Encoding+coordinating+information%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of coordination in distributed neural circuits: Encoding coordinating information.</a> J Neurosci. 34 (16), 5627-5639 (2014).</li>
<li>Mulloney, B., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+commissural+interneurons+integrate+information+from+intersegmental+coordinating+interneurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Local commissural interneurons integrate information from intersegmental coordinating interneurons.</a> J Comp Neurol. 466 (3), 366-376 (2003).</li>
<li>Mulloney, B., Harness, P. I., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bursts+of+information%3A+Coordinating+interneurons+encode+multiple+parameters+of+a+periodic+motor+pattern%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Bursts of information: Coordinating interneurons encode multiple parameters of a periodic motor pattern.</a> J Neurophys. 95 (2), 850-861 (2006).</li>
<li>Smarandache, C., Hall, W. M., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordination+of+Rhythmic+Motor+Activity+by+Gradients+of+Synaptic+Strength+in+a+Neural+Circuit+That+Couples+Modular+Neural+Oscillators%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Coordination of Rhythmic Motor Activity by Gradients of Synaptic Strength in a Neural Circuit That Couples Modular Neural Oscillators.</a> J Neurosci. 29 (29), 9351-9360 (2009).</li>
<li>Smarandache-Wellmann, C., Weller, C., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+Coordination+in+Distributed+Neural+Circuits%3A+Decoding+and+Integration+of+Coordinating+Information%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of Coordination in Distributed Neural Circuits: Decoding and Integration of Coordinating Information.</a> J Neurosci. 34 (3), 793-803 (2014).</li>
<li>Chrachri, A., Neil, D., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((State-Dependent+Responses+of+2+Motor+Systems+in+the+Crayfish%2C+Pacifastacus+leniusculus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+A%22%5BJournal%5D)">State-Dependent Responses of 2 Motor Systems in the Crayfish, Pacifastacus leniusculus.</a> J Comp Physiol A. 175 (3), 371-380 (1994).</li>
<li>Chrachri, A., Neil, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+and+Synchronization+between+2+Abdominal+Motor+Systems+in+Crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Interaction and Synchronization between 2 Abdominal Motor Systems in Crayfish.</a> J Neurophys. 69 (5), 1373-1383 (1993).</li>
<li>Skinner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Structure+of+the+4th+Abdominal-Ganglion+of+the+Crayfish%2C+Procambarus-Clarki+%28Girard%29+II.+Synaptic+Neuropils%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) II. Synaptic Neuropils.</a> J Comp Neurol. 234 (2), 182-191 (1985).</li>
<li>Skinner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Structure+of+the+4th+Abdominal-Ganglion+of+the+Crayfish%2C+Procambarus-Clarki+%28Girard%29+I.+Tracts+in+the+Ganglionic+Core%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) I. Tracts in the Ganglionic Core.</a> J Comp Neurol. 234 (2), 168-181 (1985).</li>
<li>Mulloney, B., Tschuluun, N., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Architectonics+of+crayfish+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc+Res+Techniq%22%5BJournal%5D)">Architectonics of crayfish ganglia.</a> Microsc Res Techniq. 60 (3), 253-265 (2003).</li>
<li>Braun, G., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cholinergic+modulation+of+the+swimmeret+motor+system+in+crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Cholinergic modulation of the swimmeret motor system in crayfish.</a> J Neurophys. 70 (6), 2391-2398 (1993).</li>
<li>Davis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motoneuron+Morphology+and+Synaptic+Contacts+-+Determination+by+Intracellular+Dye+Injection%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Motoneuron Morphology and Synaptic Contacts - Determination by Intracellular Dye Injection.</a> Science. 168 (3937), 1358-1360 (1970).</li>
<li>Altman, J. S., Tyrer, N. M. Filling Selected Neurons with Cobalt through Cut Axons. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAltman%2C+JS+%22Neuroanatomical+Techniques%22">Neuroanatomical Techniques</a>. Strausfeld, N. J., Miller, T. A. , Springer. New York, NY. 373-402 (1980).</li>
</ol>

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen hebben.

<html> De anatomie van rivierkreeft en hun buik ganglia is eerder beschreven 5, 18, ​​19, 20 en het wordt aanbevolen om vertrouwd te raken met hen voorafgaand geworden om de dissectie om het snijden van belangrijke zenuwen te voorkomen. Het is cruciaal om het preparaat bij temperaturen onder 23 ° C houden om afbraak van het geïsoleerde zenuwkoord voorkomen. Dit kan gemakkelijk worden bereikt door vervanging van de badoplossing elke 20-30 min met koude rivierkreeft zoutoplossing. On...

De swimmerets van rivierkreeft serveren een functie in de houding controle en sloeg ritmisch wanneer de dieren zwemmen naar voren, ventileren hun holen of vrouwtjes beluchten hun eieren 5, 6. De swimmerets van de rivierkreeft, Pacifastacus leniusculus, komen in paren van de tweede naar de vijfde abdominale segment, één ledemaat aan elke kant van het abdomen 7. Het centrale zenuwstelsel produceert op zichzelf de ritmische motor babbel die swimmeret beweging in het intacte dier en in de geïsoleerde zenuwkoord bereiding aandrijft. Als er geen zintuiglijke feedback of aflopende ingang aanwezige ritmisch motor patroon geproduceerd wordt fictief voortbeweging 1, 2. In het swimmeret systeem is deze motor patroon in niets parameter van de activiteit van de swimmerets gemeten in het intacte dier. De beweging van elke swimmeret wordt aangedreven door een microcircuit dat zich in en beperkt tot een corresponding hemiganglion 1 -. 3 In elke microschakelings- er een patroon te genereren kernel die vijf geïdentificeerde niet stekelige interneuronen bestaat. Ze kunnen functioneel worden gekarakteriseerd als zijnde ofwel Inhibitor van Power Stroke (IPS) of Inhibitor van Return Stroke (IRS) 8. Deze IPS en IRS interneuronen zijn niet endogeen oscillatoren, in plaats van hun afwisselende activiteit wordt gedreven door wederzijdse inhibitie 9. Omdat deze interneuronen remmen de swimmeret motorische neuronen rechtstreeks, wordt de afwisselende PS-RS beweging gegenereerd 10. Locomotion echter niet alleen vereist het genereren van de activiteit, maar ook de coördinatie van de verschillende onafhankelijke microschakelingen. In het swimmeret systeem zoals coördinatie door de coördinerende microschakeling die ervoor zorgt dat ledematen actief zijn correct momenten. Dit microcircuit is gebouwd door drie geïdentificeerde neuronen in elk segment 11-15. Dit protocol voorziet in the eerst stap voor stap dissectie gids voor de keten ganglia (T4 A6, figuur 1) te isoleren. We laten zien hoe u de geïsoleerde abdominale zenuwkoord pin en desheathe elk ganglion. In deze geïsoleerde preparaat zenuwstelsel, de neuronen belast swimmeret beweging zijn gebruiksklaar in elektrofysiologische en morfologische experimenten. Het tweede deel van dit protocol toont de belangrijkste kenmerken van de swimmeret motor patroon. Dit omvat een stap-voor-stap handleiding voor het extracellulair staat de activiteit van swimmeret motorische neuronen. Axonen van RS motorische neuronen projecteren via de voorste tak van zenuw N1, terwijl axonen van PS motorische neuronen projecteren via de achterste tak van dezelfde zenuw (figuur 1) 4. Derhalve hun activiteit kan worden opgenomen van deze takken met differentiële pinelektrodes. <img alt="Figuur 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig1highres.jpg" width="200" /><br/&gt; Figuur 1: Geïsoleerde zenuwstelsel van thoracale ganglion 4 (T4) van de buik ganglion 6 (A6) en een schematisch diagram van het T4. Thoracale ganglion 4; T5: thoracale ganglion 5; A1, A2 ... A6 buik ganglion 1, abdominale ganglion 2 ... buik ganglion 6; N1: zenuw N1; N2: zenuw N2; N3: zenuw N3; PS: power-slag; RS: return-takt. Directionele afkortingen: A = anterior; P = posterior. Deze dissectie procedure en de elektrofysiologische techniek gedemonstreerd zijn handig voor studenten en kunnen studenten praktische cursussen aanvullen in de fysiologie. De geïsoleerde keten ganglia is gebruikt in een aantal experimenten zenuwstelsel functie coördinatie of modulatie van swimmeret microcircuits 6 en neuronale controle van adaptief gedrag in beweging 16, 17 bestuderen. De rivierkreeft swimmeret biedt dus een enorme hoeveelheid interessante onderwijs of tregende het kansen die allemaal beginnen met de dissectie van de ventrale zenuw koord van rivierkreeft en extracellulaire van de fictieve motor patroon.

<table><tbody><tr><td>4-channel extracellular amplifier: MA 102&nbsp;</td><td>Versterker</td><td>Elektroniklabor, Zoologie, Universität zu Köln, Duitsland</td><td></td></tr><tr><td>air-table</td><td></td><td>Technical Manufacturing Corporation (TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA</td><td>63-534</td></tr><tr><td>Axon Digidata 1440A</td><td>Digitizer</td><td>Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA</td><td>DD1440A</td></tr><tr><td>big bucket&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Clampex &amp; Clampfit</td><td>pClamp 10, opname- en analysesoftware</td><td>Molecular Devices Design, Union City, CA</td><td>pClamps 10 Standard</td></tr><tr><td>cold lamp source</td><td>met flexibel lichtgeleider (glasvezelbundel)&nbsp;</td><td>Euromex microscopen holland, Arnhem, BD</td><td>LE.5211 &amp; LE.5235</td></tr><tr><td>computer en monitor</td><td>uitgerust met opnamesoftware</td><td></td><td></td></tr><tr><td>container en pipet voor vloeibaar afval&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>kreeft zoutoplossing&nbsp;</td><td>bevat (in mM): 5,4 KCl, 2,6 MgCl2, 13,5 CaCl2, en 195 NaCl, gebufferd met 10mM Tris base en 4,7mM appelzuur; 3 uur belucht. Aanpassen op een pH van 7,4.&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable)</td><td>fluorescente kleurstof, lysine fixable</td><td>Life Technologies GmbH, Darmstadt, Duitsland</td><td>D3328</td></tr><tr><td>dissectiebak&nbsp;</td><td>(l x b x h) 15x7x5 cm; bekleed met zwart siliconen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>faradaykooi</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>fixeringspennen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>forceps (biologie, Dumont #5)</td><td>Forceps: Biology, tip 0,05 x 0,02 mm, lengte 11cm, INOX</td><td>Fine Science Tools (FST), Duitsland</td><td>11252-20</td></tr><tr><td>forceps (biologie, Dumont #55)</td><td>Forceps: Biology, tip 0,05 x 0,02 mm, lengte 11cm, INOX</td><td>Fine Science Tools (FST), Duitsland</td><td>11255-20</td></tr><tr><td>forceps (elektronisch, Dumont #5)</td><td>Forceps: Standard, tip 0,1 x 0,06 mm, lengte 11cm, INOX</td><td>Fine Science Tools (FST), Duitsland</td><td>11251-20</td></tr><tr><td>intracellulaire elektrode</td><td>Borosilicaat glas capillairen (buiten/binnen diameter: 1mm/0,5mm), met gloeidraad</td><td>Sutter Instruments, Novato, CA</td><td>BF100-50-10</td></tr><tr><td>Leica S8 Apo StereoZoom</td><td>Dissectiemicroscoop&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; Zoom 1x - 8x</td><td>Leica, Duitsland</td><td>10446298</td></tr><tr><td>microscooptafel</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>spiegel</td><td>om voorbereiding van onderaf te verlichten</td><td></td><td></td></tr><tr><td>plastieklei</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Olympus SZ61</td><td>Dissectiemicroscoop&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; Zoom 0,67x - 4,5x</td><td>Olympus, Duitsland</td><td></td></tr><tr><td>petrischaal&nbsp;</td><td>94 x 16 mm; bekleed met doorzichtig siliconen</td><td>Greiner bio-one, Duitsland</td><td>633180</td></tr><tr><td>ring schaar</td><td>ThoughCut, snijkant: scherp/blunt, recht: 13cm</td><td>Fine Science Tools (FST), Duitsland</td><td>14054-13</td></tr><tr><td>veer schaar of alternatief: Vannas veer schaar</td><td>snijkant: 8 mm, tipdiameter: 0,2mm, recht: 10cm of snijkant 2,5 mm, tipdiameter 0,075 mm, recht: 8cm</td><td>Fine Science Tools (FST), Duitsland</td><td>15024-10 of&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; 15000-08</td></tr><tr><td>student Vannas&nbsp; veer schaar of alternatief:&nbsp; Moria Veer Schaar</td><td>snijkant: 5mm, tipdiameter: 0,35mm, recht: 9cm of snijkant: 5mm, tipdiameter 0,1 mm, recht: 8 cm</td><td>Fine Science Tools (FST), Duitsland</td><td>91500-09 of&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp; 15396-00</td></tr><tr><td>sylgard</td><td>184 Silicone Elastomer Base en Hardener; voor zwart sylgard voeg geactiveerde koolstof toe</td><td>Dow Corning, Midland, MI, USA</td><td></td></tr><tr><td>spuit gevuld met petroleumgele en voorzien van een 20 gauche naald met afgeronde punt</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

de swimmeret systeem van rivierkreeftjes: een praktische gids voor de dissectie van de nerve koord en extracellulaire opnamen van de motor van het patroon

The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Hier laten we zien de ontleding van de rivierkreeft buik zenuwkoord. Het preparaat de laatste twee thoracale ganglia (T4, T5) en de keten van abdominale ganglia (A1 tot A6). Deze keten ganglia omvat het deel van het centrale zenuwstelsel (CZS) dat gecoördineerde voortbeweging van de pleopods (swimmerets) aandrijft: het swimmeret systeem. Het staat bekend om meer dan vijf decennia dat in rivierkreeft elke swimmeret wordt aangedreven door zijn eigen onafhankelijke patroon genereren kernel die ritmische afwisselende activiteit 1-3 genereert. De motorische neuronen innerveren de spieren van elk swimmeret bestaan ​​uit twee anatomisch en functioneel verschillende bevolkingsgroepen 4. Men is verantwoordelijk voor het terugtrekken (arbeidsslag, PS) van de swimmeret. De andere drijft de protractie (terugslag, RS) van de swimmeret. Motorneuronen van het swimmeret systeem kunnen spontaan een fictief motor patroon, dat identiek is aan het patroon gevonden in vivo </em&gt; 1. Het doel van dit rapport is om een ​​interessante en handige model systeem in te voeren voor het bestuderen van ritme genereren netwerken en coördinatie van onafhankelijke microschakelingen praktische practica studenten &#39;. Het protocol voorwaarde bevat stap-voor-stap instructies voor de dissectie van abdominale zenuwkoord de rivierkreeft&#39;s, pinning van de geïsoleerde keten van ganglia, desheathing de ganglia en het opnemen van de swimmerets fictieve motor patroon extracellulair uit de geïsoleerde zenuwstelsel. Bovendien kunnen we de activiteit van neuronen swimmeret intracellulair opgenomen van dendrieten volgen. Hier hebben we ook een korte beschrijving van deze technieken en bieden een aantal voorbeelden. Verder kan de morfologie van neuronen swimmeret beoordeeld worden met verschillende kleuringen. Hier geven we voorbeelden van intracellulaire (door iontoforese) kleurstof gevuld neuronen en backfills zwembaden van swimmeret motorische neuronen. In ons labwe deze preparaat basisfuncties fictieve beweging, het effect van sensorische feedback op de activiteit van het CZS en coördinatie tussen microschakelingen bestuderen op cellulair niveau.

Met de gelijktijdige extracellulaire opnames goede kant en PS motorneuronen van een ganglion, de afwisselende werking van deze motor neuron pools kunnen worden gevolgd (Figuur 18), die het fictieve motoriek patroon. <img alt="Figuur 18" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig18highres.jpg" /> Figuur 18: Schematische voorstelling van een ganglion en plaatsing van differentiële pin elektrode extracellulaire opname van RS motorische neuronen (bovenste trace)...

Hier beschrijven we de dissectie van de abdominale zenuwstreng van rivierkreeft. We demonstreren ook een elektrofysiologische techniek om fictieve voortbeweging op te nemen vanuit zwembeenmotorneuronen.

De Swimmeret Systeem van rivierkreeftjes: Een praktische gids voor de dissectie van de Nerve Koord en extracellulaire Opnamen van de Motor van het Patroon

Here we demonstrate the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. The preparation comprises the last two thoracic ganglia (T4, T5) and the chain of ...

Het algemene doel van deze procedure is om de abdominale zenuwstreng van de rivierkreeft te dissecteren om deze te gebruiken in elektrofysiologische studies. Dit wordt bereikt door de rivierkreeft eerst te verdoven. Vervolgens wordt een grof dissectie uitgevoerd om de ventrale plaat van de rivierkreeft te isoleren.Daarna wordt een fijne dissectie uitgevoerd om het centrale zenuwstelsel volledig te isoleren van de raic-ganglia naar abdominale ganglia. Een zes. Ten slotte wordt de ganglionschede van alle ganglia verwijderd om elektrofysiologische experimenten te vergemakkelijken.Uiteindelijk worden de ketting van abdominale ganglia gebruikt voor extra- of intracellulaire opnames. Om de coördinatie van centrale patroongeneratoren te bestuderen of om de morfologie en de synaptische context van geïdentificeerde neuronen te onderzoeken. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van belangrijke vragen op het gebied van neurowetenschappen, zoals het bieden van praktische ervaring met de functie van zenuwnetwerken om fic FLA-commotie in het geïsoleerde zenuwstelsel te kunnen opnemen, of om de morfologie van abdominale ganglia of die van specifieke neuronen te karakteriseren.Hoewel deze methode inzicht kan geven in het zwemsnelheidssysteem van rivierkreeft. Het kan ook worden toegepast op andere systemen zoals een neuronaal netwerk dat het staartflipgedrag in rivierkreeft aanstuurt. Werkend met de rivierkreeft Pacific Stacia Linea Guus. Na het verdoven van een dier volgens het tekstprotocol, wordt de buikzijde naar boven gehouden en worden beide klauwen bij de basen dicht bij de thorax met sterke scharen afgesneden.Vervolgens worden de linker en rechter euro-poten verwijderd. Plaats het dier met de buikzijde naar boven in een dissectieschaal gevoerd met zwart sard voordat u koude zoutoplossing gebruikt om door de klauwopening te perfunderen. Gebruik vervolgens sterke scharen om een enkele dwarssnede te maken net achter de ogen van de rivierkreeft om hem te onthoofden.Vervolgens worden alle looppoten bij de basisgewrichten verwijderd om de buik samen met de laatste thoracale segmenten van de rest van de thorax te isoleren. Steek de punt van de schaar in de opening van het tweede loopbeen en snijd naar de andere kant. Nadat de snede naar beide zijden is uitgebreid door de thorax en enkele interne organen zijn blootgelegd zoals beschreven in het tekstprotocol, verwijdert u het voorste deel van de thorax.Verwijder nu de interne organen en spoel het dier met koude zoutoplossing. Ga door met de dissectie met een snede op een maximale laterale positie tussen de lumon en de zwemratten door de hele lengte van de sternale plaat. Maak dezelfde snede aan de andere kant.Plaats de buik van de rivierkreeft met de buikzijde naar boven in de dissectieschaal. Gebruik insectenpinnen om het specimen achteraan op het tellson en vooraan op de overblijfselen van de carabase te fixeren. Vul de schaal met rivierkreeft-zoutoplossing zodat deze het specimen bedekt.Gebruik grove pincetten in de linkerhand om door een loopbeenopening te grijpen en het specimen open te trekken. Identificeer de grote twee dorsale flexorspierstrengen. Fixeer ze en snijd hun ventrale basen evenals de sternaal slagader af.Bloot de eerste abdominale ganglia A een en bijbehorende zenuwen N een N twee. Ga nu naar het tweede abdominale segment. Verwijder de basis van de spierstrengen dicht bij de ventrale basis.Het abdominale ganglion A twee is nu zichtbaar met de bijbehorende zenuwen N een, N twee en N drie. Doorsnijd de zenuwen N drie op de meest afgelegen positie van de zenuwstreng. Herhaal deze stappen voor de volgende drie abdominale segmenten met de abdominale ganglia.Een drie tot een vijf. Wanneer het abdominale ganglion bereikt wordt, een zes. Snijd de sternaal plaat achter de zenuwen van een zes.Bewaar het ventrale deel en speld het vast. Dorsaalzijde omhoog in de schaal gevuld met zoutoplossing onder de microscoop. Gebruik pincetten om de meest voorste delen van het cephalon thoracale stern te verwijderen.Snijd vervolgens de spieren tussen de resterende exoskelettale structuren. Nadat u voorzichtig het voorste uiteinde van de ventrale zenuwstreng hebt opgetild, snijd de thoracale zenuwen lateraal door. Concentreer u op een een en snijd de zenuwen N een en N twee van een een op een maximum van één centimeter in lengte voor het vastpinnen ervan.Ga vervolgens naar A twee en identificeer de N een, N twee en N drie zenuwen van dit segment. De zenuwen n een van abdominale ganglia, een twee tot een vijf. Bevinden zich tussen twee sternale cuticulaire ontvouwingen in elk segment en worden bedekt door musculatuur.Begin vervolgens aan de laterale rand van de buik met een snede langs de posterieure sternale cuticulaire invouwing en ga naar de middenlijn Na het ontdekken van N een volgens het tekstprotocol. Snijd indien nodig de zenuw zo distaal mogelijk. Ga naar de contralaterale zijde en begin met het isoleren van de zenuw N een vanaf de middenlijn nabij het ganglion door te snijden langs de posterieure sternale cuticulaire ontvouwing.Snijd nu de zenuwen N twee van dit ganglion op een geschikte lengte voor het vastpinnen. Herhaal vervolgens de stappen die zijn getoond voor abdominale ganglia. Een twee voor een drie tot een vijf zo distaal mogelijk.Snijd de zenuwen van ganglion een zes. Gebruik pincetten om meerdere zenuwen van een zes vast te grijpen om het ganglion op te tillen en begin met het isoleren van de ketting van ganglia van de sternale plaat. Na volledige isolatie van de zenuwstreng, brengt u de ketting van ganglia over naar een petrischaal gevoerd met duidelijke sill guard en gevuld met zoutoplossing met behulp van kleine pincetten gesneden uit roestvrij staal draad terwijl u een lichte stretch-touch toepast.Speld de ketting van ganglia in een rechte lijn met de zenuwstreng gerangschikt met de dorsale zijde omhoog. Bewaar alleen de laatste twee thoracale ganglia en speld de thoracale zenuwen opzij. Speld de zenuwen van een een uit op

the-swimmeret-system-crayfish-practical-guide-for-dissection-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Niet-invasieve metingen van neurale activiteit patronen in vrij gedragen dieren zijn verkregen door het combineren van neurofysiologische-opnamen met hoge snelheid videografie.

Opnamen van Neurale Circuit Activering in vrij Behaving Dieren

Ongewervelde dieren tonen een autonome sympathische-achtige reactie vergelijkbaar met die beschreven voor gewervelde dieren. De coördinatie van de cardio-vasculaire en respiratoire systemen maakt voor het meten van een biologische index waarin een organisme interne toestand te beoordelen.

Maatregelen van Hart en Ventilatoire de tarieven in vrij bewegende Rivierkreeftjes

De opener spier van de rivierkreeft been wordt gepresenteerd voor het historisch belang en experimentele veelzijdigheid in de spieren fenotype, synaptische fysiologie en plasticiteit.

Bekijk de historische en fysiologie demonstratie op het NMJ van de rivierkreeft Opener Muscle

Dit artikel legt uit hoe u elektrofysiologische opnames van synaptische reacties gedrag op de extensoren spier in de wandel-poot van een kreeft en hoe de zenuwuiteinden zijn gevisualiseerd op de bruto-morfologische verschillen tussen hoog-en laag-output zenuwuiteinden te tonen.

Fysiologische Opnamen van hoge en lage Output NMJs op de Crayfish Leg Extensor Muscle

De experimenten tonen aan een eenvoudige benadering voor studenten om ervaring op te doen bij de behandeling van spier-structuur, de synaptische reacties, de effecten van de ion gradiënten en permeabiliteit op membraan mogelijkheden. Ook is een zintuiglijke-CNS-motor-spier circuit voorgelegd aan een middel om effecten van de verbindingen op een neuronale circuit test tonen.

Membraan Potentials, Synaptic Responses, neuronale circuits, Neuromodulatie en Muscle Histologie Met behulp van de rivierkreeftjes: Student Laboratorium Oefeningen

Het primaire doel van dit experiment is om te begrijpen hoe de primaire sensorische neuronen informatie van gezamenlijke bewegingen en posities als proprioceptieve informatie voor een dier over te brengen. Een bijkomende doelstelling van dit rapport aanwezig is de anatomie van de voorbereiding door dissectie en het bekijken van neuronen in een dissectie microscoop.

Muscle Receptor Orgels in de rivierkreeftjes Buik: Een Student Laboratorium Oefening in Proprioceptie

Dit is een demonstratie van hoe biologische membranen kan worden begrepen het gebruik van elektrische modellen. We tonen ook aan procedures voor de registratie actiepotentialen uit het ventrale zenuw snoer van de rivierkreeft voor student-georiënteerde laboratoria.

Modelleren van biologische membranen met Circuit Boards en meten van elektrische signalen in Axonen: Student Laboratorium Oefeningen

Dit artikel beschrijft drie zenuwstelsel bereidingen met behulp van bloedzuigers: intracellulaire opname van neuronen in ventrale ganglia, het kweken neuronen van ventrale ganglia, en het opnemen van een patch van geïnnerveerde huid sensorische gebieden in kaart.

Intracellulaire opname, Sensory Velden bij, en het kweken geïdentificeerde neuronen in de Leech, Hirudo medicinalis</i

Fysiologische en anatomische technieken worden gedemonstreerd aan functie en structuur voor gezamenlijke proprioceptoren en spierspanning receptoren in schaaldieren wandelen ledematen te pakken.

Proprioceptie en Tension Receptoren in Crab Ledematen: Student Laboratorium Oefeningen

Dit artikel presenteert een noninvasive biomonitoring-systeem voor de continue opname en de analyses van rivierkreeft cardiale en motorische activiteiten. Dit systeem bestaat uit een nabij-infrarood optische sensor, een video-tracking module en software voor de evaluatie van rivierkreeft hartslagen die zijn fysiologische toestand weerspiegelt en karakteriseert rivierkreeft gedrag tijdens de schommelingen van de hartslag.

Continu Noninvasive meten van rivierkreeft cardiale en gedragsmatige activiteiten

We beschrijven een protocol om veranderingen in de activiteit van het afferente neuron te volgen tijdens motorische commando's in een model gewerveld haarcelsysteem.

Activiteit van Posterior Lateral Line Afferent Neurons tijdens het zwemmen in Zebrafish

Leer de dissectie van het abdominale zenuwstelsel van rivierkreeften voor elektrofysiologisch onderzoek naar fictieve locomotie. Deze methode maakt extracellulaire opnamen van zwemvliesmotorneuronen mogelijk.

De Swimmeret Systeem van rivierkreeftjes: Een praktische gids voor de dissectie van de Nerve Koord en extracellulaire Opnamen van de Motor van het Patroon (Video) | JoVE Journal

De Swimmeret Systeem van rivierkreeftjes: Een praktische gids voor de dissectie van de Nerve Koord en extracellulaire Opnamen van de Motor van het Patroon

Meer video's verkennen