Name: Minimaal-invasieve techniek voor injectie in Rat Optic Nerve (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Leer een minimaal-invasieve injectietechniek voor de rattenopticuszenuw zonder schedelopening. Deze methode vermindert chirurgische complicaties en versnelt herstel voor regeneratief onderzoek in de neurowetenschap.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Deze studie werd ondersteund door NeuralStem, Inc. en Johns Hopkins Project RESTORE.

LET OP: Alle dierlijke procedures werden goedgekeurd door de Johns Hopkins Animal Care en gebruik Comite. Anesthesieapparatuur vereisen jaarlijkse inspectie en kalibratie als dat nodig is. 1. Anesthesie en positionering <ol><li> Anesthesie. <ol><li> Voer alle chirurgische ingrepen onder narcose met 2-3% isofluorane. Bevestig juiste niveau van de anesthesie door teen knijpen en ademhaling. Controleer of de rat geen krimp als reactie op een teen knijpen. OPMERKING: Een krimp geeft verdoving dat is te laat en kan langer verdoving vóór begin of een hogere isofluorane concentratie vereisen. Een ademhalingsfrequentie minder dan 1 ademhaling per 2 seconden te laag vermelding van de anesthesie te hoog en kunnen lichter worden van de isofluorane concentratie vereisen. </li><li> Bevestig het dier moet worden gehouden met beweging tijdens de procedure te voorkomen. Een druppel van lidocaïne op de chirurgische oog. Met kunstmatige tranen elke 10 min tot droog voorkomen terwijl onder narcose. Geveneen injectie van buprenorfine van 0,01 mg / kg SC pre-operatief en vervolgens elke 6-8 uur naar behoefte. </li></ol></li><li> Positionering. <ol><li> Plaats ratten in een stereotaxische frame en warm te houden met een verwarmingselement. Bevochtig de hoofdhuid vacht met alcohol en zorg ervoor dat de blootstelling aan de ogen te vermijden. Gebruik steriele instrumenten en steriele techniek om het risico op postoperatieve infecties te minimaliseren. </li></ol></li></ol> 2. Eye- <ol><li> Plaats een 4-0 hechtdraad in de laterale bindvlies en bind het met voldoende hechting aan zachte tractie mogelijk te maken. </li></ol> 3. Dissection <ol><li> Initial Dissection. <ol><li> Wordt ~ 1 inch incisie in de huid die over de orbitale rand via een maat 10 scalpel zoals getoond in figuur 1. Trek de huid en de onderliggende fascia en voorzichtig ontleden weg de fascia. Om te voorkomen dat overmatig bloeden in de chirurgische, vermijd het snijden bloedvaten, terwijl het ontleden van de fascia. Gebruik strategisch placed katoen tips om hemostase te bieden. </li></ol></li><li> Dieper Dissection. OPMERKING: Met zachte tractie op het bindvlies te trekken het oog naar beneden en uit het stopcontact, zal de superieure orbitale spier in zicht komen. Om de optische zenuw bloot te leggen, moet deze spier gesneden en de retro-orbitale vet verwijderd. Het vet kan worden verwijderd en mag niet worden vervangen na injectie. Vanaf dit punt zou de oogzenuw fascia zichtbaar als een bundel van de optische zenuw zelf, samen met bloedvaten gewikkeld in dura (figuur 1). <ol><li> Maak een kleine incisie in de dura met het scalpel of een 31 gauge schuine naald te maken piercing minder traumatisch. </li></ol></li></ol> 4. Pipette Injector <ol><li> Trek een glazen micropipet met een diameter van 50-100 urn. Om de stabiliteit te bieden, monteren de micropipet op een micromanipulator en hechten aan een Hamilton spuit verbonden met een infuuspomp. </li><li> Trek de kralen (of stamcellen)gereconstitueerd in een 0,5-1,0 ul volume in de micropipet retrograde met 0,5 gl volume van methyl blauwe oplossing van het schip. OPMERKING: Een infusiesnelheid ingesteld op 0,5-2 ul per min voorkomt trauma aan de oogzenuw. </li></ol> 5. Injectie <ol><li> Laat de tip van de micropipet op de oogzenuw net boven de gekerfd dura. OPMERKING: Een klein, maar levendige beweging van het glas tip in de oogzenuw resultaten in het minst schade. Aangezien de infusiepomp begint, moet de methyl- blauwe kleurstof het gebied van de geïnjecteerde oogzenuw te markeren. De kleurstof moet blijven gelokaliseerd binnen de oogzenuw zonder lekken in de subarachnoïdale ruimte. </li><li> Volg de tweede groep van methyl blue te bepalen wanneer de stamcel injectie is voltooid en zet de infusiepomp af als de tweede dosis methyl blue geïnjecteerd. Houd de micropipet nog binnen de oogzenuw gedurende 2 min per 1 pl volume geïnjecteerd ter voorkoming highdruk uitwerpen bij de uitslag van de micropipet. OPMERKING: Een alternatieve benadering is om de pipetpunt aan te sluiten op een met lucht gevulde spuit die handmatig kan worden gemanipuleerd. Hoe dan ook, vermijd overmatige kracht om schade aan de optische zenuwen te minimaliseren. Wij raden het injecteren niet meer dan 2 pl volume in elk oogzenuw. </li></ol> 6. Follow-up <ol><li> Onmiddellijk. <ol><li> Wanneer de injectie is voltooid, verwijder de micropipet samen met eventuele katoen tips gebruikt om hemostase te bieden. Hechtdraad de huid met 3-0 zijde en verwijder de conjunctivale hechting. </li><li> Houd ratten warm op een verwarming pad, totdat ze uit anesthesie. Laat een dier niet onbeheerd verlaten totdat het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om borstligging behouden. Heeft een dier dat een operatie heeft ondergaan om het bedrijf van de andere dieren tot volledig hersteld niet meer terug. </li><li> Als het dier vertoont tekenen van pijn, waaronder overmatige lethargie, ataxie of zware breathing passende wijze te analgesie intramusculair buprenorfine (0,05 mg / kg) tot driemaal daags. </li></ol></li><li> Langetermijn. <ol><li> Voor de komende 24-48 uur, acht de rat voor complicaties van een operatie zoals zwelling of afscheiding uit de wond of andere tekenen van pijn, zoals vocalizing, gebogen uiterlijk, non-verzorging, of niet eten. Overweeg overleg met een dierenarts of ethische euthanasie als dat nodig is. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Dahlmann-Noor, A., Vijay, S., Jayaram, H., Limb, A., Khaw, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+approaches+and+future+prospects+for+stem+cell+rescue+and+regeneration+of+the+retina+and+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+journal+of+ophthalmology+Journal+canadien+d%27ophtalmologie%22%5BJournal%5D)">Current approaches and future prospects for stem cell rescue and regeneration of the retina and optic nerve.</a> Canadian journal of ophthalmology Journal canadien d'ophtalmologie. 45 (4), 333-341 (2010).</li>
<li>Quigley, H. A., Iglesia, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cells+to+replace+the+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Eye%22%5BJournal%5D)">Stem cells to replace the optic nerve.</a> Eye. 18 (11), 1085-1088 (2004).</li>
<li>Ghaffarieh, A., Levin, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+nerve+disease+and+axon+pathophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22International+review+of+neurobiology%22%5BJournal%5D)">Optic nerve disease and axon pathophysiology.</a> International review of neurobiology. 105, 1-17 (2012).</li>
<li>Fukui, Y., Hayasaka, S., Bedi, K. S., Ozaki, H. S., Takeuchi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+study+of+the+development+of+the+optic+nerve+in+rats+reared+in+the+dark+during+early+postnatal+life%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+anatomy%22%5BJournal%5D)">Quantitative study of the development of the optic nerve in rats reared in the dark during early postnatal life.</a> Journal of anatomy. 174, 37-47 (1991).</li>
<li>Celestre, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+approaches+to+the+cervical+spine%5BTitle%5D)+AND+%22The+Orthopedic+clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive approaches to the cervical spine.</a> The Orthopedic clinics of North America. 43 (1), 137-147 (2012).</li>
<li>Hallas, B. H., Wells, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Technique+for+Multiple+Injections+into+the+Mammalian+Optic+Nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Kopf+Carrier%22%5BJournal%5D)">A Novel Technique for Multiple Injections into the Mammalian Optic Nerve.</a> Kopf Carrier. 54, (2001).</li>
<li>Harvey, A. R., Hellstrom, M., Rodger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+therapy+and+transplantation+in+the+retinofugal+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+brain+research%22%5BJournal%5D)">Gene therapy and transplantation in the retinofugal pathway.</a> Progress in brain research. 175, 151-161 (2009).</li>
<li>Adachi-Usami, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+neuritis--from+diagnosis+to+optic+nerve+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Nippon+Ganka+Gakkai+zasshi%22%5BJournal%5D)">Optic neuritis--from diagnosis to optic nerve transplantation.</a> Nippon Ganka Gakkai zasshi. 104 (12), 841-857 (2000).</li>
<li>Slater, B. J., Vilson, F. L., Guo, Y., Weinreich, D., Hwang, S., Bernstein, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+nerve+inflammation+and+demyelination+in+a+rodent+model+of+nonarteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+ophthalmology+%26+visual+science%22%5BJournal%5D)">Optic nerve inflammation and demyelination in a rodent model of nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy.</a> Investigative ophthalmology & visual science. 54 (13), 7952-7961 (2013).</li>
<li>Zarbin, M. A., Arlow, T., Ritch, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+nanomedicine+for+vision+restoration%5BTitle%5D)+AND+%22Mayo+Clinic+proceedings%22%5BJournal%5D)">Regenerative nanomedicine for vision restoration.</a> Mayo Clinic proceedings. 88 (12), 1480-1490 (2013).</li>
</ol>

De auteurs hebben geen betekenisvolle onthullingen te melden.

Directe injectie in de oogzenuw van stamcellen of andere producten die bedoeld zijn om regeneratie te bevorderen, biedt een handig model in vergelijking met andere middelen van injecties in het CZS. Deze techniek neemt minder tijd in beslag, vereist minder totale anesthesie, vermijdt boren of het verwijderen van schedel- of botweefsel, vermindert complicatiepercentages en zorgt voor een snellere herstelperiode na de operatie.
De meest cruciale stappen in dit protocol omvatten: 1. Adequate hemo...

De oogzenuw biedt een ideale locatie voor het centrale zenuwstelsel (CNS) regeneratief onderzoek met inbegrip van oogheelkundige aandoeningen, zoals optische neuritis, glaucoom en trauma. Injecties van verschillende stamcellen zijn ofwel aangetoonde werkzaamheid of belofte getoond bij het ​​vervangen van verloren myeline, waardoor axonale tellen en / of voorkomen van degeneratieve ziekten. 1,2 De menselijke oogzenuw bevat ongeveer 1.200.000 parallel axonen op weg van de retina naar de chiasm met een diameter van ongeveer 3,0-3,5 mm. 3 Voor menselijke ziekten te modelleren in het laboratorium, is de rat vaak toegepast. De volwassen rat oogzenuw bevat ongeveer 100.000 axonen binnen een diameter van ongeveer 0,5 mm. 4 een van de belangrijkste beperkingen van CNS regeneratieve activiteit is direct been. Complicaties en chirurgische risico&#39;s voor het dier hoger wanneer de schedel of wervels verwijderd. Net als de voordelen vanminimaal invasieve benaderingen in de ruggengraat, 5 direct oogzenuw injecties zonder de schedel aanbod verlaagde complicaties en een sneller herstel. Deze techniek is gebruikt in eerdere studies. 6 In dit manuscript en bijbehorende video, demonstreren we een minimaal invasieve procedure stamcellen injecteren in de ratten optische zenuw.

<table><tbody><tr><td>Lewis rat</td><td>Charles River</td><td>4</td><td>Elke rattenstam zal werken.</td></tr><tr><td>Anesthesia machine</td><td>Surgivet</td><td>CDS9000</td><td>CDS 9000 Small Animal Anesthesia Machine - Pole Mount</td></tr><tr><td>Infusion pump</td><td>Stoelting</td><td>53129</td><td></td></tr><tr><td>Dissection microscope</td><td>National Optical</td><td>409-411-1105</td><td></td></tr><tr><td>Fiber-optic light source</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-21</td><td></td></tr><tr><td>Dissection and Stereotaxic Instrument</td><td>Stoelting</td><td>51400</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Puller</td><td>Kopf</td><td>750</td><td></td></tr><tr><td>Pipettes</td><td>World Precision Instruments</td><td>18150-6</td><td></td></tr><tr><td>Disposable scalpel blades</td><td>Harvard Apparatus</td><td>810-15-021</td><td></td></tr><tr><td>Iridectomy scissors</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>Uniband LA-4XF</td><td></td></tr></tbody></table>

minimaal-invasieve techniek voor injectie in rat optic nerve

Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve

De optische zenuw van de rat is een nuttig model voor stamcelregeneratieonderzoek. Directe injectie in de optische zenuw van de rat maakt levering aan het centrale zenuwstelsel mogelijk in een minimaal-invasieve chirurgie zonder botverwijdering. Deze techniek beschrijft een aanpak voor visualisatie en directe injectie van de optische zenuw na een kleine fasciale dissectie van de orbitale richel, met behulp van een conjunctivale tractie-naald om het oog voorzichtig omlaag en naar buiten te trekken. Representatieve voorbeelden van een geïnjecteerde optische zenuw tonen een succesvolle injectie van geverfde kralen.

Aan het einde van het experiment werden ratten gedood en geperfuseerd met 4% paraformaldehyde. De optische zenuwen werden zorgvuldig uitgesneden en geplaatst op cryostat coupes. Figuur 2 toont een voorbeeld van een rat geheel gezichtszenuw bij laag vermogen waarin Evans blauwe kleurstof geïnjecteerd om de site te visualiseren. De pijl geeft de precieze locatie van de injectie. Deze dissectie gebeurde binnen enkele minuten na de injectie zoals aangegeven door de beperkte diffusie van de kleurstof door he...

Directe injectie in de optische zenuw van de rat is nuttig voor regeneratief onderzoek. We demonstreren een minimaal-invasieve techniek voor directe injectie in een optische zenuw van een rat die geen opening van de schedel inhoudt. Met deze methode worden chirurgische complicaties geminimaliseerd en is het herstel sneller.

Minimaal-invasieve techniek voor injectie in Rat Optic Nerve

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central ...

Het algemene doel van deze procedure is om een minimaal invasieve methode te bieden voor het injecteren van geneesmiddelen of stamcellen in de oogzenuw van een levende rat. Dit wordt bereikt door de rat eerst te anesthetiseren, deze op de dissectiestand te positioneren en een hechtdraad in het conjunctiva in te brengen voor de manipulatie van het oog. In de daaropvolgende stap wordt de orbitale rand achter het oog gedissecteerd om de oogzenuw bloot te leggen.Vervolgens wordt de glazen pipet in de oogzenuw ingebracht en worden het geneesmiddel of de stamcellen geïnjecteerd voordat de chirurgische wond wordt gesloten en de rat uit de anesthesie wordt gewekt. Uiteindelijk, na een bepaalde periode, wordt de rat geëuthanaseerd, wordt de oogzenuw gedissekeerd en kunnen de effecten van de chirurgische injectie of transplantatie via microscopie worden gevisualiseerd. Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van bestaande methoden is dat deze benadering minimaal invasief is, waardoor de rat kan overleven zolang dat nodig is.Bestudeer de effecten van chirurgische injectie of transplantatie. De procedure zal worden gedemonstreerd door Kate Schwartz, een student-technicus uit mijn laboratorium. Voer alle chirurgische procedures uit onder anesthesie met 2 tot 3% isofluorine.Bevestig dat het passende anesthesieniveau is bereikt door middel van een teenknijptest en de ademhalingsfrequentie. Controleer of de rat niet reageert op het knijpen in de teen. Fixeer het dier indien nodig om hoofdbewegingen tijdens de procedure te voorkomen.Plaats vervolgens een druppel lidocaïne op het operatieve oog. Gebruik elke 10 minuten kunsttranen om uitdroging tijdens de anesthesie te voorkomen. Dien preoperatief een injectie buprenorfine toe van 0,01 milligram per kilogram subcutaan, en daarna elke zes tot acht uur indien nodig.Houd het dier warm met een warmtematje. Bevochtig de vacht op de hoofdhuid met alcohol. Zorg ervoor dat het middel niet in contact komt met de ogen.Zorg ervoor dat steriele instrumenten en een steriele techniek worden gebruikt om het risico op postoperatieve infecties te minimaliseren. Plaats vervolgens een 4-0 hechtdraad in de laterale conjunctiva en knoop deze vast met voldoende draad om zachte tractie mogelijk te maken. Maak een incisie van ongeveer één inch in de huid over de orbitale rand.Gebruik een scalpel met een mesje van maat 10. Trek de huid en de onderliggende fascia terug en disseceer de fascia voorzichtig weg. Plaats één hechting in de teruggetrokken huid om de superieure orbitale zak bloot te leggen en overmatig bloeden in het operatiegebied te voorkomen.Voorkom het doorsnijden van bloedvaten tijdens het dissecteren van de fascia. Door zachte tractie uit te oefenen op het conjunctiva, waarbij het oog naar beneden en uit de oogkas wordt getrokken, komt de musculus orbitalis superior in zicht. Om de nervus opticus bloot te leggen, moet het retroorbitale vet worden verwijderd en deze spier worden doorgesneden.Het vet kan worden weggegooid en hoeft na de injectie niet te worden vervangen. Vanaf dit punt moet de fascia van de nervus opticus zichtbaar zijn als een bundel van de nervus opticus zelf, samen met bloedvaten die in de dura zijn ingekapseld. Om de diepere dissectie uit te voeren, wordt met het scalpel of een schuingeslepen naald van 31 gauge (om het doorprikken minder traumatisch te maken) een kleine incisie in de DRA gemaakt; gebruik hiervoor een getrokken glazen micropipet met een diameter van 50 tot 100 microns om stabiliteit te bieden.Bevestig de micropipet op een micromanipulator en sluit deze aan op een plastic spuit van 20 cc. Trek beads of gereconstitueerde stamcellen in 0,5 tot 1 µL retrograde in de micropipet, samen met 0,5 µL methylblauwoplossing vóór en nadat de glazen pipet met kleurstof is gevuld. Breng met een spuit van 1 cc en een naald van 30 gauge de punt van de micropipet naar beneden op de nervus opticus, net boven de ingesneden dura.Een kleine maar snelle beweging van de glazen tip in de oogzenuw veroorzaakt de minste schade, terwijl er een langzame en constante druk op de zuiger wordt uitgeoefend. De Evans blue-kleurstof moet het gebied van de geïnjecteerde oogzenuw accentueren. De kleurstof moet gelokaliseerd blijven in de oogzenuw zonder uit te lekken in de subarachnoïdale ruimte.Volg de tweede band van de Evan's Blue-kleurstof om vast te stellen wanneer de injectie van de stamcellen is voltooid. Wanneer het benodigde volume in de oogzenuw is geïnjecteerd, laat u de zuiger los. Houd de micropipet vijf minuten lang in de oogzenuw om uitstoting door hoge druk bij het terugtrekken van de micropipet na voltooiing van de injectie te voorkomen.Verwijder de micropipet samen met alle wattenstaafjes die zijn gebruikt voor de hemostase. Hecht de huid met 3.0 zijde en verwijder de conjunctivale hechting. Houd de ratten warm op een warmtemat tot ze uit de anesthesie ontwaken.Laat een dier niet onbeheerd achter totdat het voldoende bewustzijn heeft teruggewonnen om in sternale recumbentie te blijven. Indien het dier tekenen van pijn vertoont, waaronder overmatige lethargie, ataxie of een moeizame ademhaling, dient er een passende analgesie te worden toegediend met intramusculaire buprenorfine, tot drie keer per dag. Na het experiment werden de ratten opgeofferd en geperfuseerd met paraldehyde.De oogzenuwen werden zorgvuldig gedissecteerd en gemonteerd voor cryostaatsneden; hier is een voorbeeld te zien van een oogzenuw van een rat bij een lagere vergroting waarin Evans blue-kleurstof is geïnjecteerd. Om de plek te visualiseren, geeft de pijl de exacte locatie van de injectie aan. Deze dissectie werd enkele dagen na de injectie uitgevoerd, wat blijkt uit de beperkte diffusie van de kleurstof langs de zenuw na de ontwikkeling.Deze techniek heeft de weg vrijgemaakt voor onderzoekers op het gebied van regeneratieve neurologie om nieuwe manieren te verkennen om de oogzenuw te regenereren en mogelijk het verloren gezichtsvermogen te herstellen in dit ratmodel van demyeliniserende ziekte.

minimally-invasive-technique-for-injection-into-rat-optic-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Intravitreale injectie is een veel gebruikte techniek in de visuele wetenschappen voor oculaire ziekten of als directe toepassing van lokale behandeling. Deze video toonde een protocol voor intravitreale injectie met een 1 ml injectiespuit met glazen pipet. Handige tips over het vermijden van grote bloeden en de lens beschadigd worden gegeven.

Intravitreale Injectie voor de oprichting van oogziekten Model

Optic Nerve doorsnijding is een veel gebruikt model van de volwassen CNS verwonding. Dit model is ideaal voor het uitvoeren van een aantal experimentele manipulaties die het netvlies doel wereldwijd of direct de doelstelling van de gewonden neuronale populatie van retinale ganglioncellen.

Methoden voor experimentele manipulaties na Optic Nerve doorsnijding in het zoogdier CZS

This video demonstrates the procedure of surgically accessing the optic nerve in an anesthetized animal and precisely delivering lysolecithin to induce focal demyelination, creating neuropathological conditions for further study.

Inducing Local Demyelination in the Optic Nerve Using Lysolecithin

Subretinale injecties zijn de meest gebruikte techniek voor het afleveren van grote therapeutische middelen zoals eiwitten en virale vectoren aan fotoreceptoren en het retinale pigmentepitheel. Hier wordt een alternatieve methode bij muizen beschreven die met succes de subretinale ruimte target met minimale nevenschade en snelle hersteltijden.

Een alternatief en gevalideerd injectiemethode voor toegang tot de Subretinal Space<i&gt; via</i&gt; Een Transcleral Posterior Approach

Dit protocol heeft tot doel een reproduceerbare veneuze toedieningsroute aan te tonen die gedurende de neonatale periode bij ratten en muizen kan worden gebruikt. Deze procedure is belangrijk voor preklinische knaagdierstudies die de toediening van geneesmiddelen op neonatale zorgafdelingen willen weerspiegelen, voornamelijk met behulp van intraveneuze toediening.

Een neonataal knaagdiermodel van retroorbitale aderinjectie

Dit protocol beschrijft een techniek voor intracamerale injectie bij ratten met behulp van een centrale incisie in het hoornvlies en een lange tunnel in de voorste oogkamer. Deze injectiemethode minimaliseert het risico op het veroorzaken van onbedoelde weefselbeschadiging en verbetert daardoor de precisie en reproduceerbaarheid.

Intracamerale injectie bij ratten met een laag risico op bijwerkingen

We presenteren een protocol voor directe injectie van de nervus vagus bij ratten, waardoor het geneesmiddel rechtstreeks in de zenuw kan worden toegediend zonder complicaties na injectie. Deze methode is van toepassing op preklinische neurologische onderzoeken waarbij het autonome zenuwstelsel wordt gemanipuleerd. Het kan worden gebruikt voor directe zenuwinjectie voor andere zenuwen bij ratten en andere soorten, met de nodige aanpassingen.

Directe injectie van de nervus vagus voor ratten

Dit protocol beschrijft een unieke techniek waarbij gebruik wordt gemaakt van een transconjunctivale benadering om toegang te krijgen tot de oogzenuw van de rat voor injecties.

Transconjunctivale benadering voor injectie in de oogzenuw van de rat

Deze studie presenteert een methodologie voor de toediening van therapieën in het netvlies en de oogzenuwen van de volwassen rat. Daarnaast wordt een unieke methode voor weefselverzameling geïntroduceerd voor een top-down en bloc verzameling van de oogzenuw en het netvlies bij een volwassen rat.

Oculaire therapeutische toediening en geavanceerde weefselafname bij volwassen ratten

Subretinale injecties zijn een onmisbare techniek voor de preklinische ontwikkeling van therapieën voor fotoreceptor- en RPE-ziekten. We beschrijven een geoptimaliseerde transsclerale subretinale injectietechniek bij muizen die de intraoperatieve slagingspercentages verbetert en schade aan het netvlies minimaliseert.

Geoptimaliseerde minimaal invasieve transsclerale subretinale injectietechniek bij muizen

Leer een minimaal-invasieve injectietechniek voor de rattenopticuszenuw zonder schedelopening. Deze methode vermindert chirurgische complicaties en versnelt herstel voor regeneratief onderzoek in de neurowetenschap.

Minimaal-invasieve techniek voor injectie in Rat Optic Nerve

Meer video's verkennen