Name: Stap voor Stap: Microchirurgische trainingsmethode het combineren van twee niet-levende dierlijke modellen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 25 s
Description: Leer microchirurgische vaardigheden met niet-levende dierlijke modellen. Deze methode gebruikt kippendijen en vleugels om end-to-end hechttechnieken te oefenen en prepareert trainees voor klinische scenario's.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De auteurs hebben geen erkenningen.

1. Voorbereiding: <ol><li> Het verkrijgen van een tafelblad stereo microscoop, met een variabele 3,5 x tot 45x zoom, 200 mm werkafstand, 55-75 mm variabele inter-pupil afstand en een accessoire geleid ring licht. Soortgelijke microscoop toereikend, kan worden ingesteld op een tafeltje en is niet erg duur. </li><li> Verzamel en voor te bereiden een reeks van microchirurgische instrumenten met twee microchirurgische pickups, een ontleden schaar, en een naald-driver; Dit is de minimale vereiste moet er rekening mee worden gehouden dat deze praktijk instrumenten en hoogwaardige kwaliteit instrumenten niet noodzakelijk. </li><li> Gebruik 9/0 monofilament micro-hechting voor alle praktijken. Koop commercieel beschikbare kippendijen of vleugels en voedsel kleurstof bij de plaatselijke supermarkt. </li><li> Een 20 G angio- katheter wordt gebruikt voor de doorgankelijkheid tests van de kip femorale slagaders. Voor de brachiale slagaderen een dunnere 27 G catheter nodig is. Deze kunnen worden verkregen via internet bij een lokale apotheek ofde set instrumenten. Koop een commercieel beschikbare spuit om het voedsel kleurstof injecteren. </li></ol> 2. Macroscopische dissectie technieken: <ol><li> De benadering van de femorale vaten is eenvoudig. Voor kippendijen, het uitvoeren van een stompe dissectie techniek net mediaal van de femurschacht, scheiden de dij spieren van het bot en de femorale slagader, ader en zenuw bloot te leggen. De zenuw kan verder worden ontleed in twee afzonderlijke bundels voor verschillende soorten zenuwherstel praktijken. </li><li> Om longitudinaal toegang tot de kip brachialis slagader in de Kipvleugeltjes, incise de huid met een schaar, vanaf de schouder tot aan het uiteinde van de vleugel. Let op de slagader die tussen de biceps en triceps brachii. </li></ol> 3. Aanbevolen training regime: <ol><li> Trainen met de femorale slagader. OPMERKING: De eerste stap in de training regime is te oefenen met de kip femorale slagader. </li></ol><ol><li> Leg het stuk onder de microscoop en start de microchirurgische dissectie. Bevrijd de dijbeenslagader van de onderliggende weefsels; en verdeel het horizontaal. Voer een adventicectomy. Gebruik de micro-pickups en micro-schaar om elke adventicia bovenop de arteriële lumen trimmen. Spoel de binnenste lumen met regelmatig kraanwater. Noteer de starttijd </li><li> Voer een begin tot eind anastomose. <ol><li> Begin op de achterwand van de slagader aan de zijde tegenover de operator. Plaats de eerste steek; beginnen aan de linker kant als horizontaal te werken, aan de onderkant als verticaal te werken. Steek de naald vanaf de buitenzijde van de arterie naar het lumen en het lumen naar de buitenzijde van de arterie. </li><li> Bind de steek, het uitvoeren van een dubbele knoop, en dan twee enkele gooit wisselende richtingen. Voltooi de gehele achterwand de hierboven beschreven techniek. </li><li> Vanaf de rechterkant als je horizontaal werkt of de bovenzijde als je woverticaal rken, plaats een enkele steek van buiten naar het lumen en het lumen naar buiten. Bind de knoop zoals hierboven beschreven. Voltooi de voorwand het herhalen van de in 3.1.2.2 beschreven procedure. </li><li> Noteer de laatste keer dat dit zal u toelaten om een ​​record te houden, zodat u uw voortgang te controleren. OPMERKING: De auteurs liever een enkele up techniek; maar elk type van microchirurgische hechting kan worden gerepeteerd. Het is aan te bevelen dat de stagiair voltooid rond 25 microchirurgische anastomosen op deze manier voordat hij kan proberen andere klinische scenario&#39;s. Deze omvatten veneuze enten voor arteriële gaps, end zenuwen reparaties beëindigen en het gebruik van de ader leidingen voor de behandeling van zenuw spleten. Een belangrijke techniek in microvasculaire chirurgie, die kunnen worden geleerd met deze trainingsmethode is de continue of hardlopen hechting, om deze techniek uit te voeren de opbrengsten stagiair als 3.1.2.1, maar de stich wordt niet gesneden, blijven steken presteren als in 3.1.2.1, zonder snijden ze until je de hele hechtdraad voltooien en bind het aan de oorspronkelijke steek op het einde. </li></ol></li></ol><ol start="2"><li> Trainen met de armslagader <ol><li> Leg het stuk onder de microscoop. Voltooi de procedure zoals hierboven beschreven voor de femorale arterie. NB: Het enige verschil is de grootte. De brachiale arterie is veel kleiner dan de femorale slagader en de anastomose aanzienlijk moeilijker. </li></ol></li><li> Doorgankelijkheid testen <ol><li> Steek een glad 20 of 27 G angio-katheter via de anastomose, om te controleren op verstoppingen veroorzaakt door steken hechten beide vaatwanden samen. </li><li> Breng een spuit met commercieel voedsel kleurstof aan het einde van de angio- katheter en perfuseren kleurstof in de slagader te testen op lekkage jet </li><li> Open de slagader langsrichting om de steken, de parallelliteit en de hoeveelheid muur genomen visualiseren. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Lee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Historical+events+on+development+of+experimental+microsurgical+organ+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Yonsei+Med+J%22%5BJournal%5D)">Historical events on development of experimental microsurgical organ transplantation.</a> Yonsei Med J. 45 (6), 1115-1120 (2004).</li>
<li>Shurey, S., Akelina, Y., Legagneux, J., Malzone, G., Jiga, L., Ghanem, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+model+in+microsurgery+education%3A+classical+exercises+and+new+horizons%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons.</a> Arch Plast Surg. 41 (3), 201-208 (2014).</li>
<li>Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+cadaveric+infusi%C3%B3n+model+for+neurosurgical+training%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Human cadaveric infusión model for neurosurgical training.</a> Surg Neurol. 72, 700-702 (2009).</li>
<li>Peled, I. J., Kaplan, H. Y., Wexler, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsilicone+anastomoses%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsilicone anastomoses.</a> Ann Plast Surg. 10 (4), 331-332 (1983).</li>
<li>Gluer, N. M., Rao, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Canniesburn+%E2%80%9Cever-ready%E2%80%9D+model+to+practise+microsurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Canniesburn “ever-ready” model to practise microsurgery.</a> Br J Plast Surg. 43 (3), 381-382 (1990).</li>
<li>Hino, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Training+in+microvascular+surgery+using+a+Chicken+wing+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Training in microvascular surgery using a Chicken wing artery.</a> Neurosurgery. 52 (6), 1495-1498 (2003).</li>
<li>Marsh, D. J., Norton, S. E., Mok, J., Patel, H. D., Chen, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+the+Chicken+thigh+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training the Chicken thigh model.</a> Ann Plast Surg. 59 (3), 355-356 (2007).</li>
<li>Jeong, H. S., Moon, M. S., Kim, H. S., Lee, H. K., Yi, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+with+fresh+chicken+legs+and+their+histological+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training with fresh chicken legs and their histological characteristics.</a> Ann Plast Surg. 70 (1), 57-61 (2013).</li>
<li>Couceiro, J., Ozyurekoglu, T., Sanders, S., Tien, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+regimen+with+nonliving+chicken+models%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training regimen with nonliving chicken models.</a> Microsurgery. 33 (3), 251-252 (2013).</li>
<li>Phoon, A. F., Gumley, G. J., Rtshiladze, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+using+a+pulsatile+membrane+pump+and+chicken+thigh%3A+A+new%2C+realistic%2C+practical%2C+nonliving+educational+model%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training using a pulsatile membrane pump and chicken thigh: A new, realistic, practical, nonliving educational model.</a> Plast Reconstr Surg. 126 (5), 278e-279e (2010).</li>
<li>Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+on+suture+versus+cuff+anastomosis+in+mouse+cervical+cardiac+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant.</a> Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

De klinische praktijk van microchirurgie vereist een continue oefening en een hoog niveau van expertise; de toepassingen omvatten vrije flappen, replantatie en revascularisatieprocedures, intracraniaal - extracraniale anastomosen voor neurochirurgische procedures, perifere zenuwchirurgie en andere. Ondanks de grote verscheidenheid aan procedures die microchirurgische technieken vereisen, worden sommige van hen zelden uitgevoerd in veel centra. De chirurgen moeten daarom soms hun vaardigheidsniveau op peil houden door de ...

Een ruime reeks trainingsmodellen is beschreven voor het leren en onderhouden van zowel basis- als geavanceerde microchirurgische vaardigheden. Deze omvatten levende dieren1,2, menselijke kadaverspecimens3, inerte modellen4,5 en niet-levende dierenmodellen6-9. Levende dierenmodellen, specifiek die met ratten, zijn uitgebreid gebruikt bij het onderwijzen van microchirurgie1,2; en worden beschouwd als de huidige gouden standaard voor training. Ondanks hun opmerkelijke leerzame waarde, kunnen economische en ethische bezwaren hun praktische toepassing belemmeren wanneer een intensieve of langdurige training vereist is.
Kadaverische modellen3 bieden de mogelijkheid om te oefenen in een omgeving die lijkt op de werkelijke klinische situatie; ze zijn helaas beperkt tot anatomielabben en soortgelijke faciliteiten, er moet ook een microscoop beschikbaar zijn in het lab; deze modellen zijn daarom niet algemeen beschikbaar. Inerte modellen zoals rubberen buizen of handschoenen4,5 zijn goedkoop en gemakkelijk toegankelijk, de benodigde apparatuur voor hun toepassing is minimaal. De gelijkenis met een klinische situatie is echter twijfelachtig; en hun toepassing is over het algemeen beperkt tot de inleidende fasen van de training, voordat de stagiair begint met oefenen op ratten. Voor zover wij weten was Hino6 de eerste die het gebruik van niet-levende kippen voorstelde voor de ontwikkeling en het onderhoud van klinische microchirurgische vaardigheden. Zijn model is gebaseerd op de extractie en daaropvolgende gebruik van de brachiale kippenarterie uit commerciële kippenvleugels. Deze aanpak heeft geen goedkeuring van het instellingscomité nodig, anesthesie voor knaagdieren, laboratoriumtechnici of postoperatieve zorg.
Na Hino's beschrijving van het kippenvleugelarteriemodel werden talrijke andere niet-levende dierenmodellen gepubliceerd. Het gebruik van commerciële kippendijen werd voor het eerst voorgesteld door Marsh et al.7 die het gebruik van de femorale slagader, ader en zenuw voor didactische doeleinden rapporteerden. Dit specifieke model breidt de trainingsmogelijkheden uit met structuren die anders zijn dan de slagaders; het stelt de stagiair in staat om een verscheidenheid aan complexe procedures uit te voeren, zoals venegrafts, zenuwgrafts of fasciculaire reparaties. Jeong et al.8 Bestudeerden verder Marsh' kippenboutmodel en de toepassingen ervan in het onderwijzen van huisartsen. De auteurs analyseerden histologisch kippenweefselmonsters en ontdekten dat deze overeenkomsten vertoonden met menselijk weefsel. De tijd die de stagiair nodig had om een anastomose uit te voeren, werd aanzienlijk verkort door oefening in hun studie. Ze concludeerden dat "de femorale neurovasculaire bundels van kippen een geschikt en effectief model zijn voor het onderwijzen en oefenen van microchirurgie". In 2013 publiceerden mijn collega's en ik9 een microchirurgisch trainingsregime dat zowel het kippendij- als het kippenvleugelmodel combineerde; deze aanpak profiteert van de veelzijdigheid van de kippendijen en van de beperkte grootte van de kippenvleugelslagader die meer een uitdaging kan zijn voor de meer gevorderde stagiairs dan de femorale vaten.
In het huidige manuscript beschrijven we stap voor stap het proces van het opzetten van een microchirurgische praktijkstation; de vereiste materialen, hoe de neurovasculaire structuren van elk model te dissekeren en hoe het trainingsregime effectief toe te passen.

<table><tbody><tr><td>Stereomicroscoop</td><td>Amscope</td><td>SM-1BX</td><td>Microscoop</td></tr><tr><td>Led licht</td><td>Amscope</td><td>LED-80S-YA</td><td>verlichtingssysteem</td></tr><tr><td>Set microchirurgische instrumenten</td><td>Chen hen microchirurgische instrumenten</td><td>HC- X803-1</td><td>Microchirurgische instrumenten</td></tr><tr><td>Microchirurgische hechtingen</td><td>S/T microchirurgische</td><td>9/0 Hech materiaal</td><td>Hechtingen</td></tr></tbody></table>

stap voor stap: microchirurgische trainingsmethode het combineren van twee niet-levende dierlijke modellen



Step By Step: Microsurgical training method combining two nonliving animal models

Het leren van microchirurgische technieken en het onderhoud van microchirurgische vaardigheden zijn traditioneel gebaseerd op het gebruik van levende dieren, voornamelijk laboratoriumratten. Deze methode, hoewel uiterst waardevol, kan economisch veeleisend zijn, zowel voor de chirurg als de sponsorende instelling; het vereist ook speciale trainingsfaciliteiten die niet altijd beschikbaar of toegankelijk zijn. Bovendien kunnen ethische bezwaren het gebruik van levende dieren voor trainingsdoeleinden beperken. Alternatieve trainingsmethoden, zoals inerte buizen en handschoenen, hebben geen populariteit gewonnen onder chirurgen omdat ze geen ervaring bieden die vergelijkbaar is met een klinische situatie. Niet-levende diermodellen omvatten het gebruik van kippendijen en -vleugels; ze bieden een oefenexperience die in aanzienlijke mate lijkt op een klinische situatie. Dit type training is relatief goedkoop en gemakkelijk verkrijgbaar. De vereiste microscoop en instrumenten kunnen via internet worden verkregen en de kippendielen kunnen in de lokale supermarkt worden gekocht.
Deze benadering stelt een gemotiveerde stagiair in staat om verschillende soorten chirurgische technieken meerdere keren te oefenen tegen een redelijke kostprijs, wat helpt bij het ontwikkelen of onderhouden van zijn chirurgische expertise als complexere faciliteiten niet beschikbaar zijn. In het huidige manuscript beschrijven we hoe u een kleine oefenstation kunt instellen, hoe u de specimens kunt dissekeren en hoe u zowel met de kippendijen als met de kippenvleugels op een progressieve manier kunt oefenen. Deze aanpak benut de veelzijdigheid van het kippendijenmodel en de kleine omvang van de brachiale slagader van de kippenvleugel.

De auteurs hebben hun tijd chronometered de onderhavige werkwijze en training hebben gezien aanzienlijke vermindering van de anastomose tijden een femorale slagader aan het einde van de derde week. De stagiair kan de verbeteringen aan zijn techniek te controleren door het controleren van zijn tijd, zijn doorgankelijkheid percentages en de afstemming van zijn hechtingen. De in dit manuscript beschreven systeem is in Figuur 1 omvat een tafelblad microscoop en een aantal microchirurgische instrumenten. De macroscopische di...

Hier beschrijven we hoe je een kleine microchirurgische praktijkopstelling kunt inrichten en een eenvoudige en goedkope methode voor de training van microchirurgie met niet-levende diermodellen.

Stap voor Stap: Microchirurgische trainingsmethode het combineren van twee niet-levende dierlijke modellen

The learning of microsurgical techniques and the maintenance of microsurgical skills have been traditionally based on the use of living animals, mainly ...

Het algemene doel van het volgende experiment is het ontwikkelen van een microsurgische trainingsmethode, waarbij twee microsurgische modellen van niet-levende dieren worden gecombineerd. Voor een cursist zonder eerdere microsurgische ervaring wordt eerst een microscopische dissectie van een commercieel verkrijgbare kippendij aanbevolen om de arteria femoralis, vene en nervus bloot te leggen. Het weefsel wordt vervolgens onder de microscoop geplaatst om de gewenste microsurgische techniek uit te voeren.Bijvoorbeeld, een end-to-end hechting van de arteria femoralis van de kip. Wanneer de trainee zich comfortabel voelt bij het werken met het dijweefsel, kan de procedure vervolgens worden geoefend met een kleinere arteria brachialis, die te vinden is in commercieel verkrijgbare kippenCwings. Uiteindelijk kan het perfectioneren van deze microchirurgische technieken met de arteria femoralis en arteria brachialis van de kip de neurochirurg voorbereiden op werk in kleinere levende diermodellen en in klinische scenario's.Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van andere bestaande methoden, zoals de Micros Soldier-training met ratten, is dat onze techniek geen anesthesie vereist en geen speciale faciliteiten behoeft, waardoor de economische kosten en het aantal te offeren dieren worden geminimaliseerd. De femorale vaten en de nervus ischiadicus van het kippenbedij kunnen eenvoudig worden blootgelegd door met een vinger net mediaal aan de femurschacht te gaan. De femurkop kan vervolgens worden waargenomen nabij het dissectievlak, dat zich parallel aan de femurschacht bevindt, om een end-to-end anastomose met de one-way-up techniek op de femorale arterie van de kip te oefenen.Plaats vervolgens het weefsel onder de microscoop. De locatie van de arteria femoralis, de vena femoralis en de nervus ischiadicus moet nu zichtbaar zijn. Maak de slagader vrij van het onderliggende weefsel en snijd deze horizontaal door.Trim vervolgens met micropincetten en microscharen alle adventitia die over het arteriële lumen ligt, gevolgd door een spoeling van het binnenste lumen met gewoon kraanwater. Als de trainingstijd wordt geregistreerd, noteer dan de starttijd, plaats vervolgens de eerste hechting beginnend op de achterwand van de arteria femoralis aan de verre zijde van het weefsel, waarbij de naald van de buitenkant van de arterie naar het lumen wordt gevoerd, en vervolgens van het lumen naar de buitenkant van de arterie om de hechting vast te knopen. Maak eerst een dubbele knoop, gevolgd door twee enkele worpen in afwisselende richtingen.Voltooi vervolgens de gehele achterwand door de naald, zoals zojuist gedemonstreerd, heen en weer te bewegen. Plaats daarna een enkele steek in de voorwand van het vat, van de buitenkant naar het lumen, en vervolgens van het lumen naar de buitenkant. Knoop de draad vervolgens aan zoals zojuist gedemonstreerd en voltooi de voorwand met enkele steken zoals eerder beschreven.En leg het einde vast. Tijd om te oefenen op de arteria brachialis van de kip. Gebruik eerst een schaar om de huid longitudinaal in te snijden, van de schouder tot aan de vleugeltop.De slagader kan nu worden waargenomen terwijl deze tussen de biceps en triceps brachii loopt, zoals aangegeven door de pijlpunten. Om de doorgankelijkheid van beide microchirurgische procedures te testen, wordt een gladde angiocatheter van 20 of 27 gauge door de anastomose gehaald om te controleren op obstructies. Bevestig vervolgens een spuit gevuld met commerciële voedselkleurstof aan het uiteinde van de catheter en perfuseer de kleurstof in de slagader om te testen op lekkage.Open tot slot de slagader in de lengterichting om de hechtingen, hun parallellisme en de hoeveelheid weggenomen wand te visualiseren. Er wordt een microscopisch beeld getoond van een end-to-end hechting van een femoralisarterie, bereikt via een eenrichtingsmethode met enkelvoudige hechtingen zoals zojuist gedemonstreerd. Daarentegen wordt in deze afbeelding een representatieve end-to-end hechting van een arteria brachialis van een kip gepresenteerd.De arteria brachialis is veel kleiner dan de arteria femoralis, wat resulteert in een technisch veel uitdagendere procedure. Het model van het kippenbedij is zeer veelzijdig en maakt verschillende soorten oefeningen mogelijk. In dit representatieve experiment is inderdaad een herstel van de arteria femoralis uitgevoerd met een veneuze graft die uit de vena femoralis was gewonnen.Na het bekijken van deze video zou u een goed begrip moeten hebben van hoe u een end-to-end arterie-anastomose maakt, of dit nu bij een femorale of radiale slagader van een kip is. Tevens leert u hoe u de nauwkeurigheid van uw resultaten kunt beoordelen.

step-step-microsurgical-training-method-combining-two-nonliving

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

We beschrijven een techniek waarbij een deel van de abdominale aorta van een muis getransplanteerd orthotopically is om net onder de nierslagaders in een allogene of syngene ontvanger. Deze techniek kan nuttig zijn in studies waarin transplantatie van grote slagaders van gelijke grootte is als voordelig.

Orthotope Aorta Transplantatie in Muizen voor de Studie van vasculaire aandoeningen

This video presents the surgical procedure for image-guided tumor resection and implantation of a bio-scaffold seeded with genetically engineered mesenchymal stem cells or MSCs expressing tumor necrosis factor-related apoptosis-inducing ligand or TRAIL. These therapeutic MSCs have the potential in treatment of brain tumors.

Fluorescence-guided Tumor Resection and MSC-seeded Scaffold Implantation in Murine Model: A Surgical Procedure to Deliver Therapeutic Mesenchymal Stem Cells into Brain Tumor Resection Cavity in Mouse Model

Om gecombineerde transplantatie van vaste organen en vaatvoorziene samengestelde allogene transplantaten te bestuderen, beschrijven we een nieuw heterotopisch en bloc model voor borstwand-, thymus- en harttransplantatie bij muizen, waarbij gebruik wordt gemaakt van een cervicale niet-naadloze manchettechniek.

A Novel Microchirurgische Model voor Heterotope, En Bloc borstwand, Thymus, en harttransplantatie in Muizen

We ontwierpen een procedure waarin een formaldehyde-vaste menselijke cadaver wordt gebruikt bij neurochirurgen in opleiding voor de inplanting van micro-elektrode arrays in de neocortex van het menselijk brein.

Chirurgische opleiding voor de inplanting van Neocortical micro-elektrode Arrays gebruikmakend van een menselijk kadaver Formaldehyde-fixed-Model

Hier presenteren we een protocol voor het gebruik van de varken superieure epigastrische artery perforator flap als een lesmodule voor hoofd en nek microvasculaire wederopbouw.

Varkens als een Module van de opleiding voor hoofd en nek microvasculaire wederopbouw

Het doel van dit document is om te illustreren hoe een reproduceerbaar laboratorium voor laryngeale chirurgie op betaalbare en nauw gelijkaardige dierlijke laryngealmodellen te organiseren om anatomische en chirurgische kennis en vaardigheden te verbeteren.

Het leren van moderne laryngeale chirurgie in een Dissection Laboratory

Dit artikel beschrijft een aangepaste techniek voor heterotope gevasculariseerde harttransplantatie met bijgewerkte aseptische techniek, analgesie en anesthesie.

Een gemodificeerd muizen heterotopisch harttransplantatieprotocol dat overeenkomt met hedendaagse normen voor aseptische techniek, anesthesie en analgesie

Reparatie van de slagader in een muismodel na injectie zorgt ervoor dat het bloed weer naar de slagader stroomt zonder de verdeling van het geïnjecteerde materiaal negatief te beïnvloeden. Reparatie op de injectieplaats vergemakkelijkt volgende injecties via dezelfde slagader en voorkomt cerebrale ischemie bij muizenstammen die geen volledige Circle of Willis hebben.

Het vergemakkelijken van herhaalde intracarotisinjecties in muismodellen door een nieuwe techniek voor het herstellen van de injectieplaats

We presenteren een nieuwe benadering voor twee-fotonmicroscopie van de tumorafgifte van fluorescerend gelabelde ijzeroxide-nanodeeltjes aan glioblastoom in een muismodel.

Intravitale microscopie met twee fotonen van glioblastoom in een muizenmodel

Dit protocol bevat een grondige beschrijving van een stapsgewijze aanpak voor een chronisch craniaal venster- en microvasculaire emboliemodel van een muismodel, geoptimaliseerd voor in vivo tweefotonmicroscopie met fluorescerende polystyreenmicrosferen.

Microvasculaire embolisme Muizenmodel voor in vivo tweefotonmicroscopie met fluorescerende polystyreenmicrosferen

We presenteren een reproduceerbaar muismodel van heterotopische vascularisatie allotransplantatie van achterpoot tot hals. Dit supermicrochirurgisch protocol, waarbij 0,3-0,5 mm vatenanastomosen worden gebruikt, integreert nylonfilamentgeleiding en veneuze manchetten. Het biedt een betrouwbaar platform voor translationele studies naar tolerantie, ischemie-reperfusieschade en immunologische mechanismen bij vasculariseerde samengestelde allotransplantatie.

Heterotopische achterpoot-naar-nek transplantatie bij de muis: een supermicrochirurgisch model van vasculariseerde composietallotransplantatie

Leer microchirurgische vaardigheden met niet-levende dierlijke modellen. Deze methode gebruikt kippendijen en vleugels om end-to-end hechttechnieken te oefenen en prepareert trainees voor klinische scenario's.

Stap voor Stap: Microchirurgische trainingsmethode het combineren van twee niet-levende dierlijke modellen

Meer video's verkennen