Name: Muizen Niertransplantatie Techniek (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Leer een gemodificeerde arteriële anastomosetechniek voor niertransplantaties bij muizen met een hiel-teen-manchet. Deze methode vermindert arteriële trombose en verbetert het succes van transplantaties aanzienlijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd mede ondersteund door 1R03DK096151.

Alle muizen werden gekocht van The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) en werden ondergebracht onder pathogeenvrije omstandigheden bij de Universiteit van Colorado Denver, Barbara Davis Center Animal Facility volgens de NIH richtlijnen en met goedkeuring van de Universiteit van Colorado Denver IACUC. 1. donornier Harvest <ol><li> Steriliseren alle instrumenten, draag steriele handschoenen tijdens de gehele procedure en een steriel veld te houden. Voer alle operaties met gebruik van een operatiemicroscoop. </li><li> Operatief verwijderen muis donornieren uit-pentobarbital verdoofd (60 mg / kg IP) donoren. Vergewissen de diepte van de anesthesie door teen-snuifje, en observeer de ademhaling. </li><li> Klem de vacht dan immobiliseren de muis door 4-way beperkingen. Bereid de huid met povidonjood en drapeer de muis in een steriele manier. </li><li> Maak een 2 cm middellijn verticale incisie in de buik en voer de buikholte. Trek de darm superieur en externaliseren dezeop de borst. Houd de darm verpakt in steriele vochtig gaasje gedurende de hele procedure. </li><li> De grote abdominale vaten te identificeren en te mobiliseren, vast welke lumbale takken en ofwel cauterize of ligeren ze met 10/0 nylon hechtdraad. </li><li> Direct distaal van de linker renale vaten plagen de inferior vena cava (IVC) en abdominale aorta (AA) elkaar door stompe dissectie dan ongeveer 2 mm. Ligeren met 10/0 nylon en verdeel kleine arteriële en veneuze takken uit de renale vaten. </li><li> Nu scheiden de nierader van de nierslagader zorgvuldig door stompe dissectie van deze structuren. Dit maakt een nauwkeurige instelling van een Carrel patch op het proximale uiteinde van de renale ader, die zal worden gebruikt om een ​​end-to-side anastomose aan de ontvangers IVC vormen. </li><li> Identificeren, ligeren en de linker bijnier vaten verdelen. Dit maakt toegang tot de bijnieren aorta en een 6-0 zijden hechtdraad wordt geplaatst rond de aorta als voorbereiding op ligatie, maar op dit moment niet gebonden. </li&gt; <li> Mobiliseer de nieren, schepen en urineleider van de omringende dashboard. Draai de nier naar rechts en ligeren / verdelen elke posterior takken. Dan terug de nier naar links. </li><li> Richt nu de aandacht op de ureter. Zonder de nier navel gratis de urineleider van de omringende dashboard zorg ervoor dat de ureteric schepen behouden. Verdeel de urineleider ter hoogte van de ductus deferens. De nier is nu klaar voor het herstellen. </li><li> Injecteer langzaam 300 eenheden van heparine in het distale IVC waardoor de donor heparinizing. Vastsjorren van 6-0 zijden hechtdraad geplaatst rond de bijnieren AA en perfuseren de linker nier via de distale abdominale aorta met 0,8 ml van heparine-zoutoplossing (100 U / ml). </li><li> Zodra de perfusie heeft opgehouden te creëren een veneuze Carrel patch onmiddellijk terugstromen in de nieren te elimineren. Trek de nierader in de richting van de nier het openbaren van de AA en nierslagader eronder. </li><li> Verdeel de aorta naast de nierslagader creëren van een hiel ene manchet zoals weergegeven in figuur 1. de nier, ureter en vaten van de donor verwijderen. </li><li> Verwijder de nier rechtstreeks aan een vooraf bereide begunstigde (0 min koude ischemie tijd) of opgeslagen bij 4 ° C in een oplossing van de keuze voor een vooraf bepaalde tijd op het moment van implantatie. Gedood donoren door exsanguanation en cervicale dislocatie. Totale tijd om donornier te herstellen is ongeveer. 15-20 min. </li></ol> 2. Nier Implant Techniek <ol><li> Verdoven van de ontvanger muis met pentobarbital (60 mg / kg IP initiële dosis, 25 mg / kg IP aanvullende dosis indien nodig). Vergewissen de diepte van de anesthesie door teen-snuifje, en observeer de ademhaling. Klem de vacht te immobiliseren dan de muis met 4-way beperkingen en oogzalf toepassing op de ogen. Bereid de huid met povidonjood en drapeer de muis in een steriele manier. </li><li> Maak een 2 cm middellijn verticale incisie in de buik en voer de buikholte. Trek de darmsuperiorly en externaliseren op de borst. Houd de darm verpakt in steriele vochtig gaasje gedurende de hele procedure. </li><li> Op dit moment is het uitvoeren van een rechter nefrectomie. Afbinden van de nierslagader en ader met 6-0 zijde hechtingen. Uitsnijden de nier distaal van de hechtingen. Ligeren de urineleider met 6-0 zijde en vervolgens delen proximaal van de nier. </li><li> Isoleer de abdominale aorta en inferior vena cava (IVC) in de renale vaten. Plaats 4-0 katoenen banden rond de aorta en IVC superieur dan inferieur aan de anastomosisplaats. Identificeren en ligeren elke lumbale schepen binnen het veld met 10-0 nylon hechtdraad. </li><li> Knoop de katoenen banden, eerst de inferieure, gevolgd door de superieur. Zo wat bloed wordt vastgehouden in de aorta om de aortotomy vergemakkelijken. </li><li> Vorm het aortotomy met een 30G naald om het lumen van de aorta voeren. Verleng de incisie met fijne micro schaar om een ​​lengte van ongeveer 2 mm. </li><li> Maak een einde aan de zijde anastomose van de donor aorta hak-en-teen manchetde ontvanger aorta op de volgende wijze. Plaats een 10-0 nylon hechtdraad verblijf steek in de donor aorta en de inferieure hoek van de incisie in de ontvanger aorta en stropdas. </li><li> Plaats een tweede 10-0 nylon tegenover de eerste in de donor aorta en de superieure hoek van de incisie in de abdominale aorta en stropdas. Maak een draaiende hechtdraad lijn van superieur aan inferieure in de laterale wand van de aorta en te binden tegen de eerder geplaatste verblijf steek. Hechten dan de mediale muur in een running mode en stropdas. </li><li> Maak een einde aan de zijde anastomose van de donor nierader aan de ontvanger IVC in de volgende mode. Prik de IVC met een 30G naald en uitbreiding van de incisie met fijne micro schaar. Bind de donor renale ader aan de inferieure hoek van de incisie in de IVC met 10-0 nylon. Maak een lopende hechting tussen de renale ader en de IVC en stropdas. NB: Het is ook van vitaal belang dat volledige dikte passeert de hechtnaald waaronder de vasculaire adventitia de intima bereikt. Eversie van de kanten maakt dat er intima-aan-intima contact, wat helpt bij het afdichten en genezing van de anastomosen. Terwijl een hemostatische stolling middel nuttig voor het verminderen van lekken kunnen worden, raden we aan dat een chirurg in plaats rekenen op een goede techniek. </li><li> Zorg ervoor dat de anastomosen zijn &quot;schone&quot;. Dat wil zeggen, dat de tegenoverliggende wanden niet worden betrapt bij het plaatsen van hechtingen. Dit zal een belangrijke vernauwing stromen die zullen leiden tot een mislukte implantaat en in extreme gevallen tot verlamming veroorzaken. OPMERKING: Een andere factor is van vitaal belang ervoor te zorgen dat de spanning van de anastomose hechtlijnen is optimaal. Te los en er zal onomkeerbare lekken, te strak en vernauwing te stromen zal leiden zijn. Als aan de arteriële kant leidt dit tot een slechte doorbloeding van het transplantaat, indien op het aderlijke kant een overbelaste nier leidt. </li><li> Laat de distale 4-0 katoen tie re-oprichting van veneuze flow. Nadat hemostase van venoons anastomose is geleidelijk waargenomen draai de proximale 4-0 katoen stropdas en observeer de arteriële anastomose voor hemostase. </li><li> Verwijder de katoenen banden van de muis een keer zowel anastomoses veilig worden beschouwd. Pierce de blaas met een 20 G naald creëren van twee gaten. </li><li> Leid de uiteinden van de gebogen forceps door de gaten en trek de donor ureter naar de blaas de tang met het proximale uiteinde van de ureter verankerd aan de blaaswand twee 10-0 nylon hechtingen. Knip de overtollige lengte van de urineleider uitsteekt uit het tweede gat waardoor de urineleider terug te trekken binnen de blaas en sluit het gat met twee 10-0 nylon hechtingen. </li><li> Zet de darm naar het abdomen. Sluit de buikwand in twee lagen met 5-0 zijden hechtdraad in een actieve manier. </li><li> Dien een 1,0 ml bolus van steriele, warme fysiologische zoutoplossing in de buik als vloeistof reanimatie bij het sluiten, en injecteer 0,8 ml normale zoutoplossing subcutaan post-operatief. Geen andere Houdersve maatregelen vereist tijdens de operatie. </li><li> Herstellen van het dier op een warming deken. Totale implantaat is ca.. 35-45 min. Dien pijnstillers zoals buprenorfine, 0,05 mg / kg, SC, 0,1-0,2 ml aan het begin van de behandeling en elke 6-12 uur gedurende 72 uur na de operatie. </li></ol> 3. Contralaterale Nephrectomy <ol><li> Afhankelijk van het protocol eisen, enkele dagen na de implantatie procedure uitvoert een contralaterale nefrectomie onder isofluraan anesthesie (5% geïnhaleerd isofluraan inductie, 1,5-2,0% onderhoud). </li><li> Voer de buikholte en zachtjes trekken de darm naar rechts van het dier. Expose de linker nier en stompe ontleden uit de omliggende fascia. </li><li> Afbinden van de nierslagader, ader en ureter met 6-0 zijde hechtingen en accijnzen de nier boven de hechtingen en verwijder de nier. Totale operatieve tijd is ca.. 10 min. </li></ol> 4. Graft Assessment <ol><li> Maatregel serum creatnegen met de alkalische picraat methode (Jaffe reactie). </li></ol>

<ol><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).</li>
<li>Kalina, S. L., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microsurgical+technique+for+renal+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Aust+N+Z+J+Surg%22%5BJournal%5D)">A microsurgical technique for renal transplantation in mice.</a> Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).</li>
<li>Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+technique+for+kidney+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Modified technique for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 19 (6), 272-274 (1999).</li>
<li>Ge, F., Gong, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+for+successfully+establishing+a+kidney+transplant+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">Strategies for successfully establishing a kidney transplant in a mouse model.</a> Exp Clin Transplant. 9 (5), 287-294 (2011).</li>
<li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Learning+curve%2C+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D%2C+H-2K%2C+and+non-H-2+antigens+in+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li>
<li>Zhang, Z. Kidney Transplantation in Mice. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZhang%2C+Z+%22Experimental+Organ+Transplantation%22">Experimental Organ Transplantation</a>. Chen, H., Qian, S. , Nova Science Publishers. 45-64 (2013).</li>
<li>Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodynamic+study+of+different+angled+end-to-side+anastomoses%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses.</a> Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).</li>
<li>Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+mechanisms+of+thrombosis+in+intact+bent+microvessels+of+rat+mesentery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Mechanical mechanisms of thrombosis in intact bent microvessels of rat mesentery.</a> J Biomech. 41 (12), 2726-2734 (2008).</li>
<li>Chesnutt, J. K., Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tortuosity+triggers+platelet+activation+and+thrombus+formation+in+microvessels%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech+Eng%22%5BJournal%5D)">Tortuosity triggers platelet activation and thrombus formation in microvessels.</a> J Biomech Eng. 133 (12), 121004(2011).</li>
<li>Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+vessel+buckling+within+soft+surrounding+tissue+generates+tortuosity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Blood vessel buckling within soft surrounding tissue generates tortuosity.</a> J Biomech. 42 (16), 2797-2801 (2009).</li>
<li>Gutierrez-Diaz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraluminal+thrombus+and+neointimal+hyperplasia+after+microvascular+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Intraluminal thrombus and neointimal hyperplasia after microvascular surgery.</a> Surg Neurol. 24 (2), 153-159 (1985).</li>
<li>Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombosis+of+microvascular+anastomoses+in+traumatized+vessels%3A+fibrin+versus+platelets%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets.</a> Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).</li>
<li>Johnson, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+platelet+deposition+at+the+human+microvascular+anastomosis%3A+effect+on+downstream+platelet+deposition+to+intact+and+injured+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels.</a> Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

Mastering deze transplantatie techniek is moeilijk, maar eenmaal bereikt het is een zeer krachtige research tool. De patiënt arts / onderzoeker zal worden beloond met aandacht voor detail en de consistentie van de techniek, dat is de sleutel tot het beheersen van elke chirurgische ingreep, nog meer in kleine diermodellen. De technische problemen bij het beheersen van de muis niertransplantatie zijn veel plooien, en het is zeer waarschijnlijk dat ervaringen in andere kleine dieren transplantaat modellen moeten worden ver...

Sinds 1973 is de nier transplantatie model bij muizen is een waardevol onderzoeksinstrument, maar technische problemen hebben het wijdverbreide gebruik bemoeilijkt. In de loop der jaren een aantal kranten zijn gepubliceerd detaillering verbeteringen / verfijningen aan deze procedure. Als model van primair gevasculariseerde vaste orgaantransplantatie deze procedure waarschijnlijk tweede alleen voor de heterotope harttransplantatie dat ook voor de Russell laboratorium werd ontwikkeld in 1973 6. Beide modellen lenen voor onderzoek naar allogene afstotingsreacties, de ontwikkeling van vertraagde transplantaatfunctie en ischemie-reperfusie schade. Een van de meest voorkomende problemen te rapporteren met niertransplantatie is de relatief hoge incidentie van arteriële trombose 4,5,7 die we ook ervaren in ons laboratorium. Daarom zetten we een literatuuronderzoek van trombusvorming te voeren en mogelijk de oorzaak van dit technisch probleem te vinden en ook bedenken eenmogelijke oplossing. De meest waarschijnlijke oorzaak van trombose is enigszins gedraaide baan neemt het bloed van de ontvanger aorta, in het donor renale aorta vervolgens naar de donor nierslagader. Deze weg veroorzaakt turbulentie in de nierslagader wat kan leiden tot de activering van bloedplaatjes en thrombusvorming. Op basis van de recente waarnemingen en een zoektocht van relevante literatuur 8-14 kwamen we met een nieuwe techniek die trombose heeft teruggebracht tot 0%. De hier beschreven techniek verschilt van eerder gerapporteerde technieken in de vorming van een arterieel hiel en teen manchet welke voorzieningen verbeterde bloedstroom en vermindert trombusvorming. De manchet is gevormd door het verdelen van de infra-renale aorta over het gezicht van de renale arteriële ostium onder een hoek kleiner dan 45 ° met de lengteas van de aorta (figuur 1A en 1B). Dit resulteert in een manchet ongeveer 2 mm lang. Een veneuze Carrel patch wordt gevormd door het doorsnijden van de renal ader in de IVC waardoor de diameter van de manchet. De infra-renale donor abdominale aorta hiel en teen manchet end-to-side anastomose aan de ontvanger abdominale aorta en de donor renale ader / IVC patch end-to-side anastomose aan de ontvanger abdominale inferieure vena cava (IVC) . De urineleider wordt vervolgens in en verankerd aan de blaas zoals beschreven door Han et al 3. Voor deze studie behandelde transplantaten slechts warme ischemie keren (bijv., Zonder koude ischemie) vergeleken. In dit geval warme ischemie verwijst naar de tijd vanaf de beëindiging van de bloedstroom door de donornier (stap 1.11) en reperfusie van het transplantaat in de ontvanger (stap 2.11). Koude ischemie is de tijd dat de nier niet geperfundeerd en bewaard in koude opslag tot het begin van de implantatieprocedure.

<table><tbody><tr><td>Instrument</td><td>Roboz #</td><td>Fine Science Tools #</td><td>Arosurgical #</td></tr><tr><td>Straight micro-dissecting forceps #5</td><td>RS-5015</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Curved micro-dissecting forceps #7</td><td>RS-5047</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Curved serrated forceps</td><td>RS-5137</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Vannas micro-dissecting scissors, short</td><td>RS-5610</td><td></td><td>09.140.08</td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td><td></td><td>11.602.11</td><td></td></tr><tr><td>Micro spring handle needle holder</td><td></td><td></td><td>11.549.15</td></tr><tr><td>Straight mosquito forceps</td><td></td><td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td><td>RS-5962</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td><td>RS-5981</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro retractor</td><td>RS-6540</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Instrument tray, 10&rdquo; x 6 &frac12;&rdquo; x &frac34;&rdquo;</td><td>RT-1350S</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td><td></td><td>18020-50</td><td></td></tr><tr><td>Suture</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>10/0 nylon</td><td></td><td></td><td>T4A10Q07</td></tr><tr><td>5/0 silk</td><td></td><td></td><td>E19A05N</td></tr><tr><td>Gloves</td><td></td><td>Drapes</td><td></td></tr><tr><td>Biogel from Medex Supply</td><td></td><td>Precept, #64-9012-9</td><td></td></tr><tr><td>Syringes</td><td></td><td>Cotton applicators</td><td></td></tr><tr><td>B-D 1cc insulin, #329424</td><td></td><td>Fisher-brand, #23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-Iodine swabs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDI, #B40600</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4/0 Cotton ties</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Domestic cotton autoclaved with instruments</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

muizen niertransplantatie techniek

Murine Kidney Transplant Technique

De eerste niertransplantatietechniek bij muizen werd in 19731 gepubliceerd door het Russell laboratorium. Hoewel het enkele jaren duurde voordat andere laboratoria bedreven raakten in en gebruik gingen maken van deze techniek, wordt deze nu op grote schaal gebruikt door veel laboratoria over de hele wereld. Een belangrijke verfijning van de oorspronkelijke techniek, waarbij de donor aorta wordt gebruikt om de arteriële anastomose te vormen in plaats van de nierslagader, werd ontwikkeld en gerapporteerd in 1993 door Kalina en Mottram 2 met een verdere verbetering vanuit hetzelfde laboratorium in 1999 3. Hoewel men bedreven kan worden in dit model, toont een zoektocht in de literatuur aan dat veel laboratoria nog steeds een hoog percentage nierverlies ervaren als gevolg van arteriële trombose. We beschrijven hier een techniek die in ons laboratorium is ontwikkeld en die de arteriële trombose die door anderen wordt gerapporteerd 4,5 aanzienlijk vermindert. Dit wordt bereikt door een hiel-en-teen manchet van de donor infra-renale aorta te vormen die een grotere anastomose en een rechter bloedstroom in de nier mogelijk maakt.

Deze chirurgische techniek maakt het mogelijk voor zowel eenvoudige graft survival / afstoting studies of behoorlijk complex experimentele protocollen. In de onderstaande figuren tonen we de voordelen van deze verbeterde arteriële anastomose techniek. Met behulp van deze techniek die we hebben aanzienlijk verminderd de incidentie van arteriële trombose van 35% naar 0% waardoor de productiviteit. Wij hebben deze techniek gebruikt voor meer dan een jaar bij dezelfde 0% trombose resultaat gehandhaafd. Figuur 1</str...

Het doel van dit manuscript is om de stappen te beschrijven die nodig zijn om een niertransplantatie uit te voeren bij een muis, met bijzondere aandacht voor de details van de arteriële anastomose.

Muizen Niertransplantatie Techniek

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Het algemene doel van deze procedure is het demonstreren van een gemodificeerde arteriële anastomose-techniek voor niertransplantaties bij de muis. Dit wordt bereikt door eerst de relevante vaten bij de donor zorgvuldig te dissekeren. De tweede stap is het creëren van een 'heel and toe cuff' van de abdominale aorta van de donor, aangrenzend aan de nierarterie.Vervolgens wordt deze hiel- en teenmanchet gebruikt om de arteriële anastomose bij de ontvanger te vormen. Uiteindelijk zou deze techniek moeten resulteren in zeer weinig gevallen van arteriële trombose. Deze video laat zien hoe u een arteriële hiel- en teenmanchet maakt om niertransplantaties in de mond te vergemakkelijken.Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van andere methoden is dat het bloedstroompad van de aorta van de ontvanger naar de nierarterie van de donor wordt rechtgetrokken, wat resulteert in een vermindering van plaatjesactivatie en trombusvorming. Oogst de nier van de donor correct met behulp van steriele techniek onder een operatiemicroscoop. De oogsttijd bedraagt 15 tot 20 minuten. Verwijder de vacht en fixeer vervolgens het dier.Bereid de chirurgische plek voor door de huid te wassen met povidonjodium, drapeer de muis en begin de operatie met een midline abdominale incisie van twee centimeter. Trek de darmen richting de borstkas en wikkel deze in vochtig gaas. Houd het gaas gedurende de gehele procedure vochtig.Zoek nu de grote abdominale vaten en mobiliseer deze. Eventuele lumbale aftakkingen moeten worden gecauteriseerd of afgebonden met 10-nul nylonhechtmateriaal. Dissekeer vervolgens stomp een gedeelte van twee millimeter van de vena cava inferior en de aorta, distaal ten opzichte van de linker niervaten.Ligeer vervolgens en scheid alle kleine arteriële en veneuze zijtakken die aan het niervat vastzitten. Ga door met de botte dissectie om de niervene van de nierslagader te scheiden, zodat later een Carroll-patch kan worden aangelegd aan het proximale uiteinde van de niervene; deze patch zal worden gebruikt voor de vorming van de veneuze anastomose. Ligeer en scheid vervolgens de vaten van de linkerbijnier om toegang te krijgen tot de suprarenale aorta.Zodra de toegang is verkregen, wordt een zesnul-zijde lus gebruikt. Hecht deze rond de suprarenale aorta voor later gebruik. Mobiliseer vervolgens de niervaten en de ureter uit de omliggende fascia.Draai de nier naar rechts aan de posterieure zijde, ligeer en klem eventuele vasculaire zijtakken af, met de focus op de ureter. Maak de ureter voorzichtig los van de omliggende fascia. Verstoor het renale hilum niet en behoud de uretervaten.Verdeel vervolgens de ureter op het niveau van de ductus deferens. De nier kan nu worden uitgenomen. Injecteer eerst langzaam 300 units heparine in de distale Vena Cava Inferior (VCI) om de donor te hepariniseren.Ten tweede wordt de zes-nul hechtdraad rond de aa. suprarenales vastgeknoopt. Perfuseer vervolgens de linker nier via de abdominale aorta door 0,8 milliliters hepariniseerde zoutoplossing te injecteren met een concentratie van 100 units per milliliter. Maak direct na de perfusie de veneuze Carrel-patch aan om terugstroom naar de nier te voorkomen.Trek de nierader naar de nier toe om de AA en de nierslagader bloot te leggen. Verdeel nu de aorta naast de nierslagader. Maak een hiel en een cuff.Wanneer nul minuten koude ischemie vereist zijn, wordt de herwonnen nier vervolgens overgebracht naar een voorbereide ontvanger. Alternatief worden de organen overgebracht naar een bewaarkamer van 4 °C, waarna de donoren worden geëuthanaseerd zoals aangegeven in het tekstprotocol. Deze procedure duurt 35 tot 45 minuten, vergelijkbaar met de anesthesie van de donor.De ontvanger krijgt indien nodig ook een aanvullende bolus. Breng oogzalf aan bij de ontvanger. Dien vervolgens een injectie buprenorfine toe aan het dier en zet de toediening hiervan voort na de procedure; maak na het zetten van de eerste incisie en het verplaatsen van de darm, zoals gedaan bij de donor, een rechter nefrectomie, ligeer de nierarterie en -ader met 6-0 hechtdraad en klem de ureter proximaal van de nier af met 6-0 hechtdraad.Excite vervolgens de nier distaal van de vasculaire hechting. Isoleer nu onder de nierenvaten de AA en Vena Cava Inferior (VCI), en doe hetzelfde superieur aan de anastomoseplaats. Plaats een 4-0 katoenen ligature rond de aorta en de VCI, en doe hetzelfde inferieur aan de plaats.Eventuele lumbale vaten die in de regio worden aangetroffen, moeten worden gecauteriseerd of worden afgebonden met een 10-0 nylonhechtraad; knoop eerst de inferieure hechtdraad strak aan en vervolgens de superieure hechtdraad strak aan. Hierdoor blijft er wat bloed in de aorta achter, wat de AOR-autotomie vergemakkelijkt. Voer de autotomie uit met een naald van 30 gauge en breid de incisie vervolgens uit tot ongeveer twee millimeter met fijne microscharen.De volgende stap is het maken van een endo-anastomose van de donorhiel- en teenmanchet naar de aorta van de ontvanger. Plaats eerst een tractiehechting in de hiel van de donoraorta met een 10-0 hechtdraad. Voer dit voort door het onderste uiteinde van de incisie in de aorta van de ontvanger en knoop dit vast.Ten tweede wordt een 10-0 hechting geplaatst aan het superieure uiteinde van de aortie-incisie; ga hiermee verder door de teen van de donor-manchet en knoop deze vast. Ten derde wordt, beginnend bij het superieure uiteinde, een doorlopende hechting aangebracht in de laterale wand van de aorta, die wordt vastgeknoopt tegen de eerder geplaatste inferieure fixatiesteek. Draai vervolgens de nier om en zet de doorlopende hechting voort langs de mediale wand en knoop deze vast tegen de superieure fixatiesteek.Voltooi de veneuze anastomose door de IVC aan te puncteren met de naald en de incisie vervolgens te verlengen met fijne microschaartjes. Knoop de niervene van de donor met 10-0 nylon vast aan de inferieure hoek van de IVC. Plaats een andere 10-0 hechting aan het superieure uiteinde van de IVC en de donorvene en maak een doorlopende hechting langs beide zijden.Net als bij de arteriële anastomose helpt het tegen elkaar brengen van de weefselranden bij de afdichting en de genezing. Controleer nu het resultaat. De tegenoverliggende wanden mogen niet door de hechtingen zijn meegenomen, anders zal de bloedstroom te veel worden beperkt.Een andere uiterst belangrijke factor is het waarborgen dat de spanning van de anastomotische hechtlijn optimaal is: bij een te lossere hechting ontstaat er onomkeerbaar lekken, terwijl een te strakke hechting leidt tot een vernauwing van de doorstroming. Indien dit aan de arteriële zijde gebeurt, resulteert dit in een gebrekkige perfusie van het transplantaat. Aan de veneuze zijde zal dit leiden tot een congestieve nier.Zodra de anastomosen voltooid zijn, wordt de distale katoenen ligatuur losgelaten om de veneuze flow te herstellen. Maak vervolgens de proximale ligatuur geleidelijk los en spoel om de hemostase bij de arteriële anastomose te controleren. Wanneer is vastgesteld dat beide anastomosen stevig zijn, wordt de blaas van de ontvanger met een naald van 20 gauge voorzien van twee gaatjes; voer een pincet door de gaatjes en trek de ureter van de donor door de blaas.Veranker vervolgens het proximale uiteinde van de ureter aan de blaaswand met 2 10 0 hechtingen. Trim het overtollige deel van de uitstekende ureter zodat deze terugtrekt in de blaas. Sluit daarna het andere gat in de blaas met een 10 zero hechting.Voltooi de operatie door de darm terug te plaatsen, de buikwand in twee lagen te sluiten met een doorlopende vijf nul zijden hechting en vóór het sluiten één microliter saline in de buikholte te injecteren. Injecteer na het sluiten van de buikwand nog eens 0,8 milliliters saline subcutaan en laat het dier herstellen op een warme deken. In één jaar van gegevensverzameling heeft deze techniek de incidentie van arteriële trombose significant verlaagd van 35% naar 0%, en dit percentage van 0% trombose is gehandhaafd sinds er immunohistochemie is uitgevoerd op een niet-getransplanteerde nier en een getransplanteerde nier. Met behulp van de beschreven techniek toonde een periodaat-schif Stain normale proximale tubuluscellen aan in de controle en de donor.De cellen zijn kubisch met een helder cytoplasma en een ronde, lichte nucleus in het midden van de cel voor beide pijlen. Wijs op bewijzen van een mild letsel aan de borstelzoom, maar de meerderheid van de borstelzoomranden is regulier en goed bewaard gebleven. Na het bekijken van deze video zou u een goed inzicht moeten hebben in het uitvoeren van een arteriële hiel- en teenbeker-anastomose, wat zal resulteren in minder gevallen van trombose en succesvollere niertransplantaties.

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

Niertransplantatie bij muizen is een technisch uitdagend procedure die een zorgvuldige postoperatieve zorg en behandeling voor succes vereist.

Murine niertransplantatie Procedure

Geregisseerd differentiatie van hESC 's in de specifieke cellen heeft gegenereerd veel belangstelling voor regeneratieve geneeskunde. Wij bieden een beknopte, stap-voor-stap protocol voor het bepalen van...

Lot in kaart brengen van menselijke embryonale stamcellen door teratoom Formation

Transplantatie van geïsoleerde eilandjes is voorgesteld om een ​​potentiële behandeling voor diabetes type 1 zijn. Hier beschrijven we een methode om de eilandjes van de muis pancreata isoleren en transplantatie ze aan de subcapsulaire ruimte van de nier.

Een methode voor Murine Islet Isolatie en subcapsulaire Niertransplantatie

In this video, we describe the procedure for kidney extraction from the retroperitoneal space of the mouse. The extracted kidney can further be microdissected to obtain an intact kidney without a renal capsule and the surrounding fat layer.

Extracting Intact Kidney from Mouse: A Technique to Obtain Kidney Without Renal Capsule from Murine Models

This video describes orthotopic kidney auto-transplantation in a porcine model. This surgical procedure involves the transplantation of an animal's kidney graft at its original anatomical location. The model is used to investigate new treatments for end-stage kidney diseases in humans.

Orthotopic Porcine Kidney Transplantation: A Technique to Transplant Graft Kidney in Porcine Model

Hier presenteren we een protocol om de immunologie van afstoting te bestuderen. Het gepresenteerde chirurgische model rapporteert een korte operatietijd en een beknopte techniek. Afhankelijk van de donor-recipiënt stamcombinatie, kan de getransplanteerde nier acute cellulaire afstoting of chronische allotransplantaatbeschadiging ontwikkelen, gedefinieerd door interstitiële fibrose en tubulaire atrofie.

Muis Niertransplantatie: Modellen van transplantaatafstoting

Dit rapport geeft een gedetailleerde beschrijving van het verplanten van murine thymussen van donormuizen van verschillende leeftijden onder de niercapsule van immuungecompromitteerde muizen als ontvangers. Het doel van deze aanpak is om T-celontwikkeling en thymische selectiegebeurtenissen in vivo te modelleren.

Isolatie en Transplantatie van verschillende Aged Muriene Thymic Enten.

Het doel van dit manuscript en protocol is uit te leggen en in detail de chirurgische ingreep van orthotopic nier transplantatie bij ratten te tonen. Deze methode is vereenvoudigd om de juiste doorbloeding van de donor nier te bereiken en de reperfusie tijd te verkorten met behulp van de veneuze en urineleider manchet anastomosis techniek.

Orthotopic rat nier transplantatie: een nieuwe en vereenvoudigde chirurgische aanpak

Wij bieden een eenvoudige en efficiënte methode voor het transplantatie van 2 '-deoxyguanosine behandeld E 18.5 Thymus in de niercapsule van een naakt muis. Deze methode moet worden assistent in de studie van zowel Thymus epitheliale cellen functie en T-cellen rijping.

Renale Subcapsulaire transplantatie van 2 '-Deoxyguanosine-behandelde Muriene embryonale Thymus in naakt muizen

Dit protocol presenteert een nieuwe chirurgische techniek van niertransplantatie bij muizen, gericht op een aangepaste arteriële anastomosestrategie. Een vasculaire hechttechniek inclusief een eenvoudige en veiligere ureter-blaas anastomose methode wordt ook gepresenteerd. Deze wijzigingen verkorten de operatietijd en verbeteren het slagingspercentage van de niertransplantatieprocedure bij muizen.

Een aangepaste chirurgische techniek voor niertransplantatie bij muizen

Het orthotopische niertransplantatiemodel bij ratten draagt bij aan het onderzoek naar het mechanisme van renale allograftafstoting. Het huidige model verhoogt de overleving van de ontvangers zonder interferentie met de bloedtoevoer en veneuze reflux van het onderlichaam met behulp van een end-to-end anastomose van nierimplantatie en een end-to-side "tunnel" -methode van ureter-blaasanastomose.

Een rat orthotopisch niertransplantatiemodel voor niertransplantaatafstoting

Leer een gemodificeerde arteriële anastomosetechniek voor niertransplantaties bij muizen met een hiel-teen-manchet. Deze methode vermindert arteriële trombose en verbetert het succes van transplantaties aanzienlijk.

Muizen Niertransplantatie Techniek

Meer video's verkennen