Visual Evoked Potential Opname in een rat model van Experimentele Optic Nerve Demyelinisatie

Het algemene doel van het volgende experiment is het monitoren van demyelinisatie in de oogzenuw in vivo. Dit wordt bereikt door eerst micro-elektroden boven de visuele cortex te implanteren. Als tweede stap wordt lyin micro geïnjecteerd in de oogzenuw, wat een focale lesie van demyelinisatie induceert.

Vervolgens kunnen er visuele evocerende potentiaalopnamen worden gemaakt. Uiteindelijk toont regressieanalyse een sterke lineaire correlatie tussen de latentievertraging van de visuele evocerende potentiaal en het volume. Deze video zal onze techniek voor het opnemen van visuele evocerende potentiaal van ratten demonstreren.

Met behulp van geïmplanteerde schedelelektroden zullen we ook een techniek demonstreren voor focale demyelinisatie van de oogzenuw met behulp van een micro-injectietechniek. Alle experimenten worden hier uitgevoerd in ons laboratorium aan de Macquarie University Faculty of Medicine. De techniek zal worden gedemonstreerd door Nitin Chichi, onze PhD-student Om te beginnen verdoven we een volwassen rat ouder dan 12 weken met een intraperitoneale injectie van ketamine en meine voordat we beginnen met de operatie.

Controleer op afwezigheid van onttrekkingsreflexen. Wees voorbereid om 10% doseringen van ketamine toe te dienen als dat nodig is om met eventuele reflexen om te gaan die tijdens de operatie terug zouden kunnen keren naar het dier. Scheer vervolgens de huid op de chirurgische plaats en plaats het dier op een warmtepad om de voorbereidingen te voltooien.

Was de huid met povidon-jodium, draai het dier en breng een oogzalf aan. Zorg er ook voor dat u asepsis handhaaft door steriele instrumenten te gebruiken. Om met de operatie te beginnen, maakt u een longitudinale huidsnede op de middenlijn van het hoofd.

Vervolgens maakt u het bindweefsel schoon om een goede zichtbaarheid van de schedel te krijgen. Plaats vervolgens met behulp van een micro-handboor zorgvuldig kleine boorgaten, zeven millimeter achter de bgma en drie millimeter lateraal van de middenlijn in de gaten. Implanteer schroefelektroden door de schedel en ongeveer 0,5 millimeter in de cortex.

Implanteer vervolgens een referentieschroefelektrode op de middenlijn, drie millimeter rostraal van de bgma indien nodig. Breng tandcement aan om de schroefelektroden te omhullen en te fixeren. Naai tenslotte de huid dicht.

De elektroden kunnen worden blootgelaten zodat de huid niet voor elke opname hoeft te worden heropend. Toedien nu snel een niet-steroïdale anti-inflammatoire drug of NSAID, of een opioïde pijnstiller voordat het dier herstelt van de anesthesie. Om te eindigen, behandel de huid met een antibiotische zalf.

Plaats het dier in een herstelkooi met een verwarmingspad en bewaak het constant totdat het volledig ambulant is. Laat het dan minimaal een week herstellen. Voordat u VEP-opnamen maakt, bereidt u het dier voor op de operatie zoals eerder beschreven en maakt u een snede van één tot 1,5 centimeter in de huid boven de oogkas, hun oog met fijne irisschaars.

Open het onderhuidse weefsel en krijg toegang tot de orbitale holte. Open vervolgens onder een stereoscoop de conjunctiva en anterieure tendoncapsule. Trek vervolgens de extraoculaire spieren en intra-orbitale traanklieren terug.

Om ongeveer drie millimeter van de oogzenuw rond de oogzenuw te onthullen, gebruikt u een oogheelkundige kling om de dura en arachnoïdale lagen longitudinaal te openen. Breng vervolgens een glazen micropipet aangebracht op een Hamilton-spuiten in de zenuw, twee millimeter posterieur aan de globe. Injecteer gedurende 30 seconden een bolus lyin met kleurstof om de procedure te voltooien.

Naai de huidsnede dicht. Breng antibiotische zalf aan om infectie te voorkomen. Verplaats het dier naar een verwarmingspad en bewaak het totdat het herstelt.

Nadat het dier is verdoofd en de huid is voorbereid zoals eerder, brengt u het over naar een donkere kamer. Houd de lichaamstemperatuur binnen een halve graad van 37 graden Celsius, met behulp van een homeo themisch dekensysteem en een temperatuursonde terwijl het wordt bewaakt in het donker. Pas het dier aan gedurende vijf tot 30 minuten aan.

Na een half uur verwijden de pupillen met 1% tropic IDE oogdruppels. Open vervolgens met schaar en pincet. Open de huid over de schedel en krijg toegang tot de voorgeplaatste NC twee schroefelektroden.

Verbind de schroeven met de impedantiemeter. Meet vervolgens en houd de elektrode-impedantie onder de vijf kilo ohm. Verbind nu de schroef over de contralaterale visuele cortex van het gestimuleerde oog.

Plaats vervolgens een naaldelektrode in de staart om de grond te bereiken. Plaats nu een gekalibreerd mini ganzfeld stimulator op de huid rond de oogleden om de isolatie van het oog te verbeteren. Lever vervolgens fotische stimulatie met 100 flitsen op één hertz met een laagdoorlaatfilter op één hertz en de hoge banddoorlaat.

Filter bij 100 hertz. Na voltooiing naait u de huid dicht en houdt u het dier op een verwarmingspad om te herstellen van de anesthesie. Herhaalde opnamen van een paar per week tot één elke paar weken zijn haalbaar.

Interventie, VEP-sporen laten zien dat er een significante vertraging is in de N één latentie. Na de injectie in de oogzenuw werden er dagelijks opnamen gemaakt om de reproduceerbaarheid te demonstreren. Partiële oogzenuwlesies van demyelinisatie konden worden waargenomen in weefselsecties gekleurd met luxal fast blue.

Na het meten van het lesievolume werd correlatie tussen de latentievertraging en de grootte van de lesie duidelijk. Deze techniek kan worden gebruikt om lesies in de oogzenuw te induceren en deze lesies te correleren met veranderingen in VP, het kan worden gebruikt als een model van focale demyelinisatie. Aangezien de geïnduceerde lesiegrootte behoorlijk variabel is, is het belangrijk om de veranderingen histologisch te correleren.