Name: Visual Evoked Potential Opname in een rat model van Experimentele Optic Nerve Demyelinisatie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 49 s
Description: Leer visueel geëvoceerde potentiaalopnames in een rattenmodel van focale demyelinisatie van de opticuszenuw. Deze methode maakt longitudinale monitoring van zenuwfunctie en correlatie met laesiegrootte mogelijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Deze studie werd ondersteund door de Ophthalmic Research Institute of Australia (ORIA). Wij danken Prof. Algis Vingrys en Dr. Bang Bui, Universiteit van Melbourne, in eerste instantie voor ons te helpen om de VEP opname techniek te ontwikkelen.

Ethiek Verklaring: Alle procedures waarbij dieren werden uitgevoerd in overeenstemming met de Australische Code of Practice voor de zorg en het gebruik van dieren voor wetenschappelijke doeleinden en de richtlijnen van de ARVO verklaring voor het gebruik van dieren in Oogheelkundige en Geluid Onderzoek en werden goedgekeurd door de Animal Ethics Committee van Macquarie University. 1. VEP elektrode Implantatie <ol><li> Verdoven het dier met een intraperitoneale injectie van ketamine (75 mg / kg) en medetomidine (0,5 mg / kg). Opmerking: Na de inductie van de anesthesie, observeren de terugtrekking reflexen (pinch test, het hoornvlies en ooglidreflex, etc.) en hun afwezigheid als een indicatie voor een operatie te beginnen. Voortdurend toezicht dieren gedurende de operatie en beheren aanvullende anestheticum (10% van de oorspronkelijke dosis ketamine per herlading) indien de reflexen aanwezig zijn. Volwassen ratten (&gt; 12 weken) worden gebruikt in de experimenten. </li><li> Scheer de huid van het operatiegebied.Leg het dier op een verwarmingskussen (37 ° C) tot lichaamstemperatuur tijdens de operatie te handhaven. Bereid huid door topische applicatie van povidonjood. Breng chirurgische draperen. Breng actueel oogzalf om hoornvlies droog onder narcose te voorkomen. Handhaaf asepsis door steriele instrumenten. </li><li> Maak een longitudinale incisie in de huid op de middellijn van de hoofdhuid. Wis het bindweefsel om een ​​goede belichting van de schedel te bereiken. </li><li> Zorgvuldig, boren kleine braam gaten handmatig met behulp van een micro handboor op 7 mm achter de bregma en 3 mm lateraal van de middellijn. </li><li> Implant schroef elektroden door de schedel in de cortex (area 17), de cortex doordringen tot een diepte van ongeveer 0,5 mm. Implanteren een verwijzing schroef elektrode op de middellijn 3 mm rostraal van de bregma. Breng tandheelkundige cement te omsluiten en de schroeven vast te zetten (niet altijd vereist). </li><li> Hecht de huid van het hoofd, dienen antibioticum zalf op de huid waarop het dier kan recover van narcose op een warming pad. Opmerking: Als alternatief kunnen elektroden links worden blootgesteld, zodat de huid niet te worden heropend in elke opname. Direct na beëindiging van de operatie, maar vóór verdoving terugwinning, toedienen van een niet-steroïdaal anti-inflammatoir geneesmiddel (NSAID) (indien niet preoperatief toegediend) of een opioïde analgeticum. Bewaak de dieren voortdurend tot volledig herstel van de narcose en volledig ambulant. </li><li> Laat ten minste 1 week voor de dieren herstellen van de operatie vóór VEP opname. </li></ol> 2. Optic Nerve Injection <ol><li> Verdoven het dier, de huid voorbereiden en draperen toepassing zoals hierboven (1.1 en 1.2). </li><li> Wordt 1 tot 1,5 cm incisie in de huid boven de baan van een willekeurig gekozen oog. Open de onderhuidse weefsel om de orbitale holte met behulp van fijne iris schaar te bereiken. Open het bindvlies en Tenon&#39;s capsule voorste onder operatiemicroscoop. </li><li> Trek de oculairespieren en intraobital traanklieren tot ongeveer 3 mm lengte van de optische zenuw bloot te leggen. Open de dura en arachnoidea materie lagen rond de oogzenuw lengterichting met behulp van een oogheelkundig mes. </li><li> Plaats de glazen pipet in de oogzenuw op een afstand van 2 mm achter de wereld. Het glas micropipet is een Hamilton spuit bevestigd. </li><li> Injecteer 1% lysolecithine (0,4-1,0 pl, met 0,02% Evan&#39;s blauw die niet gevolgen myelinisatie heeft) langzaam in de zenuw ongeveer gedurende 30 sec. </li><li> Hechtdraad de huid incisie. Breng antibiotische zalf om infectie te voorkomen. Fellow ogen kunnen worden geserveerd als interne controles voor elektrofysiologie opnames. </li><li> Plaats de dieren op een warming pad om te herstellen van anesthesie. </li></ol> 3. VEP Opname <ol><li> Verdoven van het dier en de huid voor te bereiden als 1.1 en 1.2. Opmerking: Lagere dosis verdovingsmiddelen kunnen worden gebruikt voor elektrofysiologische recording (ketamine 40 mg / kg en medetomidine 0,25 mg / kg). </li><li> Plaats de rat in een donkere kamer en laat het zich aanpassen aan het donker gedurende 5-30 min. In sommige gevallen kunnen ratten respectievelijk donker aangepaste O / N voor scotopic of licht aangepast voor fotopische VEP opnames 8. </li><li> Houd de lichaamstemperatuur op 37 ± 0,5 ° C door het homoeothermic deken systeem met een rectale thermometer probe. </li><li> Verwijden de pupillen met 1,0% tropicamide oogdruppels. Open de huid over de schedel om de pre-geplaatst in situ schroef elektroden. </li><li> Sluit de schroef via contralaterale visuele cortex van de gestimuleerde oog en de schroef verwijzing naar de versterker. Plaats een naald elektrode in de staart als de grond. Meet en de elektrode impedantie onder de 5 kOhm behouden. </li><li> Plaats een mini-Ganzfeld stimulator direct op de huid rond de oogleden om superieure isolatie ogen 7 voorzien. De verlichting van de stimulator moet vooraf gekalibreerddoor een fotometer. </li><li> Lever fotische stimulatie door middel van licht knippert 100 keer bij een frequentie van 1 Hz, met lage en hoge band-pass filter instellingen van 1 en 100 Hz, respectievelijk. Het signaal sampling rate is op 5 kHz. Opmerking: De signalen worden bemonsterd ten minste ongeveer 250-300 Hz zodat meer dan twee monsters worden genomen tijdens elke cyclus. </li><li> Hechtdraad de huid terug en houden de dieren op een warming pad om te herstellen van anesthesie. De opname kan herhaaldelijk worden opgenomen individuele dieren functionele over een bepaalde tijd te volgen. </li><li> Aan het eindpunt, toedienen van een overdosis injectie met natriumpentobarbiton (100 mg / kg, ip) de dieren inslapen. Bevestig euthanasie door een hartstilstand, ademhalingsstilstand en de daling van de lichaamstemperatuur. </li></ol> 4. Tissue Voorbereiding en histologie <ol><li> Verwijder de optische zenuwen van geëuthanaseerd dieren onder de microscoop en bevestig het weefsel in 1% paraformaldehyde O / N. </li> &lt;li&gt; Was het weefsel grondig met zoutoplossing. Behandel het weefsel in een automatische weefselprocessor en inbedden in paraffine. Cut secties (5-10 micrometer) met een rotatiemicrotoom. Opmerking: Voor immunohistochemie studie, repareren weefsel in 1% paraformaldehyde, wassen met zoutoplossing en incubeer met 30% sucrose O / N. Insluiten weefsel in oktober inbeddingsmedium en maak cryosecties met behulp van een cryostaat. </li><li> Incubeer secties in 0,1% fast blue oplossing zoals Luxol (in 95% ethanol) O / N bij 56 ° C. Differentiëren secties 0,05% lithiumcarbonaat voor 30 seconden en vervolgens 70% ethanol nog eens 30 sec. Tenslotte tegenkleuring in 0,1% cresyl violet oplossing 30 seconden vóór het monteren van de onderdelen. Gebruik de snelle blauwe vlekken aan myeline te identificeren in de oogzenuw 5. </li></ol>

<ol><li>Balcer, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+practice.+Optic+neuritis%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Clinical practice. Optic neuritis.</a> N Engl J Med. 354 (12), 1273-1280 (2006).</li>
<li>Lassmann, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLassmann%2C+H+%22Multiple+sclerosis+as+a+neuronal+disease%22">Multiple sclerosis as a neuronal disease</a>. Waxman, S. G. , Elsevier. 153-164 (2005).</li>
<li>Fahle, M., Bach, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFahle%2C+M+%22Principles+and+practice+of+clinical+electrophysiology+of+vision%22">Principles and practice of clinical electrophysiology of vision</a>. Heckenlively, J., Arden, G. , MIT Press. 207-234 (2006).</li>
<li>Halliday, A. M., McDonald, W. I., Mushin, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delayed+visual+evoked+response+in+optic+neuritis%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Delayed visual evoked response in optic neuritis.</a> Lancet. 1, 982-985 (1972).</li>
<li>You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Latency+delay+of+visual+evoked+potential+is+a+real+measurement+of+demyelination+in+a+rat+model+of+optic+neuritis%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Latency delay of visual evoked potential is a real measurement of demyelination in a rat model of optic neuritis.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 52 (9), 6911-6918 (2011).</li>
<li>You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Gupta, V. K., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+loss+in+a+rat+model+of+optic+neuritis+is+closely+correlated+with+visual+evoked+potential+amplitudes+using+electroencephalogram+based+scaling%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Axonal loss in a rat model of optic neuritis is closely correlated with visual evoked potential amplitudes using electroencephalogram based scaling.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 3662(2012).</li>
<li>You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+reproducibility+of+VEP+recording+in+rats%3A+electrodes%2C+stimulus+source+and+peak+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Doc+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis.</a> Doc Ophthalmol. 123 (2), 109-119 (2011).</li>
<li>Heiduschka, P., Schraermeyer, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+visual+function+in+pigmented+and+albino+rats+by+electroretinography+and+visual+evoked+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Graefes+Arch+Clin+Exp+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Comparison of visual function in pigmented and albino rats by electroretinography and visual evoked potentials.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 246 (11), 1559-1573 (2008).</li>
<li>You, Y., Thie, J., Klistorner, A., Gupta, V. K., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normalization+of+visual+evoked+potentials+using+underlying+electroencephalogram+levels+improves+amplitude+reproducibility+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Normalization of visual evoked potentials using underlying electroencephalogram levels improves amplitude reproducibility in rats.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 53 (3), 1473-1478 (2012).</li>
<li>Levkovitch-Verbin, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+optic+nerve+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Eye+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Animal models of optic nerve diseases.</a> Eye (Lond). 18 (11), 1066-1074 (2004).</li>
<li>Henry, K. R., Rhoades, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relation+of+albinism+and+drugs+to+the+visual+evoked+potential+of+the+mouse%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+Psychol%22%5BJournal%5D)">Relation of albinism and drugs to the visual evoked potential of the mouse).</a> J Comp Physiol Psychol. 92 (2), 271-279 (1978).</li>
<li>Murrell, J. C., Waters, D., Johnson, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+effects+of+halothane%2C+isoflurane%2C+sevoflurane+and+desflurane+on+the+electroencephalogram+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Comparative effects of halothane, isoflurane, sevoflurane and desflurane on the electroencephalogram of the rat.</a> Lab Anim. 42 (2), 161-170 (2008).</li>
<li>Makela, K., Hartikainen, K., Rorarius, M., Jantti, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+F-VEP+during+isoflurane-induced+EEG+suppression%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Suppression of F-VEP during isoflurane-induced EEG suppression.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 100 (3), 269-272 (1996).</li>
<li>Boyes, W. K., Padilla, S., Dyer, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+temperature-dependent+and+independent+actions+of+chlordimeform+on+visual+evoked+potentials+and+axonal+transport+in+optic+system+of+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">Body temperature-dependent and independent actions of chlordimeform on visual evoked potentials and axonal transport in optic system of rat.</a> Neuropharmacology. 24 (8), 743-749 (1985).</li>
<li>Hetzler, B. E., Boyes, W. K., Creason, J. P., Dyer, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature-dependent+changes+in+visual+evoked+potentials+of+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Temperature-dependent changes in visual evoked potentials of rats.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 70 (2), 137-154 (1988).</li>
<li>Mitchell, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+lysolecithin+on+non-myelinated+axons+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathol%22%5BJournal%5D)">The effects of lysolecithin on non-myelinated axons in vitro.</a> Acta Neuropathol. 58 (4), 243-248 (1982).</li>
<li>Meyer, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+neuronal+apoptosis+in+a+rat+model+of+multiple+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Acute neuronal apoptosis in a rat model of multiple sclerosis.</a> J Neurosci. 21 (16), 6214-6220 (2001).</li>
<li>Lachapelle, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failure+of+remyelination+in+the+nonhuman+primate+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Pathol%22%5BJournal%5D)">Failure of remyelination in the nonhuman primate optic nerve.</a> Brain Pathol. 15 (3), 198-207 (2005).</li>
</ol>

Geen van de auteurs heeft belangenconflicten of belangen die in strijd zijn met elkaar.

De oogzenuw is zeer vatbaar voor mechanisch letsel. Oogzenuwverplettering gedurende een periode van 1 s kan leiden tot ongeveer 75% verlies van RGC gedurende een periode van 2 weken10. Daarom is uiterste zorgvuldigheid vereist bij het uitvoeren van de chirurgische ingrepen. Volgens de ervaring van de auteurs is het veel beter om een doffe dissectieaanpak te hanteren om de weefsels rond de oogzenuw langs de oriëntatie van de zenuw bloot te leggen en er een weg door te maken, in plaats van loodrecht op de oogzen...

Optic neuritis is een van de meest voorkomende vormen van optische neuropathie en veroorzaakt volledige of gedeeltelijke verlies van het gezichtsvermogen1. Histologisch wordt het gekenmerkt door inflammatoire demyelinisatie, verlies van axonen van retinale ganglioncellen en verschillende graden van remyelinisatie in de optische zenuw2. Optic neuritis is meestal het manifeste begin van multiple sclerose. De visueel geëvokte potentiaal (VEP) is een niet-invasieve tool voor het onderzoeken van de functie van het visuele systeem. Het weerspiegelt de post-retinale functie van de retina naar de primaire visuele cortex en wordt beïnvloed bij veel aandoeningen van de optische zenuw3. De VEP wordt voornamelijk gebruikt bij patiënten met optic neuritis om de integriteit van de visuele baan te beoordelen4.
De latentie van VEP, die de snelheid van signaalgeleiding langs de visuele baan weerspiegelt, wordt beschouwd als een nauwkeurige meting van het niveau van myeline-geassocieerde veranderingen in de optische zenuw5; terwijl de amplitude van VEP wordt geacht nauw gecorreleerd te zijn met axonaal letsel van de retinale ganglioncellen (RGC)6. Deze hypothese is redelijk goed gevestigd met behulp van het ratmodel van lysolecithine-geïnduceerde demyelinisatie van de optische zenuw5.
Hier leggen we een uitgebreid protocol uit van de micro-injectietechniek van de optische zenuw bij knaagdieren, die het door chirurgische manipulatie veroorzaakte letsel aan de zenuw per se en aan de aangrenzende weefsels zoals extraoculaire spieren en bloedvaten kan minimaliseren. Ook is de chirurgische implantatie van schedelelektroden beschreven voor VEP-opname bij dieren7. De VEP-opnamen kunnen herhaaldelijk worden uitgevoerd op dieren gedurende een periode om demyelinisatie/remyelinisatie-gerelateerde veranderingen en de impact op de axonale integriteit in de optische zenuw te beoordelen.

<table><tbody><tr><td>Ketamine 100 mg/ml (Ketamil)</td><td>Troy Laboratories</td><td>AC 116</td><td></td></tr><tr><td>Medetomidine 1 mg/ml (Domitor)</td><td>Pfizer</td><td>sc-204073</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamide 1,0% (Mydriacyl)</td><td>Alcon</td><td>sc-202371</td><td></td></tr><tr><td>Homeothermische deken systeem</td><td>Harvard Apparatus</td><td>NC9203819</td><td></td></tr><tr><td>Impedantiemeting</td><td>Grass</td><td>F-EZM5</td><td></td></tr><tr><td>Schroefelektroden</td><td>Micro Fasteners</td><td>M1,0&times;3mm Csk Slot M/T 304 S/S</td><td></td></tr><tr><td>Subdermale naaldelektroden</td><td>Grass</td><td>F-E3M-72</td><td></td></tr><tr><td>Rapid Repair</td><td>DeguDent GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lichtemitterende diode</td><td>Nichia</td><td>NSPG300A</td><td></td></tr><tr><td>Bioversterker</td><td>CWE, Inc.</td><td>BMA-400</td><td></td></tr><tr><td>CED-systeem</td><td>Cambridge Electronic Design, Ltd.</td><td>Power1401</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton spuit</td><td>Hamilton</td><td>87930</td><td></td></tr><tr><td>Lysolecithine</td><td>Sigma</td><td>L4129</td><td></td></tr><tr><td>Evan&rsquo;s blue</td><td>Sigma</td><td>E2129</td><td></td></tr></tbody></table>

visual evoked potential opname in een rat model van experimentele optic nerve demyelinisatie

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

De visuele geëvokeerd potentiaal (VEP) registratie wordt veel gebruikt in de klinische praktijk om de ernst van optische neuritis in de acute fase te beoordelen en om het beloop van de ziekte in de follow-up periode te monitoren. Veranderingen in de VEP-parameters correleren nauw met pathologische schade aan de oogzenuw. Dit protocol geeft een gedetailleerde beschrijving van het knaagdiermodel van optische zenuw micro-injectie, waarbij een gedeeltelijke demyelinisatie lesie wordt geproduceerd in de oogzenuw. VEP-opnametechnieken worden ook besproken. Met behulp van in de schedel geïmplanteerde elektroden zijn we in staat reproduceerbare intra-sessie en tussen-sessie VEP-sporen te verkrijgen. VEP's kunnen gedurende een periode op individuele dieren worden opgenomen om de functionele veranderingen in de oogzenuw longitudinaal te beoordelen. Het model van de oogzenuw demyelinisatie, in combinatie met het VEP-opnameprotocol, biedt een hulpmiddel om de ziekteprocessen geassocieerd met demyelinisatie en remyelinisatie te onderzoeken, en kan mogelijk worden gebruikt om de effecten van nieuwe remyeliniserende geneesmiddelen of neuroprotectieve therapieën te evalueren.

Reproduceerbare intra-zittingen VEP sporen worden getoond in figuur 1 en een significante vertraging in N1 latency kan worden gezien na de oogzenuw injectie. Gedeeltelijke nervus opticus demyelinisatie kan worden waargenomen op coupes middels Luxol fast blue kleuring 5. Figuur 2 toont een representatief gedeelte met een kleine focale gedemyeliniseerde laesie in het midden van de optische zenuw. Merk op dat doorsnede totale volume van de laesie niet vertegenwoordigen. De gedem...

Focale demyelinering wordt geïnduceerd in de oogzenuw met behulp van lysolecithine-micro-injectie. Visueel geëvokte potentialen worden opgenomen via schedelelektroden die over de visuele cortex zijn geïmplanteerd om de signaalgeleiding langs de visuele route in vivo te onderzoeken. Dit protocol beschrijft de chirurgische procedures die ten grondslag liggen aan elektrode-implantatie en micro-injectie van de oogzenuw.

Visual Evoked Potential Opname in een rat model van Experimentele Optic Nerve Demyelinisatie

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Het algemene doel van het volgende experiment is om demyelinisatie in de oogzenuw in vivo te monitoren. Dit wordt bereikt door eerst micro-elektroden over de visuele cortex te implanteren. Als tweede stap wordt lyine geïnjecteerd in de oogzenuw, wat een focale laesie van demyelinisatie induceert.Vervolgens kunnen opnames van visueel opgeroepen potentialen worden gemaakt. Uiteindelijk laat regressieanalyse een sterke lineaire correlatie zien tussen de latentievertraging van het visueel opgeroepen potentiaal en het volume. Deze video demonstreert onze techniek voor het registreren van visueel opgeroepen potentialen bij ratten.Met behulp van geïmplanteerde schedelelektroden demonstreren we ook een techniek voor focale demyelinisatie van de nervus opticus middels een micro-injectietechniek. Alle experimenten worden hier uitgevoerd in ons laboratorium bij de Faculty of Medicine van Macquarie University. De techniek wordt gedemonstreerd door Nitin Chichi, onze PhD-student. Begin met het anesthetiseren van een volwassen rat van ouder dan 12 weken met een intraperitoneale injectie van ketamine en xyleen voordat de chirurgische ingreep wordt gestart.Controleer op de afwezigheid van terugtrekkingsreflexen. Wees voorbereid om indien nodig doses van 10% ketamine toe te dienen om eventuele reflexen aan te pakken die bij het dier tijdens de operatie kunnen terugkeren. Scheer vervolgens de huid op de chirurgische plaats en plaats het dier daarna op een warmtemat om de voorbereidingen te voltooien.Reinig de huid met povidonjodium, drapeer het dier en breng oogzalf aan. Zorg er daarnaast voor dat de asepsis wordt gehandhaafd door gebruik te maken van steriele instrumenten. Maak voor de start van de operatie een longitudinale huidincisie in de middenlijn van de kop.Verwijder vervolgens het bindweefsel om een goed zicht op de schedel te verkrijgen. Maak daarna met een micro-handboor voorzichtig kleine boorgaten, zeven millimeter achter de bgma en drie millimeter lateraal van de middellijn. Implanteer schroefelektroden door de schedel en ongeveer 0,5 millimeter in de cortex.Implanteer vervolgens een referentieschroefelektrode op de middellijn, drie millimeter rostraal van de bgma indien nodig. Breng tandheelkundig cement aan om de schroefelektroden in te kapselen en te fixeren. Hecht tot slot de huid.De elektroden kunnen bloot blijven liggen, zodat de huid voor elke opname niet opnieuw geopend hoeft te worden. Dien nu snel een niet-steroïde anti-inflammatoir middel (NSAID) of een opioïde analgeticum toe voordat het dier zich herstelt van de anesthesie. Behandel tot slot de huid met een antibiotische zalf.Plaats het dier in een herstelkooi met een warmtemat en monitor het constant totdat het weer volledig mobiel is. Laat het dier vervolgens minstens een week herstellen. Bereid het dier vóór het maken van de VEP-registraties voor op de operatie zoals eerder beschreven, en maak met een fijne irisschaar een huidincisie van 1 tot 1,5 centimeter boven de oogkas van het oog.Open het subcutane weefsel en maak de orbitale holte toegankelijk. Open vervolgens onder een stereoscoop het conjunctiva en de capsule van de anterieure pezen. Trek daarna de extraoculaire spieren en de intraorbitale traanklieren opzij.Om ongeveer drie millimeter van de oogzenuw bloot te leggen, gebruikt u een oftalmologisch mesje om de dura en de arachnoidea longitudinaal te openen. Plaats vervolgens een glazen micropipet, verbonden met een Hamilton-spuit, in de zenuw, twee millimeter posterior van de oogbol. Injecteer gedurende 30 seconden een bolus lyine met kleurstof om de procedure te voltooien.Hecht de huidincisie. Breng antibiotische zalf aan om infectie te voorkomen. Plaats het dier op een warmtemat en houd het in de gaten totdat het hersteld is.Nadat het dier is geanestheseerd en de huid zoals eerder beschreven is voorbereid, wordt het dier naar een donkere kamer overgebracht. Houd de lichaamstemperatuur binnen een halve graad van 37 °C met behulp van een homeothermisch dekensysteem en een temperatuursonde, terwijl het dier in het donker wordt gemonitord. Laat het dier vijf tot 30 minuten acclimatiseren.Verwijed na een half uur de pupillen met 1% tropicamide oogdruppels. Open vervolgens met een schaar en een pincet de huid over de schedel om toegang te krijgen tot de vooraf geplaatste NC twee-schroefelektroden.Sluit de schroeven aan op de impedantiemeter. Meet vervolgens de elektrode-impedantie en houd deze onder de 5 kΩ. Plaats nu de schroef over de contralaterale visuele cortex van het gestimuleerde oog.Plaats vervolgens een naaldelektrode in de staart om de massa aan te sluiten. Plaats nu een gekalibreerde mini ganzfeld-stimulator op de huid rond de oogleden om de isolatie van het oog te verbeteren. Dien vervolgens fotische stimulatie toe met 100 flitsen bij one hertz, met een laagdoorlaatfilter bij one hertz en de hoogdoorlaatfilter.Filter op 100 hertz. Hecht na voltooiing de huid dicht en houd het dier op een warmtemat om te herstellen van de anesthesie. Herhaalde metingen, van enkele keren per week tot één keer per paar weken, zijn haalbaar.In de tussentijd tonen de VEP-sporen aan dat er een significante vertraging is in de N1-latentie. Na de injectie in de nervus opticus werden dagelijks opnames gemaakt om de reproduceerbaarheid aan te tonen. Partiële demyeliniserende letsels van de nervus opticus konden worden waargenomen in weefselcoupes gekleurd met luxol fast blue.Na het meten van het laesievolume werd een correlatie tussen de latentievertraging en de grootte van de laesie duidelijk. Deze techniek kan worden gebruikt om laesies in de nervus opticus te induceren en deze laesies te correleren met veranderingen in VP; het kan dienen als model voor focale demyelinisatie. Aangezien de geïnduceerde laesiegrootte vrij variabel is, is het belangrijk om de veranderingen histologisch te correleren.

visual-evoked-potential-recording-rat-model-experimental-optic-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Retinale ganglion cellen fungeren visuele informatie van het oog naar de hersenen met sequenties van actiepotentialen. Hier laten we zien hoe de actie mogelijkheden van enkele ganglioncellen...

Single-unit In vivo Opnamen van de Optic chiasma van de Rat

This video demonstrates the preparation of a rat model to study retinal health and visual pathway integrity. Visual evoked potential and electroretinography reference and active electrodes are connected to the rat, followed by aligning the platform with the rat in front of the Ganzfeld bowl for even retinal illumination and closing the Faraday cage to avoid external interference.

Preparing a Rat Model to Assess Visual Pathway Integrity Using an Electrophysiology Setup

This video demonstrates the process of measuring visual evoked potentials or VEPs in a dark-adapted, anesthetized rat with pre-implanted skull electrodes, which record the electrical signals from the brain's visual cortex in response to light stimuli.

Recording of Visual Evoked Potentials via the Skull Electrodes in a Rat Model

This video demonstrates how to record electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) in a conscious rat. The rat, with surgically implanted electrodes, is first dark-adapted. After applying dilating drops, the animal is placed in a restrainer and positioned in a Ganzfeld bowl. The ERG and VEP signals are then recorded.

Recording of Electroretinogram and Visual Evoked Potential in a Rat

This video demonstrates the procedure of surgically accessing the optic nerve in an anesthetized animal and precisely delivering lysolecithin to induce focal demyelination, creating neuropathological conditions for further study.

Inducing Local Demyelination in the Optic Nerve Using Lysolecithin

Dit protocol beschrijft gelijktijdige meting van elektroretinogram en visueel geëvokte potentialen bij geanesthetiseerde ratten.

Gelijktijdig opnemen van Electroretinografie en Visual evoked potentials in verdoofde ratten

We tonen chirurgische implantatie en recording procedures visuele elektrofysiologische signalen van het oog (electroretinogram) en hersenen (visuele evoked potential) in ratten bij bewustzijn, dat meer analoog is aan de menselijke aandoening waarbij opnamen zonder verdoving uitgevoerd worden verwart meten.

Implantatie en Registratie van Wireless electroretinogram en Visual opgewekte potentiele in Conscious Rats

We ontwierpen een droog-type 16 kanaals EEG sensor die niet-invasief, vervormbare en opnieuw bruikbaar is. Dit witboek beschrijft het gehele proces van productie de voorgestelde EEG elektrode signaal verwerking van visual evoked potentieel (VEP) signalen op een muis-hoofdhuid met behulp van een droge niet-invasieve multi-kanaals EEG sensor gemeten.

Visual Evoked potentiële opnamen in muizen met behulp van een niet-invasieve meerkanaals droge hoofdhuid EEG Sensor

Hier analyseren we verschillende in vivo tests (flash visual evoked potential, patroonelektroretinogram en optische coherentietomografie) bij geiten- en resusaap om de structuur en functie van de oogzenuw en zijn neuronen te begrijpen.

In vivo Methoden om retinale ganglioncel en oogzenuwfunctie en -structuur bij grote dieren te beoordelen

Dit artikel bevat gedetailleerde instructies voor het uitvoeren van oogzenuwverbrijzeling in een konijnenmodel met behulp van standaard oogheelkundige chirurgische technieken.

Een chirurgische benadering voor oogzenuwverbrijzeling in een konijnenmodel

Leer visueel geëvoceerde potentiaalopnames in een rattenmodel van focale demyelinisatie van de opticuszenuw. Deze methode maakt longitudinale monitoring van zenuwfunctie en correlatie met laesiegrootte mogelijk.

Visual Evoked Potential Opname in een rat model van Experimentele Optic Nerve Demyelinisatie

Meer video's verkennen