30 november 2015
In deze studie beschrijven we een eenvoudige methode om Evans Blue Dye (EBD) analyse uit te voeren op zebravislarven. Deze techniek is een krachtig hulpmiddel voor de karakterisering van de integriteit van skeletspieren en de afbakening van zebravismodellen van spierdystrofie, en is een waardevolle methode voor de ontwikkeling van nieuwe therapeutische behandelingen.
Het algemene doel van de injectie van Evans Blue-kleurstof en Fitzy-dextrine in de gemeenschappelijke cardinale ader is het observeren van de integriteit van het skeletspiercelmembraan in levende zebravis om te helpen bij het karakteriseren van ziekteveroorzakende mechanismen die gerelateerd zijn aan verschillende subtypes van spierdystrofie. De injectie van Evans Blue-kleurstof kan helpen bij het blootleggen van biologische mechanismen die bijdragen aan de pathologie van de ziekte bij het karakteriseren van diermodellen voor spierdystrofie; het kan daarnaast bijdragen aan ons begrip van potentiële therapeutische mechanismen voor de behandeling van de ziekte. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat deze kan worden uitgevoerd en geanalyseerd met behulp van levende zebravis.
Daarnaast dient de co-injectie van Fitz Dextrin als kwaliteitscontrole voor een succesvolle injectie, wat de striktheid en kwantificering verbetert. De implicaties van deze techniek hebben betrekking op het nut bij de validatie van zebravismodellen voor spierziekten. Ze dragen ook bij aan het begrip van hoe bepaalde mutaties leiden tot fenotypen van spierziekten, zoals musculaire dystrofie, wat cruciaal is voor het vinden van behandelingen en genezingen.
Om agar-injectieplaten te bereiden, kookt u 2 tot 3% agar in E3-medium en laat u de oplossing op de werkbank licht afkoelen. Giet ongeveer 35 milliliter van de afgekoelde agar in elke schaal van 100 millimeter. Plaats vervolgens één uiteinde van een gewenste injectiemal in de oplossing voordat u de rest van de mal op de agar-oplossing legt.
Laat de agrose-oplossing ongeveer 30 minuten stollen, bij kamertemperatuur of bij vier graden Celsius. Gebruik vervolgens een spatel om één uiteinde van de mal van de gestolde agrose te scheiden en verwijder langzaam de rest van de mal. Maak een 1% voorraadoplossing van Evan's Blue Dye of EBD in een 1x Ringer-oplossing.
Bereid vervolgens een voorraadoplossing van Fitzy Dextrin in een 1x Ringer-oplossing en bewaar deze bij -20 °C. Om het injectiemengsel te maken, wordt EBD verdund tot 0,1% direct in de Fitz Dextrin-voorraadoplossing; vortex het injectiemengsel grondig en houd het uit direct licht door de buis met aluminiumfolie te omwikkelen vóór het injecteren. Voorwarm de injectieplaat tot kamertemperatuur.
Plaats de micromanipulator op een metalen plaat en zet deze naast de injectiemicroscoop. Zet de luchtgestuurde micro-injectiecontroller aan. Vul vervolgens de injectienaald via de achterzijde met ongeveer 2 tot 4 µL EBD-mix.
Kalibreer vervolgens het injectievolume met ongeveer vijf nanoliter EBD-mix. Gebruik daarna een 1x ringer-oplossing om de injectieplaat te bevochtigen en verwijder overtollige vloeistof uit de putjes. Behandel de larven voor met 0,04% trica, gedilueerd in een 1x ringer-oplossing, om de larven volledig te immobiliseren voordat ze met een glazen pipet worden geïnjecteerd. Plaats de geanestheseerde larven in de putjes van de auger-injectieplaten, waarbij u erop let dat de larven volledig in de putjes liggen op hun zij.
Verwijder het overtollige trica-oplossing om de beweging van de larven in het putje te minimaliseren, maar laat voldoende over om uitdroging te voorkomen. Plaats de injectieplaat met larven onder een dissectiemicroscoop en positioneer de injectiepipet naald die de EBD bevat. Meng over een zebravislarve nabij het hart en ongeveer 45 graden ten opzichte van de anterieur-posterieure as.
Steek de injectienaald in de vena cardinalis communis of CCV nabij het anterieure deel van de dooier, waar de ader aanvankelijk in dorsale richting buigt. Injecteer vervolgens vijf nanoliters EBD-mengsel en houd de injectienaald vijf tot acht seconden op positie. Om onmiddellijke lekkage van het EBD-mengsel te minimaliseren, moet bij een goede injectie kleurstof in de hartkamers zichtbaar zijn; indien dit niet het geval is, kan de procedure worden herhaald.
Als EB DMX onmiddellijk na een succesvolle injectie niet in het hart wordt waargenomen, zal het embryo Fitz Dextrin in de vaten ophopen, zoals hier wordt getoond. Nadat het gewenste aantal larven is geïnjecteerd, worden de larven teruggebracht naar een 1x ringer-oplossing zonder trica in 100 millimeter petrischalen om de overlevingskans te verhogen en de signaalsterkte te behouden. Houd de schalen in aluminiumfolie gewikkeld.
Incubeer de larven bij 28,5 °C gedurende vier tot zes uur om een efficiënte EBD-opname te waarborgen. Om EBD in de spieren te visualiseren, gebruik 0,04% trica om de larven te anesthetiseren alvorens de larven onder rode fluorescentie te bekijken. EBD werd geïnjecteerd in de CCV van Sapia-homogene mutanten en wild-type broeders/zussen bij 3D PF; injecties die de hartkamers vulden zoals hier getoond, werden vervolgens geanalyseerd op een succesvolle kleurperfusie door fitzy-dextrine in de vaten onder groene fluorescentie te visualiseren.
Na een incubatieperiode van vier uur werd de EBD-opname op somietniveau onderzocht, zoals getoond in deze figuur. Siblings van het wilde type vertoonden geen EBD-fluorescentie binnen enige zichtbare spiervezels, terwijl de sapia-homozygote mutanten EBD-opname vertoonden, wat wees op schade aan het spiercelmembraan. Zodra men bekwaam is in het injecteren van Evans blue-kleurstof in de vena cardinalis communis van zebravislarven, kan dit proces binnen 30 tot 60 minuten worden voltooid, afhankelijk van het aantal larven dat wordt geïnjecteerd.
Bovendien kunnen experimentele resultaten in één dag worden behaald om de bekwaamheid te waarborgen. Het is belangrijk om eraan te denken nauwkeurig op de vena cardinalis te mikken om consistente en interpreteerbare resultaten te verkrijgen. Dit kan uitdagend zijn en zal waarschijnlijk oefening vereisen bij het volgen van deze procedure.
Andere methoden kunnen worden uitgevoerd, zoals chemische en genetische screens, om de moleculaire mechanismen te bepalen die verantwoordelijk zijn voor de membraanschade geassocieerd met spierdystrofieën. Deze experimenten kunnen helpen bij het vaststellen van nieuwe therapeutische strategieën voor spierziekten na de ontwikkeling ervan. Deze techniek baande de weg voor onderzoekers in het veld van spierziektenonderzoek om de membraanintegriteit te onderzoeken in zebravismodellen van spierdystrofie.
Na het bekijken van deze video zou u een grondige kennis moeten hebben van het injecteren van Evans-blauwkleurstof in de gemeenschappelijke cardinale ader van zebravislarven. U zou ook moeten begrijpen hoe u spiervezels met membraanschade kunt identificeren aan de aanwezigheid van Evans-blauwkleurstof binnen de vezels.
Deze studie presenteert een methode voor het uitvoeren van Evans Blue Dye (EBD)-analyse bij zebravissenlarven, wat essentieel is voor het beoordelen van de integriteit van de skeletspieren. Deze techniek helpt bij het karakteriseren van modellen voor spierdystrofie en het ontwikkelen van nieuwe therapeutische middelen.
Het beoordelen van de integriteit van het skeletspier Membraan is cruciaal voor het valideren van zebravismodellen van neuromusculaire aandoeningen en het verminderen van risico's bij targetvalidatie in onderzoek naar spierdystrofie. De injectietechniek met Evans Blue Dye (EBD) maakt een levende, kwantitatieve evaluatie van membraanschade mogelijk, wat bijdraagt aan mechanistische risicoreductie en voorspellend vertrouwen in preklinische modellen. Deze aanpak verbetert de translationele continuïteit door een reproduceerbare, schaalbare readout te bieden voor therapeutische screening en biomarker-afstemming.
De EBD-injectiemethode past binnen het ontdekkingscontinuüm van targetvalidatie tot leadidentificatie en biedt een live-cell assay voor mechanistische risicoreductie en therapeutische screening in programma's voor neuromusculaire ziekten.