Name: Gebruik makend van gecombineerde methoden om de rol van de plasmamembraan Delivery Tijdens Axon vertakking en neuronale Morphogenesis Definieer (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 28 s
Description: Leer hoe SNARE-gemedieerde exocytose bij axonvertakking wordt bestudeerd met lichtmicroscopie en biochemische assays. Deze methode onthult de dynamiek van vesikelfusie tijdens neuronale ontwikkeling.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd ondersteund door de National Institutes of Health: RO1-GM108970 (SLG) en F31-NS087837 (CW).

Verklaring van het onderzoek ethiek: Alle experimenten met dieren hierin gedetailleerd zijn onderworpen aan de regels en voorschriften van de UNC Commissie Animal Care en NIH normen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. 1. Voorbereiding en Plating van Gescheiden corticale neuronen <ol><li> Euthanaseren timed-drachtige vrouwtjes door CO 2 inhalatie, gevolgd door cervicale dislocatie. Verwijder gehele hersenen uit de schedels van de embryonale dag 15,5 (E15.5) muizen en microdissect cortex van elk halfrond. Voor gedetailleerde instructies met betrekking tot de microdissectie van embryonale muis cortex zie ​​Viesselmann et al 8. </li><li> Plaats niet meer dan 4 cortex in 1 ml van het ontleden van media in een steriele 1,6 ml microbuisjes. Voeg 120 ul van 10x trypsine en keren de buis 3-5 keer om te mengen. </li><li> Met behulp van een hemocytometer, tel cellen om celkweek gerechten zaad. Opmerking: 1 corticale halfrond biedt ca.oximately 3.000.000 cellen. <ol><li> Voor de SDS-resistente SNARE complex biochemie assay plaat zes miljoen cellen per 35 mm schaal en gebruik maken van twee gerechten per aandoening. Opmerking: Dit is vereenvoudigd door het gebruik van 6 well platen bij het vergelijken van meerdere voorwaarden. </li><li> Vertakkingspunt assays plaat neuronen op salpeterzuur gewassen ronde dekglaasjes bij een dichtheid van 250.000 cellen per 35 mm schaal, voor DIC beeldvorming van axon vertakking plaat bij een dichtheid van 150.000. Deze dichtheden voorkomen overbevolking en analyse te vereenvoudigen. </li></ol></li><li> Voor levende cellen TIRF microscopie, resuspendeer twee miljoen neuronen per transfectie in nucleofection oplossing bij kamertemperatuur. <ol><li> Voeg 100 ul van celsuspensie tot microbuisjes die 10 ug VAMP2-pHlourin expressieplasmide en electroporate met een Nucleofector volgens de fabrikant protocol 9. </li><li> Na transfecties onmiddellijk 500 ul van trypsine blussen media toevoegen, verwijderen schorsing uit cuvette en plaat cellen op een holdiversiteit van 400.000 cellen per 35 mm PDL-gecoat glas onderste schaal. </li></ol></li><li> Plaat alle corticale neuronen in 2 ml serumvrij medium. </li></ol> 2. SNARE Complex Formation Assay Opmerking: SDS-resistente SNARE complexen werden verwerkt en geanalyseerd zoals oorspronkelijk beschreven 10 met de modificaties hieronder. Voor gevalideerde alternatieve antilichamen tegen degene die hier wordt gebruikt, zie het hoofdstuk materialen. <ol><li> Stimuleer E15.5 corticale neuronen 2 dagen in vitro (DIV) met 250 ng / ml netrin-1 of sham controle gedurende 1 uur voorafgaand aan lysis. </li><li> Vóór verwerking monsters, koel centrifuge tot 4 ° C en ingesteld waterbad temperatuur tot 37 ° C, en het verwarmingsblok op 100 ° C. </li><li> Verwijder cel gerechten uit incubator en plaats op ijs. <ol><li> Aspireren media uit cellen, te vervangen door ~ 2 ml ijs koud fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) voorzichtig 2 keer voor 1-2 min per wasbeurt. </li><li> Voor deze test gebruiken 2 waterputten per condvulle. </li><li> Zuig PBS uit de eerste put van een aandoening en te vervangen door 250 ul homogenisering buffer. Laat op ijs gedurende 5 minuten, en vervolgens met behulp van een mobiele tillift, homogeniseren cellen op ijs. </li><li> Zuig het PBS uit de volgende bron van dezelfde staat en voeg de recent gehomogeniseerd mengsel aan de put. Dit eiwit verhogen. Herhaal dit voor alle omstandigheden. </li><li> Na voltooiing pipet gehomogeniseerd oplossing voor een voorgekoelde 1,6 ml microbuisjes op ijs en voeg 20% ​​Triton X-100 tot een eindconcentratie van 1% Triton X-100 bereikt. Vermaal mengen 10 maal met 1000 ui pipet terwijl het minimaliseren van bubbels. </li></ol></li><li> Incubeer buizen op ijs gedurende 2 minuten om eiwitten te solubiliseren. Na incubatie centrifugeer gedurende 10 minuten bij 6010 RCF bij 4 ° C om niet-oplosbaar gemaakt materiaal te pelletiseren. Verplaats lysaat supernatant in nieuwe gekoeld 1,6 ml buis op ijs. </li><li> Voer eiwitconcentratie analyse met behulp van Bradford assay 11 en verdun monsters naar een final eiwitconcentratie van 3-5 mg / ml met resterende homogenisatiebuffer aangevuld met 1% Triton X-100 en 5 x monsterbuffer aangevuld met B-Mercaptethanol (BME). </li><li> Verdeel elke experimentele monster gelijkmatig in 2 buizen. Incubeer een monster bij 37 ° C gedurende 30 min (SNARE complexen), en de andere bij 100 ° C gedurende 30 min (SNARE monomeren). Inverteer buizen tussenpozen monsters in oplossing te houden. </li><li> Freeze monsters bij -20 ° C tot klaar te scheiden via SDS-PAGE. Voordat monsters lopen via elektroforese onder toepassing van standaardtechnieken, reboil eerder gekookte monsters 5 min bij 100 ° C, maar 37 ° C ontdooien monsters bij kamertemperatuur. </li><li> Run duplicaten van monsters (30 - 40 ug eiwit per monster) over zowel een 8% en een 15% gel; de 8% geeft ideale scheiding van het complex, terwijl de 15% wordt gebruikt voor SNARE eiwitten monomeren (SNAP-25 ~ 25 kDa, VAMP2 ~ 18kDa, syntaxine-1 ~ 35kDa) kwantificeren. Handhaaf stroombron op 70 V tot de kleurstof lijn is door de stackoning gel en verhoging spanning naar 90V. Ren gels totdat de kleurstof af loopt. </li><li> Monomeren behouden transporterende eiwitten tot 0,2 urn nitrocellulosemembraan op ijs met koud overdracht buffer met 20% methanol (MeOH) toegevoegd, bij 70 V gedurende 45 minuten. </li><li> Droge membraan in een afgesloten schaaltje gedurende 2 uur tot O / N bij kamertemperatuur (O / N geeft de beste resultaten). </li><li> Blok SNARE complex membranen in 10% runderserumalbumine (BSA) gedurende 1 uur bij KT. </li><li> Bereid primaire antilichamen (het herkennen van specifieke SNARE complexe componenten) bij een verdunning van 1: 1000 en probe O / N bij 4 ° C op een rondschudapparaat. <ol><li> Spoel blots in Tris gebufferde zoutoplossing plus 0,1% Tween-20 (TBS-T) 3 maal gedurende 5 minuten elk. </li></ol></li><li> Bereid fluorescerende secundaire antilichaam oplossingen bij een verdunning van 1: 20.000 in 1% BSA in TBS-T en probe voor 1 uur, bij kamertemperatuur bedekt. Herhaal stap 2.12.1 na 1 uur. </li><li> Afbeelding vlekken op een fluorescerende scanning machine uitgerust met een software suite en kwantificeren van zowel de SNARE eiwit complex (immunoreactieve bands boven 40 kDa) en monomeer bands (immunoreactieve banden bij 25 kDa, 18 kDa, 35 kDa voor SNAP-25, VAMP2 en syntaxine-1, respectievelijk) met behulp van instructies van de fabrikant voor het tekenen van rechthoekige ROI. </li></ol> 3. Imaging exocytose Events via TIRF Microscopie Opmerking: Dit protocol vereist speciale microscopie apparatuur waaronder een klimaatkamer temperatuur, vochtigheid en CO 2, een omgekeerde TIRF microscoop uitgerust met een epifluorescerende verlichting, een sterke vergroting / hoge numerieke apertuur (NA) TIRF doelstelling, een geautomatiseerde XYZ stadium behouden en een gevoelige Charge Coupled Device (CCD) detector. Dit protocol maakt gebruik van een volledig geautomatiseerde omgekeerde microscoop uitgerust met een 100x 1.49NA TIRF doelstelling een solid state 491 nm laser en een elektron vermenigvuldigen CCD (EM-CCD). Alle apparatuur wordt door beeldvorming en laser besturingssoftware. Voor aanvang van de beeldvormingsprotocol vermogen op de milionmental kamer, toneel, lamp, computer, en de camera. <ol><li> Kies een doel binnen imaging software. Zodra het doel is op zijn plaats, maak de doelstelling kachel rond de kraag. </li><li> Bevestigen dat doel wordt volledig omlaag voordat het veiligstellen van het podium incubator in de fase slot. Giet gedestilleerd water in het stadium incubator inlaten gelijkmatig te morsen te voorkomen. </li><li> Zet de incubatie systeem. Open de klep naar de CO 2 tank en bevestig de druk die geschikt is voor het systeem instructies van de fabrikant is. Laat kamer enige tijd tot 5% CO 2 en 37 ° C te bereiken. Voorafgaand aan het toevoegen van de beeldvorming schotel, plaats een lege schaal in de couveuse om condensatie van water op de doelstelling te vermijden. </li><li> Schakel de laserbron. </li><li> Open podium incubator en voeg immersie olie aan de lens. Plaats monster in incubator en te stabiliseren met de stabiliteit van de armen of een gerecht gewicht. Hef het doel tot de olie bodemcontact van het monster maakt. switch tot doorgelaten licht verlichting en vind neuronale focal plane door de oculairs. </li><li> Start laser software en verbinding met de laser besturingssoftware. Stel verlichting om groothoek en selecteer het doel wordt gebruikt (100X 1,49 NA TIRF wordt aanbevolen). Set brekingsindex van het monster (cellen ~ 1,38). Pas laser intensiteit door het vinkje &quot;TTL&quot; voor de 491 nm laser. Pas de schuifknop om 100 breng het dan terug naar een waarde tussen de 20 - 40%. Controleer &quot;TTL&quot;. </li><li> Focus op proefmodel nog steeds in doorgelaten licht verlichting. Ga naar imaging software en selecteer 491 nm laser verlichting en open blind. Fijnafstelling het brandpunt van de laser op het plafond en centreren het punt naar het midden van de gesloten veld diafragma met de condensor verwijderd. Plaats condensor ondersteboven op de optische bank, zodat er geen krassen lens. </li><li> Vervang koeler en naar TIRF software en stel indringdiepte (PD) tot 110 nm. Overschakelen van groothoek verlichting naar TIRF Illumderzoek-modus voor beeldvorming. </li><li> Vind VAMP2-pHluorin tot expressie brengen door de oculairs met behulp van groothoek epifluorescentie met epifluorescerende lichtbron. <ol><li> Pas beeldvormingsparameters (belichtingstijd, versterking en laser uit) om signaal-ruisverhouding en het dynamisch bereik te maximaliseren met de minimale blootstellingstijd en laser intensiteit verminderen fotobleken en fototoxiciteit (bijvoorbeeld blootstelling gedurende 50 - 100 msec, met een 15-30 krijgen bij 30% maximale laservermogen). </li><li> Stel continue autofocus per cel. Schaf een afbeelding timelapse set met overname plaatsvindt om de 0,5 sec gedurende 5 minuten. Voor de netrine-1 gestimuleerde toestand, voeg 500 ng / ml netrine-1 tot schotel van cellen in een laminaire stroming kap en zet de schotel naar de incubator gedurende 1 uur voorafgaand aan de beeldvorming. </li></ol></li><li> Om de frequentie van exocytose gebeurtenissen genormaliseerd per cel ruimte en tijd te kwantificeren, geopende afbeelding stacks in ImageJ door het bestand te slepen naar het raam of naar Bestand&gt; Open&gt; Filename (Figuur0; 2A Inzet 1). <ol><li> Om stabiele fluorescerende signalen die niet blaasje fusie gebeurtenissen vertegenwoordigen verwijderen, maak een gemiddelde z projectie van de gehele stack met behulp van Image&gt; Stapel&gt; Z-Project&gt; Projectie type: Gewoon Intensity. Trek dit beeld Het gemiddelde van elk beeld in de timelapse met behulp van Process&gt; Afbeelding Calculator&gt; Image1: je stack Operation: aftrekken Image2 nieuw gecreëerde gemiddelde z-projectie. Dit benadrukt exocytose gebeurtenissen (Figuur 2A Inzet 2-3). </li><li> Count exocytose fusie gebeurtenissen op het oog. Exocytose zijn gedefinieerd als de gedaante van een buigingsbegrensde fluorescentiesignaal, die snel diffundeert als VAMP2-pHluorin in het plasmamembraan (Figuur 2A Inzet 6) diffundeert. </li><li> Gebruik de opdracht Drempel om het eerste beeld te markeren met behulp van Image&gt; Adjust&gt; Drempel&gt; schuifregelaar totdat de hele cel drempel gemarkeerd (Figuur 2A Inzet 7-8). </li><li> onder AnaLyze, kiest SetMeasurements en controleer gebied en weergave label. Selecteer de thresholded cellulaire gebied met behulp van de staf tracing tool en druk op &#39;m&#39; te meten (Figuur 2A Inzet 7-8). </li><li> Transfer zowel de exocytose fusie gebeurtenissen te tellen, de cel gebied metingen en de verstreken imaging tijd om een spreadsheet te aantal exocytose events / mm 2 / tijd (Figuur 2A Inzet 9) te berekenen. </li></ol></li></ol> 4. Differentieel Interferentie Contrast (DIC) Timelapse Microscopie van Axon Vertakken Opmerking: Een complete protocol en demonstratie voor een algemene benadering van DIC imaging is beschikbaar 12. Hoewel dit protocol gebruikt DIC, kunnen andere doorvallend licht microscopie methoden worden gebruikt voor hetzelfde doel (bijvoorbeeld fasecontrast). <ol><li> Op 2 DIV, plaats glazen bodem imaging schaaltje met ongetransfecteerde neuronen in voorverwarmde klimaatkamer aan een vochtige env behoudenironment met 5% CO2 en 37 ° C. Maken gebruik van een microscoop uitgerust met een 60x Plan-Apochromat, 1.4 NA DIC objectief en een hoge NA condensor voor de beste beeldkwaliteit en resolutie. </li><li> Pas de focal plane neuronen door de oculairs met behulp van uitgezonden licht verlichting te vinden. </li><li> Met behulp van de multi-zone functie voor acquisitie van op imaging software, vinden en sla de XYZ plaatsen van ten minste 6 cellen. Plaats het podium, zodat de neuronen van belang passen binnen het gezichtsveld voor de beste resultaten. <ol><li> Stimuleer met 250 ng / ml netrin-1 en druk op &#39;start met meerdere gebied overname&#39;. Sequentieel beelden te verwerven op elke positie elke 20 seconden gedurende 24 uur, pauzeren acquisitie en heroriëntatie als dat nodig is. </li></ol></li><li> Geef je mening over beelden in imaging software met behulp van Apps&gt; beoordelen Multi Dimensional Data&gt; geopend bestandsnaam. Identificeer stabiel axon takken (20 micrometer lang) die vorm tijdens de opnamesessie. Gebruik de lijn draw tool om een ​​stableaxon branc metenh van de basis op de axon naar de tip om ervoor te zorgen de 20 urn lengte kwalificatie wordt voldaan. <ol><li> In een spreadsheet, noteert u het framenummer na netrin stimulatie wanneer membraan uitsteeksels starten in gebieden waar de takken later vormen evenals het framenummer na netrin stimulatie toen ontluikende takken oplopen tot 20 micrometer in lengte. </li><li> Vermenigvuldig het aantal frames tussen uitsteeksel en vorming tak door 20 seconden om de vorming keer per tak berekenen. </li></ol></li></ol> 5. Toxine Manipulaties en Fixed Cell immunofluorescentie <ol><li> Bij 2 DIV behandelen neuronen in experimentele condities met 250 ng / ml netrine-1 en / of 10 nM Botulinum A toxine (Bonta), die splitst de SNARE eiwitten SNAP25 en SNARE gemedieerde exocytose 13, plus 250 ng / ml remt effectief netrin- 1. Laat één set onbehandelde neuronen als controle conditie. LET OP: Bonta vereist het gebruik van oog- en adembescherming bij de voorbereiding en het gebruik vanoplossingen. Handhaaf alle verontreinigde materialen als biologisch gevaarlijk materiaal en de autoclaaf zo spoedig mogelijk. </li><li> Bij DIV 3 (24 uur na behandeling) aspireren media en onmiddellijk vervangen met ten minste 1 ml PHEM fix (zie tabel 1 voor details) verwarmd tot 37 ° C. Incubeer gedurende 20 minuten in het donker bij kamertemperatuur. </li><li> 3x spoelen met PBS (voor later gebruik afdichting met parafilm en bewaar bij 4 ° C). </li><li> Plaats dekglaasjes in een donkere, vochtige vlekken kamer en permeabilize de celmembranen gedurende 10 min in vers verdund met 0,2% Triton-100 in PBS (gemaakt van 10% Triton-100 stock). </li><li> Verwijderen permeabilisatie oplossing en spoelen met 50 pl 1x met PBS. Block for 30 min in ~ 50 pi 10% runderserumalbumine in PBS (BSA-PBS) of 10% Gekookte ezel serum in PBS bij kamertemperatuur. </li><li> Spoel met 1x PBS opnieuw. Incubeer dekglaasjes in 50 gl primair antilichaam (1: 1000 βIII tubuline, neuronale identiteit te bevestigen) in 1% BSA-PBS gedurende 1 uur bij KT, in het donker. </li><li> Voer 3x 5 min wassingen in PBS. Incubeer dekglaasjes in 50 pl spectraal verschillende secundaire antilichaam voor tubuline (1: 400), en fluorescerende phalloidin (afhankelijk van excitatie: 488 falloïdine bij 1: 400, 647 falloïdine bij 1: 100) in 1% BSA-PBS gedurende 1 uur . </li><li> Was 3x 5 min in 1x PBS en dekglaasjes op dia&#39;s te monteren in de montage media. </li><li> Vacuum overtollige montage media van de randen van het dekglaasje en afdichting met duidelijke nagellak. </li><li> Verzamel groothoek epifluorescentie beelden op een omgekeerde microscoop met een 40X 1.4NA doelstelling epifluorescerende mogelijkheden en EM-CCD. <ol><li> Handmatig analyseren vertakking met behulp van ImageJ. Open afbeelding stacks in ImageJ door het bestand te slepen naar het raam of naar Bestand&gt; Open&gt; Filename (Figuur 4A inzet 1). </li><li> Met behulp van lijn&gt; gesegmenteerde lijn, sporen de axon, gedefinieerd als de langste neuriet zich uitstrekt van de soma (Figuur 4A inzet 2-3). </li><li>Met behulp van Analyze&gt; Extra&gt; ROI Manager, sparen de axon traceren als een regio van belang. Traceren en op te slaan elke axon tak, gedefinieerd als een neuriet ≥20 um in lengte. Neem alleen primaire takken (uitwassen rechtstreeks ontspruit uit de axon) bij de analyse (Figuur 4A inzet 3-4). </li><li> Druk &#39;m&#39; de opgeslagen gebieden van belang te meten en overdragen lengte in pixels van een spreadsheet om de lengte berekenen urn. </li><li> Verdeel het aantal axon vestigingen ≥20 urn lengte door de lengte van het axon in urn gedeeld door 100 om het aantal axon vertakkingen per 100 pm lengte krijgen. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Drachman, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Do+we+have+brain+to+spare%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Neurology%22%5BJournal%5D)">Do we have brain to spare?</a> Neurology. 64 (12), 2004-2005 (2005).</li>
<li>Serafini, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Netrin-1+Is+Required+for+Commissural+Axon+Guidance+in+the+Developing+Vertebrate+Nervous+System%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Netrin-1 Is Required for Commissural Axon Guidance in the Developing Vertebrate Nervous System.</a> Cell. 87 (6), 1001-1014 (1996).</li>
<li>Métin, C., Deléglise, D., Serafini, T., Kennedy, T. E., Tessier-Lavigne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+role+for+netrin-1+in+the+guidance+of+cortical+efferents%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A role for netrin-1 in the guidance of cortical efferents.</a> Development. 124 (24), 5063-5074 (1997).</li>
<li>Kennedy, T. E., Serafini, T., de la Torre, J. R., Tessier-Lavigne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Netrins+are+diffusible+chemotropic+factors+for+commissural+axons+in+the+embryonic+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Netrins are diffusible chemotropic factors for commissural axons in the embryonic spinal cord.</a> Cell. 78 (3), 425-435 (1994).</li>
<li>Sun, K. L. W., Correia, J. P., Kennedy, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Netrins%3A+versatile+extracellular+cues+with+diverse+functions%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Netrins: versatile extracellular cues with diverse functions.</a> Development. 138 (11), 2153-2169 (2011).</li>
<li>Pfenninger, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma+membrane+expansion%3A+a+neuron%27s+Herculean+task%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Plasma membrane expansion: a neuron's Herculean task.</a> Nature Reviews Neuroscience. 10 (4), 251-261 (2009).</li>
<li>Winkle, C. C., McClain, L. M., Valtschanoff, J. G., Park, C. S., Maglione, C., Gupton, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+Netrin-1-sensitive+mechanism+promotes+local+SNARE-mediated+exocytosis+during+axon+branching%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">A novel Netrin-1-sensitive mechanism promotes local SNARE-mediated exocytosis during axon branching.</a> The Journal of Cell Biology. 205 (2), 217-232 (2014).</li>
<li>Viesselmann, C., Ballweg, J., Lumbard, D., Dent, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nucleofection+and+Primary+Culture+of+Embryonic+Mouse+Hippocampal+and+Cortical+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Nucleofection and Primary Culture of Embryonic Mouse Hippocampal and Cortical Neurons.</a> Journal of Visualized Experiments. (47), e2373(2011).</li>
<li>Miesenböck, G., De Angelis, D. A., Rothman, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+secretion+and+synaptic+transmission+with+pH-sensitive+green+fluorescent+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Visualizing secretion and synaptic transmission with pH-sensitive green fluorescent proteins.</a> Nature. 394 (6689), 192-195 (1998).</li>
<li>Hayashi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+vesicle+membrane+fusion+complex%3A+action+of+clostridial+neurotoxins+on+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22The+EMBO+Journal%22%5BJournal%5D)">Synaptic vesicle membrane fusion complex: action of clostridial neurotoxins on assembly.</a> The EMBO Journal. 13 (21), 5051-5061 (1994).</li>
<li>Bradford, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rapid+and+sensitive+method+for+the+quantitation+of+microgram+quantities+of+protein+utilizing+the+principle+of+protein-dye+binding%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding.</a> Analytical Biochemistry. 72, 248-254 (1976).</li>
<li>Centonze Frohlich, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phase+Contrast+and+Differential+Interference+Contrast+%28DIC%29+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Phase Contrast and Differential Interference Contrast (DIC) Microscopy.</a> Journal of Visualized Experiments. (17), (2008).</li>
<li>Blasi, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Botulinum+neurotoxin+A+selectively+cleaves+the+synaptic+protein+SNAP-25%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Botulinum neurotoxin A selectively cleaves the synaptic protein SNAP-25.</a> Nature. 365 (6442), 160-163 (1993).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

Axonvertakking is een fundamenteel neurodevelopmentaal proces en vormt de basis voor de uitgebreide neuroconnectiviteit van het zoogdierzenuwstelsel. Het begrijpen van de mechanismen die betrokken zijn bij lokale plasmamembraanexpansie is essentieel voor ons begrip van zowel normale als pathologische neurodevelopment. Het gebruik van een meervoudige aanpak die zowel populatieniveau- als enkelcellig niveau-methodologieën combineert, verbetert de reproduceerbaarheid en verhoogt de ruimtelijke en temporele resolutie zonder ...

Recente schattingen suggereren dat de menselijke hersenen 1011 neuronen bevatten met 1014 synaptische verbindingen1, wat de belangrijkheid van axonvertakking in vivo benadrukt. Extracellulaire axon-geleidingssignalen zoals netrin-1 leiden axonen naar geschikte synaptische partners en stimuleren axonvertakking, waardoor de synaptische capaciteit toeneemt2-5. Netrin-1-afhankelijke axonarborisatie omvat substantiële uitbreiding van het plasmamembraan6, waarvan we veronderstelden dat dit de levering van extra membraancomponenten vereist via SNARE-complex afhankelijke exocytische vesikelversmelting7.
Het onderzoek naar de rol van SNARE-gemedieerde exocytose in netrin-1 afhankelijke axonvertakking wordt bemoeilijkt door verschillende factoren. Ten eerste verhoogt de heterogeniteit van corticale neuronen de benodigde steekproefomvang om significante effecten te identificeren, wat single celtechnieken zoals beeldvorming bemoeilijkt. Ten tweede, hoewel biochemische technieken observatie van veranderingen mogelijk maken die op populatieniveau optreden, ontbreekt het aan de temporele en ruimtelijke resolutie die nodig is om plasmamembraanuitbreiding te lokaliseren naar het axon in de tijdskader van axonvertakking. Ten slotte, hoewel axonvertakkingen zich over uren vormen, kunnen de cellulaire veranderingen die bijdragen aan axonverlenging binnen enkele minuten beginnen en in de orde van seconden optreden, waardoor het temporele bereik voor experimentele overweging wordt uitgebreid.
We schetsen een multi-techniek benadering die deze verschillende temporele en ruimtelijke schalen van exocytose en axonvertakking aanpakt, en zo onze begrip van de fundamentele cellulaire mechanismen verbetert. Het gebruik van deze benaderingen levert bewijs dat een cruciale rol ondersteunt voor SNARE-gemedieerde exocytose in axonvertakking.

<table><tbody><tr><td>6-well tissue culture treated plates</td><td>Olympus Plastics</td><td>25-105</td><td></td></tr><tr><td>glass coverslips</td><td>Fisher scientific</td><td>12-545-81</td><td>12CIR-1.5; moeten 24 uur met salpeterzuur worden behandeld, 2x worden gespoeld in DI water en worden gedroogd voor gebruik. Moeten worden gecoat met 1 mg/ml Poly-d-lysine en worden gespoeld voordat cellen worden geplaatst.</td></tr><tr><td>Amaxa nucleofection solution</td><td>Lonza</td><td>VPG-1001</td><td>100 ml/transfectie</td></tr><tr><td>Amaxa Nucleofector/electroporator</td><td>Lonza</td><td></td><td>programma O-005</td></tr><tr><td>35 mm Glass bottom live cell imaging dishes</td><td>Matek Corporation</td><td>p356-1.5-14-C</td><td>moet worden gecoat met 1 mg/ml Poly-d-lysine en worden gespoeld voordat cellen worden geplaatst</td></tr><tr><td>Olympus IX81-ZDC2 inverted microscope</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lambda LS xenon lamp</td><td>Sutter Instruments Company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Environmental Stage top incubator</td><td>Tokai Hit</td><td></td><td></td></tr><tr><td>100x 1.49 NA TIRF objective</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Andor iXon EM-CCD</td><td>Andor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Odyssey Licor Infrared Imaging System</td><td>LI-COR</td><td>Odyssey CL-X</td><td>Gebaten voor het scannen van blots</td></tr><tr><td>Image studio software suite</td><td>LI-COR</td><td></td><td>Gebaten voor het scannen op het Odyssey Infrared systeem; Image studio lite wordt gebruikt voor offline analyse van blots</td></tr><tr><td>Metamorph for Olympus</td><td>Molecular devices, LLC</td><td>versie 7.7.6.0</td><td>Software gebruikt voor alle beeldvorming en de analyse van DIC timelapse</td></tr><tr><td>CELL TIRF control software</td><td>Olympus</td><td></td><td>Software gebruikt om lasers te besturen voor TIRF beeldvorming</td></tr><tr><td>Fiji (Image J)</td><td>NIH</td><td>ImageJ Version 1.49t</td><td></td></tr><tr><td>60x Plan Apochromat 1.4 NA objective</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>40x 1.4 NA Plan Apochromat objective</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neurobasal media</td><td>GIBCO</td><td>21103-049</td><td>Basisoplossing voor zowel serumvrij als trypsine quenching media</td></tr><tr><td>Supplement B27</td><td>GIBCO</td><td>17504-044</td><td>500 ml/50 ml Serumvrij media en Trypsine Quenching media</td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td></td><td>35050-061</td><td>1 ml/50 ml Serumvrij media</td></tr><tr><td>Bovine serum albumin</td><td>Bio Basic Incorporated</td><td>9048-46-8</td><td>10% oplossing in 1x PBS voor het blokkeren van coverslips; 5% oplossing in TBS-T voor het blokkeren van nitrocellulose membranen.</td></tr><tr><td>10x trypsin</td><td>Sigma</td><td>59427C</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>CELLGRO</td><td>25-060-Cl</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline (DPBS)+ Ca + Mg</td><td>Corning</td><td>21-030-cm</td><td></td></tr><tr><td>Fetal bovine serum</td><td>Corning/CELLGRO</td><td>35-010-CV</td><td></td></tr><tr><td>Hank’s Balanced Salt Solution (HBSS)</td><td>Corning/CELLGRO</td><td>20-021-CV</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fisher scientific</td><td>BP358-10</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Fisher scientific</td><td>CAS67-42-5</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Fisher scientific</td><td>BP214-500</td><td></td></tr><tr><td>TRIS HCl</td><td>Sigma</td><td>T5941-500</td><td></td></tr><tr><td>TRIS base</td><td>Fisher scientific</td><td>BP152-5</td><td></td></tr><tr><td>N-Propyl Gallate</td><td>MP Biomedicals</td><td>102747</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol Photometric grade</td><td>Acros Organics</td><td>18469-5000</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol (non optics grade)</td><td>Fisher scientific</td><td>CAS56-81-5</td><td></td></tr><tr><td>B-mercaptoethonal</td><td>Fisher scientific</td><td>BP176-100</td><td></td></tr><tr><td>SDS</td><td>Fisher scientific</td><td>BP166-500</td><td></td></tr><tr><td>Distilled Water</td><td>GIBCO</td><td>152340-147</td><td></td></tr><tr><td>Poly-D-Lysine</td><td>Sigma</td><td>p-7886</td><td>Opgelost in steriel water bij 1 mg/ml</td></tr><tr><td>Botulinum A toxin BoNTA</td><td>List Biological Laboratories</td><td>128-A</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit polyclonal anti human VAMP2</td><td>Cell signaling</td><td>11829</td><td></td></tr><tr><td>Mouse monoclonal anti rat Syntaxin1A</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-12736</td><td></td></tr><tr><td>Goat polyclonal anti human SNAP-25</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-7538</td><td></td></tr><tr><td>Mouse monoclonal anti human &beta;III-tubulin</td><td>Covance</td><td>MMS-435P</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 568 and Alexa Fluor 488 phalloidin, or Alexa Fluor 647</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LI-COR IR-dye secondary antibodies</td><td>LI-COR</td><td>P/N 925-32212,P/N 925-68023, P/N 926-68022</td><td>800 donkey anti-muis, 680 donkey anti konijn, 680 donkey anti geit</td></tr><tr><td>0.2 μm pore size nitrocellulose membrane</td><td>Biorad</td><td>9004-70-0</td><td></td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Fisher scientific</td><td>BP337-500</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Fisher scientific</td><td>S25426A</td><td></td></tr><tr><td>Bromphenol Blue</td><td>Sigma</td><td>B5525-5G</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Fisher scientific</td><td>S6-212</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Fisher scientific</td><td>O-4042-500</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X100</td><td>Fisher scientific</td><td>BP151-500</td><td></td></tr><tr><td>TEMED</td><td>Fisher scientific</td><td>BP150-20</td><td></td></tr><tr><td>40% Bis-Acrylimide</td><td>Fisher scientific</td><td>BP1408-1</td><td></td></tr><tr><td>Naam</td><td>Bedrijf</td><td>Catalogusnummer</td><td>Opmerkingen</td></tr><tr><td>Alternatieve gevalideerde antilichamen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mouse Monoclonal Anti-Syntaxin HPC-1 clone</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S0664</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Monoclonal Synaptobrevin 2 (VAMP2)</td><td>Synaptic Systems</td><td>104-211</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Monoclonal SNAP25</td><td>Synaptic Systems</td><td>111-011</td><td></td></tr></tbody></table>

gebruik makend van gecombineerde methoden om de rol van de plasmamembraan delivery tijdens axon vertakking en neuronale morphogenesis definieer

Utilizing Combined Methodologies to Define the Role of Plasma Membrane Delivery During Axon Branching and Neuronal Morphogenesis

Tijdens de neurale ontwikkeling reiken groeiende axonen uit naar meerdere synaptische partners door axonale takken te ontwikkelen. Axontakking wordt bevorderd door extracellulaire geleidingssignalen zoals netrin-1 en resulteert in dramatische toenames van het oppervlak van de axonale plasmamembraan. Netrin-1-afhankelijke axontakking omvat waarschijnlijk temporele en ruimtelijke controle van de expansie van de plasmamembraan, waarvan de componenten worden geleverd door exocytische vesikelfusie. Deze fusiegebeurtenissen worden voorafgegaan door de vorming van SNARE-complexen, bestaande uit een v-SNARE, zoals VAMP2 (vesikel-geassocieerd membraaneiwit 2), en plasmamembraan t-SNAREs, syntaxine-1 en SNAP25 (synaptosomaal-geassocieerd eiwit 25). Hierin wordt een multi-gebaseerde benadering beschreven die wordt gebruikt om de rol van SNARE-gemedieerde exocytose in axontakking te onderzoeken. De kracht van de gecombineerde benadering is gegevensverwerving op een reeks ruimtelijke en temporele resoluties, variërend van de dynamica van enkele vesikelfusiegebeurtenissen in individuele neuronen tot SNARE-complexvorming en axontakking in populaties van gekweekte neuronen. Dit protocol maakt gebruik van gevestigde biochemische benaderingen om niveaus van endogene SNARE-complexen te meten en Total Internal Reflection Fluorescerende (TIRF) microscopie van corticale neuronen die VAMP2 gedragen met een pH-gevoelige GFP (VAMP2-pHlourin) tot expressie brengen om netrin-1-afhankelijke veranderingen in exocytische activiteit in individuele neuronen te identificeren. Om het tijdstip van netrin-1-afhankelijke vertakt te verduidelijken, wordt time-lapse differentiële interferentiecontrast (DIC) microscopie van enkele neuronen over een periode van uren gebruikt. Gefixeerde cel-immunofluorescence gecombineerd met botulinum neurotoxinen die SNARE-machinerie splijten en exocytose blokkeren, toont aan dat netrin-1-afhankelijke axontakking SNARE-gemedieerde exocytische activiteit vereist.

Gebruik in vitro biochemische technieken om de hoeveelheid SDS-resistente SNARE complexen in een populatie van neuronen te testen. Figuur 1 toont de resulterende Western blot na afloop van de SDS-resistente SNARE complex assay gesondeerd voor SNAP-25, syntaxin1A en VAMP2. TIRF microscopie op de basale celmembraan biedt een hoge resolutie beelden van individuele exocytose fusie gebeurtenissen in enkele...

Lichtmicroscooptechnieken gekoppeld aan biochemische analyses verduidelijken de betrokkenheid van SNARE-gemedieerde exocytose bij netrine-afhankelijke axonvertakking. Deze combinatie van technieken maakt identificatie mogelijk van moleculaire mechanismen die axonvertakking en celvormverandering controleren.

Gebruik makend van gecombineerde methoden om de rol van de plasmamembraan Delivery Tijdens Axon vertakking en neuronale Morphogenesis Definieer

During neural development, growing axons extend to multiple synaptic partners by elaborating axonal branches. Axon branching is promoted by extracellular ...

Het algemene doel van deze procedure is om kwantificeerbare waarnemingen te doen van het temporele en spatiale voorkomen van neurale exocytische blaasjesfusie en axonale vertakking. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van kernvragen binnen de neurowetenschappen, zoals wanneer en waar blaasjesfusie membraanmateriaal invoegt in het uitdijende plasmamembraan tijdens de neuronale ontwikkeling. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat het live-cell imaging combineert om zowel een hoge spatiale als temporele resolutie in individuele cellen te verkrijgen, met biochemische benaderingen om populatiegebaseerde informatie te verkrijgen.Nadat de corticale neuronen zijn gekweekt en gestimuleerd met Netrin-1 of een controle volgens de protocoltekst, wordt de PBS uit de eerste put van een conditie afgezogen en vervangen door 250 µL homogenisatiebuffer. Incubeer vijf minuten op ijs en homogeniseer vervolgens de cellen op ijs met behulp van een cellifter.Zuig de PBS uit de volgende put met dezelfde conditie op en voeg het onlangs gehomogeniseerde mengsel toe aan de put, wat de proteïneconcentraties zal verhogen. Draag vervolgens de gehomogeniseerde oplossing over naar een vooraf gekoelde 1,6 milliliter microcentrifugebuis op ijs en voeg 20% Triton X-100 toe om een eindconcentratie van 1% te bereiken. Tritureer het mengsel vervolgens tien keer met een 1.000 microliter pipet, waarbij belvorming tot een minimum wordt beperkt. Incubeer de buizen twee minuten op ijs om de proteïnen te solubiliseren.Centrifugeer vervolgens bij 6.010 RCF bij 4 graden Celsius gedurende 10 minuten om het niet-gesolubiliseerde materiaal te pelletteren. Breng de supernatant in vloeibare toestand over naar een nieuwe gekoelde buis van 1,6 milliliter op ijs. Gebruik vervolgens de Bradford-assay om de proteïneconcentratie te bepalen.Gebruik vervolgens homogenisatiebuffer met 1% Triton X-100 en 5X monsterbuffer aangevuld met BME om de monsters te verdunnen tot een uiteindelijke concentratie van 3-5 mg/mL. Verdeel elk experimenteel monster gelijkmatig over twee buisjes. Incubeer vervolgens één monster gedurende 30 minuten bij 37 °C en het andere monster gedurende 30 minuten bij 100 °C.Keer de buisjes af en toe om om de monsters in oplossing te houden. Voer vervolgens SDS-PAGE en Western blotting uit volgens het tekstprotocol. Stel daarna de TIRF-microscoop en het monster in en bepaal een neuraal brandvlak volgens het tekstprotocol.Start de lasersoftware en maak verbinding met de laserbesturingssoftware. Stel de belichting in op wide field en selecteer het objectief. Stel vervolgens de brekingsindex van het monster in en pas de laserintensiteit aan door TTL voor de 491-laser uit te vinken.Het optimaliseren van de beeldparameters is essentieel bij het beelden van intacte exocytische blaasjes op de bodem om focusdrift en fototoxiciteit te voorkomen, terwijl beelden met een voldoende hoge signaal-ruisverhouding voor analyse worden geproduceerd. Verschuif de schuifregelaar naar 100 en breng deze vervolgens terug naar een waarde tussen 20 en 40. Controleer daarna de TTL opnieuw.Focus vervolgens opnieuw op het monster bij verlichting met doorgelaten licht. Selecteer daarna in de beeldverwerkingssoftware de 491 laserverlichting en open de sluiter. Plaats de condensor ondersteboven op de optische bank om te voorkomen dat de lens wordt bekrast.Stel het brandpunt van de laser op het plafond nauwkeurig af en centreer, terwijl de condensor is verwijderd, het punt in het midden van het gesloten veldiafragma. Plaats vervolgens de condensor terug en stel in de TIRF-software de penetratiediepte in op 110 nanometers. Schakel daarna over van breedveldverlichting naar de TIRF-verlichtingsmodus voor beeldvorming.Zoek nu met behulp van breedveld-epifluorescentie via de oculairs naar cellen die VAMP2 fluorescentie tot expressie brengen. Pas vervolgens de beeldparameters aan om de signaal-ruisverhouding en het dynamisch bereik te maximaliseren met een minimale belichtingstijd en laserintensiteit, om zo fotobleken en fototoxiciteit te verminderen. Stel voor elke cel een continue autofocus in.Verkrijg vervolgens een time-lapse beeldenset waarbij de acquisitie elke 0,5 seconden plaatsvindt gedurende vijf minuten. Voeg voor de met Netrin-1 gestimuleerde conditie in een laminaire flowkast Netrin-1 toe aan een schaal met cellen tot een eindconcentratie van 500 nanogram per milliliter en plaats de schaal één uur voor de beeldvorming terug in de incubator. Om de frequentie van exocytotische gebeurtenissen te kwantificeren, genormaliseerd per celoppervlak en tijd.Open in ImageJ afbeeldestacks door het bestand naar het venster te slepen of door Bestand, Openen, bestandsnaam te kiezen. Om stabiele fluorescentiesignalen die geen vesikel-fusiegebeurtenissen vertegenwoordigen te verwijderen, gebruikt u Afbeelding, Stack, Z Project, Projectietype Gemiddelde Intensiteit. Om een gemiddelde Z-projectie van de gehele stack te maken.Trek het resulterende gemiddelde beeld af van elk beeld in de timelapse via Process, Image Calculator, Image 1 uw stack, Operation Subtract image two. Dit resulteert in een nieuw aangemaakte Z Projection. Hiermee worden exocytische gebeurtenissen benadrukt.Tel nu visueel de exocytotische fusiegebeurtenissen, die kunnen worden geïdentificeerd als spots van diffractiegelimiteerde fluorescentiesignalen die snel diffunderen naarmate VAMP2-fluoresceïne diffundeert binnen het plasmamembraan. Markeer de eerste afbeelding via Image, Adjust, Threshold, en pas de schuifregelaar aan totdat de gehele cel door de drempelwaarde is gemarkeerd. Kies vervolgens onder Analyze voor Set Measurements en vink area en display label aan.Stel met de wand-traceertool het gedrempelde cellulaire gebied in en druk op M om te meten. Draag de verzamelde gegevens over naar een spreadsheet volgens het tekstprotocol. Plaats na twee dagen in vitro de glazen imaging-schaal met niet-getransfecteerde neuronen in een voorverwarmde, bevochtigde milieu-kamer.Maak gebruik van een microscoop die is uitgerust met een 60X plan-apochromatische 1,4 NA DIC-objectieflens en een condensor met een hoge numerieke apertuur voor de beste beeldkwaliteit en resolutie. Stel vervolgens, bij gebruik van doorgelichte verlichting, het brandvlak in om neuronen via de oculairs te lokaliseren. Voor DIC-beeldvorming van axonale vertakkingen is een juiste instelling van de koelere verlichting essentieel voor beeldoptimalisatie en cruciaal voor het verkrijgen van analyseerbare resultaten.Zet vervolgens, terwijl de neuronen van belang zich binnen het gezichtsveld bevinden, de functie voor acquisitie van meerdere gebieden in de beeldvormingssoftware in om de XYZ-locaties van ten minste zes cellen te vinden en op te slaan. Voeg nu Netrin-1 of een andere factor van belang toe tot een eindconcentratie van 250 nanogram per milliliter om de cellen te stimuleren en druk op start multi-area acquisition. Neem gedurende 24 uur om de 20 seconden opeenvolgend beelden op elke positie op.Pauzeer de acquisitie en stel indien nodig de focus opnieuw in. Bekijk de beelden in de imaging-software door Apps, Review Multi Dimensional Data te selecteren en open het gewenste bestand. Identificeer stabiele axonvertakkingen die tijdens de imaging-sessie zijn gevormd.Gebruik de tool voor het traceren van regio's om een stabiele axonale zijtak te meten vanaf de basis van het axon tot aan de tip. Nadat de neuronen zijn behandeld met Netrin en botulinumtoxine en zijn gefixeerd en immunogekleurd voor bèta-3 tubuline en actine volgens het tekstprotocol. Gebruik een omgekeerde microscoop om wide-field epifluorescentiebeelden te verzamelen.Open een beeldstapel in ImageJ en analyseer de vertakkingen handmatig met behulp van de lijn-, gesegmenteerde lijn- en traceerfunctie om het axon te volgen, dat wordt gedefinieerd als het langste neuriet dat vanuit het soma uitsteekt. Sla de axon-tracing op als een region of interest via Analyze, Tools, ROI Manager. Traceer en sla vervolgens elke axon-vertakking op, gedefinieerd als een neuriet met een lengte van 20 µm of meer.Neem alleen de primaire takken op in de analyse. Hier wordt een Western blot getoond na voltooiing van de SDS-resistente SNARE-complexanalyse. Er is gesondeerd op SNAP25, Syntaxin 1A en VAMP2.SNARE-eiwitten in complex; identificeerbare monomeren worden hier getoond. Een voorbeeld van een VAMP2-fluorescentie-gemedieerde exocytotische gebeurtenis die in de tijd plaatsvindt in een corticaal neuron wordt hier getoond. De uitvergrote inzetten geven het soma, een axonale tak en een axonale groeikegel weer, wat het ruimtelijke nut van deze assay aantoont.Cirkels markeren individuele exocytotische fusiegebeurtenissen, die zichtbaar zijn via TIRF-microscopie. Deze time-lapse DIC-beeldvorming toont in realtime de door Netrine gestimuleerde vorming van een axonale vertakking. Deze locaties duiden de initiële uitstulping vanuit een vertakkingsplaats aan.Deze stellen volledig gevormde stabiele vertakkingen voor van ten minste 20 micrometers, gemeten van het hoofdaxon tot de tip van de vertakking. In dit experiment werden corticale neuronen bij 3 DIV behandeld met Netrin-1, wat vertakking stimuleert, of met botulinumtoxine A, dat SNAP25 splitst, een component van het SNARE-complex, en exocytose blokkeert. De resultaten tonen aan dat SNARE-gemedieerde exocytose vereist is voor Netrin-afhankelijke vertakking.Zodra men de techniek beheerst, kan de DIC-beeldvorming in één enkele nachtelijke sessie worden voltooid. TIRF-beeldvorming van individuele exocytische gebeurtenissen kan in 4-5 uur worden uitgevoerd. Het biochemische protocol voor de vorming van het SNARE-complex kan binnen twee uur worden voltooid.Tijdens het uitvoeren van deze procedures is het belangrijk om op een rustig tempo te werken en geen enkele stap over te spoedigen. Elke procedure vereist aandacht en geduld voor de beste resultaten. Na deze procedure kunnen andere methoden, zoals de cotransfectie van gelabelde blaasjescomponenten met gelabelde kandidaat-vrachten, worden uitgevoerd om aanvullende vragen te beantwoorden.Zoals bijvoorbeeld wat de lading is van de exocytische blaasjes? Na de ontwikkeling van deze techniek werd de weg vrijgemaakt voor onderzoekers in het veld van de neurowetenschappen om neuritogenese, axonale vertakking en andere stadia van morfogenese te onderzoeken in elke gedissocieerde neuronale cultuur. Na het bekijken van deze video zou u een goed begrip moeten hebben van hoe u de ruimtelijke en temporele aard van neuronale exocytische blaasjesfusies kunt observeren en kwantificeren in relatie tot veranderingen in de neuronale morfogenese.Vergeet niet dat het werken met botulinetoxine of krachtige lasers extreem gevaarlijk kan zijn en dat er altijd voorzorgsmaatregelen moeten worden genomen tijdens het uitvoeren van deze procedure, zoals het dragen van geschikte veiligheidskleding en het gebruik van het veiligheidsslotmechanisme van de microscoop.

utilizing-combined-methodologies-to-define-role-plasma-membrane

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Deze video laat zien hoe axonale paden van genetisch bepaalde groepen neuronen te visualiseren in de embryonale kuiken ruggenmerg gebruik te maken...

Ontcijfering Axonale Pathways van genetisch bepaalde groepen van neuronen in de Chick Neural Tube Door gebruik te maken In ovo Elektroporatie

De stereotiepe projecties van de zintuiglijke afferenten in het ruggenmerg knaagdier bieden een gemakkelijk toegankelijk experimenteel systeem om axonale vertakkingen door het opsporen van enkele axonen studie.

Dii-Etikettering van de DRG neuronen om Study Axonale Vertakkingen in een hele berg Voorbereiding van muis embryonale ruggenmerg

Een methode waarmee genexpressie in de neurale buis downgereguleerd in een celtype-specifieke, traceerbare wijze beschreven. We laten zien...

In ovo Elektroporatie van miRNA gebaseerde Plasmiden in de ontwikkelingslanden neurale buis en Beoordeling van de fenotypes van Dil Injectie in de Open-boek Voorbereidingen

Source: Winkle, C. C., et al. Utilizing Combined Methodologies to Define the Role of Plasma Membrane Delivery During Axon Branching and Neuronal Morphogenesis. J. Vis. Exp. (2016)This video demonstrates a live-imaging technique using differential interference contrast (DIC) microscopy to observe real-time axonal branching in cortical neurons. Time-lapse videos capture the effects of netrin-1 treatment, a signaling molecule that induces localized exocytosis and cytoskeletal rearrangements in...

Real-Time In Vitro Imaging of Axonal Branching in Mouse Cortical Neurons

We beschrijven hier het gebruik van een pH-gevoelige groene fluorescerende eiwitvariant, pHluorine, om de spatio-temporele dynamiek van axongeleidingsreceptoren aan het celoppervlak te bestuderen. De pHluorine-gelabelde receptor wordt zowel in celkweek als in vivouitgedrukt met behulp van elektroporatie van het kuikenembryo.

Gebruik van pHluorine om de dynamiek van Axon Guidance Receptoren in celcultuur en in het kuikenembryo te beoordelen

Dit protocol beschrijft de isolatie van dorsale wortelganglion (DRG) neuronen geïsoleerd uit ratten en de kweek van DRG neuronen op een statisch voorgerekt celkweeksysteem om de uitlijning van axonen te verbeteren, met daaropvolgende co-cultuur van Schwann-cellen (SC's) om myelinisatie te bevorderen.

Een aanpak ter verbetering van Alignment en Myelination van dorsale wortel ganglion Neuronen

Deze procedure beschrijft hoe snel neurieten georganiseerd in microfluïdische kamers kunnen initiëren, verlengen en verbinden met behulp van poly-D-lysine beklede kralen die zijn bevestigd aan micropipetten die leiden tot neuriet verlenging.

Rewiring Neuronal Circuits: een nieuwe methode voor snelle neuritische verlenging en functionele neuronale verbinding

Wij demonstreren de ontwikkeling van zelf geassembleerde, driedimensionale bundels van lengterichting uitgelijnde astrocytic waarin en processen binnen het omhulsel van een roman biomaterial. Deze "levende steigers", het tentoonstellen van micron-schaal diameter nog uitbreiding centimeter lengte, kan dienen als proefnetwerken neurologische mechanismen bestuderen of vergemakkelijken van neuroregeneration door leiding neuronale migratie en/of axonale ontworpen vastloper.

Drie-dimensionale weefsel ontworpen uitgelijnd Astrocyt netwerken vergemakkelijken zenuwstelsel regeneratie te recapituleren Developmental mechanismen

Dit protocol beschrijft een methode voor gelijktijdige beeldvorming van thalamocortical axon vertakking en de synapse formatie in organotypic cocultures van de thalamus en cortex cerebri. Individuele thalamocortical axonen en hun presynaptische terminals worden gevisualiseerd door een eencellige electroporation techniek met DsRed en synaptophysin van GFP-gelabeld.

Visualisatie van Thalamocortical Axon vertakking en de Synapse formatie in Organotypic Cocultures

Dit protocol demonstreert een eenvoudige en robuuste methode om in situ axongroei en groeikegeldynamiek te bestuderen. Het beschrijft hoe ex vivo fysiologisch relevante acute hersenplakken kunnen worden bereid en biedt een gebruiksvriendelijke analysepijplijn.

In situ Visualisatie van Axon-groei en groeikegeldynamiek in acute ex vivo embryonale hersenplakculturen

Leer hoe SNARE-gemedieerde exocytose bij axonvertakking wordt bestudeerd met lichtmicroscopie en biochemische assays. Deze methode onthult de dynamiek van vesikelfusie tijdens neuronale ontwikkeling.

Gebruik makend van gecombineerde methoden om de rol van de plasmamembraan Delivery Tijdens Axon vertakking en neuronale Morphogenesis Definieer (Video) | JoVE Journal

Gebruik makend van gecombineerde methoden om de rol van de plasmamembraan Delivery Tijdens Axon vertakking en neuronale Morphogenesis Definieer

Meer video's verkennen