Name: Meting van Calcium Schommelingen Binnen het sarcoplasmareticulum van gekweekte gladde spiercellen Met behulp van FRET-gebaseerde confocale Imaging (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 5 s
Description: Leer FRET-gebaseerde confocale beeldvorming om calciumschommelingen in het sarcoplasmareticulum van vasculaire gladde spiercellen te meten. Deze methode biedt directe inzichten in cellulair calciumtransport en ER-stress.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd ondersteund door de financiering van de Canadese Institutes of Health Research [MOP-1112666 naar CVB &amp; ME].

Ethiek statement: Alle experimenten en procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de Laboratory Biosafety richtlijnen van de Universiteit van British Columbia, Vancouver, Canada. 1. Bereiding van 35 mm Glass-bottom Cultuur Gerechten voor FRET-gebaseerde confocale microscopie <ol><li> Bereid platen met de volgende procedure 36-48 h voorafgaand aan experimenten. </li><li> Ophalen gekozen gelatineuze eiwitmengsel en 0,25% trypsine-EDTA van -20 ° C opslag en bewaar ze in de mobiele ijsbad tot gebruik. OPMERKING: De coating eiwitmengsel mag alleen bloot tot kamertemperatuur gedurende een korte tijd om te voorkomen dat het mengsel stollen vóór gebruik. Trypsineoplossing ook gekoeld worden totdat nodig; alternatief kan trypsine worden opgehaald van -20 ° C bewaren na voltooiing van stap 1,5. </li><li> Bereid een 1:25 verdunning van eiwitmengsel: DMEM (geen toegevoegde serum, gekoeld). Transfer juiste hoeveelheid eiwit mengsel / DMEM aan elke plaat wordt voorbereid. Voor 35 mm glazen bodem platen, voeg ongeveer 200 ul volledig bedekken innerlijke glazen cirkel op de onderkant van de plaat. </li><li> Laat de plaatjes zitten voor ten minste 30 min in de veiligheidskast en bij kamertemperatuur. Warme DMEM met 10% NCS tot 37 ° C in een waterbad gedurende deze periode. </li><li> Warm trypsine in een waterbad tot 37 ° C onmiddellijk voorafgaand aan de volgende stappen. </li><li> Verwijderen DMEM dat momenteel in kolf met een glazen pipet en afzuiging. Was de vloer van de kolf met warme steriele PBS om de resterende DMEM resten te verwijderen. </li><li> Verjagen eerder gekweekte gladde spiercellen van fles bottom: OPMERKING: Fles opgericht dagen deze stap om gewenste cellen confluentie (ongeveer 80%) te bereiken voor bord voorbereiding. Cellen werden oorspronkelijk gesuspendeerd in de kolf van 20 ml DMEM met 10% NCS en geïncubeerd bij 37 ° C met 5% CO 2 voorziening van 24 uur, waarna DMEM supply adem en cellen werden teruggebracht naar incubator. DMEM werd vernieuwd vooravondry 48 uur na deze eerste stappen tot cellen bereikt samenvloeiing. <ol><li> Was de kolf snel met 1 ml trypsine en verwijder vervolgens 1 ml trypsine met behulp van zuigkracht. </li><li> Voeg in een 1 ml trypsine en laat gedurende langere tijd (ongeveer 30-60 seconden), zwiepen kolf zorgen enzym contact maakt met de gehele bodem van de kolf. </li><li> Observeer hoeveel cellen onder een microscoop hebben losgemaakt totdat tevreden met de scheiding van kolf. Alternate zwiepende trypsine-oplossing en het controleren van mobiele onthechting tot tevreden aandeel van de cellen gescheiden van kolf. OPMERKING: De fles kan worden teruggebracht naar de incubator gedurende ongeveer 30-60 seconden te versnellen dit proces bij 37 ° C. </li><li> Zodra cellen zijn verdreven met behulp van trypsine, voeg verse DMEM met 10% NCS naar de kolf met het trypsine reactie te stoppen (voldoende volume zodat trypsine vormt 1/8 e van het totale volume in de fles). OPMERKING: Bijvoorbeeld, bij gebruik van een 250 ml kolf, zou ditzijn 7 ml DMEM toegevoegd aan 1 ml trypsine resulteert in 8 ml celoplossing. </li></ol></li><li> Transfer resulterende cel oplossing uit de kolf met een schone (label) 50 ml conische buis. </li><li> Voeg 1 ml vers DMEM plus 10% NCS aan elke plaat wordt voorbereid (voldoende middellange tot 24 uur duren). </li><li> Voorzichtig omkeren buis met mobiele oplossing meerdere keren te breken elke korrel die zich kunnen hebben gevormd. </li><li> Pipet het gewenste volume van zacht gemengde cel oplossing in elke plaat. LET OP: De aanbevolen SMC aantal plated voor dit protocol is 0,5-0,8 x 10 6 per 35 mm cultuur gerechten. Deze aantallen kunnen variëren afhankelijk van het celtype en moet worden getest en gemodificeerd door elk laboratorium. </li><li> Swirl elke plaat grondig met de klok mee / tegen de klok in om gelijke verdeling van cellen over glazen bodem te garanderen. </li></ol> 2. transiënte transfectie met adenovirale vector die D1SR Ca 2+ Indicator <ol><li> Na toevoeging van medium en celoplossing aan elke plaat, laat platen geïncubeerd bij 37 ° C met 5% CO 2 voorziening van ten minste 1 uur om cellen goed hechten aan glas op bodem van gerechten. De lamellen onder een microscoop op 15 min afstanden totdat cellen duidelijk zijn bevestigd. </li><li> Ophalen adenovirus-D1SR hoeveelheid van -80 ° C opslag en in mobiele ijsbad houden vervoerd te worden naar biologische veiligheid kabinet. </li><li> Pipet gewenste dosis (multipliciteit van infectie van 100) gekoeld D1SR aan elke plaat. OPMERKING: De berekening van het volume van adenovirale oplossing bestaan ​​per plaat afhankelijk van de virustiter in de oorspronkelijke voorraadoplossing, die wordt gepresenteerd als plaquevormende eenheid (PFU). Op basis van onze ervaring, adviseren wij een veelvoud van infectie (MOI) van 100, die wordt geïnterpreteerd als het aantal of de virusdeeltjes die nodig is om een ​​gladde spiercellen (SMC) in de cultuur plaat infecteren. </li><li> Incubeer de geïnfecteerde cellen bij 37 ° C met 5% CO 2 toevoer O / N. </li><li> De volgende dag vullen cellen met 1 ml vers DMEM plus 10% NCS. </li><li> Incubeer de platen in een bevochtigde incubator bij 37 ° C in 5% CO 2 O / N. </li></ol> 3. Meting van SR Luminal Ca 2+ Met behulp van FRET gebaseerde confocale Imaging <ol><li> Na O / N incubatie, verwijder het kweekmedium van de plaat. </li><li> Was de kweekplaat met 1 ml warm fysiologische HEPES-buffer met PSS (in mmol·L - 1) NaCl 140, glucose 10, KCl 5, 5 HEPES, 1,5 CaCl2 en 1 MgCl2 (pH 7,4) driemaal. </li><li> Voeg 1 ml verse warme HEPES-PSS buffer onmiddellijk voorafgaand aan het begin van de opname. </li><li> Voer de initiële beeldvorming met behulp van de FRET SE (gesensibiliseerde Emission) applicatie (of soortgelijke functie) op de confocale microscoop bijbehorende software. <ol><li> Zodra de toepassing is geopend, klikt u op het tabblad &quot;Setup&quot; om de instellingen aan te passen om de gewenste experimentele omstandigheden te bereiken. </li> &lt;li&gt; handmatig kanaal instellingen te wijzigen, zodat de cellen zijn verheugd in de juiste volgorde bij 440 nm (voor de donor en FRET-kanalen) en 513 nm (voor de acceptor kanaal). Verzamel de emissie golflengten bij 488 nm (voor donor) en 535 nm (FRET en acceptor). </li><li> Stel de lichtintensiteit bij 15% transmissie met 150 ms excitatie belichtingstijd van cellen (opnametijd voor drie opeenvolgende GVB donor, FRET en YFP acceptor kanalen) en 10 sec interval tussen belichtingen. </li></ol></li><li> Stabiliseren plaat op de microscoop podium. </li><li> Gebruik de &quot;Live&quot; knop om de beeldresolutie te controleren. Tweak instellingen verder tot de gewenste resolutie wordt bereikt. </li><li> Nog steeds onder de tab &quot;Setup&quot;, neem een ​​beeld van het monster met behulp van de &quot;image Capture&quot; knop. </li><li> Verhuizen naar het tabblad &quot;Evaluation&quot;, kiest u de juiste methode voor de berekening van de FRET-efficiëntie voor de experimenten gedaan. Methode 3, met het Ratiometrische Calculation [L (i) = B / A], Wordt aanbevolen voor experimenten met kameleons zoals de D1SR indicator. </li><li> Schakel over naar het tabblad &quot;Graph&quot; te kunnen waarnemen van de intensiteit waarden worden opgenomen in grafiek vorm tijdens het experiment. </li><li> Teken een ROI in de image viewer om de corresponderende gemiddelde intensiteit van dit gebied van de rente op de grafiek als het experiment opbrengst observeren. LET OP: Investigator kunnen er ook voor kiezen om meerdere ROI te trekken en hebben overeenkomstige intensiteiten worden vastgelegd en tegelijkertijd weergegeven op de grafiek. Als alternatief kan de onderzoekers een ROI voor de eerste opname te schetsen, en ga verder met meerdere ROI&#39;s op een later tijdstip te schetsen door het openen van het experiment bestand op een data-analyse-georiënteerde versie van de software. LET OP: Verdere details over de stappen die nodig zijn voor het opzetten van FRET-gebaseerde experimenten kan worden gevonden in FRET toepassing tovenaar handleidingen. Als de microscoop niet is uitgerust met de FRET Wizard, kan het volgende protocol worden gebruikt voor het opzetten van de parameters voor deopname handmatig. </li><li> Opname starten en laat gegevensverzameling ten minste 3 minuten om een ​​constante basale opname van het signaal zorgen vóór het inbrengen van het middel plaats. </li><li> Introduceren Ca2 + -moving middel (bijvoorbeeld 2 uM thapsigargin; 100 nm endotheline-1) als instrument voor afbreken SR Ca 2+, door handmatig de voorafbepaalde dosis direct pipetteren in de plaat op een plek zo dicht bij het ​​interessegebied wezen opgenomen mogelijk. Continue opname voor een gewenst tijdstip na de behandeling. </li><li> Capture ratiometrische FRET seriële beelden (512 x 512 pixels) met een 63x olie-immersie objectief van de confocale omgekeerde microscoop met behulp van de FRET SE applicatie. </li><li> Verzamel gegevens als gevolg van beeldvorming uit een cluster van 5-10 SMC in elke regio van belang (ROI) en vervolgens te formatteren en te analyseren met behulp van statistieken op basis van software. <ol><li> Als u gegevens opslaan voor later gebruik, met de rechtermuisknop op op het opgenomen spoor en kies de optie &quot;Exporteren&quot; naar save de spreadsheet met opgenomen gemiddelde signaal intensiteiten op de gekozen schijf van de onderzoeker. </li><li> Normaliseren van de gegevens van elke individuele experiment door het verdelen van elk gegevenspunt door het starten van de intensiteit waarde waargenomen op tijdstip 0 sec. </li><li> Import genormaliseerde gegevens van spreadsheets in een statistisch programma project bestand handmatig kopiëren en plakken relevante gegevens rijen van hun oorspronkelijke spreadsheet / sec. </li><li> Automatisch genereren grafieken corresponderend met de gegevensverzamelingen geplakt in het programma. LET OP: De standaardinstellingen van de programma&#39;s te genereren lijn grafieken van geïmporteerde data. Type grafiek weergegeven kan worden gewijzigd door te klikken op de &quot;Kies een ander soort graph&quot; knop onder de &quot;Change&quot; rubriek te vinden in de belangrijkste werkbalk. </li><li> Pool data die meerdere onafhankelijke onderzoeken binnen een grotere groep van identieke experimenten in een enkele data sheet op een gemiddelde trace voor de specifieke test uitgevoerd te produceren. </li></ol></li></ol&gt; 4. Bereiding van de cytoplasmatische Ca2 + Indicator <ol><li> Los op 0,0125 g Pluronic Acid (PA) in 1 ml dimethylsulfoxide (DMSO) in een zwarte microcentrifugebuis (Het kan zijn dat de buis te verwarmen in mobiele waterbad te helpen bij het oplossen PA). </li><li> Haal een buis (50 ug) van het cytoplasmatische Ca2 + indicatorkleurstof (Fluo-04:00) vanaf -20 ° C bewaren. </li><li> Wikkel de buis van kleurstof in folie om het zoveel mogelijk te beschermen tegen contact met licht. </li><li> Pipetteer 45 ul van de DMSO + PA oplossing in de buis met de kleurstof. Wikkel DMSO + PA-oplossing in folie en bewaar bij kamertemperatuur. </li><li> Meng de inhoud van de buis grondig door pipetteren oplossing op en neer meerdere keren. Als alternatief, ultrasone trillingen de kleurstof buis gedurende 10 minuten. OPMERKING: Beide methoden grondig te verdelen de kleurstof gehele DMSO + PA oplossing voldoende is; het is gewoon een kwestie van de voorkeur van de onderzoeker. Als onderzoeker kiest voor oplossing ultrasone trillingen, is hetmoet worden gedaan in een afgelegen gebied / ruimte waar anderen zullen worden beïnvloed door het lawaai. Onderzoeker moet ook zware dempers gebruiken om de oren te beschermen. <ol><li> Als sonicating oplossing, steek-folie verpakte buis met de kleurstof in een schuim buishouder en plaats binnen de 2/3 (met dH 2 O) sonicator bad. </li><li> Plaats ultrasoonapparaat bad in afgelegen gebied / kamer en macht machine op (zorg beschermende hoofddeksels is op zijn plaats voorafgaand aan het initiëren van sonicatie proces). Laat ruimte en laat de machine lopen voor 10 minuten voordat het wordt het af en ophalen van de buis (houden gewikkeld in folie ter bescherming tegen licht voor zo lang mogelijk). </li></ol></li><li> Aliquot de inmiddels grondig gemengde oplossing in donkere microcentrifugebuizen (5 ul per buis, moet in staat zijn tot en met 10 tubes in totaal te maken). </li><li> Wikkel elk monster buis in folie. Label buizen en op te slaan in droogmiddel bij -20 ° C voorwaarden tot gebruik. </li></ol> 5. Meting van cytoplasmatische Ca 2+ <ol><li> Volg de stappen in 1,1-1,12 cultuur platen van de rat aorta SMC&#39;s te bereiden. </li><li> Verwijder het kweekmedium van de plaat op 48 uur na de cultuur. </li><li> Verwijder de eerder bereide monster van cytoplasmatisch Ca2 + indicator (5 ui) van -20 ° C opslag en handhaven mobiele ijsbad tot gebruik. </li><li> Was de kweekplaat met 1 ml warm fysiologische HEPES-buffer met PSS (in mmol·L - 1) NaCl 140, glucose 10, KCl 5, 5 HEPES, 1,5 CaCl2 en 1 MgCl2 (pH 7,4) driemaal. </li><li> Meng de indicator met 1 ml warm HEPES-PSS en te laden op de cultuur plaat. </li><li> Incubeer SMC met de indicator voor 1 uur bij kamertemperatuur (24 ° C). </li><li> Verwijder de indicator van de cultuur plaat en wassen met 1 ml warm fysiologische HEPES-PSS buffer drie keer. </li><li> Voeg 1 ml verse warme HEPES-PSS buffer onmiddellijk voorafgaand aan het begin van de opname. </li><li> Capture seriële beelden (512 x 512 pixels) met een 63x oil-immersie objectief van de confocale omgekeerde microscoop. <ol><li> Handmatig te wijzigen instellingen, zodat de cellen zijn enthousiast bij 488 nm en de emissie golflengtes worden verzameld bij 555 nm met een scansnelheid van 700 Hz. </li><li> Stel de lichtintensiteit bij 15% transmissie met 150 msec blootstelling excitatie moment van cellen (de hoeveelheid tijd die cellen worden blootgesteld aan licht op aangewezen tijdstippen tijdens de opname) en 5 sec interval tussen belichtingen. </li></ol></li><li> Stabiliseren plaat op de microscoop podium en start de opname. </li><li> Neem gedurende minimaal 3 minuten om een ​​constante basale opname van het signaal zorgen vóór het inbrengen van het middel plaats. </li><li> Introduceer Ca 2+ -moving middel (bijvoorbeeld 2 uM thapsigargin) als een instrument voor het afbreken SR Ca 2+ (zoals beschreven in stap 3.16) en blijven opnemen voor de gewenste hoeveelheid tijd na de behandeling. </li><li> Record intensiteit van het signaal met behulp van microscoop-specifieke software door het gemiddelde van fluorescentie signals (F / F 0) uit een cluster van 5-10 SMC in elke regio van belang (ROI). Verzamel, formaat, en gegevens die voortvloeien uit beeldvorming met behulp van data-analyse software te analyseren. Zie Steps 3.18.1-3.18.5 voor de beschrijving van het verzamelen van gegevens en analyse met behulp van deze software. </li></ol>

<ol><li>Hennings, H., Michael, D., Cheng, C., Steinert, P., Holbrook, K., Yuspa, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+regulation+of+growth+and+differentiation+of+mouse+epidermal+cells+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Calcium regulation of growth and differentiation of mouse epidermal cells in culture.</a> Cell. 19 (1), 245-254 (1980).</li>
<li>Whitfield, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+roles+of+calcium+and+cyclic+AMP+in+cell+proliferation%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+N+Y+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">The roles of calcium and cyclic AMP in cell proliferation.</a> Ann N Y Acad Sci. 339 (1), 216-240 (1980).</li>
<li>Nicotera, P., Orrenius, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+calcium+in+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Calcium%22%5BJournal%5D)">The role of calcium in apoptosis.</a> Cell Calcium. 23 (2-3), 173-180 (1998).</li>
<li>Wei, C., Wang, X., Chen, M., Ouyang, K., Song, L. S., Cheng, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+flickers+steer+cell+migration%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Calcium flickers steer cell migration.</a> Nature. 457 (7231), 901-905 (2009).</li>
<li>Ashby, M. C., Tepikin, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ER+calcium+and+the+functions+of+intracellular+organelles%5BTitle%5D)+AND+%22Sem+Cell+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">ER calcium and the functions of intracellular organelles.</a> Sem Cell Dev Biol. 12 (1), 11-17 (2001).</li>
<li>Mattson, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ER+calcium+and+Alzheimer%27s+disease%3A+in+a+state+of+flux%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+signal%22%5BJournal%5D)">ER calcium and Alzheimer's disease: in a state of flux.</a> Sci signal. 3 (114), (2010).</li>
<li>Rutkowski, D. T., Kaufman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+trip+to+the+ER%3A+coping+with+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">A trip to the ER: coping with stress.</a> Trends Cell Biol. 14 (1), (2004).</li>
<li>Schroder, M., Kaufman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ER+stress+and+the+unfolded+protein+response%5BTitle%5D)+AND+%22Mutat+Res%22%5BJournal%5D)">ER stress and the unfolded protein response.</a> Mutat Res. 569 (1-2), 29-63 (2005).</li>
<li>Palmer, A. E., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+calcium+signaling+using+genetically+targetable+fluorescent+indicators%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Measuring calcium signaling using genetically targetable fluorescent indicators.</a> Nat Protoc. 1 (3), 1057-1065 (2006).</li>
<li>Poburko, D., Liao, C. H., van Breemen, C., Demaurex, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+regulation+of+sarcoplasmic+reticulum+Ca2%2B+content+in+vascular+smooth+muscle+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial regulation of sarcoplasmic reticulum Ca2+ content in vascular smooth muscle cells.</a> Circ Res. 104 (1), 104-112 (2009).</li>
<li>Esfandiarei, M., Fameli, N., Choi, Y. Y., Tehrani, A. Y., Hoskins, J. G., van Breemen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Waves+of+calcium+depletion+in+the+sarcoplasmic+reticulum+of+vascular+smooth+muscle+cells%3A+an+inside+view+of+spatiotemporal+Ca2%2B+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Waves of calcium depletion in the sarcoplasmic reticulum of vascular smooth muscle cells: an inside view of spatiotemporal Ca2+ regulation.</a> PloS one. 8 (2), e55333(2013).</li>
<li>Cobbold, P. H., Rink, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+and+bioluminescence+measurement+of+cytoplasmic+free+calcium%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+J%22%5BJournal%5D)">Fluorescence and bioluminescence measurement of cytoplasmic free calcium.</a> Biochem J. 248 (2), 313-328 (1987).</li>
<li>Park, M. K., Ashby, M. C., Erdemli, G., Petersen, O. H., Tepikin, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perinuclear%2C+perigranular+and+sub-plasmalemmal+mitochondria+have+distinct+functions+in+the+regulation+of+cellular+calcium+transport%5BTitle%5D)+AND+%22The+EMBO+journal%22%5BJournal%5D)">Perinuclear, perigranular and sub-plasmalemmal mitochondria have distinct functions in the regulation of cellular calcium transport.</a> The EMBO journal. 20 (8), 1863-1874 (2001).</li>
<li>Lovett, J. L., Sibley, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+calcium+stores+in+Toxoplasma+gondii+govern+invasion+of+host+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Intracellular calcium stores in Toxoplasma gondii govern invasion of host cells.</a> J Cell Sci. 116 (14), 3009-3016 (2003).</li>
<li>Kleinman, H. K., Martin, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Matrigel%3A+basement+membrane+matrix+with+biological+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Cancer+Biol%22%5BJournal%5D)">Matrigel: basement membrane matrix with biological activity.</a> Semin Cancer Biol. 15 (5), 378-386 (2005).</li>
<li>Palmer, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ca2%2B+indicators+based+on+computationally+redesigned+calmodulin-peptide+pairs%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Biol%22%5BJournal%5D)">Ca2+ indicators based on computationally redesigned calmodulin-peptide pairs.</a> Chem Biol. 13 (5), 521-530 (2006).</li>
</ol>

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen.

Dit protocol beschrijft de transfectie van VSMCs de D1SR adenovirus Ca2 + concentraties bestuderen binnen het lumen van de SR. Deze werkwijze maakt het direct meten van Ca2 + in het organel en zijn beweging naar / uit de SR als gevolg van de toepassing van verschillende calcium bewegende middelen. Deze methode heeft veel voordelen voor onderzoekers werken aan een beter begrip van hoe veranderingen in SR en cytoplasmatische Ca 2+ niveaus invloed op de algehele gezondheid van de cellen en ...

Ca2 + is een belangrijk ion in overvloed in elke cel in het lichaam. Het heeft een belangrijke rol in verschillende cellulaire functies, waaronder groei, proliferatie, migratie en apoptose 1-4. Het staat vast dat Ca 2+ deze processen kunnen beïnvloeden door middel van zowel directe als indirecte acties, en daarom wijzigingen in de normale intracellulaire concentraties van deze ionen kan gemakkelijk leiden tot negatieve gevolgen voor de getroffen cellen. De SR wordt beschouwd als de grootste intracellulaire Ca2 + opslag binnen de cel 5. Steady state niveaus van Ca 2+ in zowel de SR en cytoplasma worden normaal gehandhaafd door voortdurend in beweging in en uit de Ca 2+ transporterend kanalen van dit organel. De stressvolle omstandigheden opgelegd cellen als gevolg van enige vorm van letsel of ziekte zijn vaak geassocieerd met significante veranderingen in de SR Ca 2+ dat naar de langdurige effecten op het hebben hijalth van de cel. In de meest ernstige gevallen, het onvermogen van een gestresste cel om te herstellen en te onderhouden steady state SR Ca 2+ niveaus kunnen zelfs in de dood resulteren door apoptose 6-8. Lopend onderzoek naar cellulaire Ca 2+ dynamiek wordt beperkt door het feit dat er maar weinig studies testen organel Ca 2+ winkel inhoud direct 9-11. De meest gangbare praktijk houdt in plaats meting van cytoplasmatische Ca 2+ levels als indirecte metingen van de veranderingen in de SR Ca 2+ gehalte 12-14. In deze experimenten wordt Ca2 + gewoonlijk geïnduceerd uit de SR worden vrijgegeven door middel van farmacologische agentia die depletie van de organellen (bijvoorbeeld thapsigargine). Conclusies worden vervolgens met betrekking tot de wijzigingen in de SR Ca 2+ op basis van schommelingen in de cytoplasmatische Ca 2+ concentraties opgesteld. Ondanks de mogelijkheid resteert voor onderzoekers om dergelijke conclusies in een rotonde ma trekkennner deze wijze van SR Ca 2+ meting is duidelijk een indirecte manier om dergelijke informatie, met veel beperkingen met betrekking tot de interpretatie van de verzamelde gegevens verzamelt. Om deze duidelijke beperking omzeilen, is het noodzakelijk om de hoeveelheid Ca2 + direct in de SR luminale netwerk gevonden meten. Vitaal belang voor het uiteindelijke resultaat van de mogelijkheid om intraluminale SR Ca 2+ niveaus rechtstreeks opnemen zijn de celkweek instrumenten en de Ca 2+ indicator gebruikt. Voor referentie tot de huidige manuscript data, is het belangrijk op te merken dat VSMC gebruikt kwam uit een bevroren cellijn. De cellen werden gekweekt in Dulbecco&#39;s gemodificeerd Eagle&#39;s medium (DMEM) + 10% serum van pasgeboren kalveren (NCS) in passages 22-26 voor de beschreven experimenten, geïncubeerd bij een constante 37 ° C met 5% CO 2 toevoer. Met de huidige werkwijze, bijvoorbeeld cellen zijn zeer succesvol gekweekt op een eiwitmengsel dat het extracellulaire simuleertmilieu van vele verschillende soorten weefsel 15. Belangrijk voor succes langs de ader van SR Ca 2+ activiteit is het type eiwitmengsel gebruikt; in dit geval, een lage groeifactor verscheidenheid moest componenten van dit instrument voorkomen beïnvloedt de normale Ca2 + signalering en verplaatsingen voortdurend optreedt binnen de onderzochte cellen. Na succesvolle groei van testcellen, de Ca2 + indicator moet effectief worden ingevoerd om deze gekweekte cellen. Dit is mogelijk geworden door een adenovirale vector die de Ca2 + SR wonende indicator D1SR draagt. Om een ​​hoge transfectie efficiëntie moeten cellen worden geïncubeerd met virale vectoren voor ten minste 36-48 uur voorafgaand aan beeldvorming. Deze voorbereiding zorgt voor een betrouwbaar hulpmiddel om Ca 2 + transiënten in het SR lumen met een hoge nauwkeurigheid en reproduceerbaarheid te meten. D1SR indicator gebruikt in dit protocol is een gemodificeerde variant van de D1ER Ca 2+ indicator die oorspronkelijk werd gemaakt door het laboratorium van Dr. Roger Y. Tsien&#39;s aan de University of California, San Diego, USA 9,16. De originele D1ER behoort tot een tweede generatie van genetisch gecodeerde Ca2 + indicatoren genoemd kameleons dat Ca2 + gevoeligheden over een veel breder bereik (0,5-160 uM) weergegeven in vergelijking met eerdere Ca2 + indicatoren 9,16. De nieuwe variant D1SR, een vriendelijke gift van Dr. Wayne Chen (University of Alberta, Canada), echter, draagt ​​een mutant calsequestrin sequentie (in plaats van een calreticuline sequentie zoals in de oorspronkelijke D1ER). De mutant calsequestrin heeft een verminderde binding aan Ca 2+ dat de kwestie van te concurreren met endogene calsequestrin in binding aan Ca 2+ in het SR lumen 11 elimineert. De D1SR indicator heeft een afgeknotte verbeterde cyaan fluorescerend eiwit (CFP) en geel fluorescerend eiwit (YFP) die binden door een linker die gemodificeerde eiwit calmoduline (CaM) en M13 (thij 26-residu peptide van myosine lichte keten kinase dat bindt aan CAM) sequenties. De CaM-M13 sequentie is gemodificeerd voorkomen M13 binden aan endogene calmoduline. Ook naar SR behoud te verzekeren, een calsequestrin reeks is toegevoegd aan het 5&#39;einde van de GVB-11. Wanneer gebonden aan Ca2 +, de CaM-M13 domein gaat door conformationele veranderingen die resulteren in een verhoging van de energieoverdracht tussen de flankerende CFP en YFP, die wordt geregistreerd als een toename van de FRET signaalintensiteit. Anderzijds, wanneer de concentratie van SR luminale Ca2 + daalt, de CaM-M13 domein gaat door reverse conformationele veranderingen, resulterend in een afname van de energieoverdracht tussen de flankerende CFP en YFP en een aanzienlijke daling van FRET signaalintensiteit .

<table><tbody><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle's Medium (high glucose, pyruvate)</td><td>Life technologies</td><td>11995-065</td><td>Verwarm in 37 &deg;C waterbad voor gebruik</td></tr><tr><td>Matrigel Basement Membrane Matrix Growth Factor Reduced, 5 ml</td><td>Corning</td><td>356230</td><td>Bewaar bij -20 &deg;C tot vlak voor gebruik</td></tr><tr><td>Newborn Calf Serum</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td>Bewaar bij -20 &deg;C tot vlak voor gebruik</td></tr><tr><td>35 mm glazen bodemplaatjes</td><td>MatTek Corporation</td><td>P35G-1.5-14-C</td><td></td></tr><tr><td>250 ml 0,2 &mu;M ontluchte blauwe plugafdichtingkolf</td><td>BD Falcon</td><td>353136</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin/EDTA Oplossing</td><td>Life technologies</td><td>25200056</td><td>Bewaar bij -20 &deg;C tot vlak voor gebruik</td></tr><tr><td>50 ml Polypropylene Conische Tube</td><td>BD Falcon</td><td>352070</td><td></td></tr><tr><td>D1SR</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Gift</td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxide (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8779</td><td></td></tr><tr><td>Pluronic F-127</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2443</td><td></td></tr><tr><td>Fluo 4-AM</td><td>Life technologies</td><td>F-23917</td><td>Bewaar bij -20 &deg;C tot vlak voor gebruik</td></tr><tr><td>1,5 ml Zwarte Microcentrifugebuizen</td><td>Argos Technologies</td><td>T7100BK</td><td></td></tr><tr><td>Leica TCS SP5 confocale microscoop</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Leica Application Suite 2.6.3 (met FRET SE Wizard applicatie)</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>GraphPad Prism 5.0</td><td>GraphPad Software, Inc.</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

meting van calcium schommelingen binnen het sarcoplasmareticulum van gekweekte gladde spiercellen met behulp van fret-gebaseerde confocale imaging

Measurement of Calcium Fluctuations Within the Sarcoplasmic Reticulum of Cultured Smooth Muscle Cells Using FRET-based Confocal Imaging

Het handhaven van stabiele calcium (Ca2+) niveaus in het sarcoplasmatisch reticulum (SR) van vasculaire gladde spiercellen (VSMC's) is essentieel voor hun algehele gezondheid. Een aanzienlijk deel van de intracellulaire Ca2+ inhoud wordt aangetroffen in de SR-voorraden in VSMC's. Aangezien het SR het enige intracellulaire orgaan is met een nauwe associatie met de omringende extracellulaire ruimte via plasmamembraan-SR-verbindingen, kan het SR worden beschouwd als de eerste lijn van respons op eventuele onregelmatigheden in Ca2+ transients, of stress die de cel ervaart. Onder zijn vele functies, is een van de belangrijkste zijn rol in de overdracht van Ca2+-gereguleerde signalen door de hele cel om verdere celbrede reacties stroomafwaarts te induceren. Het gebruik van cytoplasmatische Ca2+ indicatoren in dit opzicht is over het algemeen onvoldoende voor onderzoek naar de zeer dynamische veranderingen in de intraluminale SR Ca2+ winkel die nog niet volledig zijn gekarakteriseerd. Hier bieden we een gedetailleerd protocol voor de directe en duidelijke meting van luminair SR Ca2+. Deze tool is nuttig voor onderzoek naar de genuanceerde veranderingen in SR Ca2+ die significante effecten hebben op de normale functie en gezondheid van de cel. Fluctuaties in SR Ca2+ inhoud kunnen ons specifiek een aanzienlijke hoeveelheid informatie geven over cellulaire reacties op ziekte of stressomstandigheden die de cel ervaart. In deze methode wordt een aangepaste versie van een SR-gerichte Ca2+ indicator, D1SR, gebruikt om Ca2+ fluctuaties te detecteren als reactie op de introductie van agenten bij gekweekte rat aorta gladde spiercellen (SMC's). Na incubatie met de D1SR indicator, worden confocale fluorescentiemicroscopie en fluorescentie resonantie energie transfer (FRET)-gebaseerde beeldvorming gebruikt om veranderingen in intraluminale SR Ca2+ niveaus direct te observeren onder controlecondities en met de toevoeging van agonistische agenten die functioneren om intracellulaire Ca2+ beweging te induceren.

Deze sectie geeft voorbeelden van de resultaten die kunnen worden verkregen volgens de werkwijze die werd beschreven SR luminale Ca2 + -concentratie data vastleggen, vergeleken met de gewoonlijk gebruikte wijze van indirect meten van veranderingen in Ca2 + concentraties organel opslag door het observeren schommelingen in cytoplasmatische Ca2 + . Figuur 1A toont een momentopname...

Momenteel worden de meeste beschikbare calciumindicatoren gebruikt om cytoplasmatische calciumtransienten te kwantificeren als indirecte maatstaven voor calcium dat vrijkomt uit het sarcoplasmatisch reticulum in gekweekte gladde spiercellen. Dit protocol beschrijft het gebruik van een specifieke FRET-gebaseerde indicator die directe meting van calciumsignalen binnen het sarcoplasmatisch reticulum lumen mogelijk maakt.

Meting van Calcium Schommelingen Binnen het sarcoplasmareticulum van gekweekte gladde spiercellen Met behulp van FRET-gebaseerde confocale Imaging

Maintenance of steady-state calcium (Ca2+) levels in the sarcoplasmic reticulum (SR) of vascular smooth muscle cells (VSMCs) is vital to their overall ...

Het algemene doel van deze beeldvormingstechniek is het bewaken van fluctuaties in de luminale calciumgehaltes van het SR in reactie op calciummobiliserende middelen, specifiek in gladde spiercellen van het vaatstelsel. Deze methode kan nuttig zijn bij het op een directere wijze verduidelijken van de cellulaire calciumcyclus. Het is bijvoorbeeld zeer belangrijk om de relatie te kennen tussen ons calciumtransport in het sarcoplasmatisch reticulum en ER-stress.Het voordeel van deze techniek is dat we het calcium in het lumen van het sarcoplasmatisch reticulum direct kunnen meten, in plaats van dit te moeten extrapoleren uit indirecte metingen van veranderingen in het cytoplasma. Gabriela Ziomek, een promovendus in mijn laboratorium, zal deze techniek demonstreren. Om deze procedure te starten, bereid een verdunning van 1:25 van het eiwitmengsel in DMEM voor.Breng vervolgens 200 µL van het eiwitmengsel in DMEM over naar elke glazen bodemplaat van 35 mm om de binnenste glazen cirkel aan de bodem volledig te bedekken. Laat de platen gedurende ten minste 30 minuten bij kamertemperatuur in de veiligheidskabinet staan. Verwarm ondertussen DMEM met 10% NCS tot 37 °C in een waterbad.Verwijder daarna het DMEM uit de kweekfles met een glazen pipet. Was vervolgens de bodem van de fles met warme steriele PBS om de resterende DMEM-residuen te verwijderen. Om de gekweekte gladde spiercellen van de flesbodem los te maken, wordt de fles snel gewassen met één milliliter trypsine, waarna dit wordt verwijderd.Voeg vervolgens nog een milliliter trypsine toe. Schud de kolf ongeveer 30 tot 60 seconden om ervoor te zorgen dat het enzym de gehele bodem van de kolf raakt voordat u deze verwijdert. Zodra de cellen met trypsine zijn losgemaakt, voegt u vers DMEM met 10 procent NCS toe aan de kolf om de trypsinereactie te stoppen.Overbreng de resulterende celoplossing van de kolf naar een schone, gelabelde conische buis van 50 milliliter. Voeg vervolgens één milliliter vers DMEM plus 10 procent NCS toe aan elke plaat die wordt voorbereid. Keer daarna de buis met de celoplossing voorzichtig meerdere keren om om eventuele pellets die zich hebben gevormd op te lossen.Pipetteer het gewenste volume van de voorzichtig gemengde celoplossing in elke plaat. Draai vervolgens elke plaat grondig met de klok mee of tegen de klok in om een gelijkmatige verdeling van de cellen over het glas aan de bodem te garanderen. Het is noodzakelijk om voldoende cellen aan de plaat toe te voegen om ervoor te zorgen dat ze in de loop van de volgende 48 uur een voldoende hoge confluentie bereiken voor effectieve beeldvorming.Nadat het medium en de celoplossing aan elke plaat zijn toegevoegd, worden de platen gedurende ten minste één uur geïncubeerd bij 37 °C met vijf procent koolstofdioxide om de cellen de gelegenheid te geven zich goed aan de glazen bodem te hechten. Controleer de platen onder een microscoop met intervallen van vijftien minuten totdat de cellen duidelijk zijn gehecht. Haal vervolgens het Adenoviras D1 SR-aliquot uit de opslag bij -80 °C en transporteer dit in een mobiel ijsbad naar de biologische veiligheidskabinet. Daarna.Pipetteer de gewenste dosis gekoelde D one SR op elke plaat en incubeer de geïnfecteerde cellen gedurende de nacht bij 37 °C. Voeg de volgende dag één ml vers DMEM plus tien procent NCS toe aan de cellen. Incubeer de platen vervolgens gedurende de nacht in een bevochtigde incubator bij 37 °C met vijf procent CO2.Verwijder na een incubatie van één nacht het kweekmedium van de plaat. Was de kweekplaat drie keer met één milliliter warme fysiologische HEPES-PSS buffer. Voeg vervolgens direct voorafgaand aan de registratie één milliliter verse warme HEPES-PSS buffer toe.Voer de initiële beeldvorming uit met de FRET SE-applicatie door de bijbehorende software van de confocale microscoop te openen. Zodra de applicatie is geopend, klikt u op het tabblad 'setup' om de gewenste experimentele instellingen aan te passen. Wijzig handmatig de kanaalinstellingen zodat de cellen opeenvolgend worden geëxciteerd bij 440 nanometer voor donor en FRET en bij 513 nanometer voor acceptor.Stel vervolgens de emissiegolflengten in op 488 nanometer voor de donor en 535 nanometer voor FRET en de acceptor. Stel daarna de lichtintensiteit in op 15 procent transmissie met een excitatieblootstellingstijd van de cellen van 150 milliseconden en intervallen van 10 seconden tussen de blootstellingen. Stabiliseer vervolgens de plaat op de microscooptafel.Gebruik de live-knop om de beeldresolutie te controleren. Pas de instellingen verder aan voor de gewenste resolutie. Maak onder het tabblad setup een afbeelding van het monster met de knop voor het vastleggen van afbeeldingen.Ga nu naar het tabblad evaluatie en kies de geschikte methode om de FRET-efficiënties te berekenen voor de experimenten die worden uitgevoerd. Methode drie, die gebruikmaakt van ratiometrische berekening, wordt aanbevolen voor experimenten met Cameleons, zoals de D1SR-indicator. Schakel daarna over naar het tabblad grafiek om de geregistreerde intensiteitswaarden in een grafiek te bekijken.Teken indien gewenst een ROI in de beeldviewer om de overeenkomstige gemiddelde intensiteit van dit interessegebied op de grafiek te observeren. Start de opname om gedurende ten minste drie minuten gegevens te verzamelen, zodat een stabiele basissignaalwaarde wordt gegarandeerd voordat het betreffende agens wordt geïntroduceerd. Voeg vervolgens een calcium-mobiliserend agens toe als middel om SR-calcium uit te putten, door dit direct in de plaat aan te brengen nabij het geregistreerde interessegebied.Zet de opname voort gedurende de gewenste duur na de behandeling. Leg vervolgens de ratiometrische FRET-seriebeelden vast met een confocale geïnverteerde microscoop met behulp van de FRET SE-applicatie. Was in deze stap de kweekplaten met rat aortale gladde spiercellen drie keer met één milliliter warme fysiologische HEPES-PSS-buffer.Meng vervolgens de indicator met één milliliter warme HEPES-PSS en breng dit aan op de kweekplaten. Incubeer de gladdespiercellen met de indicator gedurende één uur bij kamertemperatuur. Verwijder na een uur de indicator van de kweekplaat en was deze drie keer met één milliliter warme fysiologische HEPES-PSS buffer.Voeg vervolgens vlak voor de opname één milliliter vers verwarmde HEPES-PSS-buffer toe. Leg seriële beelden vast met de confocale omgekeerde microscoop. Voeg daarna het calcium-mobiliserend middel toe om het calcium in het SR te putten en zet de opname voort gedurende de gewenste tijd na de behandeling.Hier worden representatieve momentopnamen getoond van een gladde spiercel die is getransfecteerd met de D one SR-indicator, gebruikmakend van CFP-, FRET- en YFP-banddoorlaatfilters. Deze figuur toont de real-time pseudokleur-momentopnamen van gecultiveerde aortagladde spiercellen van ratten die zijn getransfecteerd met D one SR. Behandeling met 2 µM Thapsigargin vertoonde een afname in signaalintensiteit, wat wees op een significante daling van het calciumgehalte in het SR als gevolg van Thapsigargin-geïnduceerde calciumvrijgave. En deze grafiek toont het representatieve spoor voor de genormaliseerde D one SR-ratio in de gecultiveerde gladde spiercellen behandeld met 2 µM Thapsigargin, wat een significante daling in het SR-calcium bevestigde.Hier zijn representatieve snapshots van gekweekte gladde spiercellen uit de aorta van ratten, geladen met een cytoplasmatische calciumindicator en behandeld met twee micromolair Thapsigargin. Zoals te zien is, veroorzaakt Thapsigargin een significante toename van de signaalintensiteit in het cytoplasma door de afgifte van calcium uit het SR. En deze grafiek toont een representatief verloop van de genormaliseerde Fluo four AM-ratio in de gekweekte gladde spiercellen die zijn behandeld met twee micromolair Thapsigargin. De weergegeven toename in het calciumsignaal wordt beschouwd als proportioneel aan de hoeveelheid calcium die uit het SR is vrijgekomen. Zodra de techniek onder de knie is, kan deze, mits correct uitgevoerd, in ongeveer 48 uur van begin tot eind worden voltooid.Tijdens het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om de cellen onder de beschreven condities te houden om hun vitaliteit te waarborgen voorafgaand aan de transfectie met de calciumindicator. Na het bekijken van deze video zou u een duidelijk inzicht moeten hebben in hoe gekweekte cellen moeten worden voorbereid om de meting van lumenale SR-calciumniveaus mogelijk te maken met behulp van de D one SR-indicator.

measurement-calcium-fluctuations-within-sarcoplasmic-reticulum

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

Calcium-signalen spelen een belangrijke rol in vele cellulaire processen zoals genexpressie, overleving en differentiatie. Hier laten we zien hoe calcium beeldvorming met behulp van Fura-2 AM uit te voeren. Calcium beeldvorming is een waardevol instrument om de regulering van intracellulair calcium in real time en de regulering van de signaaltransductie cascades studie.

Calcium beeldvorming van corticale neuronen met behulp van Fura-2 AM

Focus Ca 2 + Voorbijgaande Detectie in glad spierweefsel

Fluorescentie-gebaseerde waardering van Store-bediende Calcium Entry in levende cellen: van Cultured Cancer Cell op Skeletal Muscle Fiber

Wij presenteren een methode om snel (microseconde) calcium gebeurtenissen isoleren van trager stromen in levende cellen met behulp van laser scanning confocale microscopie. De methode meet fluorescentie-intensiteit schommelingen van calcium indicatoren door het opnemen van lijn scans van enkele honderden pixels in een cel. Histogram-analyse laat ons toe om te isoleren van de tijdschalen van de verschillende calcium fluxen.

Het meten van Fast Calcium stromen in cardiomyocyten

Calcium is betrokken bij tal van fysiologische en pathofysiologische signaalwegen. Live cell imaging vereist gespecialiseerde apparatuur en kan tijdrovend zijn. Een snelle, eenvoudige werkwijze met een flow cytometer om relatieve veranderingen in cytosolische calcium in hechtende epitheelcellen gebracht suspensie bepalen geoptimaliseerd.

Cytosole Calcium Metingen in Renal epitheelcellen door flowcytometrie

Hier presenteren we technieken voor het beeldvormen van lokale IP3-gemedieerde Ca2+-gebeurtenissen met behulp van fluorescentiemicroscopie in intacte zoogdiercellen die zijn geladen met Ca2+-indicatoren, samen met een algoritme dat de identificatie en analyse van deze gebeurtenissen automatiseert.

Imaging Lokale Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Signalen in gekweekte zoogdiercellen

Recycling van intracellulair calcium speelt een cruciale rol in de regulering van de systolische en diastolische functie in cardiomyocytes. Hier beschrijven we een protocol om te evalueren van sarcoplasmic reticulum Ca2 + reserve en diastolische calcium functie voor het verwijderen in cardiomyocytes door een calcium imaging systeem.

Beoordeling van Sarcoplasmic Reticulum Calcium Reserve en intracellulaire diastolische Calcium verwijdering in geïsoleerde ventriculaire Cardiomyocytes

Wij presenteren protocollen voor de toepassing van onze genetisch gecodeerde calciumindicator (GECI) CatchER + voor het monitoren van snelle calcium transiënten in het endoplasmatische / sarcoplasmatische reticulum (ER / SR) van HEK293 en skeletspier C2C12 cellen met behulp van real-time fluorescentiemicroscopie. Een protocol voor de in-situ K d meting en kalibratie wordt ook besproken.

Monitoring ER / SR Calciumvrijstelling met de gerichte Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Sensor CatchER<sup&gt; +</sup

Hier beschrijven we een methodologie om een ​​pure bevolking van menselijke myoblasten te verkrijgen uit volwassen spierweefsel. Deze cellen worden gebruikt om in vitro skeletspierdifferentiatie te bestuderen en in het bijzonder om eiwitten die betrokken zijn bij Ca 2+ -signalering te bestuderen.

Isolatie van Menselijke Myoblasten, Beoordeling van Myogene Differentiatie, en Opslag Met Calcium Ingangsmeting

Het protocol beschrijft de methode om een fluorescerende calciumkleurstof door de gesneden zenuw in de motorische zenuwuiteinden van de muis te laden. Daarnaast wordt een unieke methode gepresenteerd voor het registreren van snelle calciumtransiënten in de perifere zenuwuiteinden met behulp van confocale microscopie.

Registratie van calciumtransiënten in de neuromusculaire overgang van de muis met een hoge temporele resolutie met behulp van confocale microscopie

Het huidige protocol beschrijft het voorbereiden en gebruiken van precisiegesneden longplakken van muizen om de luchtweg en intrapulmonale arteriële gladde spiercontractiliteit in een bijna in vivo omgeving te beoordelen.

Gebruik van de precision-cut lung slice om de contractiele regulatie van luchtweg en intrapulmonale arteriële gladde spier te bestuderen

Leer FRET-gebaseerde confocale beeldvorming om calciumschommelingen in het sarcoplasmareticulum van vasculaire gladde spiercellen te meten. Deze methode biedt directe inzichten in cellulair calciumtransport en ER-stress.

Meting van Calcium Schommelingen Binnen het sarcoplasmareticulum van gekweekte gladde spiercellen Met behulp van FRET-gebaseerde confocale Imaging (Video) | JoVE Journal

Meting van Calcium Schommelingen Binnen het sarcoplasmareticulum van gekweekte gladde spiercellen Met behulp van FRET-gebaseerde confocale Imaging

Meer video's verkennen