21 mei 2016
We presenteren methoden voor de constructie van elektroden om gelijktijdig extracellulaire neurale activiteit op te nemen en meerdere neuroactieve stoffen in de buurt van de opnameplaatsen bij wakkere muizen vrij te geven. Deze techniek maakt de gedetailleerde analyse van veronderstelde lokale synaptische input naar de belangrijke neuron mogelijk.
Het algemene doel van deze procedure is om de impact van synaptische inputs van neuronale verwerking te manipuleren met behulp van microiontoforische injecties van neuroactieve stoffen bij wakkere dieren. Deze methode kan helpen om belangrijke functionaliteiten te ontrafelen met behulp van sensorische systemen, zoals de rol van neurotransmitters en hun interactie op sensorische stimuli en codering. Het grote voordeel van deze techniek is dat het de manipulatie van lokale synaptische inputs naar het tabblad en de studie van neuronale modulatoire systemen mogelijk maakt zonder dat dit wordt beïnvloed door anesthesie.
Hoewel dit prodigium hier werd gebruikt bij beperkte muizen, kan het ook worden gebruikt bij andere zoogdieren zoals vleermuizen, ratten of cavia's. Om deze procedure te beginnen, plaats de wolfraamdraden in een op maat gemaakt uitlijningsgereedschap voor het snijden. Bevestig de losse uiteinden van de draden voorzichtig met plakband en snijd ze op de gewenste lengte.
Trek vervolgens voorzichtig het plakband om de wolfraamdraden uit het uitlijningsgereedschap te verwijderen. Zorg ervoor dat alle draden aan het plakband blijven bevestigd. Rol vervolgens het plakband op een gepolijste messing as en houd de draden stevig tegen de as zodat er een goede elektrische verbinding is.
Verbind daarna de as met een 5 RPM motor in de werkstation. De astoegang is 45 graden gedraaid ten opzichte van het oppervlak van de etsoplossing. Dompel vervolgens een derde van de draden in de oplossing.
Dompel vervolgens een koolstaafelektrode in het etchbad om de kring te sluiten. Zet de werkstation aan zodat de as begint te draaien en pas vervolgens de stroom die door de elektroden en de etsoplossing gaat aan tot 250 milliampère. Stop met het etsen van de punt wanneer de stroom daalt tot 200 milliampère om de draadpunten tot zeer fijne punten te etten.
Plaats nu een draad in een borosilicaat glas capillair met het onderste uiteinde geblokkeerd met modelleerklei. Houd de pijpjes met een verwarmingsspiraal en een opgehangen zuiger vast. Bevestig de met glas bedekte draad aan een dia voordat u deze onder de microscoop plaatst.
Stel de punt in en focus op je boorzuurkraal. Verwarm vervolgens de kraal totdat deze lichtjes smelt. Steek vervolgens ongeveer 10 tot 15 micron van de draadpunt en zet de verwarmingspotentiometers uit.
Laat de kraal afkoelen, verwijder het glas van de punt van de elektrode om het wolfraam bloot te leggen. Om een punt van ongeveer 15 millimeter te verkrijgen, stel de polarisatie in op de juiste parameters. Trek aan de capillaire om twee pijpjes te verkrijgen met de punt afgeschermd.
Monteer een poolpijpje op een dia met behulp van modelleerklei en breek de punt ervan met behulp van fijne schaar, pincetten of de platte kant van een scalpel. Pas de hoek tussen de elektrode en de multi-vatjes lichtjes aan om een betere binding en dunnere ensemble te verkrijgen. Aligneer onder de microscoop voorzichtig de wolfraamelektrode over de multi-vatjes punt.
Eenmaal uitgelijnd, laat de elektrode zakken tot het de multi-vatjes raakt. Pas in de groef tussen de twee bovenste vaatjes en schuif vervolgens de punt van de elektrode totdat deze 15 tot 20 micrometer uitsteekt van de punt van de multi-vatjes. Breng nu een kleine druppel lichthardend kleefmiddel aan op het wolfraam en de multi-vatjes ensemble op ongeveer 5 millimeter van hun uiteinden.
Zorg ervoor dat de lijm de uiteinden niet bereikt om verstopping van de multi-vatjes kanalen te voorkomen en laat de lijm uitharden met behulp van een blauwe licht LED lamp. Plaats nu het verdoofde dier op een verwarmingsdeken om de temperatuur op 38 graden Celsius te houden en stabiliseer het hoofd van het dier in een stereotaxische frame met twee oorbeugels en een bekbeugel. Breng vervolgens ooggel aan om de ogen te beschermen. Scheer vervolgens het hoofd en breng povidonjodium aan om de huid te desinfecteren. Maak met behulp van een scalpel een incisie langs de middenlijn om de schedel bloot te leggen en trek het perastium terug dat de peridale en de meer rostrale delen van de occipitale botten bedekt.
Breng vervolgens een dunne laag lichthardend kleefmiddel aan op de schedel en de basis van de koppenning. Wacht 10 seconden en plaats de koppenning over het rostrale gebied van de pariëtale botten langs de middenlijn. Gebruik een blauwe lichtbron om het kleefmiddel gedurende 20 seconden uit te harden voor een effectieve bindingskracht.
Boor vervolgens twee gaten rond en achter de basis van de koppenning met behulp van een kleine boortje. Plaats een horloge-schroef in een geboorde gat om als extra contactpunt te dienen tussen de schedel en de hoofdfase. Draai een en een half om de schroeven strak te passen en test met pincetten om er zeker van te zijn dat ze niet los zitten.
Breng vervolgens de punt van de zilveren aardedraad in het derde gat en zorg ervoor dat deze contact maakt met de dura. Breng een kleine druppel waterbestendige cyanoacrylaatlijm aan om de draad aan de schedel te binden. Daarna breng je lichthardend composiet aan om de binding van de koppenning met de schedel te versterken door de basis van de koppenning, het onderste deel van de zilverdraad en de schroeven te bedekken.
Pas op dat u niet verder gaat dan lambda om toegang tijdens de opname mogelijk te maken en laat het composiet uitharden met behulp van een blauwe lichtbron. Trek vervolgens de spier aan de achterkant van de nek terug nabij zijn inzet op de schedel. Boor met behulp van een kleine trefiaan een rond venster net onder de lambda naad en lateraal aan de middenlijn om de inferieure colliculus bloot te leggen.
Plaats in deze procedure het lichaam van het dier in een op maat gemaakte schuimkussenhouder. Bevestig de koppenning aan een houder die is bevestigd aan het stereotaxische frame. Dit is een goed moment om het dier een vloeibare beloning te geven.
Bedek vervolgens het lichaam van het dier met een katoenen deken en bevestig het losjes met behulp van een plastic halfcilinder en plakband.
Bekijk het volledige transcript en krijg toegang tot duizenden wetenschappelijke video's
Dit artikel presenteert een methode voor het manipuleren van synaptische input bij wakkere muizen door middel van microiontoforetische injecties van neuroactieve stoffen. Deze techniek maakt een gedetailleerde analyse van lokale synaptische input en hun effecten op neuronale verwerking mogelijk.
This method enables precise manipulation of local synaptic inputs in awake animals, providing a critical advantage over systemic or anesthesia-affected approaches for de-risking target validation in neuroscience drug discovery. By isolating neurotransmitter receptor function in vivo, it supports mechanistic understanding of sensory processing pathways and enhances predictive confidence in early-stage target hypotheses. The technique is particularly relevant for auditory and sensory system targets where anesthetic confounds can obscure true neurophysiological responses.
The method fits within the discovery continuum from target hypothesis testing through lead identification, particularly for neuromodulator and neurotransmitter targets requiring validation in intact, awake circuits.