Name: Optische Clearing van de Muis centrale zenuwstelsel met passieve DUIDELIJKHEID (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 28 s
Description: Leer optische clearing van het muis centrale zenuwstelsel met passieve CLARITY voor 3D-morfologie en connectiviteitsanalyse. Deze kosteneffectieve methode verbetert consistentie in neuroimaging.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd mede mogelijk gemaakt door de National Institutes of Health / Nationaal Instituut voor Neurologische Aandoeningen en Stroke (NIH / NINDS) subsidie ​​1R01NS086981 en de Conrad N. Hilton Foundation. Wij danken Dr. Laurent Bentolila en Dr. Matthew Schibler voor hun waardevolle hulp bij confocale microscopie. Wij danken degenen die hebben bijgedragen aan de DUIDELIJKHEID forum (http://forum.claritytechniques.org). We hebben vooral danken dr Karl Deisseroth voor het openen van zijn lab om deze fascinerende techniek te leren. De auteurs zijn dankbaar voor de genereuze steun van de Brain Mapping Medical Research Organization, Brain Mapping Ondersteuning Foundation, Pierson-Lovelace Foundation, The Ahmanson Foundation Capital Group Companies Charitable Foundation, William M. en Linda R. Dietel Mecenaatsfonds, en Northstar Fund . Onderzoek gemeld in deze publicatie werd ook gedeeltelijk ondersteund door het National Center for Research Resources en door het Bureau van de directeur van de Natieal Institutes of Health onder award nummers C06RR012169, C06RR015431 en S10OD011939. De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en niet noodzakelijkerwijs het officiële standpunt van de National Institutes of Health.

Alle experimenten werden uitgevoerd volgens de Institutional Animal Care en gebruik Committee (IACUC) richtlijnen. Thy1-YFP, PLP-EGFP en PV-TdTomato muizen werden gebruikt voor deze experimenten, maar alle muizen die fluorescerende eiwitten kunnen met succes worden gewist en afgebeeld. 1. Tissue Voorbereiding Let op: paraformaldehyde (PFA) en acrylamide zijn giftig en irriterende stoffen. Voer experimenten gebruik te maken van deze reagentia in een zuurkast en met de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen (laboratoriumjas, handschoenen en oogbescherming). <ol><li> Offer het dier euthanasie kamer met ~ 1 ml isofluraan totdat de ademhaling ophoudt (~ 2 - 3 min). </li><li> Gebruik een peristaltische pomp ingesteld op ~ 5 ml / min intracardiaal perfuseren de muis met perfusievloeistof (tabel 1) bij 4 ° C totdat het bloed wordt geklaard uit de weefsels (5-10 min). </li><li> Verander het perfusaat te fixatief (tabel 1)bij 4 ° C totdat de nek en de staart zijn aanzienlijk verstijfd (5-10 min). </li><li> Beëindig de perfusie en onthoofden het dier. Ontleden voorzichtig uit de hersenen van de schedel door eerst het bindweefsel rond de schedel te verwijderen en vervolgens het verwijderen van bot uit het ventrale oppervlak van de schedel en het opheffen van de hersenen uit (figuur 1a), zoals beschreven in 20. Let op: Geef speciale aandacht aan het verwijderen van het bot rond de flocculonodular lobben van het cerebellum en de olfactorische bollen. <ol><li> Ontleden het ruggenmerg van de wervelkolom door voorzichtig de tip van een fijne, scherpe schaar tussen het ruggenmerg en de wervelkolom en het snijden van de afzonderlijke segmenten wervelkolom verwijderd, zoals beschreven in 21. </li></ol></li><li> Hemisect de hersenen door het in een plastic muizenhersenen matrix en snijden langs de middellijn met een matrix mes. </li><li> Voeg elk halfrond en het ruggenmerg tot 50 ml scheiden centrifuge tubes met ~ 40 ml hydrogel oplossing (Tabel 1). Vanaf dit punt hebben betrekking op de buizen met aluminiumfolie om de fluoroforen beschermen tijdens alle verdere stappen. </li><li> Incubeer de buis met het monster in hydrogel bij 4 ° C onder zacht schudden (~ 30 rpm) gedurende 7 dagen. </li></ol> 2. polymerisatie <ol><li> Gooi ~ 25 ml hydrogel behoud van de monster en ~ 25 ml hydrogel in de centrifugebuis. </li><li> Deoxygenate het monster door het verwijderen van de kap en het plaatsen van de centrifugebuis in exsiccator pot en het verbinden van de pot om een ​​vacuüm. Onder vacuüm gedurende ten minste 10 minuten om opgeloste gassen uit de oplossing toe en blaasvorming komen. Schud om de bubbels te verwijderen. </li><li> Vervang het vacuüm in de exsiccator pot met 100% stikstof gas over 2-3 min. Wanneer de druk egaliseert (eenmaal boven de exsiccator pot kan worden geopend) snel dop op de buis naar de herinvoering van zuurstof te voorkomen. </li><li> Polymeerize de hydrogel door het plaatsen van de buis met het monster in een 37 ° C waterbad gedurende 3 uur totdat de polymerisatie is voltooid. Gepolymeriseerde hydrogel zal een gelachtige consistentie (figuur 1b) nemen. Opmerking: Een kleine hoeveelheid gepolymeriseerde hydrogel boven aanvaardbaar. </li><li> Gebruik een spatel om de gepolymeriseerde monster uit de centrifugebuis te verwijderen, dan weggesneden het overtollige hydrogel uit het monster. </li><li> Verwijder het resterende hydrogel door het plaatsen van het monster op een pluisvrije wissen en zachtjes wrijven en slingeren van het weefsel op, met achterlating van slechts een dunne laag gepolymeriseerde hydrogel op het monster. </li></ol> 3. Lipid Removal Opmerking:-Lipid ontruimd weefsel is breekbaar, voorzichtig behandelen. Gebruik een cel zeef bij het aftappen van de buis om te voorkomen dat monster. Ook zal de monster zwellen gedurende het zuiveringsproces echter zwelling kan worden omgekeerd tijdens de brekingsindex matching proces. Let op: Sodium dodecylsulfaat (SDS) en boorzuur zijn irriterende stoffen. Experimenten uitvoeren met behulp van hen in een zuurkast en met de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen (laboratoriumjas, handschoenen en oogbescherming). <ol><li> Transfer gepolymeriseerde monster een schone centrifugebuis van 50 ml en voeg 45 ml clearing buffer (Tabel 1). Incubeer bij 45 ° C onder zachtjes schudden (~ 30 rpm). Verander de buffer dagelijks voor een eerste 7 dagen door het gieten van de gebruikte clearing buffer in chemisch afval en het toevoegen van ~ 45 ml vers clearing buffer. Houd de centrifugebuizen die de betrokken in aluminiumfolie om de fluoroforen bescherming monsters. </li><li> Na de eerste 7 dagen incuberen van het monster bij 40 ° C en uitwisseling clearing buffer per 2-3 dagen. Doorgaan clearing totdat alle vetten zijn oplosbaar en weefsel bereikt transparantie (figuur 1c). Dit zal 4-6 weken voor een muis hersenhelft en 2-4 weken voor een ruggenmerg. </li><li> Zodra weefsel wordt gewist, de overdrachtmonster een nieuwe 50 ml centrifugebuis en was 4 keer in PBST (tabel 1) bij 40 ° C onder zacht schudden (~ 30 rpm) gedurende 24 uur om residueel SDS te verwijderen. </li></ol> 4. Moleculaire kleuring Let op: 4 &#39;, 6-diamidino-2-fenylindool dihydrochloride (DAPI) is een irriterend en geen experimenten met behulp van het moet worden uitgevoerd in een zuurkast en met de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen (laboratoriumjas, handschoenen en oogbescherming). <ol><li> Breng het monster een schone 15 ml centrifugebuis en vul met 1 ug / ml DAPI in 1x PBST, pH 7,5. Incubeer bij kamertemperatuur (KT) gedurende 24 uur. Houd de centrifugebuizen die de betrokken in aluminiumfolie om de fluoroforen bescherming monsters. </li><li> Was 3 keer in PBST bij KT gedurende tenminste 6 uur / was. </li></ol> 5. Refractive Index Matching Let op: 2,2-thiodiethanol (TDE) is een irriterend en geen experimenten gebruik te maken van deze should worden uitgevoerd in een zuurkast en met de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen (laboratoriumjas, handschoenen en oogbescherming). <ol><li> Breng het monster een schone 15 ml centrifugebuis en vul met 30% (v / v) TDE in 1x PBS, pH 7,5. Incubeer bij 40 ° C onder zacht schudden (~ 30 rpm) gedurende 24 uur. </li><li> Exchange 30% TDE met 63% (v / v) TDE in 1x PBS, pH 7,5. Incubeer bij 40 ° C onder zacht schudden gedurende 24 uur. Opmerking: De sample wordt weer krimpen tot ongeveer oorspronkelijke grootte. </li><li> Op een vlak, schoon oppervlak gooit stuk herbruikbare kleefstof in een cilinder met uniforme diameter net iets groter dan de dikte van het monster. </li><li> Leg de herbruikbare kleeflaag cilinder in een open cirkel (~ 25 mm inwendige diameter met een kleine opening aan de bovenkant) op een 40 mm glazen bodem schaal. Als correcties moeten worden gemaakt, verwijdert u de cilinder van het glas en gesneden met een scheermesje. </li><li> Gebruik een P1000 pipet tip om een ​​afdichting tussen de herbruikbare lijm en glas te creëren doorrollen rond de buitenste rand van de cilinder. </li><li> Plaats ~ 100 ul 63% TDE op de glazen schaal verspreid over het glasoppervlak in de cirkel van herbruikbare kleefstof omvatten. </li><li> Met behulp van een spatel voorzichtig plaatst het monster in het midden van de cirkel, zorg niet om bellen te vormen. </li><li> Pipet nog eens 100 ul van 63% TDE direct op het monster, dan meteen plaats een 40 mm ronde deksel glas over de herbruikbare kleeflaag. </li><li> De index, midden en ringvinger van beide handen voorzichtig op rond de omtrek van de cirkel tot het dekglas contact met het monster gemaakt. </li><li> Langzaam breng de glazen onderste schaal rechtop rusten tegen een oppervlak, voeg 63% TDE met een pipet totdat de oplossing de kleine opening aan de top bereikt. Gebruik een pluisvrije doekje om drogen van de pipetpunt zodat de oplossing druipt niet op het glas. Om te bellen in de kamer te vermijden, nooit leeg de pipet helemaal. </li><li> naarde kleine opening, voeg silicium elastomeer om de cirkel omsluiten en een gesloten kamer. Wacht 5 minuten tot het droog is voor de beeldvorming. </li></ol> 6. Microscopie Let op: De lasers gebruikt in confocale, enkel vlak verlichting en licht blad microscopie zijn zeer krachtig en kan blindheid veroorzaken. Elke experimenten met behulp van lasers moet worden uitgevoerd na uitgebreide training en met grote voorzichtigheid en passende oogbescherming. <ol><li> Plaats de beeldvorming kamer met het monster binnen op het stadium van een laser scanning confocale microscoop. </li><li> Open de imaging software (zie tabel of Materials). Voor het inschakelen van de argon excitatie laser, klikt u op het tabblad configuratie aan de bovenkant van het programma op het pictogram laser. Vink het vakje aan naast argon aan het laservermogen en beweeg de schuif schaal tot 30%. Neem de aanwijzer langzaam opwarmen naar de geselecteerde positie. <ol><li> Terug naar het tabblad verwerven aan de top. In de grote doos &quot;Beam Path Instellingen &amp;# 34; ga naar het laden / opslaan instelling en selecteer het drop down menu om een ​​geschikte golflengte kanaal om het YFP (527 nm) te selecteren. </li></ol></li><li> Kies passende doelstellingen voor de beeldvorming door het lokaliseren van de rode link met het label &quot;doelstelling: huidige object&quot; onder het vak kanaal instellingen. Door te klikken op de tab opent alle beschikbare doelstellingen en een selectie wordt automatisch roteren het torentje. <ol><li> Gebruik doelstellingen (bijv., 10X) met een grote werkafstand (groter dan de dikte van het weefsel af te beelden, bijvoorbeeld 11 mm) en een grote numerieke apertuur (bijv., 0,3) te maximaliseren in het vlak beeldresolutie minimaliseren optische sectie dikte. </li></ol></li><li> Op de linker kolom van de drop-down menu&#39;s, open de &quot;XY: de resolutie&quot; window acquisitie matrix ingesteld, genaamd &quot;format&quot;, tot 1024 x 1024 of een waarde die geschikt is voor de laterale resolutie limiet van de doelstelling. Stel de zoomfactor zo laag mogelijk (bijv., 10,7). </li><li> In hetzelfde venster, set 8 lijn gemiddelde en 1 beeld gemiddelde parameters die door de individueel gelabelde menu&#39;s dienovereenkomstig te laten vallen naar beneden. Met grote waarden voor een hoge signaal-ruisverhouding en lage waarden voor snelle acquisitie. Opmerking: 8 lijn gemiddelden en 1 beeld gemiddelde zal afbeeldingen van hoge kwaliteit van een muis hersenhelft te verwerven in ongeveer 4 uur. </li><li> Zoek het monster met behulp van het podium controles. Zodra een vertegenwoordiger veld zichtbaar is, stellen de gain en offset. Opmerking: De versterking en offset aanzienlijk variëren, afhankelijk van het weefseltype, fluoroforen en / of anatomische functie af te beelden. Voor YFP, ingestelde waarden 760-780 voor de winst en van -1,0 naar -1,5 voor de offset. </li><li> Selecteer &quot;tegel scan&quot; en selecteer de grenzen van de regio van belang. Stel de boven- en ondergrenzen van de z-stack te verwerven. Stel de dikte van de optische sectie op basis van optische gedeelte resolutie beperking van de doelstelling van. Opmerking: Een objectieve&#39;soptische gedeelte resolutie limiet wordt bepaald in de eerste plaats door zijn numerieke lensopening. De meeste microscoop control software berekent automatisch een waarde die geschikt is voor het doel wordt gebruikt. Een 10X objectief met een numerieke apertuur van 0,3 die ongeveer 11 urn zou zijn. </li><li> Start de overname. Opmerking: Dit kan meerdere uren in beslag nemen. </li><li> Verzamel hogere resolutie beelden met behulp van een hogere vergroting doelstellingen van specifieke gebieden van belang. </li></ol>

<ol><li>Micheva, K. D., Smith, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Array+tomography%3A+a+new+tool+for+imaging+the+molecular+architecture+and+ultrastructure+of+neural+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Array tomography: a new tool for imaging the molecular architecture and ultrastructure of neural circuits.</a> Neuron. 55, 25-36 (2007).</li>
<li>Kleinfeld, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+automated+histology+in+the+pursuit+of+connectomes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Large-scale automated histology in the pursuit of connectomes.</a> J Neurosci. 31, 16125-16138 (2011).</li>
<li>MacKenzie-Graham, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+multimodal%2C+multidimensional+atlas+of+the+C57BL%2F6J+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Anat%22%5BJournal%5D)">A multimodal, multidimensional atlas of the C57BL/6J mouse brain.</a> J Anat. 204, 93-102 (2004).</li>
<li>Denk, W., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photon+upmanship%3A+why+multiphoton+imaging+is+more+than+a+gimmick%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Photon upmanship: why multiphoton imaging is more than a gimmick.</a> Neuron. 18, 351-357 (1997).</li>
<li>Denk, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+and+functional+imaging+of+neurons+using+2-photon+laser+scanning+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Anatomical and functional imaging of neurons using 2-photon laser scanning microscopy.</a> J Neurosci Methods. 54, 151-162 (1994).</li>
<li>Zipfel, W. R., Williams, R. M., Webb, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonlinear+magic%3A+multiphoton+microscopy+in+the+biosciences%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Nonlinear magic: multiphoton microscopy in the biosciences.</a> Nat Biotechnol. 21, 1369-1377 (2003).</li>
<li>Helmchen, F., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+tissue+two-photon+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Deep tissue two-photon microscopy.</a> Nat Methods. 2, 932-940 (2005).</li>
<li>Theer, P., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+fundamental+imaging-depth+limit+in+two-photon+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Opt+Soc+Am+A+Opt+Image+Sci.+Vis%22%5BJournal%5D)">On the fundamental imaging-depth limit in two-photon microscopy.</a> J Opt Soc Am A Opt Image Sci. Vis. 23, 3139-3149 (2006).</li>
<li>Dodt, H. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultramicroscopy%3A+three-dimensional+visualization+of+neuronal+networks+in+the+whole+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Ultramicroscopy: three-dimensional visualization of neuronal networks in the whole mouse brain.</a> Nat Methods. 4, 331-336 (2007).</li>
<li>Erturk, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+imaging+of+solvent-cleared+organs+using+3DISCO%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional imaging of solvent-cleared organs using 3DISCO.</a> Nat Protoc. 7, 1983-1995 (2012).</li>
<li>Hama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scale%3A+a+chemical+approach+for+fluorescence+imaging+and+reconstruction+of+transparent+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Scale: a chemical approach for fluorescence imaging and reconstruction of transparent mouse brain.</a> Nat Neurosci. 14, 1481-1488 (2011).</li>
<li>Ke, M. T., Fujimoto, S., Imai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SeeDB%3A+a+simple+and+morphology-preserving+optical+clearing+agent+for+neuronal+circuit+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">SeeDB: a simple and morphology-preserving optical clearing agent for neuronal circuit reconstruction.</a> Nat Neurosci. 16, 1154-1161 (2013).</li>
<li>Susaki, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-brain+imaging+with+single-cell+resolution+using+chemical+cocktails+and+computational+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis.</a> Cell. 157, 726-739 (2014).</li>
<li>Chung, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+and+molecular+interrogation+of+intact+biological+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Structural and molecular interrogation of intact biological systems.</a> Nature. 497, 332-337 (2013).</li>
<li>Spence, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bringing+CLARITY+to+gray+matter+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Bringing CLARITY to gray matter atrophy.</a> Neuroimage. 101, 625-632 (2014).</li>
<li>Tomer, R., Ye, L., Hsueh, B., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+CLARITY+for+rapid+and+high-resolution+imaging+of+intact+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Advanced CLARITY for rapid and high-resolution imaging of intact tissues.</a> Nat Protoc. 9, 1682-1697 (2014).</li>
<li>Yang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell+phenotyping+within+transparent+intact+tissue+through+whole-body+clearing%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Single-cell phenotyping within transparent intact tissue through whole-body clearing.</a> Cell. 158, 945-958 (2014).</li>
<li>Costantini, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+versatile+clearing+agent+for+multi-modal+brain+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">A versatile clearing agent for multi-modal brain imaging.</a> Sci Rep. 5, 9808(2015).</li>
<li>Zheng, H., Rinaman, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+CLARITY+for+visualizing+immunofluorescence+labeling+in+the+developing+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Struct+Funct%22%5BJournal%5D)">Simplified CLARITY for visualizing immunofluorescence labeling in the developing rat brain.</a> Brain Struct Funct. , (2015).</li>
<li>Parra, S. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiphoton+microscopy+of+cleared+mouse+brain+expressing+YFP%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Multiphoton microscopy of cleared mouse brain expressing YFP.</a> J Vis Exp. (67), e3848(2012).</li>
<li>Weinger, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+imaging+of+cellular+dynamics+in+the+mouse+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22J+Viz+Exp%22%5BJournal%5D)">Two-photon imaging of cellular dynamics in the mouse spinal cord.</a> J Viz Exp. (96), e52580(2015).</li>
<li>Hama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ScaleS%3A+an+optical+clearing+palette+for+biological+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">ScaleS: an optical clearing palette for biological imaging.</a> Nat Neurosci. 18, 1518-1529 (2015).</li>
<li>Treweek, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-body+tissue+stabilization+and+selective+extractions+via+tissue-hydrogel+hybrids+for+high-resolution+intact+circuit+mapping+and+phenotyping%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Whole-body tissue stabilization and selective extractions via tissue-hydrogel hybrids for high-resolution intact circuit mapping and phenotyping.</a> Nat Protoc. 10, 1860-1896 (2015).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

Passieve clearing hydrogel ingebedde weefsels (passief CLARITY) is een eenvoudige en goedkope werkwijze voor het opruimen van grote stukken weefsel. Deze benadering vereist geen speciale apparatuur en kan gemakkelijk worden uitgevoerd in een thermisch geïsoleerde shaker. Over de tijdspanne van een paar weken, zelfs grote, sterk gemyeliniseerde weefsel, zoals een gehele hersenen of het ruggenmerg, wordt transparant en geschikt voor microscopie worden. Hoewel dit verslag was gericht op het opruimen van CNS weefsels, kan p...

De mogelijkheid om volledige neuroanatomische structuren te beeldvormen is ontzettend waardevol voor het begrijpen van de hersenen bij gezondheid en ziekte. Traditioneel heeft 3D-beeldvorming weefselsneden vereist om de axiale resolutie te bieden en om diepe anatomische structuren te visualiseren. Deze benadering kan hoge resolutie data sets produceren, maar vereist geavanceerde beeldreconstructietechnieken en is zeer arbeidsintensief. Als gevolg hiervan is het beperkt gebleven tot het beeldvormen van kleine weefselvolumes1-3. Optisch sectioeneren daarentegen is goed geschikt voor het creëren van hoge resolutie 3D-beelden van fluorescent gelabelde weefsels. Omdat optisch sectioeneren van nature driedimensionaal is, is er geen uitgebreide berekening nodig om een 3D-beeldvolume te produceren. Echter, lichtverstrooiing en weefselopaciteit beperken de diepte waarop weefsels optisch kunnen worden gesneden. De diepte van de beeldvorming is beperkt tot ongeveer 150 µm in laser scanning confocale microscopie en tot minder dan 800 µm met behulp van twee-foton excitatie microscopie4-8.
Om deze beperkingen te overwinnen, zijn er recent verschillende optische clearingtechnieken ontwikkeld en vervolgens verder verfijnd om het diepe microscopische beeldvormen van intacte weefsels mogelijk te maken. Het gebruik van benzylalcohol en benzylbenzoaat (BABB) om vaste weefsels transparant te maken was een van de vroegste benaderingen9. Deze benadering werd echter beperkt door het blussen van fluorescentie in de monsters en onvolledige clearing van sterk gemyeliniseerde structuren10. Verfijningen van deze techniek, zoals 3D Imaging of Solvent Cleared Organs (3DISCO), hebben geleid tot zeer snelle en complete weefselclearing, maar lijden nog steeds aan snel verlies van fluorescente signalen, vooral geel fluorescent eiwit (YFP)10. Op water gebaseerde clearingoplossingen, zoals Sca/e11 en SeeDB12, behouden fluorescente signalen, maar maken niet volledig zeer gemyeliniseerde weefsels helder. Clear, Unobstructed Brain Imaging Cocktails and Computational analysis (CUBIC) is een veelbelovende nieuwe optische clearingtechnologie die de beperkingen van eerder ontwikkelde op water gebaseerde clearingoplossingen lijkt te overwinnen13. In tegenstelling tot andere optische clearingtechnieken, begraaft Clear Lipid-exchanged Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY)14 de hersenen in een poreuze matrix die structurele integriteit biedt aan eiwitten, nucleïnezuren en kleine moleculen, terwijl lipiden vrijblijvend zijn. De lipiden worden vervolgens elektroforetisch verwijderd, resulterend in een optisch heldere hersenen die gemakkelijk kunnen worden gevisualiseerd en even gemakkelijk kunnen worden onderzocht met behulp van algemeen beschikbare technieken.
Elektroforetische weefselclearing (ETC) wordt gebruikt om lipiden te verwijderen uit hydrogel ingebedde weefsels in CLARITY, maar ETC kan moeilijk consistent worden geïmplementeerd en weefsels die onderworpen zijn aan elektroforese kunnen weefselvervorming, bruining, verlies van fluorescentie en antilichaamreactiviteit vertonen. Passieve lipidclearing vermijdt deze beperkingen, maar vereist langere clearingtijden15-17. Passieve clearing maakt ook het clearing van grote aantallen monsters parallel mogelijk, omdat het niet beperkt is door het aantal beschikbare ETC-apparaten. Het verlagen van de concentratie paraformaldehyde en het uitsluiten van bis-acrylamide uit de hydrogel hebben geleid tot grote toenames in de clearingsnelheid ten koste van grotere weefselexpansie16. Minder dure alternatieven voor de brekingsindex aanpassende oplossing die in de originele CLARITY-techniek wordt gebruikt, zijn ontwikkeld17-19. 2,2'-thiodiethanol (TDE) is een goedkope en snelle hersenclearing middel die een deel van de weefselexpansie die optreedt tijdens lipidverwijdering ongedaan maakt18. Dit rapport bevat passieve clearing van hydrogel ingebed weefsel en het gebruik van TDE als een brekingsindex aanpassende oplossing tot de originele CLARITY-techniek om een zeer reproduceerbaar en goedkoop protocol te produceren voor de optische clearing van het centrale zenuwstelsel van de muis.

<table><tbody><tr><td>10x phosphate buffered saline (PBS)</td><td>Fisher</td><td>BP399-1</td><td>buffers</td></tr><tr><td>32% paraformaldehyde (PFA)</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15714-5</td><td>perfusie en hydrogel</td></tr><tr><td>2,2'-thiodiethanol (TDE)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>166782-500G</td><td>oplossing voor brekingsindex aanpassing</td></tr><tr><td>40% acrylamide</td><td>Bio-Rad</td><td>161-0140</td><td>hydrogel</td></tr><tr><td>2% bis-acrylamide</td><td>Bio-Rad</td><td>161-0142</td><td>hydrogel</td></tr><tr><td>VA-044 initiator</td><td>Wako Pure Chemical Industries, Ltd.</td><td>VA044</td><td>hydrogel</td></tr><tr><td>Boorzuur</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B7901</td><td>clearing buffer</td></tr><tr><td>Natriumdodecylsulfaat (SDS)</td><td>Fisher</td><td>BP166-5</td><td>clearing buffer</td></tr><tr><td>Natriumhydroxide</td><td>Fisher</td><td>55255-1</td><td>buffers</td></tr><tr><td>Natriumazid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>52002-100G</td><td>conserveermiddel</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>X100-500G</td><td>buffers</td></tr><tr><td>Heparine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3393-50KU</td><td>perfusie</td></tr><tr><td>Natriumnitraat</td><td>Fisher</td><td>BP360-500</td><td>perfusie</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Molecular Probes</td><td>D1306</td><td>nucleaire kleurstof</td></tr><tr><td>99,9% isofluraan</td><td>Phoenix</td><td>57319-559-06</td><td>anestheticum</td></tr><tr><td>Zoutzuur</td><td>Fisher</td><td>A1445-500</td><td>buffers</td></tr><tr><td>Glazen bodemschaal</td><td>Willco</td><td>HBSB-5040</td><td>Willco schalen</td></tr><tr><td>Herbruikbaar plakmiddel</td><td>Bostick</td><td>371351</td><td>Blu-Tack</td></tr><tr><td>Siliconen elastomeer</td><td>World Precision Instruments</td><td>KWIK-CAST</td><td>Kwik-Cast</td></tr><tr><td>Lintvrije doek</td><td>Kimberly-Clark</td><td>34120</td><td>KimWipe</td></tr><tr><td>Muis hersenmatrix</td><td>Roboz</td><td>SA-2175</td><td>weefsel segmentering</td></tr><tr><td>Matrix mesjes</td><td>Roboz</td><td>RS-9887</td><td>weefsel segmentering</td></tr><tr><td>Peristaltiekpomp</td><td>Cole-Parmer</td><td>77122-24</td><td>perfusie</td></tr><tr><td>Laser-scanning confocale microscoop</td><td>Leica</td><td>SP5</td><td>microscopie</td></tr><tr><td>Beeldvormingssoftware</td><td>Leica</td><td>LAS AF</td><td>microscopie</td></tr></tbody></table>

optische clearing van de muis centrale zenuwstelsel met passieve duidelijkheid

Optical Clearing of the Mouse Central Nervous System Using Passive CLARITY

Traditioneel vereiste de visualisatie van weefsel dat het weefsel van belang serieel werd gesneden en geïmageert, waardoor elke weefselsectie werd blootgesteld aan unieke niet-lineaire vervormingen, wat de mogelijkheid om cellulaire morfologie, verdeling en connectiviteit in het centrale zenuwstelsel (CZS) te evalueren aanzienlijk belemmerden. Echter, optische clearing-technieken veranderen de manier waarop weefsels worden gevisualiseerd. Deze benaderingen maken het mogelijk om diep in intacte orgaanpreparaten te onderzoeken, wat een enorme inzicht biedt in de structurele organisatie van weefsels bij gezondheid en ziekte. Technieken zoals Clear Lipid-exchanged Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY) bereiken dit doel door een matrix te bieden die belangrijke biomoleculen bindt terwijl het lichtverstrooiende lipiden vrij laat diffunderen. Lipideverwijdering, gevolgd door brekingsindex aanpassing, maakt het weefsel transparant en gemakkelijk in 3 dimensies (3D) te beeldvormen. Niettemin kan de elektroforetische weefselclearing (ETC) die in het oorspronkelijke CLARITY-protocol werd gebruikt, uitdagend zijn om succesvol te implementeren en het gebruik van een gepatenteerde brekingsindex aanpassingsoplossing maakt het duur om de techniek routinematig te gebruiken. Dit rapport toont de implementatie van een eenvoudig en goedkoop optisch clearing-protocol dat passieve CLARITY voor verbeterde weefselintegriteit combineert met 2,2′-thiodiethanol (TDE), een eerder beschreven brekingsindex aanpassingsoplossing.

Visualiseren van de structurele organisatie van de hersenen is van cruciaal belang om te begrijpen hoe de morfologie en connectiviteit beïnvloeden hersenfunctie in gezondheid en ziekte. Optische clearing technieken maken het mogelijk om de afbeelding celpopulaties in 3D in intacte weefsels, waardoor wij de morfologie en connectiviteit in samenhang te bestuderen. Muizen die fluorescerende eiwitten tot expressie gedreven door pr...

Optische klaringstechnieken revolutioneren de manier waarop weefsels worden gevisualiseerd. In dit rapport beschrijven we aanpassingen van het oorspronkelijke Clear Lipid-exchanged Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY) protocol dat consistentere en goedkopere resultaten oplevert.

Optische Clearing van de Muis centrale zenuwstelsel met passieve DUIDELIJKHEID

Traditionally, tissue visualization has required that the tissue of interest be serially sectioned and imaged, subjecting each tissue section to unique ...

Het algemene doel van dit protocol is om modificaties van het oorspronkelijke CLARITY-protocol te demonstreren die leiden tot consistentere en kostenefficiëntere resultaten. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van kernvragen in de neurowetenschappen, zoals 3D-morfologie en connectiviteit in het centrale zenuwstelsel. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat het de consistentie van optische klaring en microscopie in het centrale zenuwstelsel van de muis verbetert.Op een kosteneffectieve en reproduceerbare manier. Een visuele demonstratie van deze methode is essentieel, aangezien de constructie van de beeldkamer complex is en niet direct duidelijk blijkt uit de schriftelijke beschrijving.Verkrijg met paraformaldehyde gefixeerd hersen- en ruggenmergweefsel van muizen die fluorescente eiwitten tot expressie brengen. Halveer de hersenen door deze in een plastic muizenbreinmatrix te plaatsen en langs de middellijn met een matrixmes te snijden. Voeg elke hemisfeer en het ruggenmerg toe aan afzonderlijke centrifugebuisjes van 50 milliliter.Elk bevat 40 milliliters hydrogeloplossing. Dek de buisjes af met aluminiumfolie om de fluorforen te beschermen. Incubeer de buisjes met monsters en hydrogel vervolgens zeven dagen bij vier degrees celsius onder zachte schudding.Verwijder na de incubatieperiode 25 milliliter hydrogel, zodat het monster en ongeveer 25 milliliter hydrogel in de centrifugebuis achterblijven. Ontzuur vervolgens het monster door de dop te verwijderen, de centrifugebuis in een exsiccaatpot te plaatsen en de pot aan te sluiten op een vacuümpomp. Pas het vacuüm gedurende ten minste 10 minuten toe.Schud voorzichtig om de bellen van het vrijgekomen zuurstof te verwijderen. Vervang na 10 minuten het vacuüm in de exsiccator gedurende twee tot drie minuten door 100% stikstofgas. Zodra de druk is genormaliseerd en de bovenkant van de exsiccator geopend kan worden, dient de buis snel te worden afgesloten om de herintroductie van zuurstof te voorkomen.Polymerise vervolgens de hydrogel door de buis met het monster gedurende drie uur in een waterbad van 37 °C te plaatsen tot de polymerisatie voltooid is. Na drie uur zal de gepolymeriseerde hydrogel een gelachtige consistentie verkrijgen. Gebruik een spatel om het gepolymeriseerde monster uit de centrifugebuis te verwijderen en snijd vervolgens de overtollige hydrogel van het monster af.Verwijder ten slotte de resterende hydrogel door het monster op een pluisvrije doek te plaatsen en het weefsel er voorzichtig op te wrijven en te rollen, zodat er slechts een dunne laag gepolymeriseerde hydrogel op het monster achterblijft. Om het proces van lipidenverwijdering te starten, wordt het gepolymeriseerde monster overgebracht naar een schone centrifugebuis van 50 milliliter met 45 milliliter clearing-buffer, en zeven dagen lang geïncubeerd bij 45 °C met voorzichtig schudden. Vervang de buffer dagelijks tijdens deze eerste periode van zeven dagen door de gebruikte clearing-buffer in een container voor chemisch afval te gieten.Voeg vervolgens 45 milliliter vers clearing-buffer toe. Zodra alle lipiden zijn gesolubiliseerd en het weefsel transparant is geworden, wordt het monster overgebracht naar een nieuwe 50 milliliter centrifugebuis gevuld met 45 milliliter PBST. Was het monster vier keer bij 40 °C onder zacht schudden gedurende de volgende 24 uur om resterend SDS te verwijderen. Na de laatste PBST-was wordt het monster overgebracht naar een schone 15 milliliter centrifugebuis gevuld met 1 µg/mL DAPI en 1xPBST.Wikkel in folie en incubeer 24 uur bij kamertemperatuur. Was de volgende dag drie keer in PBST bij kamertemperatuur, gedurende ten minste zes uur per wasbeurt. Ga vervolgens over tot het matchen van de brekingsindex.Om dit deel van de procedure te starten, brengt u het monster over naar een schone centrifugebuis van 15 milliliter gevuld met 2-2 thiodiethanol en 1xPBS bij pH 7,5 en incubeert u zoals op het scherm wordt getoond. Tegen het einde van de tweede incubatie maakt u een beeldkamer door een stuk herbruikbare kleefband op te rollen tot een cilinder met een uniforme diameter die net iets groter is dan de dikte van het monster. Plaats de cilinder in een open cirkel op een glazen bodemschaal van 40 millimeter.Gebruik vervolgens een P1000-pipetpunt om een afdichting tussen de herbruikbare kleefstof en het glas te creëren door deze langs de buitenste rand van de cilinder te rollen. Pipetteer ongeveer 100 µL 63% TDE op de glazen schaal en verspreid dit om het glasoppervlak binnen de cirkel van de herbruikbare kleefstof te bedekken. Plaats vervolgens met een spatel voorzichtig het monster in het midden van de cirkel, waarbij u erop let dat er geen luchtbellen ontstaan.Pipette vervolgens nog eens 100 µL 63% TDE direct op het monster en plaats onmiddellijk een rond dekglas van 40 mm over de herbruikbare kleefstrip. Gebruik de wijs-, middel- en ringvinger van beide handen om voorzichtig rond de rand van de cirkel te drukken totdat het dekglas contact maakt met het monster. Breng vervolgens de schaal met glazen bodem langzaam in een rechtopstaande positie tegen een oppervlak aan en voeg met een pipette 63% TDE toe totdat de oplossing de kleine opening aan de bovenzijde bereikt.Gebruik een pluisvrije doek om de pipetpunt droog te maken, zodat de oplossing niet op het glas druppelt. Voeg ten slotte siliconenelastomeer toe aan de kleine opening om de cirkel te sluiten en een gesloten kamer te vormen. Laat dit vijf minuten drogen en ga vervolgens over tot de beeldvorming.Plaats de beeldvormingskamer met de bemonsterde inhoud op de tafel van een laser-scanning confocale microscoop. Open de beeldvormingssoftware; om de argon-excitatielaser in te schakelen, klikt u op het configuratie-tabblad bovenaan het programma en vervolgens op het laser-icoon. Vink het vakje naast argon aan om de laser te activeren en verschuif de schuifregelaar naar 30%. Keer terug naar het acquire-tabblad bovenaan.Ga in het instellingsvak voor het straalpad naar het vak voor het laden en opslaan van instellingen, en selecteer in het uitklapmenu het juiste golflengtekanaal om YFP uit te zenden. Selecteer in het vak voor kanaalinstellingen de juiste objectieven voor beeldvorming door op de rode hyperlink met het label objective current object te klikken. Gebruik objectieven met een werkafstand die groter is dan de dikte van het weefsel.En een grote numerieke apertuur om de resolutie van het beeld in het vlak te maximaliseren en de dikte van de optische doorsnede te minimaliseren. Open in de linker kolom met vervolgkeuzemenu's het venster voor de XY-resolutie om de acquisitiematrix, genaamd format, in te stellen op 1024x1024 of een waarde die passend is voor de laterale resolutielimiet van het objectief. Stel de zoomfactor zo laag mogelijk in.1,7 wordt hier gebruikt. Stel in hetzelfde venster de parameters voor het gemiddelde van acht lijnen en het gemiddelde van één frame in door de overeenkomstig gelabelde menu's uit te klappen. Lokaliseer het monster met behulp van de bedieningselementen van de tafel.Zodra een representatief veld zichtbaar is, stelt u de gain in op een waarde tussen 760 en 780, en de offset tussen 1,0 en 1,5 voor YFP. Selecteer tile scan. Stel vervolgens de boven- en ondergrenzen in van de Z-stack die moet worden vastgelegd.Stel de dikte van de optische sectie in op basis van de resolutielimiet van de optische sectie van het objectief en start vervolgens de acquisitie. Deze afbeelding toont YFP-positieve neuronen in de cerebrale cortex en hippocampus, vastgelegd bij een 5x vergroting en gereconstrueerd in 3D. De schaalbalk staat voor één millimeter.Deze maximale intensiteitsprojectie van een stack van 10 afbeeldingen van de cerebrale cortex demonstreert de dendritische arborisatie van piramidale neuronen in corticale laag vijf. Hier representeert de schaalbalk 100 microns. Hier wordt de THY-1YFP-expressie getoond in een intact cervicaal en thoracaal ruggenmerg, gefotografeerd bij een 5x vergroting en gereconstrueerd in 3D.De schaalbalk vertegenwoordigt twee millimeter. Ten slotte toont deze maximale intensiteitsprojectie van een 10x geïmageerde stack van het ruggenmerg individuele axonen; de schaalbalken vertegenwoordigen 100 micron. Wanneer deze techniek correct wordt uitgevoerd, kan dit in twee tot vier weken voor volledige ruggenmergen, en in vier tot zes weken voor hemisectie-hersenen worden voltooid.Na deze procedure kunnen andere methoden, zoals immunohistochemie, worden uitgevoerd om vragen te beantwoorden die een complexere biochemische fenotypering vereisen. Na het bekijken van deze video zou u een goed begrip moeten hebben van hoe u het centrale zenuwstelsel van een muis optisch kunt transparant maken en in beeld brengen, met behulp van passieve clarity en laserconfocale microscopie.

optical-clearing-mouse-central-nervous-system-using-passive

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Multifoton microscopie van hele muis organen is mogelijk door de clearing optisch orgaan voor beeldvorming, maar niet alle protocollen behouden het fluorescerende signaal van fluorescerende eiwitten. Met behulp van een optische clearing methode met ethanol op basis van uitdroging en benzylalcohol: benzylbenzoaat clearing, tonen we een hoge resolutie multifoton beelden van de hele hersenen van muizen uiten YFP.

Multiphoton Microscopie van Gewist Mouse Brain uiten YFP

Chronische oculaire hypertensie wordt opgewekt met behulp van laserfotocoagulatie van de trabekelnetwerk in muis ogen. De intraoculaire druk (IOP) wordt verhoogd tot verscheidene maanden na laserbehandeling. De daling van de gezichtsscherpte en contrastgevoeligheid proefdieren worden gecontroleerd met behulp van de optomotor-test.

Een laser-induced Mouse Model van chronische oculaire hypertensie aan Visual Gebreken karakteriseren

In dit artikel beschrijven we de volledige experimentele procedure te reconstrueren, met een hoge resolutie, de fijne hersenen anatomie van fluorescent gelabelde muis hersenen. De beschreven protocol bevat monstervoorbereiding en clearing, specimen montage voor imaging, data post-processing en multi-schaal visualisatie.

Micronschaal Resolutie Optische Tomografie van Gehele Mouse Brains met confocale Light Sheet Microscopie

Supraspinale projecties zijn belangrijk voor pijnperceptie en andere gedragingen, en serotonerge vezels zijn een van deze vezelsystemen. De huidige studie richtte zich op de toepassing van het gecombineerde CLARITY/CUBIC protocol op het muizenruggenmerg om de terminatie van deze serotonerge vezels te onderzoeken.

Beeldvorming Serotonerge vezels in de muis Spinal Cord Met behulp van de DUIDELIJKHEID / CUBIC Techniek

Dit manuscript wordt een protocol voor de beeldvorming in vivo van het netvlies van de muis met hoge resolutie spectrale domein optische coherentie tomografie (SD-OCT) beschreven. Het richt zich op netvlies peesknoopcellen (regering van Cambodja) in de peripapillary regio, met verschillende scannen en kwantificeren van de aanpak beschreven.

Optische coherentie tomografie: Beeldvorming muis retinale Ganglion cellen In Vivo

Hier presenteren we een protocol om te veroorzaken verlamming en opticospinal ontsteking door overdracht van aquaporin-4 (AQP4)-specifieke T-cellen van de AQP4- / - muizen in WT muizen. Daarnaast tonen we hoe met seriële optische coherentie tomografie controleren visuele systeem dysfunctie.

Inductie van verlamming en visuele systeem schade in muizen door T cellen specifiek voor Neuromyelitis Optica Autoantigen Aquaporin-4

Hier presenteren we twee nieuwe methodologieën, psPACT en mPACT, voor het bereiken van maximale optische transparantie en latere microscopische analyse van weefsel therapieën in het intact knaagdier hele CNS.

Nieuwe passieve methoden voor de snelle productie van optische transparantie in hele CNS weefsel wissen

Hier presenteren we een protocol om de CLARITY-methode van de hersenweefsels aan te passen voor volledig gemonteerde retinas om de kwaliteit van standaard immunohistochemische kleuring en hoge resolutie beeldvorming van retinale neuronen en hun subcellulaire structuren te verbeteren.

Immunostaining van Whole-Mount Retinas met de CLARITY Tissue Clearing Method

Het protocol biedt een gedetailleerde methode van neuronale beeldvorming in hersensegmenten met behulp van een weefselzuiveringsmethode, ScaleSF. Het protocol omvat hersenweefselvoorbereiding, weefselverheldering, behandeling van gewiste plakjes en confocale laserscanmicroscopie beeldvorming van neuronale structuren van mesoscopische tot microscopische niveaus.

Een weefselzuiveringsmethode voor neuronale beeldvorming van mesoscopische tot microscopische schalen

Optische klaringstechnieken, zoals het absorberen van moleculenoplossingen, verminderen de lichtverstrooiing tijdelijk om de biologische beeldvorming te verbeteren en bieden biocompatibele, omkeerbare in vivo beeldvormingsstrategieën voor diep ingebedde organen. Dit protocol presenteert gedetailleerde experimentele procedures en geavanceerde beeldverwerking om hoogwaardige, dynamische beeldvorming te bereiken voor real-time dynamiek bij levende dieren.

Transiënte optische klaring met behulp van absorberende moleculen voor ex vivo en in vivo beeldvorming

Leer optische clearing van het muis centrale zenuwstelsel met passieve CLARITY voor 3D-morfologie en connectiviteitsanalyse. Deze kosteneffectieve methode verbetert consistentie in neuroimaging.

Optische Clearing van de Muis centrale zenuwstelsel met passieve DUIDELIJKHEID

Meer video's verkennen