Name: Elektrofysiologische Methode voor opname intracellulaire Voltage Reacties van Drosophila Fotoreceptoren en Interneurons naar Light Stimuli In Vivo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 42 s
Description: Leer een elektrofysiologische methode voor het registreren van intracellulaire voltage-reacties van Drosophila fotoreceptoren en interneuronen op lichtstimuli in vivo. Deze techniek minimaliseert celschade en biedt hoogwaardige opnames voor neurowetenschappelijk onderzoek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De auteurs danken Mick Swann, Chris Askham en Martin Gautrey voor hun belangrijke bijdragen bij het ontwerpen en bouwen van veel elektrische en mechanische componenten van de installaties. MJ's huidige onderzoek wordt ondersteund door de Biotechnology and Biological Sciences Research Council (BBSRC Grant: BB/M009564/1), het State Key Laboratory of Cognitive Neuroscience and Learning open onderzoeksfonds (China), High-End Foreign Expert Grant (China), Jane and Aatos Erkko Foundation Fellowship (Finland), en de Leverhulme Trust-subsidie (RPG-2012-567).

De auteurs hebben niets te onthullen

We hebben de belangrijkste stappen gepresenteerd van hoe conventionele scherpe microelektroden te gebruiken om intracellulaire reacties van R1-R6 fotoreceptoren en LMC's in intacte vliegenogen op te nemen. Deze methode is samen met op maat gemaakte hardware- en softwaretools de afgelopen 18 jaar geoptimaliseerd om hoogwaardige, langdurige opnames te leveren om een breed scala aan experimentele vragen te beantwoorden. Door tijd en middelen te investeren in het bouwen van robuuste en precieze experimentele setups, en het produceren van microelektroden met gunstige elektrische eigenschappen, kunnen hoge kwaliteit opnames de norm worden in elk laboratorium dat werkt aan Drosophila visuele neurofysiologie. Hoewel goed ontworpen opname- en lichtstimulatiesystemen belangrijk zijn voor de snelle uitvoering van verschillende experimentele paradigma's, zijn er drie procedurele stappen die nog belangrijker zijn voor het behalen van succesvolle opnames: (i) het maken van de vliegvoorbereiding met minimale oogschade, (ii) het trekken van microelektroden met de juiste elektrische eigenschappen, en (iii) het indrijven van de opname-elektrode in het oog zonder de punt te breken. Uiteindelijk, om zinvolle gegevens op te nemen, moet de onderzoeker de fysische basis van elektrofysiologie begrijpen en hoe geschikte microelektroden voor de doelcelltypen te fabriceren.
Daarom worden de beperkingen van deze techniek voornamelijk bepaald door de geduld, ervaring en technische vaardigheid van de onderzoeker. Omdat deze techniek lang kan duren om te beheersen voor kleine Drosophila cellen, is het raadzaam voor beginnende elektrofysiologen om eerst te oefenen met grotere insectogen, zoals de zweefvlieg36 of sprinkhanen35, met behulp van dezelfde rig. Zodra het uitvoeren van hoogwaardige intracellulaire opnames van de grotere fotoreceptoren en interneuronen routinematig wordt, is het tijd om door te gaan naar het Drosophila oog. Een andere beperking van de techniek betreft cellulaire identificatie. Gepenetreerd Drosophila cellen kunnen elektroforetisch worden geladen met kleurstoffen, inclusief Lucifer geel of neurobiotine. Maar vanwege de kleine puntgrootte van de microelektroden, werkt elektroforese minder efficiënt dan met lagere weerstandselektroden, zoals patch-elektroden. Verder hebben de kleurstofgevulde microelektroden kenmerkend minder gunstige elektrische eigenschappen, waardoor het veel moeilijker wordt om hoogwaardige reacties met hen op te nemen van Drosophila fotoreceptoren en LMC's.
Een technisch probleem dat soms optreedt is onstabiele input signaal, of een volledige gebrek daaraan. Dit wordt vaak geassocieerd met het voltage signaal dat constant afdrijft of hoger/lager is dan het opnamebereik van de versterker. In de meeste gevallen, wordt dit gedrag veroorzaakt doordat de opname-elektrode geblokkeerd is (of dat de punt te fijn is - met een te hoge weerstand of intramural capaciteit - om snelle signaalveranderingen goed te geleiden). Hoewel men kan proberen de punt te ontblokkeren door de elektrodecapaciteit te buzzen, wat soms werkt, wordt de situatie vaak het beste opgelost door simpelweg de opname-elektrode te vervangen. Dit kan verder parameteraanpassingen vereisen in het microelektrode trekgereedschap om de puntweerstand van de nieuwe elektroden te verlagen. De elektrodepunt kan ook geblokkeerd raken in preparaten, waarvoor het te lang duurde om het hoornvormig gat te bedekken met vaseline. Verlengde contact met lucht kan het vers verstelde retinale weefsel drogen, waardoor de oppervlaktelaag in een lijm-achtige substantie verandert. Als dit het geval is, ziet de onderzoeker doorgaans een rode klodder weefsel op de opname-elektrode vastzitten wanneer deze uit het oog wordt getrokken. De enige oplossing hier is om een nieuwe voorbereiding te maken. Vaseline kan veel voordelen bieden voor elektrofysiologische opnames: (i) het voorkomt de coagulering van de hemolymfe die de elektrodepunt zou kunnen breken; (ii) het coat de elektrodepunt waardoor de intramural capaciteit wordt verminderd, wat de tijdconstante van de elektrode verlaagt, en dus het potentieel heeft om de temporele resolutie van de opgenomen neurale signalen te verbeteren40,41; (iii) het houdt de elektrodepunt schoon, wat penetraties vergemakkelijkt; en na penetratie, (iv) het kan zelfs helpen om de elektrodepunt af te sluiten op de celmembraan42.
Het signaal kan verder onstabiel of verloren gaan wanneer de zilverchloridedraad van de elektrodehouder gebroken of dechloride is; in welk geval het oude draad gewoon moet worden vervangen of gedechloride. Het ontbrekende signaal kan ook het gevolg zijn van een (of beide) van de elektrodehouders niet veilig verbonden zijn aan hun aansluitingen. Het is echter uiterst ongebruikelijk dat een stuk apparatuur defect zou zijn. Als het signaal ondetecteerbaar is en alle andere mogelijkheden zijn uitgeput, test dan dat elk onderdeel van het opnameapparaat, inclusief de headstage, versterker, laagdoorlaatfilters en AD/DA-converters, correct zijn aangesloten en normaal functioneren. Een manier om dit te bereiken is om elk instrument te vervangen door een ander van een rig die bekend is om normaal te werken. Als alternatief, gebruik een signaalgenerator om de prestaties van de elektronische componenten één voor één te controleren.
Maar misschien is het meest voorkomende technische probleem dat de elektrofysioloog tegenkomt, dat van opnameruis. In grote lijnen, is opnameruis de waargenomen elektrische activiteit anders dan de directe neuronale reactie op een bepaalde stimulus. Omdat de vliegvoorbereiding, wanneer goed gedaan, zeer stabiel is, komt het waargenomen ruis (voorbij de natuurlijke variatie van de reacties) meestal voort uit grondlussen in de opnameapparatuur, of wordt opgepikt van nabijgelegen elektrische apparaten. Dergelijk ruis is typisch 50/60 Hz hoofdnetbruis en zijn harmonischen; maar soms samengesteld uit meer complexe golfvormen. Om de oorsprong van het ruis te achterhalen, verwijder de vliegvoorbereidinghouder van de setup, verbind de opname- en referentie-elektroden door een druppel vliegen Ringer (of plaats ze in een kleine Ringer's

De fruitvlieg (Drosophila melanogaster) facetoog is een geweldig model systeem om de functionele organisatie van fotoreceptoren en interneuron arrays voor neurale beeld bemonstering en verwerking te onderzoeken, en voor dierlijke visie. Het systeem heeft de volledigste bedradingsschema 1,2 en vriendelijk genetische manipulaties en nauwkeurige neurale activity monitoring (hoge signaal-ruisverhouding en tijdsresolutie) 3-10. De Drosophila oog is modulair, met ~ 750 ogenschijnlijk gewone lens bedekte structuren, genaamd ommatidia, die samen zorgen voor de een panoramisch gezichtsveld dat bijna elke richting rond haar hoofd bedekt vliegen. Primaire informatie van het oog bemonstering units zijn de rhabdomeric fotoreceptoren 7,8,11. Elke ommatidium bevat acht fotoreceptorcellen (R1-R8), die dezelfde facet lens delen maar zijn afgestemd op de zeven verschillende richtingen. Terwijl de buitenste fotoreceptoren R1-R6 are meest gevoelig voor blauw-groen licht, spectrale gevoeligheden van de binnenste cellen R7 en R8, die op de top van elkaar en wijzen in dezelfde richting liggen, vertonen drie verschillende subtypes: licht, geel en dorsale randgebied (DRA) 12- 15. <img alt="Figuur 1" src="/files/ftp_upload/54142/54142fig1.jpg" /> Figuur 1. functionele organisatie van de Drosophila Eye. (A) De twee eerste optische ganglia, retina en lamina, worden grijs gemarkeerd in de vlieg oog. Retina R1-R6 fotoreceptoren en lamina Grote Monopolair Cells (LMCS: L1-L3) zijn gemakkelijk toegankelijk in vivo conventionele scherpe micro-elektrode opnames. Het schema elektrode wijst op de normale weg te nemen van R1-R6 in het netvlies. Één pad opnemen LMCS in de lamina te verschuiven gelijktijdig de elektrode naar links. (B) Lamina is een matrix van retinotopically orgelized patronen, die elk verpakt met neuronen die informatie verwerkt van een bepaald klein gebied in de visuele ruimte. Als gevolg van neurale superpositie, zes fotoreceptoren uit verschillende naburige ommatidia sturen hun axonen (R1-R6) naar dezelfde lamina cartridge, de vorming van histaminerge uitgang synapsen aan L1-L3 en een amacrine cel (Am). (C) De verspreiding van neurale informatie tussen R1-R6 axon terminals en de visuele interneuronen (inclusief L4, L5, Lawf, C2, C3 en T1), in een lamina cartridge complex. (D) R1-R6 fotoreceptor axonen ontvangen synaptische feedback van L2 en L4 monopolaire cellen. (B) en (C) gewijzigd ten opzichte van Rivera-alba et al 2. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54142/54142fig1large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a> De Drosophila oog is van de neurale superpositie soort 16. Dit betekent tpet de neurale signalen van acht fotoreceptoren die tot zeven naburige ommatidia, die gericht zijn op hetzelfde punt in de ruimte, worden samengevoegd in een neurale cartridge in de komende twee neuropils: de lamina en merg. Terwijl de zes buitenste fotoreceptoren R1-R6 project hun axon terminals neurale kolommen in de plaat (figuur 1), R7 en R8 cellen omzeilen deze laag en maakt synaptische contacten met hun overeenkomstige medulla kolom 17-19. Deze exacte bedradingen produceren neurale substraat voor het in kaart brengen van retinotopische vlieg vroege gezichtsvermogen, waarna elke plaat (Figuren 1A-C) en medulla kolom (patroon) een enkel punt in de ruimte. In de lamina 1,2,20 en amacrine Cell (Am): directe input van R1-R6 fotoreceptoren worden ontvangen door de grote monopolaire cellen (L1, L2 en L3 LMCS). Uit deze, L1 en L2 zijn de grootste cellen, bemiddelen belangrijke informatie trajecten (figuur 1D), whilech reageren op on- en off-bewegende randen, en vormen de rekenkundige basis van de bewegingsmelder 21,22. Gedragsexperimenten stelt op tussenliggende contrast, de twee wegen waarneming van beweging van tegengestelde richtingen te vergemakkelijken: back-to-front in L1 en front-to-back in T2 cellen 23,24. Connectiviteit impliceert verder dat L4 neuronen cruciale rol kunnen spelen in de laterale communicatie tussen naburige cartridges 25,26. Wederzijdse synapsen gevonden tussen L2 en L4 cellen in hetzelfde en twee aangrenzende patronen. Stroomafwaarts elke cel L2 en L4 drie geassocieerde cellen hun axonen projecteren van een gemeenschappelijke doelstelling, de Tm2 neuron in de medulla, waarbij ingangen van naburige patronen worden verondersteld te integreren voor de verwerking van voor naar bewegende 27. Hoewel L1 neuronen ontvangen input van dezelfde cartridge L2S via zowel gap kruispunten en synapsen, zijn ze niet direct verbonden met L4S en dus aangrenzende lamina cartridges. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; Synaptic geven aan R1-R6 fotoreceptor axonen alleen worden verleend door neuronen die behoren tot de L2 / L4 circuits, maar niet de L1 pathway 1,2 (figuur 1D). Terwijl hetzelfde patroon verbindingen selectief van L2 R1 en R2 en van L4 tot R5, alle R1-R6 fotoreceptoren ontvangen synaptische reacties van L4 van beide of beide naburige patronen. Verder zijn er sterke synaptische verbindingen van Am R1, R2, R4 en R5 en gliacellen ook synaptisch verbonden met het netwerk en kan dus deelnemen neurale beeldverwerking 6. Tenslotte axonale gap-junctions, koppelen aangrenzende R1-R6 en tussen R6 en R7 / R8 fotoreceptoren in de lamina, bijdragen tot de asymmetrische informatieweergave en verwerking in elke patroon 14,20,28. Intracellulaire spanning opnames van individuele fotoreceptoren en visuele interneuronen in bijna intact Drosophila bieden een hoge signaal-ruis ratie gegevens op sub-milliseconde resolutie 3,5,7-10,29, die nodig zijn voor het begrijpen van de snelle neurale berekeningen tussen de aangesloten neuronen is. Dit niveau van nauwkeurigheid is onmogelijk door de huidige optische beeldvormende technieken, die aanzienlijk luidruchtiger zijn en typisch werken op 10-100 msec resolutie. Bovendien omdat de elektroden erg klein en scherpe punten, de werkwijze is niet beperkt tot cellichamen, maar kan direct opnamen van kleine actieve neurale structuren; zoals dendritische bomen de LMCS of fotoreceptor axonen, die niet toegankelijk is voor veel grotere uiteinden van patch-clamp elektroden. Belangrijk is dat de methode is ook structureel minder invasief en schadelijk dan de meeste patch-clamp-toepassingen, en dus bij minder de bestudeerde cellen intracellulaire milieu en informatie over bemonstering. Zo zijn conventionele scherpe micro-elektrode technieken bijgedragen, en blijven bijdragen, fundamentele ontdekkingen en originele inzicht in de neurale informatie verwerking op het juiste moment schaal; het verbeteren van onze mechanistische begrip van de visie 3-10. Dit artikel wordt uitgelegd hoe in vivo intracellulaire opnamen van Drosophila R1-R6 fotoreceptoren en LMCS worden uitgevoerd in de Juusola laboratorium. Dit protocol beschrijft hoe een geschikte elektrofysiologie rig te bouwen, de voorbereiding van de vlieg, en het uitvoeren van de opnames. Sommige representatieve gegevens worden gepresenteerd, en een aantal veelvoorkomende problemen en mogelijke oplossingen besproken die zich kunnen voordoen bij het gebruik van deze methode.

<table><tbody><tr><td>Stereo Zoom Microscope for making the fly preparation</td><td>Olympus</td><td>SZX12 DFPLFL1.6x PF eyepieces: WHN30x-H/22</td><td>Geschikt voor ~150X vergroting met lange werkafstand; op maat gemaakte zware stalen tafelmontagestandaard</td></tr><tr><td>Stereomicroscoop in de intracellulaire set-up</td><td>&middot;&nbsp; Olympus</td><td>Olympus SZX7; oculaires: WHN30x-H/22</td><td>30X oculaires zijn nodig om de reflecties van de elektrodenpunt goed te zien wanneer deze door het kleine hoornvliesgat in het oog wordt geleid</td></tr><tr><td>Nikon microscoop</td><td>Nikon SMZ645; oculaires: C-W30x/7</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vibratievrije tafel</td><td>Melles Griot</td><td>Met metrische M6 gaten op de broodplank</td><td>Onze op maat gemaakte rigs hebben een groot gat geboord door de dikke broodplank dat de vliegvoorbereidingsplatformpool (huisvest een koperwarmtesink met elektronica) van onderaf laat doordringen</td></tr><tr><td>Newport</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulatoren</td><td>Narishige</td><td>Narishige NMN-21</td><td>In onze intracellulaire set-ups worden verschillende micromanipulatorsystemen gebruikt om de shap-opname-elektroden in het vlieg-oog te drijven. Alle genoemde manipulatoren bieden met succes langdurige stabiele opnamen van Drosophila-fotoreceptoren en LMC's.&nbsp;</td></tr><tr><td>Huxley Bertram</td><td>Huxley xyz-as met fijne handmatige bediening</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sensapex</td><td>Sensapex drie-assige</td><td></td><td></td></tr><tr><td>M&auml;rzh&auml;user</td><td>M&auml;rzh&auml;user DC-3K met extra x-as piezo-stepper en MS 314 controller</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Magnetische stands</td><td>Elke magnetische basis met aan/uit-schakelaar is voldoende</td><td></td><td>Bijvoorbeeld om kabels binnenin de Faraday-kooi te beheren</td></tr><tr><td>Elektrodehouders</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ESP/W-F10N</td><td></td></tr><tr><td>Zilverdraad</td><td>World Precision Instruments&nbsp;</td><td>AGW1510</td><td>0,3 - 0,5 mm diameter; moet worden gechloriseerd voor de elektrodehouders</td></tr><tr><td>Vezeloptische lichtbron</td><td>Veel verschillende, inclusief Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vezeloptische bundels</td><td>UltraFine Technology</td><td></td><td>Om de LED-lichtstimulus naar het Cardan-armsysteem te leveren. We gebruiken zowel vloeibare als kwarts lichtgeleiders (variërend van UV tot IR)</td></tr><tr><td>Thorn Labs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vliegvangbuis</td><td></td><td>P80-50P 50ml Cent. Tube PP., Pack of 100 Pcs</td><td>Snij de conische bodem van de 50 ml kunststof centrifugeerbuis af en lijm er een 1 ml pipettentip op.</td></tr><tr><td>Digitaal acquisitiesysteem</td><td>National Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro-elektrode-versterker voor enkel-elektrode stroom-/spanningsklem</td><td>npi SEC-10LX</td><td>http://www.npielectronic.de/products/amplifiers/sec-single-electrode-clamp/sec-10lx.html</td><td>Uitstekende performer!</td></tr><tr><td>Hoofdfas</td><td>Standaard (+/- 150 nA)</td><td>Voor npi SEC-10LX</td><td></td></tr><tr><td>LED-lichtbronnen en -drivers</td><td>2-kanaals OptoLED (Cairn Research Ltd., UK)</td><td></td><td>Veel van onze stimulussystemen zijn zelf gebouwd&nbsp;</td></tr><tr><td>Zelf ontworpen en gebouwd</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acquisitie- en analysesoftware</td><td>Veel bedrijven om uit te kiezen</td><td></td><td>Biosyst; op maat geschreven Matlab-gebaseerd systeem voor experimenteel en theoretisch werk in het Juusola-laboratorium</td></tr><tr><td>Persoonlijke computer of Mac</td><td></td><td></td><td>Zorg ervoor dat PC of Mac compatibel is met data-acquisitiesysteem en software</td></tr><tr><td>Cardan-armsysteem&nbsp;</td><td>Zelf ontworpen en gebouwd</td><td></td><td>Biedt nauwkeurige x, y, z-positionering van de lichtstimuli</td></tr><tr><td>Peltier-temperatuurregelsysteem&nbsp;</td><td>Zelf ontworpen en gebouwd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Faraday-kooi</td><td>Zelf gebouwd</td><td></td><td>Electromagnetische ruisscherming</td></tr><tr><td>Gefilamenteerde borosilicaatglas capillaire buizen</td><td></td><td>Buitendiameter: 1 mm</td><td></td></tr><tr><td>Binnendiameter: 0,5 - 0,7 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gefilamenteerde kwartsglas capillaire buizen</td><td></td><td>Buitendiameter: 1 mm</td><td></td></tr><tr><td>Binnendiameter: 0,5 - 0,7 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipettrekker</td><td>Sutter Instrument Company</td><td>Model P-2000 laser Flaming/Brown Micropipettrekker</td><td>Voor borosilicaat referentie-elektroden, gebruik het voorinstellingsprogramma #11 (patch-elektroden): Heat = 350; Filament = 4; Velocity 36; Delay = 200).1.2.1). Voor borosilicaat opname-elektroden, gebruik het voorinstellingsprogramma #12 (trekt typisch goede conventionele punten&nbsp; voor fotoreceptoropnamen): Heat = 355; Filament = 4; Velocity 50; Delay = 225; Pull = 150. Voor LMC-opnamen, die elektroden met fijnere uiteinden vereisen, moeten deze waarden worden aangepast. Voor het trekken van kwarts capillaire buizen, suggereert het P-2000 handboek programma's voor fijne gepunte micro-elektroden. Deze programma's' voorinstellingen dienen als nuttige startpunten voor systematische wijzigingen om elektroden met goed penetratiesucces en lage opnameruis te genereren.</td></tr><tr><td>Extracellulaire Ringer-oplossing voor de referentie-elektrode</td><td>Chemische stoffen van Fisher Scientific</td><td>10326390, NaCl 10010310, KCl 10147753, TES 10161800, CaCl2 10159872, MgCl2 10000430, sucrose</td><td>Zie het recept in de protocolsectie</td></tr><tr><td>3 M KCl-oplossing voor het vullen van de gefilamenteerde opname micro-elektrode</td><td>Zouten van Fisher Scientific</td><td>10010310, KCl</td><td></td></tr><tr><td>Petroleumgelei</td><td>Vaselin</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Niet-roestvrijstalen scheermesjes</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Meshouder/breker</td><td>Fine Science Tools By Dumont</td><td>10053-09</td><td>9 cm</td></tr><tr><td>Blu-tack</td><td>Bostik</td><td></td><td>Alternatief, gebruik modelleerklei</td></tr><tr><td>Pincet</td><td>Fine Science Tools By Dumont</td><td>11252-00</td><td>#5SF (superfijne uiteinden)</td></tr></tbody></table>

elektrofysiologische methode voor opname intracellulaire voltage reacties van<em&gt; drosophila</em&gt; fotoreceptoren en interneurons naar light stimuli<em&gt; in vivo</em

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltageresponsen van insectenfotoreceptoren en visuele interneuronen kunnen nauwkeurig worden opgenomen met conventionele scherpe micro-elektroden. De hier beschreven methode stelt de onderzoeker in staat om langdurige (van minuten tot uren) hoogwaardige intracellulaire reacties van enkele Drosophila R1-R6 fotoreceptoren en Large Monopolar Cells (LMC's) op lichtstimuli te meten. Omdat het opnamesysteem weinig ruis heeft, kan het worden gebruikt om de variabiliteit tussen individuele cellen in het vliegenoog te bestuderen en hoe hun uitgangen de fysische eigenschappen van de visuele omgeving weerspiegelen. We schetsen alle belangrijke stappen bij het uitvoeren van deze techniek. De basisstappen bij het bouwen van een geschikte elektrofysiologische set-up voor opname, zoals het ontwerp en de selectie van de experimentele apparatuur, worden beschreven. We leggen ook uit hoe u zich kunt voorbereiden op opname door geschikte (scherpe) opname- en (blunde) referentie-elektroden te maken. Er worden details gegeven over hoe u een intacte vlieg in een op maat gemaakte vlieghoud kan bevestigen, een klein venster in zijn oog kunt voorbereiden en een opname-elektrode door dit gat kunt inbrengen met minimale schade. We leggen uit hoe u het centrum van het receptieve veld van een cel kunt lokaliseren, de bestudeerde cel donker- of lichtaan kunt aanpassen en de spanningsreacties ervan op dynamische lichtstimuli kunt opnemen. Ten slotte beschrijven we de criteria voor stabiele normale opnames, tonen we kenmerkende hoogwaardige spanningsreacties van individuele cellen op verschillende lichtstimuli, en definiëren we kort hoe u hun signaalprestaties kunt kwantificeren. Veel aspecten van de methode zijn technisch uitdagend en vereisen oefening en geduld om te beheersen. Maar eenmaal geleerd en geoptimaliseerd voor de experimentele doelstellingen van de onderzoeker, levert het uitstekende in vivo neurofysiologische gegevens op.

De scherpe micro-elektrode opnamemethode, zoals hier ingericht voor het Drosophila oog, kan worden gebruikt om op betrouwbare wijze te kwantificeren neurale informatie en -verwerking in de retina en lamina cellen en onderlinge communicatie 4,5,7,8,10,33. Door het gebruik van het aan codering in verschillende wild-type aandelen, mutanten of genetisch gemanipuleerde vlieg stammen te bestuderen, heeft de methode zijn waarde bewezen; niet alleen in het kwantificeren van de effecten van een mutatie, temperatuur, voeding of gekozen expressievector 3,4,6,9,10,14,30,34, maar ook in het openbaren mechanische redenen veranderde visuele gedrag 14,34. De methode is ook goed toepasbaar op andere insecten voorbereidingen 35,36, empowerment neuroethological visie studies. Volgende presenteren we een paar voorbeelden van zijn succesvolle toepassingen. <img alt="figuur 7" src="/files/ftp_upload/54142/54142fig7.jpg" /> Figuur 7. VoltageReacties van een Fruitvlieg R1-R6 fotoreceptorcellen een lichtpuls bij 20 en 25 ° C. Door de scherpe micro-elektrode doorvoeringen vaak zeer stabiel, is het mogelijk om spanning reacties van dezelfde R1-R6 fotoreceptor opnemen op een bepaalde lichtstimulus bij verschillende omgevingstemperaturen door opwarmen of afkoelen van de vlieg. In onze set-ups, is de fly-houder geplaatst op een close-loop Peltier-element op basis van temperatuur-control-systeem. Dit stelt ons in staat om het hoofd temperatuur van de vlieg in enkele seconden te veranderen. Hogere temperaturen versnelt de spanning reacties en karakteristiek verlaagt de rustpotentiaal van R1-R6 fotoreceptoren (zoals aangegeven door rode pijlen). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54142/54142fig7large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a> Het bestuderen van het effect van temperatuur op fotoreceptorcellen Output <p class="jove_content" fo:kEEP-together.within-page = &quot;1&quot;&gt; Met een goed ontworpen en trillingen geïsoleerd opname-systeem, kan de werkwijze worden gebruikt voor het meten van het effect van de temperatuur op de neurale uitvoer van een individuele cel door verwarmen of koelen van de vlieg. Het gegeven voorbeeld toont spanning responsies op een heldere 10 msec lange puls, welke over een zelfde R1-R6 fotoreceptor bij 20 en 25 ° C (Figuur 7). Zoals gekwantificeerd voor 4,9, van de aarde verlaagt een fotoreceptor&#39;s rustpotentiaal in het donker, en versnelt de spanning reacties. <img alt="Figuur 8" src="/files/ftp_upload/54142/54142fig8.jpg" /> Figuur 8. Signalering optreden een Fruit Fly R1-R6 fotoreceptorcellen Verbetert met Light Intensity (A) fotoreceptorcellen output naar (onder) gedimd en helder. (Boven; 10.000 keer helderder licht) herhaalde naturalistische lichtintensiteit tijdreeksen opgenomen door dezelfde micro-elektrodein dezelfde cel bij 20 oC Reacties op de lichte prikkel zijn groter, omdat ze meer samples, elementaire reacties (hobbels) tot enkele fotonen 4,5,7,8 integreren. (B) 20 opeenvolgende één-seconde-lange voltage reacties worden gelegd. Individuele reacties (lichtgrijs) werden genomen na de adaptieve trends (pijl in A) had teruggetrokken (gestippelde vakje in A). De overeenkomstige reactie middelen (signalen) zijn de donkere sporen. Het verschil tussen het signaal en de individuele reacties is het lawaai. (C) De cellen &#39;signalering prestatie werd gekwantificeerd door de opnames&#39; signaal-ruisverhouding (SNR) met behulp van de standaardmethoden 4,5,7,8. Fotoreceptor uitgang heeft ongeveer 64 Hz breder scala van betrouwbare signalen naar de heldere stimulatie (SNR &#39;Bright ≥1, tot 84 Hz) dan aan de dim (SNR&#39; Dim ≥1, tot 20 Hz), met signal-ruisverhouding sterk verbeteren; van SNR Dim MAX = 87 tot SNR Bright MAX = 1868. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54142/54142fig8large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a> Studeren Adaptation and Neural Encoding door Repetitive Stimulation De noninvasiveness van de werkwijze, waardoor relatief weinig schade aan het netvlies en lamina structuren, maakt het ideaal voor het bestuderen van signalering functioneren van individuele cellen aan verschillende lichte stimuli in hun natuurlijke omgeving fysiologische toestand in vivo. Figuur 8 toont een spanning reacties van R1 R6 afdrukband naar een donker en helder herhaald naturalistische lichtintensiteit tijdreeksen stimulus bij 20 o C, terwijl figuur 9 </strong&gt; toont responsen van een R1-R6 fotoreceptor en LMC een andere naturalistische prikkel bij 25 oC De pre- en postsynaptische opnamen werden afzonderlijk uitgevoerd vanuit twee verschillende vliegen omdat gelijktijdige intracellulaire opnamen van twee scherpe micro-elektroden in dezelfde vlieg, een in de retina en de andere in de lamina, te moeilijk haalbaar 30 zijn. <img alt="figuur 9" src="/files/ftp_upload/54142/54142fig9.jpg" /> Figuur 9. Voltage Reacties van een Fruitvlieg R1-R6 fotoreceptorcellen en LMC herhaalde Naturalistic Stimulatie bij 25 o C. (A) R1-R6 (grijs) en LMC (zwart) uitgangen opgenomen door verschillende micro-elektroden van verschillende vliegen. (B) volledig licht aangepaste 20 opeenvolgende pre- (boven) en postsynaptische (hieronder) reacties op dezelfde stimulus naturalistische patroon met individuele reacties, weergegeven in een lichtgrijsd de bijbehorende reactie middelen (de signalen) als de donkere sporen. Het verschil tussen het signaal en de individuele reacties is het lawaai. (C) De cellen &#39;signalering prestatie werd gekwantificeerd door de opnames&#39; signaal-ruisverhouding (SNR). LMC-uitgang heeft ongeveer 10 Hz breder scala van betrouwbare signalen (SNR &#39;LMC ≥1, tot 104 Hz) dan R1-R6-uitgang (SNR&#39; R ≥1, tot 94 Hz). Beide signal-to-noise ratio&#39;s zijn hoog (SNR LMC MAX = 142, SNR R MAX = 752), en als de opname geluid was laag, hun verschillen weerspiegelen echte encoding verschillen tussen de cellen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54142/54142fig9large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie te bekijken dit figuur.</a> Nadat de stimulus onset, de opnames typischely tonen snelle aanpassing van trends die grotendeels binnen 5-6 sec verdwijnen. Vanaf dat moment, de cellen produceren zeer consistente antwoorden op elke 1 sec lang stimulus presentatie (elke gestippelde doos omsluit 20 van deze). De herhaalbaarheid van de antwoorden wordt duidelijk wanneer deze worden gelegd (figuur 8B en figuur 9B). Individuele reacties zijn de dunne grijze sporen, en hun betekenen de dikkere donkerder spoor. De gemiddelde respons wordt beschouwd als de neurale signaal, terwijl de neurale geluid is het verschil tussen de gemiddelde en elke individuele respons 4,5,9,37,38. De respectieve signaal-ruisverhouding in frequentiedomein (figuur 8C en figuur 9C) werden verkregen door Fourier-transformatie van het signaal en geluidsgegevens brokken in vermogensspectra en verdelen van het gemiddelde signaalvermogen spectrum met de overeenkomstige gemiddelde ruisvermogen spectrum 4, 5,9,37,38. Kenmerkend is het maximale signaal-ruisverhoudingen of de opgenomen neurale uitgangen naturalistische stimulatie hoog (100 - 1000), en in de meest stabiele preparaten zeer lage opname ruis kan waarden bereiken &gt;&gt; 1000 (bijvoorbeeld, figuur 8C.). Merk ook op dat de opwarming breidt de cellen &#39;bandbreedte van betrouwbare signalering 4 (SNR&#39; Bright ≥ 1); bijvoorbeeld het relatieve verschil tussen de twee R1-R6s in figuren 8 en 9, respectievelijk 10 Hz (84 bij 20 ° C en 94 Hz bij 25 o C). Men kan verder schatten snelheid van informatieoverdracht van de signaal-ruisverhouding elke cel met de Shannon formule 32, of door berekening van het verschil tussen de antwoorden &quot;entropie en lawaai entropie tarieven via triple extrapolatie methode 39. Meer details over de informatie die de theoretische analyses, en het gebruik ervan en de beperkings specifiek met deze methode worden gegeven in de vorige publicaties 7,8,39. <img alt="figuur 10" src="/files/ftp_upload/54142/54142fig10.jpg" /> Figuur 10. Spanning Reacties van een Killer Fly R1-R6 fotoreceptorcellen en LMC herhaalde Naturalistic Stimulatie bij 19 o C. (A) R1-R6 (grijs) en LMC (zwart) uitgangen opgenomen door dezelfde micro-elektrode van dezelfde vlieg; Eerst postsynaptisch en later presynaptisch, de elektrode gevorderd in het oog. (B) 20 opeenvolgende pre- (boven) en postsynaptische (hieronder) reacties (lichtgrijs sporen) dezelfde naturalistische stimuluspatroon werden gevangen na initiële aanpassing (gestippelde box aan A). Overbrengingsmiddelen zijn de signalen (de donkere sporen geplaatst), terwijl de respectieve verschillen de individuele reacties geven het geluid. (C) De overeenkomstige Signal-ruisverhouding (SNR) werden berekend zoals in de figuren 8C en 9C. LMC-uitgang heeft ongeveer 100 Hz breder scala van betrouwbare signalen (SNR &#39;LMC MAX ≥1, tot 234 Hz) dan R1-R6-uitgang (SNR&#39; R MAX ≥1, tot 134 Hz). Beide signaal-ruisverhouding hoog (SNR LMC MAX = 137, SNR R MAX = 627), en als dezelfde micro-elektrode werd gebruikt in de opnames, hun verschillen weerspiegelen werkelijke verschillen in pre- en postsynaptische neurale uitgangen. Deze resultaten impliceren dat het opnamesysteem had lage ruis, en de invloed daarvan op de analyses was marginaal. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54142/54142fig10large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a> Neuroethological Vision Studies </p&gt; De werkwijze kan ook worden gebruikt voor pre- en postsynaptische voltage reacties opnemen van de verbinding ogen van verschillende insectensoorten 7,8,35,36 (figuur 10), waardoor vergelijkende studies neuroethological visuele informatieverwerking. Voor de gepresenteerde opnamesysteem, de enige vereiste aanpassing is nieuw preparaat houders, elk met een voldoende omvang opening voor de onderzocht. Deze voorbeeldige opnames uit van een vrouwelijke moordenaar vliegen (Coenosia attenuata). Ze tonen spanning intracellulaire responsen van een R1-R6 fotoreceptor en LMC identieke repetitieve lichtstimulatie, als voor de Drosophila tegenhangers in figuur 9, maar bij 19 oC In dit geval van de pre- en postsynaptische gegevens werden geregistreerd van dezelfde vlieg; na elkaar, met dezelfde registratie-elektrode (gevuld met 3 M KCl) eerst het doorlopen van de laterale lamina voor invoerening de frontale netvlies. In vergelijking met de Drosophila gegevens bij 25 ° C, de Coenosia data - zelfs in het koelere temperatuur - toont antwoorden met snellere dynamiek; uitbreiding van het bereik van betrouwbare signalen (signaal-ruisverhouding &gt;&gt; 1) over een breder frequentiegebied. Dergelijke functionele aanpassingen in neurale codering van naturalistische stimuli zijn consistent met Coenosia &#39;s roofzuchtige levensstijl 36, die hoge precisie spatiotemporele informatie nodig hebben om snel vanuit de lucht jagen gedrag te bereiken.

Scherpe micro-elektroden maken nauwkeurige elektrofysiologische karakterisering van fotoreceptor en visuele interneuron-output in levende Drosophila mogelijk. Hier laten we zien hoe je deze methode kunt gebruiken om hoogwaardige spanningsresponsen van individuele cellen op gecontroleerde lichtstimulatie op te nemen. Deze methode is ideaal voor het bestuderen van neurale informatieverwerking in samengestelde ogen van insecten.

Elektrofysiologische Methode voor opname intracellulaire Voltage Reacties van<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotoreceptoren en Interneurons naar Light Stimuli<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Het algemene doel van deze procedure is om intracellulaire elektrische reacties van Drosophila-fotoreceptoren en visuele interneuronen op gecontroleerde lichtstimulatie te registreren. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van sleutelvragen in het neuro-coderingsveld, zoals hoe een lichtstimulatie deze in een van zijn reacties zal coderen, of hoe zijn visuele informatie en fotoreceptoren en interneuronen uit lichtstimulatie worden gehaald. Het grote voordeel van deze techniek is dat het langdurige, hoogwaardige opnames biedt uit de studie met weinig schade aan een intracellulair milieu en informatiemonstering.De demonstratie van de functie die dit kan beïnvloeden is cruciaal omdat de verschillende stappen moeilijk te leren zijn om correct uit te voeren zonder ze te zien. Trek een referentie micro-elektrode uit gefilamenteerd borosilicaat of uit kwartsglasbuis met behulp van een standaard pipette puller. Probeer een korte, geleidelijke taps toelopende vorm te bereiken.De exacte instellingen variëren tussen instrumenten. De poriegrootte aan de punt is niet cruciaal omdat deze zal worden verbroken voor de experimenten. Trek vervolgens een opname-elektrode uit dezelfde glasbuis en probeer een fijne geleidelijke taps toelopende vorm van 10 tot 15 millimeter lang te bereiken.Monteer de elektrode bij een lichtmicroscoop op een glazen zijde met meerdere lijmen en gebruik een 40x luchtobjectief om de punt ervan te inspecteren. Een goede elektrode taps toelopend tot een onzichtbaar kleine punt, waaromheen continue parallelle donkere en lichtere interferentiepatroon kan worden gezien. Vlak voor het experiment vult u de referentie-elektrode met vliegers, met behulp van een vijf milliliter spuit verbonden met een deeltjesfilter, met een fijne plastic tip.Voor fotoreceptorexperimenten, laadt u de opname-elektrode met 3 molaire kaliumchloride totdat een druppel zich vormt aan het grote uiteinde. Dit minimaliseert ruis van de vloeistofverbinding tijdens de opname. Om met histaminerge LMC's te werken, vult u de opname-elektroden met 3 molaire kaliumacetaat, 0,5 millimolair kaliumchloride om het effect op de chloridebatterij van de cel te minimaliseren.Begin met het laden van een verse vliegfles met vijf tot 10 dagen oude vliegen. Jongere vliegen zijn breekbaarder, maar kunnen wel worden opgenomen. Selecteer de eerste vlieg voor elektrofysiologie.Grote vrouwtjes zijn het gemakkelijkst om mee te werken. Wanneer ze in de vangbeker zitten, profiteer van hun aangeboren neiging om omhoog te klimmen in de punt van de pipette en sluit de kleinere punt af. Verbind vervolgens een 100 milliliter spuit met een flexibele plastic slang aan de punt van de pipette, die net zo groot is om een Drosophila door te laten en verbind het andere uiteinde met een grote pipettepunt die aan de vlieghoud is bevestigd.Pers vervolgens een kleine hoeveelheid lucht uit de spuit om de vlieg in de vlieghoud te werpen. Kijk door de stereomicroscoop en breng voorzichtig meer lucht aan totdat het hoofd van de vlieg uit het conische uiteinde van de vlieghoud steekt. Zorg ervoor dat de vlieg stevig vastzit door zijn borststuk.Bevestig vervolgens de vlieg met bijenwas. Gebruik de laagste temperatuur van de wasverwarmer om de was schoon te smelten, die transparant zal lijken. Als het te heet is, zal de was wegbranden.Immobiliseer het hoofd van de vlieg door een beetje bijenwas aan te brengen op de proboscis en de hoek van het rechteroog, terwijl de hoornvlij wordt vermeden. Bevestig deze twee punten aan de vlieghoud. Voltooi deze stap snel om verbranding van de vlieg te voorkomen.Draag vervolgens een veiligheidsbril op en maak een micromes. Klem een niet-roestvrij stalen scheermesje vast met twee platte gripbladhouders en breek een klein stukje van de scherpe rand af. Idealiter produceert u een scherp mes dat lijkt op een toren.Gebruik nu voorzichtig en met veel aandacht voor detail het micromes om een paar ommatidia van het linkeroog van de vlieg te openen, zoals bij vier tot vijf ommatidia van de dorsale cuticula net boven de evenaar van het oog. Dit zal de doorgang voor de opnamemicro-elektrode bieden. Dit is behoorlijk uitdagend, vereist een goed gemaakt mes en moet met oefening worden geleerd.Verwijder vervolgens voorzichtig het kleine stukje hoornvlies van de opening en leg de retina eronder bloot. Gebruik nu de fijne haren van de petroleumgeleekt applicator om het gat snel te bedekken met een kleine druppel petroleumgeleekt. De geleekte heeft het extra voordeel dat het de intramural capaciteit van de pipet vermindert.Vermijd het oog uit te smeren omdat dit de optiek vervaagt. Bij het bedienen van de micro-elektrode versterker, moet u altijd worden geaard door de metalen oppervlakte van de Faraday-kooi of trillingsvrije tafel aan te raken om statische ladingen te voorkomen. Bevestig de gemonteerde vlieg aan de vliegvoorbereidingspool.Draai de vlieghoud zodat het linkeroog van de vlieg direct naar de onderzoeker is gericht. Gebruik vervolgens een kleine grove micromanipulator om de stompe referentie-elektrode voorzichtig door de ocelli van de vlieg in de hoofdcapsule te steken. Zorg ervoor dat de vlieg er nog gezond uitziet en dat deze zijn antennes beweegt.De voorbereiding moet uitstekend zijn om het opnemen waard te zijn. Drijf nu de scherpe opnamemicro-elektrode in het linkeroog door de met geleekte beklede opening. Zodra het de weefsels binnengaat, zou de locatie van de elektrodepuntje duidelijk moeten zijn door zijn reflectiepatroon.Het kwetsbare elektrodepuntje moet perfect worden geleid of het zal breken, wat erg uitdagend is. Afhankelijk van het celtype waaruit wordt opgenomen, moet het hoofd van de vlieg iets anders worden georiënteerd. Met de elektroden op hun plaats, zet u de micro-elektrode versterker aan.Schakel vervolgens de koude lichtbron uit, trek hem los uit het stopcontact en sluit hem aan op de centrale aarde om geluidshinder van de grondlus te minimaliseren. Pas vervolgens de zwanenhalslichtgeleiders aan zodat het Carden-armsysteem vrij rond de vlieg kan worden bewogen. Schakel vervolgens de kamerlichten uit om de vliegvoorbereiding

electrophysiological-method-for-recording-intracellular-voltage

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Hier beschrijven we elektrofysiologische methoden voor het meten van synaptische transmissie bij de neuromusculaire junctie van Drosophila larve. Evoked release wordt kunstmatig geïnitieerd door het stimuleren van de motorische neuron axonen, en de transmissie door middel van de NMJ kan worden gemeten door de postsynaptische respons opgeroepen in de spier.

Elektrofysiologische methoden voor opname Synaptic Potentials van de NMJ van Drosophila Larven

Elektrofysiologische opname in de Drosophila Embryo

This video outlines the protocol for electrophysiological recording of photoreceptor activity in the eye of an immobilized Drosophila, enabling precise measurement of voltage changes in response to light stimuli.

Electrophysiological Recording of Voltage Responses of Drosophila Retinal Photoreceptors to Light Stimuli

The video demonstrates recording electrical activity in the photoreceptor neurons of Drosophila's ommatidium by establishing a whole-cell configuration. It highlights the activation of transient receptor potential channels by light pulses, resulting in measurable quantum bumps.

Whole-Cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

De elektrofysiologische techniek van intracellulaire opname wordt gebracht en benut spectrale gevoeligheden van enkele fotoreceptorcellen bepalen het samengestelde oog van een vlinder.

Bepaling van fotoreceptorcel spectrale gevoeligheid hebben een Insect Model van<em&gt; In Vivo</em&gt; Intracellulaire Recordings

Whole-cell opnames van Drosophila melanogaster fotoreceptoren maken het mogelijk om spontaan donkere stoten, kwantumstoten, macroscopische reacties op licht en spanningsrelaties onder verschillende omstandigheden te meten. In combinatie met D. melanogaster genetische manipulatie instrumenten, deze methode maakt het mogelijk om de alomtegenwoordige inositol-lipide signalering weg en zijn doel, het TRP kanaal te onderzoeken.

Elektrofysiologische methode voor opname van volledige spanningsklemmen van<em&gt; Drosophila</em&gt; Photoreceptors

We presenteren een protocol om bi-stabiele fotopigmenten elektrofysiologisch te karakteriseren: (i) het benutten van de ladingsverplaatsingen binnen de fotopigmentmoleculen na fotonabsorptie en hun enorme hoeveelheid in de fotoreceptoren, en (ii) het benutten van de absorptie-spectraverschillen van rhodopsine en metarhodopsine fotopigmenttoestanden. Deze protocollen zijn nuttig om te screenen op mutaties die bi-stabiele fotopigmentsystemen beïnvloeden.

Elektrofysiologische methoden voor het meten van fotopigmentniveaus in Drosophila-fotoreceptoren

We hebben twee methoden voor het bestuderen van effecten van visuele aanwijzingen op het gedrag in de afwezigheid van tactiele en chemische signalen. Een methode houdt in video-opnamen reacties van rivierkreeft met reflecterende wanden in een aquarium, de andere onderzoekt effecten van visuele input geleverd door een live-rivierkreeft achter een transparant partitie.

Opname Behavioral Responses to Reflectie in Rivierkreeftjes

De bereiding van acute hersenplakjes van hippocampi geïsoleerd, evenals de gelijktijdige elektrofysiologische opnames van astrocyten en neuronen...

Dubbele Elektrofysiologische Opnames van synaptisch-opgeroepen astrogliale en Neuronale responsen bij acute hippocampus Slices

Verschillende elektrode coatings invloed neurale opname prestaties door veranderingen in elektrochemische, chemische en mechanische eigenschappen. Vergelijking van elektroden in vitro is relatief eenvoudig, maar vergelijken in vivo reactie wordt typisch gecompliceerd door variaties in elektrode / neuron afstand en tussen dieren. Dit artikel geeft een robuuste methode om neurale registrerende elektroden vergelijken.

Een methode voor het systematisch Elektrochemische en elektrofysiologische evaluatie van neurale registrerende elektroden

Leer een elektrofysiologische methode voor het registreren van intracellulaire voltage-reacties van Drosophila fotoreceptoren en interneuronen op lichtstimuli in vivo. Deze techniek minimaliseert celschade en biedt hoogwaardige opnames voor neurowetenschappelijk onderzoek.

Elektrofysiologische Methode voor opname intracellulaire Voltage Reacties van Drosophila Fotoreceptoren en Interneurons naar Light Stimuli In Vivo (Video) | JoVE Journal

Elektrofysiologische Methode voor opname intracellulaire Voltage Reacties van

Meer video's verkennen