Name: Fabricage van Inverted Colloïdaal Crystal Poly (ethyleen glycol) Steiger: Een drie-dimensionale Cultuur van de Cel Platform for Liver Tissue Engineering (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 18 s
Description: Leer de fabricage van PEG-gebaseerde inverted colloïdaal crystal scaffolds voor leverweefselengineering. Deze methode ondersteunt hepatocyten om hun functie langdurig te behouden voor verbeterd geneesmiddelonderzoek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De auteurs willen steun erkennen van een National Research Foundation Fellowship (NRF -NRFF2011-01) en Competitive Research Programme (NRF-CRP10-2012-07).

1. ICC steiger Fabrication (figuur 1) <ol><li> Bereid de polystyreen (PS) roosters (diameter = 6 mm; 8-13 lagen van kralen). <ol><li> Om de mal te bereiden, snijd de uiteinden af ​​van 0,2 ml kook-proof microcentrifugebuizen op 40 pi-niveau. Houd u aan de bovenkant van de cut-buizen 24 x 60 mm 2 microscoop dekglas slips met waterdichte lijm. </li><li> Zet de PS bolletjes (diameter = 140 pm) opgenomen in een water suspensie in een 20 ml flacon, voorzichtig pipet uit het water schorsing, en voeg 18 ml van 70% ethanol-oplossing in de flacon. Zet de bol oplossing in een ultrasoon bad geaggregeerde sferen los te maken. Herhaal deze wasstap meerdere malen om water en in water oplosbare componenten te verwijderen. </li><li> Pipetteer 100 ul ethanol in de mallen. </li><li> Snijd de top van een 200 ul micropipet tip van 4 mm. Pipetteer 25 ul van de bollen in de mal tweemaal met de 200 ul micropipet te komen tot eentotaalvolume van 50 pl in elke vorm. </li><li> Leg de mallen op een rockende shaker op 120 rpm &#39;s nachts. </li><li> Controleer de positie van de bollen in elke vorm onder een optische microscoop. Als de bolletjes niet hexagonaal zijn gerangschikt, voeg 50 pl 70% ethanol en handmatig schudden in de longitudinale en laterale as richting naar de inrichting te corrigeren. </li><li> Laat het ethanol verdampen bij kamertemperatuur (KT) gedurende twee nachten. Plaats de mal en kraal complex in een 130 ° C oven gedurende 6 uur aan de PS kralen gloeien. </li></ol></li><li> Het voorbereiden van kaal en-ECM-gecoate PEGDA steigers. <ol><li> Synthetiseren PEGDA macromeren met behulp van vastgestelde protocollen 45,46 voor acryleren lineaire PEG macromeren (M w = 4,6 kDa). </li><li> Bereid 50% (w / v) oplossing PEGDA-de geïoniseerde (DI) water en laat het macromeer goed opgelost door centrifugeren bij 4713 xg tot deze volledig is opgelost. <ol><li> Voor ECM geconjugeerd ICC steigers, los van een extra10% (w / v) acryloyl-PEG-NHS (Mw = 3,4 kDa) in 50% PEGDA oplossing. </li></ol></li><li> Bereid een 20% (w / v) voorraad oplossing van 2-hydroxy-4 &#39;- (2-hydroxyethoxy) -2-methylpropiofenon (PI) in 70% ethanol. </li><li> Voeg 50 ul van 20% (w / v) PI voorraadoplossing per 1 ml 50% (w / v) van PEGDA. Pas de benodigde hoeveelheid PI voorraadoplossing basis van het molecuulgewicht van PEGDA. </li><li> Vortex het mengsel in de centrifugebuis gedurende 1 minuut tot een homogene oplossing te komen. </li><li> Schil de mallen uit de glasplaatje (uit stap 1.1.7), verwijder de lijm uit de mallen, duw de roosters voorzichtig met een spatel en leg elk van hen in een 1,5 ml buis. Pipetteer 300 ul van de oplossing PEGDA en centrifugeer bij 845 xg gedurende 5 minuten om een ​​goede oplossing PEGDA infiltratie in het rooster mogelijk. </li><li> Verwijder het rooster van de buis met behulp van een pincet en voorzichtig dep droog overtollige PEGDA oplossing op handschoenen. Plaats het rooster op een paraffine-film bedekt glas met de platte cirname op naar boven. </li><li> Expose de PEGDA oplossing geïnfiltreerd steiger tot 365 nm ultraviolet (UV) licht (10,84 mW / cm2) gedurende 5 minuten met behulp van een UV-spot lamp. </li><li> Plaats PEGDA-gepolymeriseerd kristal roosters in nieuwe flesjes (ongeveer 10 roosters per flacon) en voeg 20 ml tetrahydrofuran (THF). Schud de flesjes op een orbitale schudinrichting bij 300 rpm. Veranderen THF minstens 3 maal met een interval van 1-2 uur. Opmerking: niet volledig verwijderen van THF bij het veranderen van THF om luchtbellen voorkomen dat de steigers, waardoor onvolledige verwijdering van HS kan veroorzaken. Laat voldoende oplossing voor de roosters te dekken en voeg nieuwe THF. Opgelet: THF is giftig. Draag handschoenen, een laboratoriumjas en een veiligheidsbril. Voorkom inademing door opererend onder de zuurkast. </li><li> Controleer of PS bollen worden opgelost door de invoering van water in de gebruikte THF-oplossing en het observeren van de oplossing kleur. Herhaal stap 1.2.9, indien de PS bollen zijn niet goed opgelost. Opmerking: De kleur van de oplossing verandert inwit of er nog resterende PS bollen. </li></ol></li><li> Maak de steigers in de bioveiligheid kast (BSC). <ol><li> De steigers steriliseren Bereid een 50 ml centrifugebuis met 2 ml 70% ethanol per scaffold en plaats de steigers in de buis met een spatel. Laat de steigers te laten onderdompelen in ethanol gedurende 1 uur. Vanaf deze stap voorwaarts, over tot alle procedures in de BSC. </li><li> Giet het ethanol om te vervangen met fosfaatbuffer zoutoplossing (PBS) (2 ml per skelet) en gecentrifugeerd bij 524 x g gedurende 3 min om luchtbellen te verwijderen. Hou het in de koelkast en verander de PBS een paar keer met een interval van 1-2 uur. <ol><li> Voor collageen type I bekleed steigers Bereid een 50 ml centrifugebuis die collageen type 1 voorraadoplossing (1 ml per scaffold), breng de gesteriliseerde scaffolds om deze buis met een spatel en centrifugeer bij 524 xg gedurende 3 min. Schud de steigers bij 400 rpm op een ronddraaiende schudder gedurende 30 min en houdt de buis in de koelkasteof &#39;s nachts. </li><li> Was de steigers met PBS twee keer voor gebruik door onderdompeling de steigers in verse PBS en vervolgens opzuigen van de PBS. Opmerking: andere ECM eiwitten kunnen ook worden gebruikt in plaats van collageen type I omdat de NHS chemie een aminegroep op de binding (figuur 2) te vormen vereist. </li></ol></li></ol></li></ol><img alt="Figuur 1" src="/files/ftp_upload/54331/54331fig1.jpg" /> Figuur 1. Overzicht van de ICC fabricage. PEG-gebaseerde ICC steigers worden vervaardigd met behulp van microfabricage technieken met en zonder ECM-functionalisering. ECM-gecoate ICC scaffolds vereisen PEG-NHS en PEGDA (zoals aangegeven in figuur 2). De PS rooster heeft een diameter van 6 mm en een hoogte van 8-13 kraal lagen. PS, polystyreen; PEGDA, poly (ethyleenglycol) diacrylaat; UV ultraviolet; THF, tetrahydrofuran; ECM, extracellulaire matrix. Dit cijfer is gewijzigd en worden met toestemming van Wiley 47. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54331/54331fig1large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a> 2. ICC Structuur karakterisering <ol><li> ICC structuur analyseren dan niet geconjugeerde eiwitten, gebruikt scanning elektronenmicroscopie (SEM) 47. <ol><li> Bevestig de steigers met 4% paraformaldehyde (PFA), serieel dehydrateren ze in 25, 50, 75, 95 en 100% ethanol oplossingen, en bewaar ze bij -80 ° C totdat de ethanol volledig verdampt. </li><li> Droge monsters in een vriesdroger gedurende 48 uur. </li><li> Bevestig het monster op monsterhouder met behulp van carbon tape en plaats in een sputter coater. </li><li> Na de automatische stofzuigen, jas met een Pt-film van 10 nm dik door sputteren gedurende 60 seconden bij 20 mA. </li><li> Afbeelding ICC draagstructuren via SEM bij een spanning van 5 kV (figuur 3A, figuur 4A). </li></ol></li><li> De poriën meten eninterconnectie diameter holten analyseren SEM microfoto behulp beeldanalysesoftware 48 (bijvoorbeeld ImageJ Figuur 3B, C). </li><li> De geconjugeerde collageen de scaffold zonder cellen, fluorescent label visualiseren collageen via antilichamen (1: 100) tegen collageen type I en beeld met confocale laser scanning microscopie 47 (CLSM Figuur 4B). </li></ol> 3. Huh-7.5 Cell Cultuur en zaaien <ol><li> Cultuur Huh-7,5-cellen in een zaaidichtheid van 2-2,5 x 10 6 cellen / ml in 100 mm celcultuurschalen met 10 ml Dulbecco&#39;s gemodificeerd Eagle&#39;s medium (DMEM) aangevuld met 10% foetaal runderserum (FBS) en 100 U / ml penicilline-streptomycine (groeimedium) bij 37 ° C en 5% CO 2. Verandering de media om de drie dagen in de BSC tot zij 75-80% confluentie hebben bereikt. </li><li> Bereid de steigers voor cel zaaien in de BSC. <ol><li> Plaats het scaffjarigen in een 24-wells plaat met het platte vlak naar boven. </li><li> Naar het schavot, pipet was 2 ml PBS aan elk putje met een steiger. Zuig het PBS en pipet 2 ml vers PBS in elk putje. </li><li> Zuig het PBS en pipet 2 ml groeimedium (zie stap 3.1) en laat gedurende 30 min. Zuig het medium en laat het schavot drogen 1 uur. </li></ol></li><li> Maak confluent Huh-7.5-cellen (uit stap 3.1) van de cultuur plaat in de BSC met behulp van de trypsine spijsvertering methode. <ol><li> Aspireren media van de plaat, voeg 4 ml PBS om hechtende cellen te wassen en vervolgens te zuigen PBS. </li><li> Pipetteer 0,75-1 ml 0,25% trypsine en plaats in een incubator bij 37 ° C, 5% CO2 gedurende 3 minuten. </li><li> Verwijder plaat uit incubator en pipet 5 ml media om de trypsine reactie te stoppen. Pipette media, vrijstaande cellen, en trypsine mengsel in een 15 ml buis. </li><li> Centrifugeer bij 524 xg gedurende 3 minuten, verwijder het supernatant en resuspendeer de pellet in 5 ml media. </li></ol></li><li> Aantal cellen met een hemocytometer en bereken het volume van de celsuspensie die cellen op doelnummer N 0 bevat, per 25 pl (voor standaard experiment N 0 is 1 x 10 6 cellen). Het volume van celsuspensie = (beoogde aantal cellen) / (concentratie van de celsuspensie) </li><li> Langzaam Pipetteer 25 ul celsuspensie (die N 0 cellen) direct op elkaar steiger (uit stap 3.1.4). Plaats de 24-wells plaat in de incubator. </li><li> Na 12 uur en spoel de steigers zorgvuldig met behulp van een spatel in een nieuwe 24-well plaat en pipetteer 2 ml medium in elk putje. Plaats de 24-wells plaat in de incubator. </li><li> Wijzig de media om de 3 dagen of afhankelijk van wanneer media wordt verzameld voor eiwit uitscheiding analyse (zie stap 5.1). </li></ol> 4. levensvatbaarheid van de cellen <ol><li> Om kwalitatief analyseren levensvatbaarheid van de cellen, gebruik fluorescente live / dead kleuringskits aan de cellen en de afbeelding met behulp van C vlekLSM. <ol><li> Na kit instructie, een oplossing met 4 uM calceïne AM en 8 uM ethidium homo-dimeer-1 in de media (zie stap 3.1.3). Opmerking: optimaliseren afhankelijk van het aantal cellen. Gebruik het dubbele van de hoeveelheid reagens, als cellen zich vermenigvuldigen en dubbele van het aantal (ongeveer 2 miljoen). </li><li> In de BSC, aspiraat media in elk putje met een steiger (stap 3,7) en Pipetteer 500 ul van de bereide oplossing. Incubeer monsters in een 37 ° C incubator gedurende 1 uur. </li><li> Bedek de platen in folie om de monsters te beschermen tegen het licht bij het verwijderen van de plaat uit de incubator. Afbeelding monsters met behulp van CLSM49. </li></ol></li><li> Voor een kwantitatieve beoordeling cellevensvatbaarheid meten enzymatische activiteit (in levende cellen) via colorimetrische assays 50 (dat wil zeggen 2- (2-methoxy-4-nitrofenyl) -3- (4-nitrofenyl) -5- (2,4-disulfofenyl) 2H-tetrazolium (monosodium-zout reagens)). <ol><li> Maak een standaard curve voor het Internationaal Strafhof platform (dat wil zeggen, een grafiek van de absorptie (OD) versus bepaalde cel nummer). Opmerking: Cell zaaien is niet 100% efficiënt in vergelijking met andere platforms, aangezien cellen door de holten van steigers kunnen passen. <ol><li> Bepaal de cel enten aantallen, N 0 die wordt gebruikt om de standaardkromme te maken. Opmerking: Kies een bereik dat het aantal cellen die worden geraamd in het experiment omvat. Bijvoorbeeld, als de eerste cel nummer 5 x 10 5 cellen en er is een benadering ~ 3-voudige toename van de laatste dag van het experiment, kies 2,5 x 10 5, 5 x 10 5, 1 x 10 6, en 2 x 10 6 cellen N 0. </li><li> Voer cel zaaien in het ICC steigers (één N 0 per schavot met zaaien volume van 25 pl), zoals beschreven in de stappen 3,1-3,6. </li><li> Na 6 uur, breng de stellingen naar een andere 24-well plaat vormt. Selecteer een tijd die cel hechting mogelijk maakt, maar niet proliferatie. </li><li> Voer cel tellen op de overgedragen ICC schavot.<ol><li> Verdun 10x monosodium-zout reagens (MSR) oplossing voor 1x met media in de BSC en pipet 500 ul 1x MSR-oplossing in elk putje met een steiger. Incubeer de 24-well plaat bij 37 ° C gedurende 1 uur. </li><li> Uit elk putje, overdracht 100 pl in een 96-wells plaat ook. Als blanco, pipet 100 ul vers 1x mononatriumzout zout reagens oplossing in verschillende putjes van de 96-well plaat. Handmatig verwijderen van eventuele luchtbellen aanwezige met een droge pipet tip en hebben betrekking op de 96-well plaat in folie om het te beschermen tegen licht. </li><li> Meet OD bij λ = 450 nm lezing met een spectrofotometer. Trek de lege OD van andere waarden naar de juiste OD 51 te vinden. </li></ol></li><li> Tel het aantal cellen (N L) nog in de put na het overbrengen van het skelet (stap 4.2.1.3) met een hemocytometer. Opmerking: gebruik 300 ul van trypsine aan de cellen trypsinize. </li><li> Bereken het werkelijke aantal cellen N A. eigenlijke =aanvankelijke - links op goed N A = N 0 N L </li><li> Maak standaard curve door het uitzetten van OD verkregen bij Stap 4.2.1.4.3 vs. werkelijke aantal cellen (N A) en dit gebruiken om het aantal cellen in de experimenten te schatten. Opmerking: Maak een nieuw standaard curve eventueel ICC parameters (dat wil zeggen, porogeen grootte, de afmetingen van de steiger, ECM-eiwit, enz.) Worden gewijzigd. </li></ol></li></ol></li></ol> 5. Cell Functie <ol><li> Analyseer eiwitsecretie door Huh-7,5-cellen (dat wil zeggen, albumine, ureum) uit de verzamelde media (van stap 3,7) door enzym-gebonden immunosorbent assay (ELISA) 52. Opmerking: Verdun de media, afhankelijk van het aantal cellen gezaaid en de hoeveelheid media verzameld. Voor 5 x 10 5 cellen gezaaid in ICC, gebruik dan een ~ 1: 25-verhouding, vóór de invoering van het aan het antilichaam-voorbeklede putten. </li><li> Kwalitatief analyseren celfunctie, immunostain specifieke intracellulaire proteïnen(Dat wil zeggen, albumine), enzymen (bijv CYP450), vlek structurele componenten (bijv cellulaire actine) en de kernen en het beeld met CLSM 49. <ol><li> Aspireren media (uit stap 3.7) en de pipet 2 ml PBS aan de cel beladen ICC steigers te wassen. </li><li> Pipetteer 1 ml van 4% PFA en incubeer gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur fixeren. </li><li> Was 3x met 2 ml PBS. </li><li> Permeabel membraan door incuberen van de steigers in 1 ml 0,1% 4- (1,1,3,3-tetramethylbutyl) fenyl-polyethyleenglycol (surfactant) gedurende 30 min. </li><li> Wash 3x met 2 ml PBS om eventuele lekken eiwitten te verwijderen. </li><li> Pipetteer 500 ul 1% runderserumalbumine (BSA) en incubeer bij kamertemperatuur gedurende 1 uur blokkeren aspecifieke binding. </li><li> Bereid verdunde primaire antilichaam (dat wil zeggen, albumine, CYP450) oplossing. <ol><li> Pipetteer 500 ul van 1% BSA oplossing in een 15 ml buis en voeg 4,5 ml van 0,1% oppervlakteactieve tot een totaal van 5 ml 0,1% BSA-oplossing te bereiden. </li><li> Pipetteer 98 ul van 0,1% BSA oplossing in een 200 ui microcentrifugebuis en 2 pl van het primaire antilichaam aan een 1:50 produceren (primair antilichaam: 0,1% BSA) primaire antilichaamoplossing. </li></ol></li><li> Pipetteer 40 ul van de primaire antilichaamoplossing op het schavot en bedekken van het substraat met paraffine film. Wikkel de 24 wells plaat met aluminiumfolie en bewaar de schaal bij 4 ° C gedurende de nacht. </li><li> Wash 3x met 2 ml PBS en schud de plaat voorzichtig in tussen wassen. </li><li> Bereid verdund gebiotinyleerd secundair antilichaam (dat wil zeggen, anti-muis antilichaam) stock oplossing. <ol><li> 100 (secundair antilichaam:: 0,1% BSA) secundair antilichaam oplossing pipet 198 ul 0,1% BSA-oplossing en 2 pl tweede antilichaam om een ​​1 te produceren. </li><li> Bereid een 0,1% voorraadoplossing van rhodamine of fluoresceïne gemerkt phalloidin (de cellulaire actine filamenten vlekken) in 0,1% BSA-oplossing. </li><li> Pipetteer 25 ul van elke oplossing in een buis en meng well. </li></ol></li><li> Pipetteer 50 ul van het secundaire antilichaam voorraadoplossing op het schavot. Bedek het schavot met paraffine film, wikkel de schaal met aluminiumfolie en bewaar bij kamertemperatuur gedurende 2 uur. </li><li> Was 3x met 2 ml PBS. </li><li> Pipetteer 200 ul van 0,2% 4&#39;-6-diamidino-2-phenylindole (DAPI; kern kleuring) oplossing op de steiger en laten KT 2-3 min. Bedek de plaat met aluminiumfolie. </li><li> 2x wassen met 2 ml PBS. </li><li> Met behulp van een druppelaar, plaats een druppel van de montage van de media op het substraat. </li><li> Voorzichtig zet de steiger op een glasplaatje en beeld met behulp van CLSM 47. </li></ol></li><li> Beoordeel de genexpressie door Real-time PCR (qPCR). Gebruik standaard kits voor reverse transcriptase PCR (RT-PCR) 53 en qPCR 54 volgens instructies van de fabrikant. Pak het RNA uit de cellen, zoals hieronder beschreven. <ol><li> Plaats de steiger (uit stap 3.7) in een 1,5 ml microcentrifugebuis. </li><li&gt; Pipetteer 1 ml van een RNA extractieoplossing in de buis en bewaar in een sonicator gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur. </li><li> Pipet 200 ul van chloroform in elk microcentrifugebuis en schud de buis krachtig in de hand voor 15-20 sec. Houd de buizen bij kamertemperatuur ~ 3 min tot de fasen gescheiden. </li><li> Centrifugeer het monster bij 13.000 xg, 4 ° C gedurende 15 minuten en verwijder de buizen zorgvuldig, zodat fasen gaan niet samen. </li><li> pipet zorgvuldig 500-600 pl van de bovenste waterfase van de eerste buis in een tweede microcentrifugebuis. </li><li> Voeg een gelijk volume (500-600 ul) isopropanol deze tweede buis. </li><li> Keer de buis 3-5 keer en laat de buis staan ​​bij kamertemperatuur gedurende 10 min. </li><li> Centrifugeer het monster bij 13.000 xg, 4 ° C gedurende 15 minuten. <ol><li> Als een pellet niet zichtbaar op de bodem van de buis, opnieuw centrifugeren gedurende 5 min. Opmerking: Als er nog steeds geen zichtbare pellet, kan het bedrag van RNA onvoldoende zijn. </li></ol></li><li> iknvert buizen met de kap open voor supernatant en pipet gooi in 1 ml 70% ethanol verdund in DEPC water in de buis. </li><li> Iets vortex de buis, zodat de pellet los van de wand van de buis en laat vervolgens de buis aan de lucht drogen. </li><li> Voeg 50 ul van DPEC water om de pellet te resuspenderen. </li><li> Blijf pipetteren totdat de pellet oplost. </li><li> Blijf gedurende 10 minuten bij 55 ° C om het dubbelstrengs RNA denatureren in enkelstrengs RNA. </li><li> Licht trommel vingers op de onderste buis en centrifugeer de buizen kort (7500 xg, 4 min, 4 ° C). </li><li> Houd de buizen in ijs tot het uitvoeren van reverse transcriptase 55 en real-time PCR zoals beschreven 56. </li></ol></li></ol>

De auteurs hebben geen concurrerende financiële belangen om bekend te maken.

Scaffolds evolueren snel alle fysische en biochemische signalen nodig te regenereren, handhaven of te herstellen weefsel ter uitvoering van orgaanvervanging, bestuderen ziekte, de ontwikkeling van geneesmiddelen en vele anderen 57 verschaffen. In leverweefsel engineering primaire humane hepatocyten verliezen snel hun stofwisseling eenmaal geïsoleerd uit het lichaam, waardoor een grote behoefte aan scaffolds en ontwikkeling platforms om de leverfunctie te handhaven. De huidige in vitro hepatocyt cultu...

De lever is een zeer gevasculariseerde orgel met een veelheid aan functies, ontwenning van het bloed, metabolisme van xenobiotica en de productie van serumeiwitten. Leverweefsel heeft een complexe driedimensionale (3D) microstructuur, bestaande uit meerdere celtypes, galcanaliculi, sinusoïden, en zones van verschillende samenstelling en biomatrix verschillende zuurstofconcentraties. Gezien deze gedetailleerde structuur is het moeilijk om een goede lever model in vitro 1 te creëren. Er is echter een toenemende vraag naar functionele in vitro modellen hosting menselijke hepatocyten als platform voor het testen geneesmiddelentoxiciteit 2 en studeren ziekten geassocieerd met lever 3. Huidige leverweefsel techniek platforms de complexiteit van de lever vereenvoudigd door het isoleren van één of gericht op enkele van de lever parameters, namelijk co-celkweek 4, biochemische samenstelling van de zonal microenvironments 5, stroomdynamica 6,7 en de configuratie van de biomatrix 8. Configuratie van de biomatrix kan worden onderverdeeld in parameters zoals scaffold materialen, samenstelling van de extracellulaire matrix (ECM) proteïnen, matrix stijfheid en het ontwerp en constructie van de steiger. Er is een toename in tissue engineering studies met synthetische hydrogelen, met name poly (ethyleenglycol) (PEG) hydrogelen 9 is, krijgt de mogelijkheid om af te stemmen de hydrogel van mechanische eigenschappen, biologische en afbraaksnelheid. Ten aanzien van lever-gerelateerde onderzoek, werd het biocompatibele hydrogel aangevraagd virusinfectie studie van leverziekte 3. Als een hepatocyt platform design, hebben talrijke studies hepatocytenculturen sandwich culturen 10,11 en mobiele inkapseling gebruikt binnen een hydrogel 12,13 aan de 3D-omgeving en cel-ECM en cel-cel interactie die essentieel zijn om na te bootsen in vivo micro-omgeving zijn te verstrekken. However, deze platforms bezitten een hoge mate van controle en ruimtelijke organisatie, wat leidt tot niet-uniforme eigenschappen door de stellage 14. De omgekeerde kristal colloïdale (ICC) 14 steiger is een zeer georganiseerde 3D ​​scaffold voor celcultuur die voor het eerst in de vroege jaren 2000 werd geïntroduceerd. unieke structuur van de steiger kan worden toegeschreven aan het eenvoudige fabricageproces onder toepassing van een colloïdaal kristal, een geordende rooster van colloïdale deeltjes met variabele diameter. In het kort, om het proces te vatten, deeltjes zijn netjes gerangschikt en gloeien met behulp van warmte om een ​​rooster te vormen. De uitloging van dit rooster door een organisch oplosmiddel, in een gepolymeriseerde hydrogel leidt tot hexagonaal gepakte bolvormige holten 15 met een groot oppervlak. Deze sterk geordende scaffold is eerder gemaakt met zowel synthetische als natuurlijke materialen, inclusief maar niet beperkt tot, poly (acrylamide) 16-21, poly (melkzuur-co-glycolzuur) 15,22-30, Poly (ethyleenglycol) 31,32, poly (2-hydroxyethylmethacrylaat) 21,33-35, 36-39 en chitosan. ICC scaffolds van non-fouling materialen vaak cellulaire sferoïden binnen de holten 14,23,40 bevorderen. Meerdere celtypen is aangetoond succesvol prolifereren, differentiëren en functie binnen deze configuratie, waaronder chondrocyten 41, beenmergstromacellen 42 en stamcellen 43,44. Hepatocyt betrekking hebben studies uitgevoerd met ICC scaffolds uit Na 2 SiO 3 en poly (acrylamide), maar geen PEG. Met eenvoudige bioconjugatie strategieën (dat wil zeggen, amine koppeling door middel van EDC / NHS), kunnen ECM eiwitten geconjugeerd PEG-gebaseerde steigers worden vervaardigd, die kan blijken te zijn meer mobiele bindingsplaatsen naar een meer in vivo-achtige omgeving en de leverfunctie te verbeteren. In dit manuscript en de bijbehorende video, we detail de fabricage van het ICC steigergebruik poly (ethyleenglycol) diacrylaat (PEGDA) hydrogel en een polystyreen microsfeer rooster, geoptimaliseerd voor hepatocarcinoma (Huh-7,5) cultuur. We tonen de verschillen tussen het algemeen klevend kale PEGDA ICC scaffolds en de met collageen beklede PEGDA ICC scaffold qua steiger topologie en celprestaties. Levensvatbaarheid van de cellen en functie zijn kwalitatief en kwantitatief gemeten om Huh-7.5 cel gedrag te beoordelen.

<table><tbody><tr><td>0.2 ml PCR tube</td><td>Axygen Scientific</td><td>PCR-02D-C</td><td>Boil-proof</td></tr><tr><td>Gorilla Glue</td><td>Gorilla Glue, Inc.</td><td>Depends on vendor. This was purchased from a local store.</td><td></td></tr><tr><td>Glass slides</td><td>VWR</td><td>631-1575</td><td>Dimensions: 24&times;60 mm2</td></tr><tr><td>Polystyrene spheres</td><td>Fisher Scientific</td><td>TSS#4314A</td><td>Diameter = 140 &micro;m; 3x104 particles per milliliter and 1.4% size distribution</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Merck</td><td>1.00983.1011</td><td>absolute for analysis EMSURE; Dilute to 70% with Milli-Q water</td></tr><tr><td>Ultrasonic Bath</td><td>Elma</td><td>S10H</td><td>Equiment</td></tr><tr><td>Furnace</td><td>Nabertherm</td><td>N7/H</td><td>Equipment</td></tr><tr><td>200 &micro;l pipette tip</td><td>Axygen Scientific</td><td>T-210-Y-R-S</td><td></td></tr><tr><td>Rocking shaker</td><td>VWR</td><td>444-0142</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylene Glycol (PEG)</td><td>Merck</td><td>1.09727.0100</td><td>Mw= 4 kDa; acrylation of PEG monomers and purification of the resulting precipitate produces a PEGDA macromer with Mw = 4.6&nbsp;kDa</td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Beckman Coulter</td><td>392932</td><td>Equipment</td></tr><tr><td>Acrylate-Poly(Ethylene Glycol) - Succinimidyl Valerate</td><td>Laysan Bio</td><td>ACRL-PEG-SVA-3400-1g</td><td>Mw = 3.4 kDa</td></tr><tr><td>2-hydroxy-4'-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenone</td><td>Sigma Aldrich</td><td>410896</td><td></td></tr><tr><td>Vortex</td><td>VWR</td><td>58816-123</td><td>Equipment</td></tr><tr><td>Microcentrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5404 000.413</td><td></td></tr><tr><td>Paraffin Film</td><td>Parafilm M&nbsp;</td><td>#PM996</td><td>Kept at 9" with allows intensity of 10.84&nbsp;mW/cm2</td></tr><tr><td>Bluewave 200 UV spotlight</td><td>Blaze Technology&nbsp;</td><td>120008, 122300</td><td></td></tr><tr><td>Tetrahydrofuran (THF)</td><td>Merck</td><td>107025</td><td></td></tr><tr><td>Orbital shaker</td><td>Heidolph</td><td>543-123120-00-5</td><td></td></tr><tr><td>Collagen Type I</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C3867-1VL</td><td>From rat. 1x, w/o CaCl2 &amp; MgCl2; pH = 7.2</td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline (PBS)</td><td>Gibco</td><td>20012-027</td><td>16% W/V AQ. 10 x 10&nbsp;ml</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>VWR</td><td>43368.9M</td><td>Equipment</td></tr><tr><td>Freezone 4.5 freeze drier</td><td>Labconco</td><td>7750020</td><td>Equipment</td></tr><tr><td>Sputter coater</td><td>Jeol Ltd.</td><td>JFC-1600</td><td>Equipment</td></tr><tr><td>Scanning Electron Microscope</td><td>Jeol Ltd.</td><td>JSM 5310</td><td></td></tr><tr><td>Anti-mouse primary antibodies against Collagen type I</td><td>Abcam</td><td>ab6308</td><td></td></tr><tr><td>Anti-mouse secondary antibody conjugated with Alexa Fluor 488</td><td>Life Technologies</td><td>A21121</td><td></td></tr><tr><td>Plate, Tissue Culture 24 Well, Flat Bottom (Nunclon)&nbsp;</td><td>Bio-Rev PTE LTD</td><td>3820-024</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle's Medium(DMEM) 2.5 g/L Glucose w/ L-Gln</td><td>Lonza</td><td>12-604F</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td><td>Gibco</td><td>A15-151</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin (P/S)</td><td>Life Tchnologies</td><td>15140-122 E</td><td></td></tr><tr><td>100 mm Corning non-treated culture dishes</td><td>Sigma Aldrich</td><td>CLS430591</td><td></td></tr><tr><td>0.25% Trypsin-EDTA</td><td>Gibco</td><td>25200-056</td><td>Equipment; 37&nbsp;&deg;C, 5% Humidity</td></tr><tr><td>Forma Steri-Cycle CO2 Incubators</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>371</td><td></td></tr><tr><td>Hausser Bright-Line Phase Hemacytometer</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>02-671-6</td><td></td></tr><tr><td>Live/Dead Viability/Cytotoxicity Kit for mammalian cells</td><td>Life Technologies</td><td>L3224&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>CCK-8 Assay</td><td>Dojindo Laboratories</td><td>CK04-11</td><td>Monosodium-salt reagent (MSR)</td></tr><tr><td>Infinite 200 PRO microplate reader&nbsp;</td><td>Tecan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Albumin Human ELISA kit</td><td>Abcam</td><td>ab108788</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Bio-Rad</td><td>#1610407</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2153-50G</td><td></td></tr><tr><td>Anti-mouse primary antibodies (against CYP3A4, albumin)</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-53850; sc-271605</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Life Technologies</td><td>D3571</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 555 labeled Phalloidin</td><td>Life Technologies</td><td>A34055</td><td></td></tr><tr><td>Trizol</td><td>Life Technologies</td><td>15596-026</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>VWR</td><td>22706.326</td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>67-63-0</td><td></td></tr><tr><td>DPEC water</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>AM9916</td><td></td></tr><tr><td>Nanodrop 2000c Spectrophotometer</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>ND-2000</td><td></td></tr><tr><td>iScript Reverse Transcription Supermix&nbsp;</td><td>Bio-Rad Laboratories</td><td>1708840</td><td></td></tr><tr><td>SYBR select Master Mix for CFX</td><td>Life Technology</td><td>4472937</td><td></td></tr><tr><td>Primers (to be chosen)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CFX96 Real-Time System, C-1000 Touch Thermal Cycler</td><td>Bio Rad Laboratories</td><td>SOFT-CFX-31-PATCH&nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

fabricage van inverted colloïdaal crystal poly (ethyleen glycol) steiger: een drie-dimensionale cultuur van de cel platform for liver tissue engineering

Fabrication of Inverted Colloidal Crystal Poly(ethylene glycol) Scaffold: A Three-dimensional Cell Culture Platform for Liver Tissue Engineering

Het vermogen om hepatocytfunctie handhaven in vitro, met het oog op het testen van cytotoxiciteit xenobiotica, bestuderen virusinfectie en ontwikkeling van geneesmiddelen gericht op de lever, is een platform waarin cellen een gedegen biochemische en mechanische signalen. Recente leverweefsel technische systemen zijn driedimensionale (3D) steigers samengesteld uit natuurlijke of synthetische hydrogels gebruikt, gezien hun hoge waterretentie en hun vermogen om de mechanische stimuli die nodig zijn door de cellen. Er is toenemende interesse in de omgekeerde colloïdale kristal (ICC) scaffold is een recent; hoge ruimtelijke organisatie homotypische en heterotypische cel interacties, en cel-extracellulaire matrix (ECM) interactie mogelijk maakt. Hierin beschrijven we een protocol bij het ICC schavot te fabriceren met behulp van poly (ethyleen glycol) diacrylaat (PEGDA) en het deeltje uitspoeling methode. In het kort wordt een rooster gemaakt van microsfeer deeltjes, waarna een pre-polymer wordt toegevoegd, goed gepolymeriseerd, en de deeltjes worden vervolgens verwijderd of uitgeloogd, onder toepassing van een organisch oplosmiddel (bijvoorbeeld tetrahydrofuran). De ontbinding van het rooster resulteert in een zeer poreus schavot met gecontroleerde poriën en interconnectivities waarmee media om cellen gemakkelijker te bereiken. Deze unieke structuur stelt hoog specifiek oppervlak voor de cellen te hechten aan en eenvoudige communicatie tussen poriën, en de mogelijkheid het bekleden van de PEGDA ICC scaffold eiwitten vertoont een duidelijk effect op celprestatie. We analyseren de morfologie van de steiger en de hepatocarcinoma cel (Huh-7,5) gedrag inzake levensvatbaarheid en functie om het effect van ICC structuur en ECM coatings verkennen. Kortom, dit document geeft een gedetailleerde protocol van een nieuwe steiger die brede toepassingen in tissue engineering, met name lever tissue engineering heeft.

De representatieve resultaten voor de structurele karakterisering van het ICC steiger en de vergelijking van de werkzaamheid elk ICC schavot staat in het kweken van hepatocyten worden getoond en toegelicht. De ICC scaffold gebruikte omstandigheden zijn voorspelbaar collageen bekledingen van 0 ug / ml (Blank), 20 ug / ml (Collageen 20), 200 ug / ml (Collageen 200) en 400 ug / ml (Collageen 400) en de eerste huh-7.5 cel zaaien nummer is 1x10 6. <p class="jove_content" fo:kee...

Dit manuscript presenteert een gedetailleerd protocol voor de fabricage van een opkomend driedimensionaal hepatocytencultuurplatform, het omgekeerde colloïdale kristal-scaffold, en de bijbehorende technieken om hepatocytengedrag te beoordelen. De grootte-controleerbare poriën, interconnectiviteit en de mogelijkheid om extracellulaire matrixeiwitten te binden aan het poly(ethyleenglycol) (PEG)-scaffold verbeteren de prestaties van Huh-7.5-cellen.

Fabricage van Inverted Colloïdaal Crystal Poly (ethyleen glycol) Steiger: Een drie-dimensionale Cultuur van de Cel Platform for Liver Tissue Engineering

The ability to maintain hepatocyte function in vitro, for the purpose of testing xenobiotics&#39; cytotoxicity, studying virus infection and developing ...

Het algemene doel van deze procedure is het vervaardigen van PEG-gebaseerde omgekeerde colloïdale kristalsteigers met een extracellulaire matrix voor toepassingen in leverweefselengineering. Leverweefselengineering is een veelbelovend vakgebied binnen de weefselengineering en regeneratieve geneeskunde. We creëren een 3D-engineered steiger die levercellen in staat stelt om hun functie gedurende een lange periode te behouden.De implicaties van deze techniek strekken zich uit tot geneesmiddelentesten, aangezien levercellen die met dit systeem zijn gekweekt hun functie mogelijk langer behouden en beter reageren op medicatie. Hoewel deze methode inzicht kan bieden in tissue engineering, kan deze ook worden toegepast op andere systemen, zoals systemen die gebruikmaken van stamcellen. De procedure zal worden gedemonstreerd door Hitomi, een promovendus uit mijn laboratorium.Om de mallen voor de micro-beads voor te bereiden, knip eerst de uiteinden van hittebestendige microcentrifugebuisjes van 0.2 milliliter af op het niveau van 40 µL. Gebruik waterbestendige lijm om de bovenkant van de afgeknipte buisjes op glazen microscoopdekglaasjes te plakken en lijm vervolgens rondom de mallen. Vervang daarna het water in een vial met polystyreen microsferen door 70% ethanol.Plaats de bolloysing in een ultrasoonbad en soniceer het mengsel gedurende drie minuten op 30 watt om de geaggregeerde bollen los te maken. Zodra de microsferen zijn voorbereid, pipetteert u 100 µL ethanol in elk van de vormen. Snijd vervolgens vier millimeter van de bovenkant van een 200 µL pipetpunt af en gebruik deze om tweemaal 25 µL van de polystyreenmicrosferen in de vorm te pipetteren.Plaats de mallen op een kippende schudmachine en stel deze in op 120 RPM. Laat de monsters een nacht op de schudmachine staan. Plaats de mallen de volgende dag onder een microscoop en controleer of de sferen hexagonaal geordend zijn.Laat de ethanol gedurende twee nachten bij kamertemperatuur verdampen. Plaats vervolgens het complex van mal en kraaltjes voorzichtig gedurende zes uur in een oven van 130 degrees Celsius om de polystyreenkraaltjes te annealen en het negatief van het 3D-steigerformaat te vormen. Synthetiseer eerst polyethyleenglycoldiacrylaat-macromeren met behulp van gevestigde protocollen zoals beschreven in deze twee referenties.Bereid vervolgens een 50% oplossing van PEGDA in gedeïoniseerd water en centrifugeer het mengsel totdat het volledig is opgelost. Voeg voor scaffolds geconjugeerd aan extracellulaire matrix een extra 10% krill olie PEG NHS toe aan de 50% PEGDA-oplossing. Bereid daarna een 20% stamoplossing van de foto-initiator in 70% ethanol.Voeg 50 µL van de foto-initiatoroplossing toe per milliliter van het PEGDA-mengsel. Vortex vervolgens het mengsel gedurende één minuut. Pel daarna de vormen van de glazen objectglazen af, duw de roosters voorzichtig uit met een spatel en plaats ze in aparte centrifugebuisjes van 1,5 ml.Pipetteer 300 microliters van de PEGDA-oplossing in elke buis en centrifugeer de buizen vervolgens zodat de PEGDA-oplossing in het polystyreenrooster kan infiltreren. Verwijder daarna het rooster met een pincet uit de buis en dep voorzichtig het overtollige PEGDA-oplossing van het oppervlak. Plaats het rooster op met paraffinefolie bedekt glas, met het vlakke, cirkelvormige oppervlak naar boven gericht.Stel het steiger vervolgens vijf minuten bloot aan ultraviolet licht van 365 nanometer met behulp van een UV-spotlamp. Plaats ongeveer tien gepolymeriseerde PEGDA-kristalroosters in een nieuw flacon en voeg 20 milliliters THF toe. Schud de flacons zes uur lang op een orbitale schudmachine bij 300 RPM.Verwijder het vial elke één tot twee uur en vervang het polymeerbevattende oplosmiddel door vers THF. Voeg na de laatste spoeling water toe aan de gebruikte THF-oplossing om te controleren of de PS-bolletjes volledig zijn opgelost. Als de oplossing wit is, voer dan extra spoelingen uit totdat de oplossing transparant is.Om de scaffolds te steriliseren, bereidt u een microcentrifugebuis van 50 milliliter voor met twee milliliters 70% ethanol per scaffold en plaatst u de scaffolds met een spatel in de buis. Laat de scaffolds één uur weken in ethanol. Giet na één uur de ethanol voorzichtig af en vervang deze door een gelijk volume steriele PBS.Centrifuge vervolgens de scaffolds om eventuele luchtbellen te verwijderen. Bewaar de gecentrifugeerde scaffolds bij vier graden Celsius en haal ze elke één tot twee uur uit de centrifuge om de oplossing te vervangen door verse PBS. Na enkele wisselingen van PBS worden de scaffolds die gecoat moeten worden in collageen verwijderd en geplaatst in een buis met één milliliter collageen type one per te coaten scaffold.Centrifugeer de buis vervolgens zoals voorheen en schud de scaffolds daarna 30 minuten bij 400 RPM op een orbitale schudder. Bewaar de scaffolds een nacht bij vier graden Celsius. Kweek hepatocarcinoma-cellen in 100 millimeter cellenkweekschalen met 10 milliliters kweekmedium.Vervang het medium elke drie dagen totdat de celdichtheid 75 tot 80% van het cultivoppervlak bereikt. Wanneer de cellen klaar zijn, worden de scaffolds met de vlakke zijde naar boven toe voorzichtig in een 24-well plaat geplaatst. Spoel vervolgens elk scaffold af met twee milliliters PBS.Suig de PBS af en voeg twee milliliter groeimedium toe aan de scaffolds. Verwijder na 30 minuten het medium en laat de scaffold een uur drogen. Oogst vervolgens de hepatocarcinoomcellen met de trypsine-digestiemethode.Verwijder na het pelleten van de cellen het supernatant en resuspendeer de pellet zodat er één miljoen cellen per 25 µL aanwezig zijn. Pipetteer langzaam 25 µL van de celsuspensie direct bovenop elk scaffold. Dek vervolgens de plaat af en plaats deze gedurende de nacht in de incubator.Breng vervolgens de scaffolds voorzichtig over naar een nieuwe 24-wells plaat en pipetteer twee milliliters medium in elke well voordat de plaat terug in de incubator wordt geplaatst. Hier wordt een scanning-elektronenmicroscoopopname van de scaffold getoond. Deze bestaat uit een hexagonaal dichtstgepakte rangschikking van poriën met een gemiddelde diameter van 100 tot 105 microns, die verbindingen vormen met de naburige poriën die hoofdzakelijk een diameter hebben tussen 35 en 40 microns.Wanneer hepatocarcinoomcellen werden gezaaid, groeiden en prolifereerden de cellen op de scaffolds die vooraf waren gecoat met collageen type I, maar breidden ze zich in aantal niet uit op de onbehandelde scaffolds. Bovendien vertoonden de hepatocarcinoomcellen op de met collageen gecoate scaffolds een grotere celfunctie op een concentratieafhankelijke wijze. Op dag 14 secreteerden de hepatocarcinoomcellen die waren gekweekt in de ICC-scaffolds gecoat met 400 µg/mL meer dan drie keer zoveel albumine als de cellen die waren gekweekt in de onbehandelde scaffold.Bij het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om erop te letten dat de polystyreenbolletjes in het rooster correct zijn gerangschikt. Een gebrekkige rangschikking leidt tot een slechte onderlinge verbondenheid, wat de celactiviteit nadelig kan beïnvloeden. Na het bekijken van deze video zou u een goed inzicht moeten hebben in hoe u cel-geïnfiltreerde, op PEG gebaseerde omgekeerde colloïdale kristalskelets met een coating kunt vervaardigen.Vergeet niet dat het werken met tetrahydrofuraan gevaarlijk kan zijn en dat er altijd voorzorgsmaatregelen moeten worden genomen tijdens het uitvoeren van deze procedure, zoals het werken in een zuurkast en het dragen van handschoenen en een veiligheidsbril.

fabrication-inverted-colloidal-crystal-poly-ethylene-glycol-scaffold

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bio-engineering

Beschrijven we een chip-gebaseerde platform voor de drie-dimensionale kweken van cellen in micro-bioreactoren. Een chip kan maximaal huis tot 10 miljoen. cellen die kunnen worden geteeld onder nauwkeurig omschreven voorwaarden met betrekking tot stroming, zuurstofspanning enz. in een steriele, gesloten circulatie lus.

Chip-op basis van drie-dimensionale Cultuur van de Cel in doorbloed Micro-bioreactoren

Voor het creëren van hoog georganiseerde structuren van complex weefsel, moet men meerdere materiaal- en celtypen samenvoegen tot een geïntegreerd composiet. Dit combinatoire ontwerp bevat orgaanspecifieke gelaagde cellagen met twee verschillende biologisch afgeleide materialen die een sterke vezelachtige matrixbasis bevatten, en endotheelcellen voor het bevorderen van de vorming van nieuwe bloedvaten.

Tissue engineering: Bouw van een Meercellige 3D Steiger voor de levering van Layered Cell Sheets

Het weefsel-specifieke extracellulaire matrix (ECM) is een sleutelmediator van celfunctie. Dit artikel beschrijft werkwijzen voor het synthetiseren van zuiver ECM afgeleide schuimen en microdragers die stabiel in cultuur zonder de noodzaak voor chemische verknoping voor toepassingen in geavanceerde 3D in vitro celkweekmodellen of pro-regeneratieve bioscaffolds.

Fabricage van extracellulaire matrix-afgeleide schuimen en microdragers Weefsel-specifieke Cell Cultuur en Delivery Platforms

Dit protocol beschrijft de fabricage van elastische 3D macroporeuze microcryogels door de integratie van microfabrication met cryogelation-technologie. Bij het laden met cellen, worden 3D-microtissues gegenereerd, die kan gemakkelijk ingespoten in vivo om regeneratieve therapie of geassembleerd tot arrays voor in vitro high-throughput drug screening.

3D Microtissues voor injecteerbare regeneratieve therapie en High-throughput Drug Screening

Hier presenteren we een protocol voor 3D-cultuur systemen bij het zelf monteren van peptide steigers ter bevordering van de differentiatie van dedifferentiated menselijke articulaire chondrocyten in kraakbeen-achtig weefsel.

Kweken van zoogdiercellen in driedimensionale Peptide steigers

Dit protocol presenteert een 3D biomimetisch model met bijbehorend fibrotisch stromaal compartiment. Bereid met fysiologisch relevante hydrogels in verhoudingen die de biofysische eigenschappen van de stromale extracellulaire matrix nabootsen, een actieve bemiddelaar van cellulaire interacties, tumorgroei en uitzaaiingen.

Een biomimetisch model voor leverkanker om tumor-stroma-interacties te bestuderen in een 3D-omgeving met afstembare bio-fysische eigenschappen

Leverziekten worden veroorzaakt door vele oorzaken die fibrose of cirrose bevorderen. Transplantatie is de enige optie om de gezondheid te herstellen. Gezien de schaarste aan transplanteerbare organen moeten echter alternatieven worden onderzocht. Ons onderzoek stelt de implantatie van collageensteigers in leverweefsel voor vanuit een diermodel.

Driedimensionale collageenmatrixsteigerimplantatie als leverregeneratiestrategie

Het huidige protocol optimaliseert de lever in situ perfusie / decellularisatie en twee-foton microscopie methoden om een betrouwbaar platform te creëren om de dynamiek van extracellulaire matrix (ECM) remodellering tijdens niet-alcoholische steatohepatitis (NASH) te visualiseren.

3D-beeldvorming van de extracellulaire levermatrix in een muismodel van niet-alcoholische steatohepatitis

Organoïden revolutioneren gepersonaliseerde weefselmodellering voor orgaanontwikkeling, medicijnontdekking en ziekteonderzoek. De voortgang in organoïdengineering leidt tot het creëren van ingewikkelde synthetische weefsels. Het doel is om morfogenese, assembloïdtechnologie en biomatrices te integreren om weefselengineering te bevorderen. Dit protocol helpt bij het modelleren van leverorganogenese en het vaststellen van richtlijnen voor de constructie van synthetisch weefsel.

In Vitro Cultuurtechnieken voor het Modelleren van Lever Organogenese, het Bouwen van Assembloids en het Ontwerpen van Synthetisch Weefsel met behulp van Menselijk Cellijnen

Dit protocol presenteert een geoptimaliseerde tweestaps collagenase-leverperfusietechniek in een rattenmodel en toont het gebruik van geïsoleerde hepatocyten voor in vitro langdurige kweek van 3D-organoïden.

Perfusie van rattenlever en isolatie van primaire hepatocyten: een oude procedure die cruciaal is voor geavanceerde 3D-organoïdencultuur

Leer de fabricage van PEG-gebaseerde inverted colloïdaal crystal scaffolds voor leverweefselengineering. Deze methode ondersteunt hepatocyten om hun functie langdurig te behouden voor verbeterd geneesmiddelonderzoek.

Fabricage van Inverted Colloïdaal Crystal Poly (ethyleen glycol) Steiger: Een drie-dimensionale Cultuur van de Cel Platform for Liver Tissue Engineering (Video) | JoVE Journal

Fabricage van Inverted Colloïdaal Crystal Poly (ethyleen glycol) Steiger: Een drie-dimensionale Cultuur van de Cel Platform for Liver Tissue Engineering

Meer video's verkennen