Name: Toepassing van een lage stroom digitale anesthesiesysteem voor muizen en ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
Description: Leer een digitaal laagstroomanesthesiesysteem met spuitgedreven verdeler voor muizen en ratten toe te passen. Deze methode biedt veilige, efficiënte en nauwkeurige verdoving met minimale isofluraanconsumptie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De auteurs hebben geen erkenningen.

Alle studies werden in overeenstemming met de regelgeving en institutionele richtlijnen afgerond. Het dier aspecten van deze studie werden geëvalueerd door de Kent Scientific Corporation Animal Use Program, door de Purdue Animal Care en gebruik Comite (PACUC) goedgekeurd en uitgevoerd in overeenstemming met de Gids voor de Zorg en gebruik van proefdieren 22. Opmerking: de low-flow digitale anesthesie systeem dat wordt gebruikt in dit protocol is uitgerust met een geïntegreerde saturatiemeter. 1. Stel de Low-flow Anesthesie-systeem met geïntegreerde Pulsoximeter <ol><li> Voor Isofluraan Delivery <ol><li> Selecteer een drager gasbron. Om de interne luchtpomp gebruiken, schroeft Inlet Port op de rug, waardoor de interne pomp om de instroom kamer lucht. </li><li> Sluit koolstoffilter om de haven uit te putten. </li><li> Sluit de Y-adapter aan op de voorkant van de lage stroom, digitaal anesthesie-systeem. Gebruik de kleurgecodeerde clips aan de witte takken aan te sluiten op tHij neuskegel en blauw takken op de inductie kamer. </li><li> Sluiten witte clip klemmen en open blauwe klem klemmen aan directe luchtstroom naar de kamer. </li><li> Selecteer 2 ml spuit. </li></ol></li><li> Voor Fysiologische Monitoring, met behulp van de geïntegreerde Pulsoximeter <ol><li> Sluit de pulsoxymeter poot sensor-poort aan de achterkant van de low-flow anesthesie-systeem, met het label &quot;AUX&quot;. </li></ol></li></ol> 2. Configureer de instellingen <ol><li> voor Anesthesia <ol><li> Zet de anesthesie-systeem, en toegang tot het Set Up menu. Druk op instellen om toegang te krijgen tot het hoofdmenu&gt; Anesthesie&gt; Instellingen in het rood. </li><li> Kies het anestheticum. Druk op Set Up to Type Anest markeren in het rood. Gebruik de Up en Down pijlen om Isofluraan selecteren. </li><li> Stel de spuit grootte. Druk op Set Up om Syr Grootte te markeren. Gebruik de Up en Down pijlen om een ​​2 ml injectiespuit te selecteren. </li><li> Stel de lege positie. Druk op Set Up om highlight Stel Lege in het rood. Beveiligde lege, volledig ingedrukt glazen spuit in de spuitpomp retention blok door het plaatsen van de spuit zodat de spuit Holding klem zit op de metalen kraag van de spuit. Druk op de omhoog of omlaag om de Pusher Blok verplaatsen, zodat de Pusher Block maakt licht contact met de bovenkant van de zuiger. Druk op select om lege positie in te stellen. </li><li> Druk op Set Up te markeren verwijderen in het rood. Verwijder de spuit en vul de spuit met isofluraan met behulp van de fles top adapter. </li><li> Sluit de spuit aan de anesthesie-systeem. </li><li> Prime de verdoving levering slang. Druk op Set Up aan premier Tube in het rood te markeren. Druk op Down totdat de narcose reist door de spuit en in de zwarte fitting op de verdamper blok. </li><li> Inschakelen anesthesie. Druk op Set Up te markeren inschakelen in het rood. Gebruik de pijlen omhoog en omlaag om Ja te selecteren. Druk op Run / Back om terug te keren naar het hoofdmenu. </li><li> Selecteer eenir aanbod en minuut volume. Druk op Set Up to Air Supply in het rood te markeren. Gebruik de Up en Down pijlen om Interne Pomp te selecteren. Druk op Set Up om Minute Vol in het rood te markeren. Stel debiet tot 250 ml / min. </li></ol></li><li> Voor Fysiologische Monitoring <ol><li> Stel de minimale gedetecteerde hartslag Muis (240). Druk op instellen om toegang te krijgen tot het hoofdmenu&gt; MouseStat. Gebruik omhoog en omlaag om minimale hartslag in te stellen. </li></ol></li></ol> 3. Begin Anesthesia Delivery <ol><li> Induceren de muis <ol><li> Druk op Run / twee keer Terug naar run modus te gaan en beginnen met de luchtstroom. </li><li> Plaats de muis in de inductie kamer, sluiten van het deksel stevig. Pas het anestheticum Concentratie knop naar 3%. </li><li> Controleren totdat de muis de gewenste vlak van anesthesie, bepaald door meer verlies van evenwicht heeft bereikt. Pas het anestheticum Concentratie als dat nodig is. </li><li> Zodra het dier verliest zijn oprichtreflex eennd voldoende verdoofd, draai de Anesthesia concentratie draaiknop om 0%. De auteurs hebben eerder gevonden dat het toestaan ​​van de luchtstroom naar de inductie kamer 30-60 sec voldoende om de kamer te zuiveren zonder omkeren van de verdoving diepte 1 te spoelen. </li><li> Snel te openen de witte klemmen om de lucht direct naar het gezichtsmasker, en sluit de blauwe klemmen leidt tot de inductie kamer. </li><li> Open de kamer uit de buurt van onderzoeker, verwijdert u de muis, en onmiddellijk plaats de neuskegel. </li><li> Centreer het dier op een infrarood verwarmingskussen, ingesteld op lichaamstemperatuur op 37 ° C te houden via een rectale sonde op een terugkoppellus. </li><li> Wanneer de muis is stabiel op de neuskegel, aan te passen aan de concentratie van isofluraan tot 1,5% of als nodig is voor onderhoud door het draaien van de anestheticum Concentratie draaiknop. </li><li> Verminder minuut volume voor het onderhoud. Het minimum debiet om het dier te ondersteunen is gelijk aan 1,5-2,2 maal minuut volume van het dier (voor een 30 g muis,ten minste 52 ml / min). Raadpleeg de instructies van de fabrikant voor een aanbevolen debiet instellen die specifiek zijn voor de neuskegel stijl en waar nodig aan te passen. Druk op instellen om toegang te krijgen tot het hoofdmenu, en druk op Set Up totdat Minute Vol is gemarkeerd in het rood. Gebruik de Up en Down pijlen om doelwit stroom aan te passen. Druk op Run / Back om terug te keren naar het hoofdscherm. </li><li> Bevestig de diepte van de anesthesie, zoals bepaald door een gebrek aan terugtrekking reflex tijdens een interdigitale snuifje. Toepassing oogzalf om de ogen te voorkomen droogheid tijdens anesthesie. </li></ol></li></ol> 4. Begin Fysiologische Monitoring <ol><li> Plaats de sensor op pad van de achterpoot. Plaats de sensor, zodat het rode lampje onder de poot en verlicht de poot. Gebruik de pijlen omhoog en omlaag op het scherm om de oxiwave weer te geven. Het dier is nu veilig verdoofd met behulp van een lage stroom, spuit-gedreven, digitale verdamper. </li></ol> 5. Verwijder de Animal <ol><li> Zet de ... uitAnesthesia Delivery. <ol><li> Om de levering van verdoving te stoppen, zet anestheticum Concentratie knop naar Min (of 0%) en dierlijke verwijderen uit gezichtsmasker. </li><li> Bewaken van de muis tijdens de anesthesie herstel. Zodra de muis volledig ambulant is geworden, terug naar de kooi. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).</li>
<li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modern+Anaesthesia+Vapourisers%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+J+Anaesth%22%5BJournal%5D)">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).</li>
<li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCarroll%2C+G+%22Small+Animal+Anesthesia+and+Analgesia%22">Small Animal Anesthesia and Analgesia</a>. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Lumb+and+Jones%27+veterinary+anesthesia+and+analgesia%22">Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia</a>. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).</li>
<li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Vet+Res%22%5BJournal%5D)">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).</li>
<li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcKelvey%2C+DH+%22Veterinary+Anesthesia+and+Analgesia%22">Veterinary Anesthesia and Analgesia</a>. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).</li>
<li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aThomas%2C+J+%22Anesthesia+and+Analgesia+for+Veterinary+Technicians%22">Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians</a>. , 4th ed, Mosby. St. Louis, MI. 335(2011).</li>
<li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+P+%22Laboratory+animal+anaesthesia%22">Laboratory animal anaesthesia</a>. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).</li>
<li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Brit+J+Anaesth%22%5BJournal%5D)">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).</li>
<li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physical+principles+and+maintenance%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthetic+equipment%22%5BJournal%5D)">Physical principles and maintenance.</a> Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).</li>
<li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li>
<li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li>
<li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-regulated+automated+anesthesia+%28Abstract%29%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Clin.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).</li>
<li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+%28Anaconda%29+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anes+Analg%22%5BJournal%5D)">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li>
<li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li>
<li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane%3A+a+new+dimension+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anes+Analg%22%5BJournal%5D)">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).</li>
<li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li>
<li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Anim%22%5BJournal%5D)">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Pharm+Bull%22%5BJournal%5D)">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li>
<li>Voightsverger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sevoflurane+ameliorates+gas+exchange+and+attenuates+lung+damage+in+experimental+lipopolysaccharide-induced+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury.</a> Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).</li>
<li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGarber%2C+J+%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals</a>. , 8th edn, The National Academic Press. Washington DC. (2011).</li>
</ol>

Dit project werd gesteund met apparatuur en de financiering van Kent Scientific Corporation, de American Heart Association om CJ Goergen (SDG18220010), en Purdue University. De auteurs Krista Bigiarelli en Irina Toore zijn medewerkers van Kent Scientific Corporation dat de apparatuur die wordt gebruikt in dit artikel oplevert. Open access publicatie van dit artikel wordt gesponsord door Kent Scientific Corporation.

De digitale low-flow anesthesiesysteem kan de gebruiker daadwerkelijk muizen tegen zeer lage stroomsnelheden verdoven zonder het gebruik van gecomprimeerd gas. Dit verschilt sterk van standaard passieve vaporizers, waarin meestal een gecomprimeerd brongas minimaal debiet van ongeveer 500 ml / min. Standard vaporizers gebruiken wijzerplaten die precisie tussen gradaties missen, en zij moet jaarlijks worden onderhouden om de nauwkeurigheid te behouden. Een spuit gedreven verdoving systeem kan een bepaalde concentratie van het verdovingsmiddel te leveren tegen de ingestelde stroom om de exacte benodigde snelheid van de injectiepomp te berekenen. Routine kalibraties zijn overbodig, wat resulteert in extra kosten en tijd te besparen. De aanbevolen minimale debiet aan een dier op een niet-rebreathing circuit te handhaven is 1,5-2,2 maal minuut volume van het dier. De stroomsnelheid van 100 ml / min gebruikt in deze studie boven deze minimale voldoende verdoving leveren aan de dieren. Het debiet settings cruciaal zijn voor deze anesthesie afgiftetechniek het debiet direct gerelateerd aan de hoeveelheid isofluraan voor een gegeven tijdsbestek. Wanneer bij lage stroomsnelheden, kan deze techniek de hoeveelheid isofluraan vereist tijdens gebruik sterk verminderen, terwijl het dier toch effectief 1,19-21 verdoofd. Nieuwe apparatuur kosten tussen de traditionele vaporizers en low-flow digitale vaporizers zijn vergelijkbaar. De digitale low-flow anesthesie systeem heeft de mogelijkheid om ofwel isofluraan of sevofluraan te leveren. Dit elimineert de noodzaak voor aangewezen isofluraan en sevofluraan precisie vaporizers, het verminderen van de initiële kosten voor apparatuur voor groepen met beide anesthetica. Recent verschenen vergelijkingen tussen verdamper technologieën hebben kostenbesparingen gesuggereerd verloop van tijd bij gebruik van een low-flow digitale verdamper 1,19,20. De resultaten van deze vergelijkingen kan worden gebruikt om potentiële kostenbesparingen benaderen de loop van een jaar. AlsSuming normaal gebruik de instellingen van een week uitgevoerd in 2 uur stappen, 5 dagen voor 52 weken, zal een traditionele isofluraan vaporizer 3.8 L van isofluraan, of twaalf 250 ml flessen verbruikt. Een lage-stroom digitale vaporizer gebruikt dezelfde frequentie zou verbruiken slechts 0,32 L of twee 250 ml flessen. Koolstoffilter consumptie is ook verminderd. Ervan uitgaande dat elke bus heeft 50 g weggevangen afvalgas, zal een traditionele verdamper ongeveer 21 houtskool bussen te vullen in de loop van een jaar. Ter vergelijking, een low-flow digitale vaporizer vereist 6 of minder. Een traditionele verdamper zou ongeveer 5 grote gasflessen per jaar, elk nodig met een capaciteit van 9.500 L. De interne luchtpomp, beschikbaar in sommige modellen van digitale low-flow vaporizers, elimineert de noodzaak voor samengeperste gas. Als samengeperst gas zou worden gebruikt, zou het systeem slechts 1 cilinder per jaar 1 gebruiken. De techniek kan worden aangepast op basis van behoefte. Low-flow digitale vaporizers kan de gebruiker narcose diepte snel en nauwkeurig passen. Als de narcose diepte moet worden verhoogd of verlaagd, kan de gebruiker het verdovingsmiddel concentratie te verhogen in stappen van 0,1% met de draaiknop aan de bovenzijde van het systeem. Het debiet kan ook worden aangepast als dat nodig is tijdens de gehele procedure. Dit protocol maakt gebruik van een 2 ml spuit, maar grotere spuit maten zijn beschikbaar voor langere procedures. De interne luchtpomp biedt gebruikers de mogelijkheid om dieren te verdoven zonder dat een gecomprimeerde gasbron. Voor procedures die samengeperst gas of extra zuurstof, heeft de gebruiker de mogelijkheid om een ​​gasbron naar de low-flow systeem aan te sluiten in plaats van omgevingslucht. De gebruiker kan doorgaan met de geselecteerde lucht bron te leveren gedurende de hele procedure, of kan schakelen tussen de interne pomp en een samengeperst gas bron als dat nodig is. Bijvoorbeeld kan de gebruiker het systeem ingesteld kamerlucht leveren via de interne pomp tijdens inductie en onderhoud, maar leveren aanvullende oxygen tijdens het herstel. Hoewel er vele voordelen aan het gebruik van een lage stroom digitale vaporizer, zijn er beperkingen. Omdat een flush klep niet is opgenomen, handmatig spoelen van de kamer met schone lucht vóór de opening is de enige manier om de inductie kamer te zuiveren. Dit systeem is ontworpen voor gebruik bij slechts lage stroomsnelheden en maakt anesthesie niet leveren boven debiet van 800 ml / min, waarbij traditionele vaporizers kan met capaciteiten tot 10 l / min. Dit specifieke systeem is daarom alleen geschikt voor kleine diersoorten. Bovendien, het bezit is minder verdovingsmiddel vergelijking met een traditionele vaporizer. Er kunnen situaties waarin de injectiespuit moet worden gevuld tijdens een procedure. Echter, kunnen vertragingen tijdens het bijvullen worden verminderd door pre-vullen van een tweede spuit in de buurt om de lege injectiespuit te vervangen. Spuiten met een volume tot 10 ml zijn beschikbaar om de noodzaak van spuiten vullen mid-procedure te verminderen. Tenslotte, in tegenstelling tot traditionele verdamper, de lage-flow digitale verdamper vereist elektriciteit. Accu&#39;s zijn beschikbaar voor gebruik in gevallen waar elektrische stroom niet beschikbaar is of in het geval van een stroomstoring. Eerdere studies hebben aangetoond dat lage-stroom digitale systemen verbruiken minder isofluraan, dragergas en houtskool canisters opzichte van een traditioneel anesthesiesysteem 1,19,20. De vermindering van de weggevangen verdoving gas kan ook een vermindering van verspilling verdoving gas te identificeren, hoewel verdere werkzaamheden nodig is in deze gebieden. Infrarood spectroscopie gas kan worden gebruikt voor het bewaken afval isofluraan productie en dosimeter kentekens kunnen worden gebruikt om de blootstelling aan isofluraan laboratoriumpersoneel toekomstige vergelijkingen kwantificeren. Samengevat zal deze techniek voor anesthesie afgifte gunstig voor die optreden knaagdier anesthesie dankzij betere veiligheid, werkzaamheid en precisie ten opzichte van traditionele systemen.

Er zijn veel precisie vaporizers beschikbaar voor diergeneeskundig gebruik die werken tussen debieten van 0,5-10 l / min 2. Deze debieten zijn niet ideaal voor knaagdieren, zoals het bereik is hoog in vergelijking met hun kleine luchtwegen minuut volume. Hoge stroomsnelheden worden niet aanbevolen bij de veterinaire praktijk als gevolg van hun bevordering van onderkoeling en uitdroging van de luchtwegen 3,4. Bovendien hebben veel gemeenschappelijke veterinaire vaporizer fabrikant handleidingen waarschuwen dat hoge stroomsnelheden een toename van het optreden van tegendruk schommelingen kunnen veroorzaken. Ook is gebleken dat vele standaard vaporizers onnauwkeurig onder stroomsnelheden van 500 ml / min, en dit percentage wordt beschouwd als een minimumdebiet veterinair gebied 5-7. Een dier kan worden gehandhaafd op een T-stuk circuit of aangepast bain circuit met behulp van een debiet zo laag als minuut volume 1,5-2,2 maal het dier 8-10. Deze stroomsnelheden worden beschouwd sufficient om rebreathing verlopen gassen te voorkomen en te voorkomen dat een verhoging van het bloed koolstofdioxideconcentraties 8. Met deze stroomsnelheid aanbeveling, zou een 30 g muis met een stroomsnelheid zo laag als 52 ml gehandhaafd / min, bijna tien keer minder dan de gangbare 500 ml / min minste een traditionele vaporizer. Terwijl een traditionele vaporizer afhankelijk gasstroom en atmosferische druk passieve verdoving verdamping, een directe injectie vaporizer meet de totale verse gasstroom en injecteert de damp direct in de gasstroom 2. Sommige directe injectie vaporizers maken gebruik van een injectiespuit pomp verdoving toe te dienen in de gasstroom. Gecomputeriseerde besturingselementen kunnen deze systemen automatisch de spuit pompsnelheid het vloeistofvolume middel om de gewenste concentratie te bereiken van anestheticum injecteren. Injectiespuit aangedreven vaporizers zijn en goedgekeurd voor klinische en pediatrisch gebruik en vele vergelijkbare configuraties worden beschouwd alsesthetische behoud van apparaten in de klinische praktijk 11-16. Kort na de goedkeuring ervan, werden verdoving behoudend apparaten met injectiepomp verdampers aangepast voor gebruik in dierstudies 8,17,18. In tegenstelling tot een traditionele verdamper, is een directe injectie systeem met behulp van een injectiespuit pomp niet beperkt door een minimum debiet om de nauwkeurigheid te behouden. Daarom is deze technologie is geschikt voor gebruik in knaagdieren anesthesie wanneer dit anderszins lage stroomsnelheden nodig zijn. De voordelen en mogelijke kostenbesparingen in verband met deze verdamper ontwerp inspireerde de ontwikkeling van nieuwe anesthesie-systemen speciaal ontworpen voor knaagdieren 1,19,20. Dit nieuwe systeem omvat ook een ingebouwde luchtpomp, zodat de gebruiker verdooft zonder een gecomprimeerde gasbron. Als extra voordeel is het systeem vooraf gekalibreerd voor gebruik met zowel isofluraan en sevofluraan. Met de introductie van deze vaporizer technologie op het gebied proefdier, it is nu mogelijk om kleine proefdieren verdoven met stroomsnelheden dichterbij aanbevolen niveaus zonder dat samengeperste gas.

<table><tbody><tr><td>Anesthetic Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Bevat anti-spill, anti-damp flesdopadapter; Y-adapter slang; houtskool scavenging filter</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulsoximeter &amp; Hartslagmonitor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-MSTAT-Module</td><td>Geïntegreerd in SomnoSuite</td></tr><tr><td>MouseSTAT Muispootsensor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>MSTAT-MSE</td><td></td></tr><tr><td>2 ml glazen spuit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Laaggeprijsde Inductiekamer, 0,5 L</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0705</td><td></td></tr><tr><td>Laaggeprijsde Gezichtsmasker, extra klein</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0304</td><td></td></tr><tr><td>Dierdverwarming</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite Fysiologisch Monitoring Systeem met RightTemp Homeothermisch Opwarmen</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>Bevat infrarood opwarmkussen, rectale sonde en kussentemperatuursonde</td></tr><tr><td>Anesthetische Middelen en Medicijnen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluraan (250 ml fles)</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Puralube Oogzalf</td><td>Perrigo</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

toepassing van een lage stroom digitale anesthesiesysteem voor muizen en ratten

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Een traditionele verdamper is afhankelijk van stromend gas en atmosferische druk voor passieve verdamping van anesthetica. Nieuw ontwikkelde directe injectieverdampers gebruiken een spuitpomp om vluchtige anesthetica rechtstreeks in een gasstroom toe te dienen. In tegenstelling tot een traditionele verdamper kan deze worden gebruikt bij zeer lage stroomsnelheden, waardoor het ideaal is voor gebruik op muizen en ratten.
De mogelijkheid van het apparaat om lage stroomsnelheden te gebruiken, kan resulteren in aanzienlijke kostenbesparingen vanwege de verminderde behoefte aan anesthesiemiddelen, gecomprimeerd gas en koolfilters1. Een lagere stroomsnelheid betekent minder verspilling van anesthesiegas en vermindert waarschijnlijk het risico van blootstelling aan anesthesiemiddelen voor laboratoriumpersoneel. Daarom zijn de hoge mate van precisie en veiligheid die geassocieerd zijn met directe injectieverdampers, samen met een verminderde behoefte aan anesthesiemiddelen, gecomprimeerd gas en koolfilters, gunstig voor onderzoek dat anesthesie bij kleine dieren vereist.
Het doel van dit protocol is om het gebruik van een spuitgedreven directe injectieverdamper aan te tonen als onderdeel van een digitaal, laag-flow anesthesiesysteem. De directe injectieverdamper is in staat om nauwkeurig anesthesie te leveren bij zeer lage stroomsnelheden in vergelijking met een traditionele verdamper, waardoor het een veelbelovende alternatief is voor gecontroleerde gasanesthesietoediening aan knaagdieren.

Dieren 3 adult C57 / BL6NTac vrouwelijke muizen (Taconic, leeftijd 6-7 weken, gewicht 15 +/- 1 g) werden verdoofd en onderhouden met 1,3-1,5% isofluraan tijdens de hartslag, zuurstofverzadiging, en ademhaling werden gecontroleerd. Alle muizen werden muizen ziektekiemen vrije zoals bepaald door routine vendor testen voor de aankomst van de faciliteit. De dieren waren gehuisvest in groep in microisolation kooien en voorzien van gratis toegang tot de standaard knaagdieren chow en water per fles. isofluraan Usage De low-flow anesthesie meet de hoeveelheid verdovingsmiddel die nog in de spuit gedurende het gebruik. Het volume in de injectiespuit, zoals gemeten door het anesthesiesysteem, werd genoteerd als het dier werd overgebracht naar de neus, en opnieuw aan het einde van de aanhoudingsperiode. Het uiteindelijke volume wzoals afgetrokken van het oorspronkelijke volume tot de hoeveelheid verdovingsmiddel verbruikt tijdens de onderhoudsperiode (figuur 1) te kwantificeren. fysiologische parameters Hartslag, SpO 2 en ademhalingsfrequentie werden gecontroleerd tijdens onderhoudswerkzaamheden via pulsoxymetrie (figuren 2-4). De lichaamstemperatuur werd op 37,5 ° C via een infrarood opwarming pad gehandhaafd. Elke muis werd met succes gehouden bij lage stroomsnelheden van 100 ml / min ruimtelucht onder een chirurgische vlak van anesthesie gedurende 60 min, zoals bepaald door een gebrek aan terugtrekking reflex van een interdigitale knijpen. De muis werd niet wakker of te reageren op interdigitale snufjes gedurende de onderhoudsperiode met tussenpozen toegepast. De dieren hartslag (figuur 2), bloedzuurstof (figuur 3), en ademhalingssnelheid (figuur 4) bleef relatsluitend stabiel gedurende het onderzoek. Als gevolg van dier en de sensor positionering, de ademfrequentie signaal van de muis 1 en Mouse 3 was intermitterend en de meting werd onderbroken. Bij het positioneren van het dier is ingesteld, het signaal verbeterd en de gemeten ademfrequentie was vergelijkbaar met anderen op vergelijkbare tijdstippen. De lage-stroom digitale anesthesie gebruikte gemiddeld 0,63 ml isofluraan tijdens de 60 min van de onderhoudsperiode (figuur 1). <img alt="Figuur 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> Figuur 1:.. Isofluraan Gebruik De hoeveelheid isofluraan gebruikt in ml voor drie verschillende muizen gedurende 1 uur van de anesthesie onderhoud met behulp van de digitale low-flow anesthesie-systeem <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a> Figuur 2:.. Hartslag De hartslag van de drie muizen in slagen per minuut (bpm) 5-60 min na de eerste verdoving inductie met de digitale low-flow anesthesie-systeem <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a> <img alt="figuur 3" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> Figuur 3:.. Zuurstofverzadigingsbereik Het bloed zuurstofverzadiging niveaus (%) van de drie muizen 5-60 min na de eerste verdoving inductie met de digitale low-flow anesthesie-systeem <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a> Figuur 4:.. Ademhaling Rate De ademhaling van de drie muizen in ademhalingen per minuut (bpm) 5-60 min na de eerste verdoving inductie met de digitale low-flow anesthesie-systeem <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>

Hier presenteren we een protocol om anesthetisch gas veiliger en efficiënter toe te dienen aan muizen met behulp van een digitaal, laag stroomverbruik anesthesiesysteem dat gebruikmaakt van een door een spuit aangedreven directe injectieverdamper.

Toepassing van een lage stroom digitale anesthesiesysteem voor muizen en ratten

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Dit protocol demonstreert het gebruik van een door een spuit aangestuurde directe injectie-vaporizer als onderdeel van een digitaal anesthethesiesysteem met een lage flow. De directe injectie-vaporizer dient anesthetica nauwkeurig toe bij zeer lage flow rates in vergelijking met een traditionele vaporizer, waardoor het een veelbelovend alternatief is voor gecontroleerde toediening van anesthetica aan knaagdieren. Er zijn veel precisievaporizers beschikbaar voor veterinair gebruik die werken tussen 5 en 10 liter per minuut.Deze stroomsnelheden zijn niet ideaal voor knaagdieren, aangezien het bereik ruim boven hun kleine respiratoire minutievolume ligt. Het belangrijkste voordeel van deze vaporizer is dat een dier met een neusconus in stand kan worden gehouden met een stroomsnelheid die slechts 1 1/2 maal het minutievolume van het dier bedraagt. Zo kan een muis van 30 gram in stand worden gehouden bij een stroomsnelheid van slechts 52 milliliters per minuut.Selecteer eerst een dragergasbron. Om de interne luchtpomp te gebruiken, draait u de achterste inlaatpoort los, zodat de interne pomp omgevingslucht kan aanzuigen. Sluit vervolgens een houtskoolfilter aan op de uitlaatpoort.Sluit vervolgens de toevoerslang aan op het anesthesiesysteem. Gebruik de kleurgecodeerde klemmen om de aftakkingen voor de neuskegel en de inductiekamer aan te geven. Open de klemmen om de luchtstroom naar de kamer te leiden.Voor fysiologische monitoring sluit u de pootsensor van de pulsoximeter aan op de achterzijde van het low-flow anesthesiesysteem. Zet het low-flow anesthesiesysteem aan om de instellingen te configureren. Ga naar het menu Anesthesia Setup en kies isofluraan.Stel vervolgens de spuitmaat in door op Set Up te drukken om Syringe Size te markeren. Gebruik de directionele knoppen om een spuit van twee milliliter te selecteren. Het is belangrijk om een spuit van de juiste maat te gebruiken voor uw dier en de duur van de procedure.Dit systeem is compatibel met spuiten van twee, vijf en 10 milliliter om diverse toepassingen te faciliteren. Stel, na het selecteren van de spuitmaat, de nulpositie van de spuit in. Bevestig vervolgens de lege, volledig ingedrukte glazen spuit in het retentieblok voor spuiten.Plaats de spuit zodanig dat de klem op de metalen kraag van de spuit rust. Stel het duwblok af zodat het licht contact maakt met de bovenkant van de zuiger van de spuit. Sla de nulpositie op.Verwijder de spuit. Vul deze vervolgens met isofluraan met behulp van de flesadapter. Plaats de spuit na het vullen terug in het retentieblok en bevestig de toevoerbuis.Prime vervolgens de toedieningsslangen voor het anestheticum door op de richtingsknoppen te drukken. Het systeem zal de spuit indrukken totdat het anestheticum in het vaporizerblok is gestroomd. Het is belangrijk om de spuit niet te veel te primen.Zodra alle instellingen zijn gemaakt, activeert u de toediening van anesthesie. Selecteer vervolgens de luchttoevoer op kamerlucht en het minutevolume op 250 milliliters per minute. Stel voor de fysiologische monitoring de minimale gedetecteerde hartslag in op Mouse.Start de luchtstroom om de muis te anesthetiseren. Plaats de muis in de inductiekamer, sluit het deksel stevig en stel de draaiknop voor de concentratie van het anestheticum in op 3%. Bewaak de muis totdat het gewenste vlak van anesthesie is bereikt, bepaald door het verlies van de rightingreflex. Zodra het dier voldoende is geanesthetiseerd, draait u de knop voor de concentratie van het anestheticum naar 0%. Open vervolgens de klemmen om de luchtstroom naar de neusconus te leiden en sluit de klemmen die naar de inductiekamer leiden.Haal de muis uit de kamer en plaats deze onmiddellijk op de neuskegel. Plaats het dier vervolgens in het midden van een infrarood verwarmingskussen, ingesteld om de lichaamstemperatuur op 37 °C te houden via een rectale probe met een feedbacklus. Pas, terwijl de muis op de neuskegel is geplaatst, de concentratie isofluraan aan naar 1,5%. Verminder nu het minutevolume om de anesthesie in stand te houden.Bevestig de diepte van de anesthesie door vast te stellen dat er geen terugtrekreflex optreedt tijdens een interdigitale knijptest. Breng oogsalf aan in de ogen om uitdroging tijdens de anesthesie te voorkomen. Start de fysiologische monitoring door de sensor op het kussentje van de achterpoot te plaatsen.Positioneer de sensor zodanig dat het rode licht de poot verlicht. Toon de oxiwave om het sensorsignaal te visualiseren. Draai de knop voor de concentratie van het anesthetische middel naar Minimum om 0% toe te dienen en verwijder het dier uit de neuskegel.Houd de muis nauwgezet in de gaten tijdens het herstel van de anesthesie. Zodra de muis volledig mobiel is, kan deze terug in de kooi worden geplaatst. Deze figuur toont de hoeveelheid isofluraan in milliliters die is gebruikt voor drie verschillende vrouwelijke C57 Black 6-muizen van zes tot zeven weken oud gedurende één uur van anesthesie-onderhoud met behulp van het digitale low-flow anesthesiesysteem.Vanwege de lage stroomsnelheden verbruikte de digitale verdamper met spuitenpomp voor lage stromingen minder dan één milliliter isofluraan gedurende één uur. De hartslag van de drie muizen, gemeten in slagen per minuut met behulp van pulsoximetrie van vijf tot 60 minuten na inductie, wordt hier getoond. De hartslagen van de dieren bleven relatief stabiel en consistent gedurende de onderhoudsperiode.Deze figuur toont de zuurstofsaturatieniveaus van de drie muizen over dezelfde tijdsperiode. Tot slot wordt hier de ademhalingsfrequentie van de muizen in ademhalingen per minuut getoond tussen vijf en 60 minuten na inductie met het digitale low-flow anesthesiesysteem. De interne luchtpomp biedt gebruikers de mogelijkheid om dieren te anestheseren zonder dat er een gecomprimeerde gasbron vereist is.Voor procedures waarbij samengeperst gas of supplementaire zuurstof vereist is, heeft de gebruiker de mogelijkheid om een gasbron aan de low-flow vaporizer aan te sluiten in plaats van lucht te gebruiken. Low-flow syringe-driven vaporizers zijn in staat tot debieten van slechts 10 milliliters per minuut, terwijl ze nauwkeurige anesthetische concentraties afleveren. Deze techniek is daarom gunstig voor groepen die narcose bij knaagdieren uitvoeren, vanwege de verbeterde veiligheid, effectiviteit en precisie ten opzichte van traditionele systemen.

use-of-a-low-flow-digital-anesthesia-system-for-mice-and-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

We beschrijven een werkwijze om drugs te richten op het centrale zenuwstelsel door of implanteren van een katheter of het uitvoeren van een bolus injectie in de rechter laterale ventrikel in muizen. Wij richten ons specifiek op de levering van antisense oligonucleotiden. Deze techniek gemakkelijk aanpasbaar aan andere drugs en ratten.

Directe Intraventriculaire levering van drugs aan het knaagdier centrale zenuwstelsel

Non-straatverbod EEG radiotelemetrie is een waardevolle methodologische benadering om in vivo langdurige electroencephalograms opnemen van vrij bewegende knaagdieren. Deze gedetailleerde protocol beschrijft stereotaxische epidurale en diepe intracerebrale elektroden plaatsing in verschillende hersengebieden om betrouwbare opnames van CNS ritmiek en CNS gedragsstoornissen stadia te verkrijgen.

Non-straatverbod EEG radiotelemetrie: Epidurale en Deep intracerebrale Stereotaxische EEG Elektrodeplaatsing

Dit document leest de gebruikers van in vivo de scanners van de micro-berekend tomografie (µCT) hoe anesthetize, correct positie en de hind-limb van een rat voor minimale bewegingen beperken tijdens hoge resolutie beeldvorming van het scheenbeen. Het resultaat is een hoge kwaliteitsbeelden dat kunnen worden verwerkt om te bot-microarchitectuur nauwkeurig te kwantificeren.

Juiste positionering en terughoudendheid van een Rat Hind-Limb voor gerichte hoge resolutie beeldvorming van bot met behulp van de Micro-architectuur In Vivo Micro-berekend tomografie

Deze studie beschrijft een vereenvoudigde chirurgische ingreep en techniek voor het uitvoeren van cavernous zenuwstimulatie met het isolement van de zenuw-elektrode complex met siliconen lijm en meting van de intracavernous druk.

Cavernous zenuwstimulatie en opname van Intracavernous druk in een Rat

Dit protocol beschrijft implantatie van een glas venster op het ruggenmerg van een muis om visualisatie te vergemakkelijken door intravital microscopie.

Implantatie van de laminectomie en het ruggenmerg in de muis

Intratracheal (IT) toediening van experimentele agentia bij muizen resulteert vaak in asymmetrische afgifte aan de distale longen.  In dit rapport beschrijven we een directe intrabronchiale (IB) benadering om elke Long in levende muizen niet-operatief te cannuleren.  Deze aanpak kan worden gebruikt om agenten selectief te beheren tot één Long of kan worden aangepast om de symmetrische agent levering aan beide longen te verbeteren.

Directe Intrabronchiale toediening om de selectieve depositie van de agent binnen de muis Long te verbeteren

Hier presenteren we een protocol om veilig en effectief verdovingsgas toe te dienen aan muizen met behulp van een digitaal anesthesiesysteem met lage stroom met geïntegreerde beademings- en fysiologische monitoringmodules.

Gebruik van een geïntegreerd low-flow verdovende middelen, ventilator en fysiologisch bewakingssysteem voor knaagdieren

Hier presenteren we een protocol dat de techniek en noodzakelijke controles demonstreert voor Laser Doppler perfusiebeeldvorming om de bloedstroom in de achterpoten van de muis te meten.

Laser Doppler Perfusion Imaging in de hindlimb van de muis

We presenteren een protocol om de hersenstam van volwassen muizen van de ventrale kant bloot te leggen. Door een gradiënt-brekingsindexlens met een miniatuurmicroscoop te gebruiken, kan calciumbeeldvorming worden gebruikt om de activiteit van inferieure olijfneurale somata in vivo te onderzoeken.

In vivo Calcium beeldvorming in muis inferieure olijf

Dit protocol beschrijft een methode voor het verkrijgen van stabiele resting-state functionele magnetische resonantie beeldvorming (rs-fMRI) gegevens van een rat met lage dosis isofluraan in combinatie met lage dosis dexmedetomidine.

Verwerving van resting-state functionele magnetische resonantie beeldvormingsgegevens in de rat

Leer een digitaal laagstroomanesthesiesysteem met spuitgedreven verdeler voor muizen en ratten toe te passen. Deze methode biedt veilige, efficiënte en nauwkeurige verdoving met minimale isofluraanconsumptie.

Toepassing van een lage stroom digitale anesthesiesysteem voor muizen en ratten

Meer video's verkennen