Name: Methoden voor de isolatie, Cultuur en functionele karakterisering van de sinusknoop Myocytes van volwassen muizen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 32 s
Description: Leer de isolatie van sinusknoopmyocyten uit volwassen muizen voor elektrofysiologische en beeldvormende experimenten. Deze methode maakt onderzoek naar hartpacemakerfunctie en ionstromen mogelijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wij danken Dr. Christian Rickert voor het kritische lezen van het manuscript. Dit werk werd ondersteund door een subsidie van het National Heart Lung and Blood Institute (R01-HL088427) aan CP. EJS werd ondersteund door 5T32-AG000279 van het National Institute on Aging. De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijk de officiële standpunten van de National Institutes of Health.

Alle dierlijke procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met protocollen door de Institutional Animal Care en gebruik Comite van de Universiteit van Colorado Anschutz Medical Campus goedgekeurd. Het standaardprotocol hieronder is geoptimaliseerd met gebruikmaking van mannelijke C57BL / 6J muizen van 2-3 maanden oud. 1. Bereid Solution Voorraden en Supplies in Advance of Experiments OPMERKING: Raadpleeg Materialen Tabel voor de noodzakelijke apparatuur en benodigdheden. <ol><li> Bereid 1 L elk van de volgende oplossingen zoals vermeld in Tabel 1: Volledige Tyrode, Laag Ca2 + / Mg2 + Tyrode&#39;s Modified Kraft-Brühe (KB) oplossing, en runderserumalbumine (BSA) oplossing. Gebruik ultrapuur gefilterd gedemineraliseerd water voor alle oplossingen. Verdeel elke oplossing in 50 ml porties en bewaar bij 20 ° C gedurende tot zes maanden. Ontdooi aliquot onmiddellijk voor experimenten en opslaan gedurende maximaal één week op 46; C. </li><li> Bereid 50 ml 10 mM NaCl en 1,8 mM CaCl 2 Aanpassing oplossing door oplossen NaCl en CaCl2 in ultrazuiver gefilterd gedeïoniseerd water (tabel 1). Bewaar bij kamertemperatuur gedurende maximaal zes maanden. </li><li> Bereid 4,75 enzymunit (U) monsters van elastase door pipetteren in microfugebuizen. Bewaar bij 4 ° C gedurende maximaal drie maanden. </li><li> Bereid 375 ug aliquots (in ultrapuur H 2 O) collagenase-protease mengsel pipetteren in microfugebuizen. Bewaar bij -20 ° C gedurende maximaal drie maanden. </li><li> Bereid twee brand gepolijste Pasteur pipetten, een voor weefsel overdracht (~ 1,5 mm uiteindelijke openingsdiameter Figuur 1Aiv en figuur 1C) en een voor dissociatie (~ 2 mm diameter Figuur 1Aiii en figuur 1C). <ol><li> Score Pasteur pipetten met een glazen mes en snap langs de score een opening groter dan de gewenste grootte te produceren. Brand-Pools de cut einde van elke pipet voor ~ 30-60 sec boven een kleine vlam op een bunsenbrander tot een dikke gepolijste muur en een opening van de gewenste diameter te produceren. Zorg ervoor dat de brand gepolijst opening vrij is van scheuren of ruwe randen. </li></ol></li><li> Bereid twee dissectie gerechten door het toevoegen van ~ 25 ml siliconenelastomeer gemengd volgens de aanwijzingen van de fabrikant voor elke 100 mm petrischaal (Figuur 1ai en figuur 1B). Laten uitharden bij kamertemperatuur gedurende 48 uur. </li><li> Voor cultuur alleen: bereiden 25-50 ml elk Plating Medium and Culture Medium volgens tabel 2 Store voor maximaal twee weken bij 4 ° C.. </li></ol> 2. Bereid Solutions om gebruikt te worden op de dag van de Cel Isolatie OPMERKING: De volgende bedragen zijn voor isolatie van sinoatrial myocyten van de ene muis. <ol><li> Voeg 2,5 ml Laag Ca2 + / Mg2 + Tyrode (pH 6,9) aan elk van drie kleine, rondbodem kweekbuiss. Plaats de buisjes in 35 ± 1 ° C waterbad. </li><li> Voeg 2,5 ml van Low Ca 2+ / Mg 2+ Tyrode om een grote ronde bodem cultuur buis. Om deze buis, voeg 1 portie (4,75 U) elastase en een aliquot (375 ug) collagenase-protease-enzym mengsel. Swirl te mengen. Plaats de buis in 35 ± 1 ° C waterbad. </li><li> Voeg 2,5 ml KB Middelgrote tot drie extra kleine, ronde bodem cultuur buizen en een extra grote, ronde bodem cultuur buis. Plaats de buisjes in 35 ± 1 ° C waterbad. </li><li> Voeg ~ 7 ml BSA oplossing voor een grote bottomed cultuur buis. Houd deze buis bij kamertemperatuur. </li><li> Plaats 20-40 ml oplossing Compleet Tyrode in een 50 ml bekerglas (figuur 1Aii). Voeg 10 USP / ml heparine, werveling te mengen, en zet de beker in de 35 ± 1 ° C waterbad. </li></ol> 3. Bereid Extra Solutions en Materialen voor gekweekte cellen (Sla deze stappen voor acuut geïsoleerde cellen) <ol><li>In een steriele weefselkweek kap, plaats twee 12 mm ronde glazen dekglaasjes per muis in individuele putjes van een 24-wells plaat. OPMERKING: De plaat met 24 putjes wordt gebruikt omdat de putjes een geschikte afmeting, die dient om het volume voor daaropvolgende virale infecties beperken. </li><li> Pipetteer ongeveer 200 ul van een 100 ng / ml oplossing van laminine muis verdund in steriele fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) op elk dekglaasje. </li><li> Incubeer dekglaasjes met laminine voor de duur van de isolatie (minimaal 1 uur) in een incubator bij 37 ° C. </li><li> Voorverwarmen het plaatmedium en kweekmedium (uit stap 1.7 en Tabel 3) tot 37 ° C. </li></ol> 4. sinusknoop Isolation <ol><li> In een chemische zuurkast, plaats een muis in een kamer van een twee-kamer doos en verdoven met ~ 200 ul vloeibare isofluraan ingebracht via een wattenstaafje in de andere kamer. Bevestig anesthesie (meestal binnen ~ 30-60 sec) met een teen knijpen. euthanaserenmuis door cervicale dislocatie. Opmerking: Een lege 1 ml pipetpunt box kan worden gebruikt om de doos twee-kamer te vormen; zet het rek op zijn kop in het vak aan de apart vak te creëren voor de isofluraan om de muis te voorkomen dat rechtstreeks in contact te brengen. </li><li> Verwijder bont van de borst met een schaar en transect ribbenkast naar de borstholte met behulp van externe weefsel pincet (Figuur 1Aviii) en dissectie schaar (figuur 1Avix) bloot te leggen. Baden de borstholte met ~ 2 ml met heparine met behulp van een overdracht pipet opgewarmd Compleet Tyrode. OPMERKING: Verder baden borstholte wanneer dat nodig is, niet toestaan ​​dat de voorbereiding te drogen. </li><li> Onder een microscoop ontleden, verwijder voorzichtig de longen en thymus met behulp van interne schaar (figuur 1Avi) en dissectie pincet (Figuur 1Avii). </li><li> Terwijl die zacht de apex van het hart met de interne dissectie pincet voorzichtig snijd de onderste vena cava en eenorta met de interne schaar om het hart van de borstholte te verwijderen. Breng het hart van een van de siliconen dissectie gerechten en baden met ~ 4 ml gehepariniseerd opgewarmd Volledige Tyrode met behulp van de pipet. </li><li> Orient het hart zodanig dat het achterste schepen zijn zichtbaar en naar boven, met de rechter atrium van het dier aan de rechterkant van de experimentator en de linker atrium aan de linkerkant van de experimentator. Eenmaal georiënteerd immobiliseren het hart door pinning door de apex in de silicone dissectie gerecht. </li><li> Zoek de groef tussen de ventrikels en de atria (wis ring boven de ventrikels). </li><li> De interne dissectie schaar, een insnijding in de groef, waarbij dichterbij dan de ventrikels de atria. Spoel de groove en insnijding met extra opgewarmd gehepariniseerde Compleet Tyrode als nodig is om een ​​duidelijk beeld van de atria en de kleppen mogelijk te maken. Verder langs de groef te snijden om de atria scheiden van de ventrikels. </li><li>Breng de atriale weefsel om de tweede siliconen dissectie gerecht en baden met ~ 3 ml opgewarmd gehepariniseerde Compleet Tyrode. </li><li> Orient het weefsel, zodat rechterboezem van het dier is nu aan de linkerkant van de experimentator, en de linker atrium is aan de rechterkant. OPMERKING: De rechter atrium is transparanter, terwijl de linker atrium heeft meer van een donker rode tint. </li><li> Speld de weefsel door de lagere en bovenste holle ader en de rechter en linker atriale aanhangsels, strekken de bereiding zachtjes. Verwijder alle resterende vet of ander weefsel een duidelijk beeld van het preparaat (let op niet in de atriale wand snijden, de sinusknoop heel gevoelig en kunnen gemakkelijk worden beschadigd) toe. </li><li> Open de voorste wand van de atria van het snijden door de holle ader. Re-positie van de pinnen als nodig is om de boezemtussenschot visualiseren. </li><li> Knip langs de boezemtussenschot naar links atrium te verwijderen. Re-speld de voorbereiding, stretching voorzichtig. </li><li> Verwijder thij gelijk hartoor en bevrijden de sinusknoop door te snijden langs de cristae terminalis, die verschijnt als een donker oranje streep grenst aan het hartoor. </li><li> Re-speld de nodale weefsel en snijd het lateraal (loodrecht op de crista terminalis) tot drie even grote strips produceren. </li></ol> 5. sinusknoop Spijsvertering <ol><li> Met de smalle vuur gepolijste pipet (figuur 1Aiv), breng de drie stroken sinusknoop weefsel in de eerste van drie kleine, ronde bodem buis met 2,5 ml laag Ca2 + / Mg2 + Tyrode in de 35 ± 1 ° C waterbad. Incubeer gedurende 5 min. </li><li> Overdracht weefselstrips de tweede kleine, ronde bodem buis met 2,5 ml laag Ca2 + / Mg2 + Tyrode in de 35 ± 1 ° C waterbad met dezelfde smalle pipet. Was het weefsel strips door voorzichtig zwenken de buis of door voorzichtig pipetteren met de smalle pipet. Niet invert de buis. </li><li> Transfer weefsel strips naar de derde kleine, ronde bodem buis met 2,5 ml lage Ca 2+ / Mg 2+ Tyrode, en herhaal de wasstap in stap 5.2 beschreven. </li><li> Transfer strips in de grote ronde bodem buis met 2,5 ml van een lage Ca 2+ / Mg 2+ Tyrode met enzymen (elastase plus collagenase-protease blend) in de 35 ° C waterbad. Zorg ervoor dat alle drie weefsel strips aanwezig zijn. Incubeer 10-15 minuten bij 35 ± 1 ° C. Meng elke 5 minuten onder voorzichtig schudden de buis. Niet keren de buis. </li></ol> 6. sinusknoop Myocyte Dissociatie <ol><li> Na enzymdigestie Gebruik de smalle vuur gepolijste pipet om de weefselstrips zacht overdracht aan de eerste kleine, ronde bodem buis met 2,5 ml KB-oplossing bij 35 ± 1 ° C. Was weefsel door voorzichtig schudden de buis. Opmerking: Tissue strips zullen enigszins doorschijnend verschijnen en kunnen samenklonteren bij This punt. Behandel heel voorzichtig na enzymatische afbraak te voorkomen dat cellen. </li><li> Breng het weefsel aan de tweede kleine ronde bodem buis met 2,5 ml KB bij 35 ± 1 ° C. Roer voorzichtig te wassen. </li><li> Breng het weefsel om de derde kleine ronde bodem buis met 2,5 ml KB bij 35 ± 1 ° C. Roer voorzichtig te wassen. </li><li> Breng het weefsel om de grote, ronde bodem buis met 2,5 ml KB bij 35 ± 1 ° C. </li><li> Met de grotere vuur gepolijste pipet (figuur 1Aiii en figuur 1C), dissociëren de cellen in de grote ronde bodem buis door trituratie constant op ongeveer 0,5-1 Hz gedurende 5-10 min, zorg ervoor dat de dissociatie buis ondergedompeld in het houden 35 ± 1 ° C waterbad en te voorkomen dat er luchtbellen in de oplossing. Opmerking: Wrijven varieert met de diameter van de dissociatie pipet en de kracht van pipetteren. Tijd moet worden ingesteld, dat het weefsel delen die bij tHij eind van de dissociatie verschijnen dunne, transparante en piekerig. Als weefsel behoudt elke kleur, de dissociatie waarschijnlijk onvolledig zijn. Frequentie (0,5-1 Hz) wordt bepaald met de hand. </li><li> Verwijder ronde bodem buis met SAMs gedissocieerd uit het waterbad en equilibreren bij kamertemperatuur gedurende 5 min. </li></ol> 7. sinusknoop Calcium Re-aanpassing (uitgevoerd bij kamertemperatuur) LET OP: Voor SAM voor cultuur experimenten bestemd, moeten de procedures in de volgende sectie worden uitgevoerd in een steriele weefselkweek kap. Als SAMs worden gebruikt voor acute experimenten, is het niet nodig om deze stappen in een steriele omgeving. <ol><li> Voeg 75 ul van NaCl / CaCl2 aanpassing oplossing (Tabel 2). Roer voorzichtig te mengen en incubeer gedurende 5 min. </li><li> Voeg 160 ul NaCl / CaCl2 aanpassing oplossing. Roer voorzichtig te mengen en incubeer gedurende 5 min. </li><li> Voeg 390 gl BSA solution (Tabel 2). Roer voorzichtig te mengen en incubeer gedurende 4 min. </li><li> Voeg 1,25 ml BSA oplossing. Roer voorzichtig te mengen en incubeer gedurende 4 min. </li><li> Voeg 4,37 ml BSA oplossing. Roer voorzichtig te mengen en incubeer gedurende 4 min. Opmerking: De uiteindelijke concentratie van calcium wordt 1,8 mM. </li><li> Naar aanleiding van calcium re-aanpassing, het verzamelen van SAM door toe te staan ​​om zich te vestigen door de zwaartekracht voor ~ 10 min of door centrifugeren bij ~ 2000 xg gedurende 3 min. <ol><li> Voor acuut geïsoleerde cellen voorzichtig verwijdert en weggooit ongeveer 5 ml van de supernatant met een glazen Pasteur pipet, waardoor cellen in een volume van ~ 2 ml. Bewaar de cellen bij kamertemperatuur gedurende maximaal 8 uur ~ patch clamp. </li><li> Voor gekweekte cellen, verwijder zoveel van de supernatant mogelijk met een steriele glazen Pasteur pipet. Hersuspenderen celpellet in 1 ml voorverwarmde (37 ° C) Plating Medium (tabel 2). </li></ol></li></ol> 8. Plating en Cultuur van sinuatriale Myocyten (Sla voor acuut geïsoleerde cellen) <ol><li> Verwijderen laminine oplossing uit stap dekglaasjes van 3,3 met een Pasteur pipet. Onmiddellijk zaad 500 ui (50-100 cellen) op beide laminine beklede dekglaasje (van stap 3). OPMERKING: De contractiele remmer 2,3- butaandion monoxime (BDM) is opgenomen in de platen en kweekmedia contractie, die attritie cellen 9 veroorzaakt voorkomen. </li><li> Zet de 24-well plaat met nieuw geplaatste SAMs naar de incubator en handhaven op 37 ° C in een atmosfeer van 95% lucht / 5% CO2. Een cel in staat zich te houden aan dekglaasjes voor 4-6 uur in plating media (tabel 2). </li><li> Verwijder voorzichtig Plating Medium met een steriele Pasteur pipet. Vervangen door 500 gl per putje van voorverwarmde (37 ° C) kweekmedium (tabel 2). </li></ol> 9. Adenovirale Transductie van Adult sinoatriale Myocyte Cultures (Sla voor acuut geïsoleerde cellen) <ol><li> Schatting aantal cells per dekglaasje onmiddellijk voordat adenovirus door het tellen van de cellen in een gezichtsveld onder een microscoop, correctie voor vergroting. Tel alle cellen, niet alleen SAM. </li><li> Verdun adenovirus in Medium 199 en stel de verdunning van het virale titer zodat toepassing van 1-10 gl is vereist om een ​​uiteindelijke multipliciteit van infectie (MOI) van 100 virale eenheden per cel bereikt. Voeg adenovirale oplossing in een druppelsgewijze direct op vergulde SAM. </li><li> Incubeer cellen met het virus bevattende medium &#39;s nachts (~ 12-14 uur). wisselen daarna met vers kweekmedium. Handhaaf cellen in incubator, veranderende cultuur medium elke 48 uur, tot de gewenste eiwit expressie wordt verkregen. </li></ol> 10. Functionele Evaluatie van acuut geïsoleerde of gekweekte SAM Opmerking: Het volgende protocol is een voorbeeld van functionele beoordeling van geïsoleerde SAMs met het amfotericine geperforeerde-patch techniek om zowel spontaan AP en I opnemen <sub&gt; f uit dezelfde cel (zie referentie 9). <ol><li> Bereid opname bereid zoals vermeld in Tabel 3. </li><li> Bereid een voorraadoplossing van 20 mg / ml amfotericine-B in DMSO vers op de dag van opname. Houd voorraad bij kamertemperatuur en bescherming tegen licht. Verdun amfotericine-B aandelen in intracellulaire oplossing tot een eindconcentratie van 200 ug / ml juist voor gebruik. Handhaving van de laatste pipet oplossing op ijs en bescherming tegen licht. OPMERKING: De amfotericine bevattende pipet oplossing experimenten moet vers uur door het verdunnen van een monster van de voorraadoplossing in de intracellulaire oplossing en vortexen gedurende ten minste 1 min worden bereid. </li><li> Breng een hoeveelheid van acuut gedissocieerde celsuspensie SAM of een fragment van glazen dekglaasje voorzien gekweekt SAMs een opname kamer bevattende oplossing Tyrode bij 35 ± 1 ° C. Perfuseren cellen met Tyrodes oplossing gedurende ten minste 2 minuten voor elektrofysiologische recordings om eventuele resten BDM overgebleven uit kweekmedium te verwijderen. OPMERKING: Spontane contracties moet duidelijk zijn onmiddellijk na overdracht aan de oplossing van de Tyrode. SAM voor opnames, kan worden geïdentificeerd door een combinatie van eigenschappen waaronder spontane contractiele activiteit kenmerkende morfologie (bijv. Figuur 2), gebrek aan strepen, expressie van HCN4 eiwit, aanwezig If stroom, membraancapaciteit &lt;50 pF en spontane AP met golfvormen dat een diastolische depolarisatie fase en een langzame opgaande slag bevatten. </li><li> Met behulp van borosilicaatglas pipetten met weerstanden van 1,5-3,0 MQ, vul de tip met intracellulaire oplossing ontbrak amfotericine door dompelen gedurende 10-30 sec. Dan back-vul de pipet met de amfotericine bevattende oplossing. Een GQ-cel bevestigd afdichting moet zo snel worden verkregen mogelijk. Als afdichting formatie moeilijk is, verhoogt u de tip-fill tijd. NB: De toegang weerstand moet continu wordenbewaakt na de vorming van de cel bevestigd seal, en opnames mogen alleen worden begonnen na het behalen van een stabiele toegang weerstand van &lt;10 MQ. </li><li> Om spontane AP&#39;s op te nemen, schakelt de versterker snel stroom-clamp mode met geen stroom injectie. Opmerking: 1 nM isoproterenol is opgenomen in de extracellulaire oplossing Tyrode bij het opnemen AP de vuursnelheid te stabiliseren, zoals eerder vermeld 10. </li></ol>

<ol><li>Irisawa, H., Noma, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pacemaker+currents+in+mammalian+nodal+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Pacemaker currents in mammalian nodal cells.</a> J Mol Cell Cardiol. 16 (9), 777-781 (1984).</li>
<li>DiFrancesco, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pacemaker+mechanisms+in+cardiac+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Physiol%22%5BJournal%5D)">Pacemaker mechanisms in cardiac tissue.</a> Annu Rev Physiol. 55, 455-472 (1993).</li>
<li>Mangoni, M., Nargeot, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genesis+and+regulation+of+the+heart+automaticity%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Genesis and regulation of the heart automaticity.</a> Physiol Rev. 88 (3), 919-982 (2008).</li>
<li>Lakatta, E. G., DiFrancesco, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+keeps+us+ticking%3A+a+funny+current%2C+a+calcium+clock%2C+or+both%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">What keeps us ticking: a funny current, a calcium clock, or both.</a> J Mol Cell Cardiol. 47 (2), 157-170 (2009).</li>
<li>Liao, Z., Lockhead, D., Larson, E., Proenza, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphorylation+and+modulation+of+hyperpolarization-activated+HCN4+channels+by+protein+kinase+A+in+the+mouse+sinoatrial+node%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">Phosphorylation and modulation of hyperpolarization-activated HCN4 channels by protein kinase A in the mouse sinoatrial node.</a> J Gen Physiol. 136 (3), 247-258 (2010).</li>
<li>Liao, Z., St Clair, J. R., Larson, E. D., Proenza, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myristoylated+peptides+potentiate+the+funny+current+%28I%28f%29%29+in+sinoatrial+myocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Channels%22%5BJournal%5D)">Myristoylated peptides potentiate the funny current (I(f)) in sinoatrial myocytes.</a> Channels. 5 (2), 115-119 (2011).</li>
<li>Larson, E. D., Clair, J. R. S., Sumner, W. A., Bannister, R. A., Proenza, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depressed+pacemaker+activity+of+sinoatrial+node+myocytes+contributes+to+the+age-dependent+decline+in+maximum+heart+rate%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Nat+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Depressed pacemaker activity of sinoatrial node myocytes contributes to the age-dependent decline in maximum heart rate.</a> Proc Nat Acad Sci. 110 (44), 18011-18016 (2013).</li>
<li>St. Clair, J. R., Liao, Z., Larson, E. D., Proenza, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PKA-independent+activation+of+I%28f%29+by+cAMP+in+mouse+sinoatrial+myocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Channels%22%5BJournal%5D)">PKA-independent activation of I(f) by cAMP in mouse sinoatrial myocytes.</a> Channels. 7 (4), 318-321 (2013).</li>
<li>St. Clair, J. R., Sharpe, E. J., Proenza, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Culture+and+adenoviral+infection+of+sinoatrial+node+myocytes+from+adult+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Culture and adenoviral infection of sinoatrial node myocytes from adult mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2015).</li>
<li>Clark, R. B., Mangoni, M. E., Lueger, A., Couette, B., Nargeot, J., Giles, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rapidly+activating+delayed+rectifier+K%2B+current+regulates+pacemaker+activity+in+adult+mouse+sinoatrial+node+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">A rapidly activating delayed rectifier K+ current regulates pacemaker activity in adult mouse sinoatrial node cells.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286 (5), H1757-H1766 (2004).</li>
<li>Mangoni, M., Nargeot, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Properties+of+the+hyperpolarization-activated+current+%28I%28f%29%29+in+isolated+mouse+sino-atrial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Properties of the hyperpolarization-activated current (I(f)) in isolated mouse sino-atrial cells.</a> Cardiovasc Res. 52 (1), 51-64 (2001).</li>
<li>Cho, H. S., Takano, M., Noma, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+electrophysiological+properties+of+spontaneously+beating+pacemaker+cells+isolated+from+mouse+sinoatrial+node%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">The electrophysiological properties of spontaneously beating pacemaker cells isolated from mouse sinoatrial node.</a> J Physiol. 550 (Pt 1), 169-180 (2003).</li>
<li>Rose, R. A., Lomax, A. E., Kondo, C. S., Anand-Srivastava, M. B., Giles, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+C-type+natriuretic+peptide+on+ionic+currents+in+mouse+sinoatrial+node%3A+a+role+for+the+NPR-C+receptor%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effects of C-type natriuretic peptide on ionic currents in mouse sinoatrial node: a role for the NPR-C receptor.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286 (5), H1970-H1977 (2004).</li>
<li>Rose, R. A., Kabir, M. G., Backx, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+Heart+Rate+and+Sinoatrial+Node+Function+in+Mice+Lacking+the+cAMP+Regulator+Phosphoinositide+3-Kinase-%5Cgamma%5C%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Altered Heart Rate and Sinoatrial Node Function in Mice Lacking the cAMP Regulator Phosphoinositide 3-Kinase-\gamma\.</a> Circ Res. 101 (12), 1274-1282 (2007).</li>
<li>Hua, R., Adamczyk, A., Robbins, C., Ray, G., Rose, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+patterns+of+constitutive+phosphodiesterase+activity+in+mouse+sinoatrial+node+and+atrial+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+ONE%22%5BJournal%5D)">Distinct patterns of constitutive phosphodiesterase activity in mouse sinoatrial node and atrial myocardium.</a> PloS ONE. 7 (10), e47652(2012).</li>
<li>Groenke, S., Larson, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+atrial-specific+knockout+of+sodium-calcium+exchange+eliminates+sinoatrial+node+pacemaker+activity%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+ONE%22%5BJournal%5D)">Complete atrial-specific knockout of sodium-calcium exchange eliminates sinoatrial node pacemaker activity.</a> PloS ONE. 8 (11), e81633(2013).</li>
<li>Torrente, A. G., Zhang, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Burst+pacemaker+activity+of+the+sinoatrial+node+in+sodium-calcium+exchanger+knockout+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Nat+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Burst pacemaker activity of the sinoatrial node in sodium-calcium exchanger knockout mice.</a> Proc Nat Acad Sci USA. 112 (31), 9769-9774 (2015).</li>
<li>Denyer, J. C., Brown, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rabbit+sino-atrial+node+cells%3A+isolation+and+electrophysiological+properties%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Rabbit sino-atrial node cells: isolation and electrophysiological properties.</a> J Physiol. 428 (1), 405-424 (1990).</li>
<li>Thum, T., Borlak, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Butanedione+monoxime+increases+the+viability+and+yield+of+adult+cardiomyocytes+in+primary+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Butanedione monoxime increases the viability and yield of adult cardiomyocytes in primary cultures.</a> Cardiovasc Toxicol. 1 (1), 61-72 (2001).</li>
<li>Borlak, J., Zwadlo, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+myosin+ATPase+inhibitor+2%2C3-butanedione+monoxime+dictates+transcriptional+activation+of+ion+channels+and+Ca%282%2B%29-handling+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Molec+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">The myosin ATPase inhibitor 2,3-butanedione monoxime dictates transcriptional activation of ion channels and Ca(2+)-handling proteins.</a> Molec Pharmacol. 66 (3), 708-717 (2004).</li>
</ol>

Dit document presenteert gedetailleerde protocollen voor de isolatie en de cultuur van volledig gedifferentieerde sinusknoop myocyten van volwassen muizen. De isolatie protocol produceert betrouwbaar spontaan actieve muis SAM geschikt voor zowel directe elektrofysiologische analyse of daaropvolgende cultuur. Soortgelijke protocollen zijn beschreven door vele andere groepen (zie bijvoorbeeld referenties 11,12,10,13-17). Echter, ons protocol voor het handhaven van volwassen muizen SAMs in vitro behoudt...

Pacemaker myocyten in de sinusknoop van het hart (sino-atriale myocyten &quot;SAM&quot;) genereren spontane ritmische actiepotentialen (AP&#39;s) die zich voortplanten door het myocardium elke hartslag in te leiden. Experimenten met acuut SAMs geïsoleerd van vele soorten zijn essentieel voor opheldering van mechanismen die bijdragen tot het genereren van pacemaker activiteit. SAMs zijn zeer gespecialiseerde hartspiercellen die aanzienlijk verschillen van hun tegenhangers in de atriale en ventriculaire myocardium qua morfologie, functie en eiwitexpressie. Het kenmerk van spontane AP SAMs in een spontane depolarisatie tijdens diastole dat de membraanpotentiaal drijft drempelwaarden aan de volgende AP 1,2 veroorzaken. Deze &quot;pacemaker potentieel&quot; hangt af van de gecoördineerde activiteit van de vele verschillende stromingen membraan met inbegrip van de &quot;funny huidige&quot; (I f), T- en L-type calcium stromingen, en de natrium-calciumuitwisselaar current (I NCX), die wordt aangedreven door Ca2 + vrijstelling uit het sarcoplasmatisch reticulum 3,4. Terwijl acuut geïsoleerde muis SAMs vormen een essentieel experimentele opstelling voor de studie van pacemaking, kan de isolatie van SAMs van muizen een uitdagende methode te nemen omdat de onduidelijke anatomie en de geringe afmetingen van de muis SAN een genuanceerd microdissectie en de gecombineerde enzymatische en mechanische vereist dissociatie van de cellen vereist een zorgvuldige optimalisatie. Wij bieden hier een gedetailleerde video demonstratie van een protocol dat met succes is gebruikt om de SAM isoleren van volwassen muizen voor patch clamp opnames 5-8. Voor zover wij weten, is er geen dergelijke visuele bewijs beschikbaar uit een andere bron. Daarnaast wordt een nieuwe methode gedemonstreerd waarbij SAMs geïsoleerd uit volwassen muizen in vitro kan worden gehandhaafd gedurende enkele dagen, waardoor de introductie van eiwitten toelaten, genetisch gecodeerdereporter moleculen of RNAi via adenovirale infectie 9.

<table><tbody><tr><td>Sylgruard/Elastomer Kit</td><td>Dow Corning</td><td>184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate 9" pasteur pipettes</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20C</td><td></td></tr><tr><td>Small, round bottomed culture tubes</td><td>Fisher Scientific</td><td>352059</td><td></td></tr><tr><td>Large, round bottomed culture tubes</td><td>Corning</td><td>14-959-11B</td><td></td></tr><tr><td>Elastase</td><td>Worthington Biochemical</td><td>LS002279</td><td></td></tr><tr><td>Liberase TM</td><td>Roche</td><td>5401119001</td><td>Weefseldissociatie oplossing</td></tr><tr><td>Heparine</td><td>SAGENT Pharmaceuticals&nbsp;</td><td>NDC 25021-400-10</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Laminin</td><td>Corning</td><td>CB-354232</td><td></td></tr><tr><td>12 mm ronde glazen deksels</td><td>Fisher&nbsp;</td><td>12-545-80</td><td></td></tr><tr><td>24-well kweekplaat</td><td>Fisher</td><td>08-772-1</td><td></td></tr><tr><td>Ad-mCherry</td><td>Vector Biolabs</td><td>1767</td><td></td></tr><tr><td>Ad-eGFP</td><td>Vector Biolabs</td><td>1060</td><td></td></tr><tr><td>Kunststof, wegwerp overdracht pipette</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro schaar</td><td>Fisher Scientific</td><td>17-467-496</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #4 Forceps</td><td>Roboz Instruments</td><td>RS-4904</td><td></td></tr><tr><td>Weefseltang</td><td>Roboz Instruments</td><td>RS-8164</td><td></td></tr><tr><td>Dissectie Iris Schaar</td><td>WPI, Inc.</td><td>501264</td><td></td></tr><tr><td>Dissectie Pins</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-20</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>71376</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>60128</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma</td><td>60353</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>54457</td><td></td></tr><tr><td>glucose</td><td>Sigma</td><td>G0350500</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma</td><td>C1016</td><td></td></tr><tr><td>taurine</td><td>Sigma</td><td>T0625</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>A2153</td><td></td></tr><tr><td>K-glutamaat</td><td>Sigma</td><td>G1501</td><td></td></tr><tr><td>K-aspartaat</td><td>Sigma</td><td>A6558</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Sigma</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>creatine</td><td>Sigma</td><td>C0780</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma</td><td>E3889</td><td></td></tr><tr><td>Mg-ATP</td><td>Sigma</td><td>A9187</td><td></td></tr><tr><td>Amphotericin-B</td><td>Fisher Scientific</td><td>1397-89-3</td><td></td></tr><tr><td>Isoproterenol</td><td>Calbiochem</td><td>420355</td><td></td></tr><tr><td>Media199</td><td>Sigma</td><td>M4530</td><td></td></tr><tr><td>2,3-butaan-dion monoxime (BDM)</td><td>Sigma</td><td>B0753</td><td></td></tr><tr><td>Fetaal Rundserum (FBS)</td><td>Sigma</td><td>SH30071</td><td></td></tr><tr><td>Rundserum Albumine (BSA)</td><td>Sigma</td><td>A5611</td><td></td></tr><tr><td>Insulin&nbsp;&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>I3146</td><td></td></tr><tr><td>Transferrine</td><td>Sigma</td><td>I3146</td><td></td></tr><tr><td>Selenium</td><td>Sigma</td><td>I3146</td><td></td></tr><tr><td>Penicilline</td><td>GE Healthcare</td><td>SV30010</td><td></td></tr><tr><td>Streptomycine</td><td>Hyclone</td><td>SV30010</td><td></td></tr></tbody></table>

methoden voor de isolatie, cultuur en functionele karakterisering van de sinusknoop myocytes van volwassen muizen

Methods for the Isolation, Culture, and Functional Characterization of Sinoatrial Node Myocytes from Adult Mice

Sinusknoop myocyten (SAM) op te treden als de natuurlijke pacemaker van het hart, het initiëren van elke hartslag door het genereren van spontane actiepotentialen (AP). Deze pacemaker AP&#39;s weerspiegelen de gecoördineerde activiteit van de vele stromingen membraan en intracellulaire calcium fietsen. Maar de precieze mechanismen die spontane pacemaker activiteit rijden in SAM blijven ongrijpbaar. Acuut geïsoleerde SAMs een essentiële voorbereiding experimenten om de moleculaire basis van cardiale pacemaking ontleden. Echter, de onduidelijke anatomie, complex microdissectie en pietluttige enzymatische afbraak voorwaarden wijdverbreide gebruik van acuut geïsoleerde SAM voorkomen. Bovendien, methoden niet beschikbaar waren tot voor kort tot langere termijn de cultuur van SAM toe te staan ​​voor eiwitexpressie studies. Hier geven we een stap-voor-stap protocol en video demonstratie voor de isolatie van monolagen van volwassen muizen. Een werkwijze is ook aangetoond voor behoud volwassen muis SAMs in vitro en expressieen van exogene eiwitten via adenovirale infectie. Acuut geïsoleerd en gekweekt monolagen bereid via deze werkwijzen zijn geschikt voor een verscheidenheid van elektrofysiologische en imaging studies.

De hier beschreven protocollen zijn eerder gebruikt voor het isoleren zichzelf actief SAMs van volwassen muizen die geschikt zijn voor een grote verscheidenheid patch clamp studies 5-8. Bovendien, de protocollen zorgen voor geïsoleerde SAMs die in kweek gedurende maximaal een week kan worden gehandhaafd. Genoverdracht in de gekweekte cellen kan worden bewerkstelligd via adenovirale infectie 9. De in dit deel de resultaten voort uit onze eerdere werk en worden hier g...

Methoden worden gedemonstreerd voor de isolatie van de sinusknoop myocyten (SAM) van volwassen muizen voor patch clamp elektrofysiologie of imaging studies. Geïsoleerde cellen kunnen direct worden gebruikt of kunnen in kweek worden gehandhaafd expressie van eiwitten van belang, zoals genetisch gecodeerde reporters mogelijk.

Methoden voor de isolatie, Cultuur en functionele karakterisering van de sinusknoop Myocytes van volwassen muizen

Sinoatrial node myocytes (SAMs) act as the natural pacemakers of the heart, initiating each heart beat by generating spontaneous action potentials (APs). ...

Het algemene doel van deze procedure is om spontaan actieve sinusknoopmyocyten uit muizen te isoleren voor korte of middellange termijn elektrofysiologische experimenten of beeldvormingsexperimenten. Geïsoleerde sinusknoopmyocyten zijn belangrijk voor de studie van cardiale pacemakermechanismen, in het bijzonder de studie van specifieke ionenstromen of de timing van de intracellulaire calciumvrijgave. Echter maken relatief weinig laboratoria gebruik van geïsoleerde sinusknoopmyocyten van muizen, mede omdat het zeer moeilijk is om de procedure enkel op basis van geschreven methoden onder de knie te krijgen.Nadat alle benodigde oplossingen voor de isolatie zijn voorbereid, wordt de vacht op de borst van het dier met een schaar verwijderd. Transecteer vervolgens de ribbenkast om de borstholte bloot te leggen met behulp van een externe weefselpincet en dissectieschaar. Spoel de borstholte met twee milliliters verwarmde complete Tyrode's met heparine.Verwijder onder een dissectiemicroscoop voorzichtig de longen en de thymus met behulp van interne scharen en dissectiepincetten. Terwijl de apex van het hart voorzichtig wordt vastgehouden, worden de vena cava inferior en de aorta zorgvuldig doorgesneden om het hart uit de borstholte te verwijderen. Draag het hart vervolgens over naar een van de siliconen dissectieschalen en spoel het daarna met twee tot vier milliliters opgewarmde gehepariniseerde complete Tyrode-oplossing.Positioneer het hart zodanig dat de posterior vaten zichtbaar zijn en naar boven gericht zijn. Immobiliseer vervolgens het hart door het via de apex in de siliconen dissectieschaal vast te pinnen. Lokaliseer daarna de groeve tussen de ventrikels en de atria.Maak met de interne dissectieschaar een incisie bij de groeve, waarbij u deze dicht bij de ventrikels houdt. Spoel de groeve en de incisie naar behoefte met extra verwarmde gehepariniseerde complete Tyrode's om een duidelijk zicht op de atria en de kleppen te verkrijgen. Snijd vervolgens langs de groeve verder om de atria van de ventrikels te scheiden.Breng vervolgens het atriumweefsel over naar de tweede siliconen dissectieschaal en spoel het met drie milliliter voorverwarmde gehepariniseerde complete Tyrode-oplossing. Speld daarna het weefsel via de vena cava inferior vast, terwijl u het preparaat voorzichtig uitrekt. Draai het weefsel vervolgens om, zodat het rechteratrium van het dier zich nu aan de linkerzijde van de experimentator bevindt en het linkeratrium aan de rechterzijde van de experimentator.Het is zeer belangrijk om de oriëntatie vast te stellen en te herkennen om het juiste weefsel te kunnen isoleren. Zet het weefsel vast met spelden via de vena cava superior, en vervolgens via de rechter- en linkerauriculaire appendices. Verwijder al het resterende vet of ander weefsel om een helder zicht op de preparatie mogelijk te maken.Open vervolgens de voorwand van de atria door door de venae cavae te snijden. Draai de schaal indien nodig om zowel de vena cava superior als de vena cava inferior te dissekeren. Verplaats de spelden indien nodig om het interatriale septum zichtbaar te maken.Snijd vervolgens langs het interatriale septum om het linker atrium te verwijderen. Zet het preparaat opnieuw vast met spelden, rek het voorzichtig uit en verwijder het vet achter de sinoatriale knoop. Verwijder daarna het rechter atriumappendikel en zet de sinoatriale knoop vrij door langs de crista terminalis te snijden, die zichtbaar is als een donkeroranje streep langs de rand van het atriumappendikel.Zet het nodale weefsel opnieuw vast of maak het los en snijd het lateraal om drie gelijkwaardige stroken te verkrijgen. Breng in deze procedure, met behulp van de smalle, vuurgepolijste pipet, drie stroken sinoatriaal knoopweefsel over naar de eerste van de drie kleine reageerbuisjes met ronde bodem die 2,5 milliliter laag calciummagnesium Tyrode-oplossing bevatten en incubeer gedurende vijf minuten. Na vijf minuten brengt u de weefselstroken over naar het tweede kleine reageerbuisje met ronde bodem dat 2,5 milliliter laag calciummagnesium Tyrode-oplossing bevat.Was de weefselstrips door de buis voorzichtig te schudden of door voorzichtig te pipetteren met de smalle pipet. Keer de buis niet om. Breng de weefselstrips vervolgens over naar de derde kleine ronde bodembuis met 2,5 milliliters laag calcium magnesium Tyrode's en herhaal de wasstap.Breng de strips vervolgens over naar de grote ronde bodembuis met 2,5 milliliters calcium- en magnesiumarme Tyrode-oplossing met enzymen. Meng elke vijf minuten door de buis voorzichtig te zwenken. Gebruik na de enzymatische digestie een smalle, vuurgepolijste pipette om de weefselstrips voorzichtig over te brengen naar de eerste van de drie kleine ronde bodembuizen met gemodificeerde KB-oplossing.Breng de strips vervolgens via de tweede en derde kleine ronde bodembuis over om het weefsel te wassen, voordat ze worden overgebracht naar de grote ronde bodembuis die KB-oplossing bevat. Gebruik de grotere, vuurgepolijste pipette om de cellen in de grote ronde bodembuis te dissociëren door middel van constante trituratie, waarbij u er op moet letten dat de dissociatiebuis ondergedompeld blijft in het waterbad van 35 °C en dat er geen bellen in de oplossing terechtkomen. We hebben vastgesteld dat een krachtige uitstoot van de oplossing met een frequentie van ongeveer één per seconde of 1 Hz het beste werkt.Voeg nu 75 µL natriumchloride-calciumchloride adaptatieloesing toe aan de weefsels. Draai voorzichtig om te mengen en incubeer ze gedurende vijf minuten. Voeg calcium verder toe in stappen zoals beschreven in het geschreven protocol.Verzamel na de calcium-readaptatie de sinoatriale myocyten door ze ongeveer 10 minuten te laten bezinken of door centrifugatie bij 2 000 ×g gedurende drie minuten. Verwijder bij acuut geïsoleerde cellen voorzichtig ongeveer vijf milliliter van het supernatant met een transferpipet en gooi dit weg. Bewaar de cellen vervolgens tot acht uur bij kamertemperatuur voor patchclamp-experimenten.Vervolgens kunnen functionele beoordelingen van de geïsoleerde sinoatriale myocyten worden uitgevoerd met behulp van patchclamp-registraties voor spontane actiepotentialen en membraanstromen. Spontaan actieve sinoatriale myocyten kunnen tot zes dagen in cultuur worden gehouden. De gecultiveerde cellen behouden een algemene morfologie die zeer vergelijkbaar is met die van de acuut geïsoleerde sinoatriale myocyten, zonder significante veranderingen in de gemiddelde lengte, breedte, dwarsdoorsnede of membraancapaciteit van de gecultiveerde cellen vergeleken met de acuut geïsoleerde cellen.De cellen zijn geschikt voor diverse experimentele studies, zoals current- en voltage-clamp registraties. Hier zijn spontane actiepotentialen en de funny current als voorbeelden weergegeven. Eenmaal beheerst kunnen de dissectie van de sinoatriale knoop, de isolatie en de herintroductie van calcium in ongeveer twee uur worden voltooid, zodat u cellen gereed heeft voor uw experimenten.Bij het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om te onthouden dat de oriëntatie van het weefsel cruciaal is voor een goede dissectie en dat de enzymatische en mechanische dissociatiestappen geoptimaliseerd moeten worden zoals beschreven in de tekst. Na deze procedure kunnen de geïsoleerde myocyten uit de sinoatriale knoop worden gebruikt voor diverse experimenten, waaronder single-cell elektrofysiologie, calcium-imaging en immunocytochemie. De cellen kunnen ook in cultuur worden gehouden voor experimenten waarbij genmanipulatie of de expressie van reportermoleculen vereist is.Na het bekijken van deze video zou u een goed inzicht moeten hebben in hoe u sinoatriale myocyten uit volwassen muizen isoleert. Veel succes met uw experimenten.

methods-for-isolation-culture-functional-characterization-sinoatrial

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

This video demonstrates the procedure to isolate sinoatrial node or SAN from mouse heart. The SAN houses the sinoatrial cells that initiates heartbeat by generating spontaneous action potentials.

Sinoatrial Node Isolation from Mouse Model: A Procedure to Harvest SA Node from Murine Heart

Hier beschrijven we de isolatie van volwassen muis cardiomyoctyes met behulp van een Langendorff perfusie-systeem. De resulterende cellen Ca2 +-tolerante, elektrisch rustende en kan gekweekt en getransfecteerd met adeno-of lentivirussen om genexpressie te manipuleren. Hun functionaliteit kan ook worden geanalyseerd met behulp van het MMSYS systeem en patch clamp technieken.

Isolatie, Cultuur en functionele karakterisering van volwassen muis Cardiomyoctyes

We beschrijven een betrouwbare methode voor het isoleren van volwassen muis hartspiercellen. Dit protocol geeft een consistent resultaat voor de cultuur van functionele volwassen hartspiercellen uit verschillende genetisch gemodificeerde muizen.

Isolatie en cultuur van de volwassen muis Cardiomyocytes voor mobiele Signalering en<em&gt; In vitro</em&gt; Hypertrofie

Dit protocol beschrijft een stapsgewijze methode voor de reproduceerbare isolatie en langdurige kweek van volwassen muis-cardiomyocyten met een hoge opbrengst, zuiverheid en levensvatbaarheid.

Isolatie, Cultuur en Transductie van Adult Mouse Cardiomyocytes

Dit protocol wordt gebruikt om enkelvoudige atriale cardiomyocyten van het volwassen muis hart te isoleren met behulp van een Brok digestie benadering. Deze aanpak wordt gebruikt om te isoleren van rechts of links atriale myocyten die kunnen worden gebruikt voor het karakteriseren van Atrium myocyten elektrofysiologie in Patch-clamp studies.

Isolatie van atriale Myocyten van volwassen muizen

Hier presenteren we een protocol voor de isolatie, transfectie, en de lange termijn cultuur van volwassen muis en rat cardiomyocyten.

Isolatie, transfectie, en lange termijn cultuur van volwassen muis en rat cardiomyocyten

Een methode wordt beschreven voor de gelijktijdige isolatie van myocyten en niet-myocyten van zowel de atria als ventrikels van een enkel volwassen muizenhart. Dit protocol resulteert in consistente opbrengsten van zeer levensvatbare cardiale myocyten en niet-myocyten en beschrijft optimale celspecifieke kweekomstandigheden voor fenotyping en in vitro analyse.

Gelijktijdige isolatie en cultuur van atriale myocyten, ventriculaire myocyten en niet-myocyten uit een volwassen muizenhart

We ontwikkelden een simple-methode voor het isoleren van hoogwaardige individuele muishartcellen door de antegrade perfusietechniek. Deze methode is Langendorff-vrij en nuttig voor het isoleren van ventriculaire en atriale myocyten of interstitiële cellen, zoals hartfibroseblasten of voorlopers.

Een Antegrade Perfusie methode voor Cardiomyocyt isolatie van muizen

Muismodellen maken het mogelijk om belangrijke mechanismen van aritmogenese te bestuderen. Voor dit doel zijn cardiomyocyten van hoge kwaliteit nodig om patchklemmetingen uit te voeren. Hier wordt een methode beschreven om murine atriale en ventriculaire myocyten te isoleren via retrograde enzymgebaseerde Langendorff-perfusie, die gelijktijdige metingen van calciumtransiënten en L-type calciumstroom mogelijk maakt.

Isolatie van hoogwaardige murine atriale en ventriculaire myocyten voor gelijktijdige metingen van Ca2+ transiënten en L-type calciumstroom

Het hier gepresenteerde protocol biedt een stapsgewijze aanpak voor de isolatie van cardiale residente macrofagen uit het sinoatriale knooppunt (SAN) en atrioventriculaire knoop (AVN) gebied van muizenharten.

Isolatie en kweek van residente cardiale macrofagen van de Murine Sinoatriale en Atrioventriculaire Knoop

Dit protocol beschrijft modificaties van de Langendorff-methode, waaronder de diepte van aorta-cannulatie voor gelijktijdige isolatie van atriale en ventriculaire myocyten van volwassen muizen.

Modificaties van de Langendorff-methode voor gelijktijdige isolatie van atriale en ventriculaire myocyten van volwassen muizen

Leer de isolatie van sinusknoopmyocyten uit volwassen muizen voor elektrofysiologische en beeldvormende experimenten. Deze methode maakt onderzoek naar hartpacemakerfunctie en ionstromen mogelijk.

Methoden voor de isolatie, Cultuur en functionele karakterisering van de sinusknoop Myocytes van volwassen muizen

Meer video's verkennen