Name: De arterioveneuze (AV) Loop in een klein proefdiermodel voor Angiogenese en Gevasculariseerd Tissue Engineering Studie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: Leer microchirurgische technieken voor het creëren van een arterioveneuze lus in een klein proefdier. Deze methode ondersteunt onderzoek naar angiogenese en gepersonaliseerd weefselengineering met directe vaattoegang.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

We willen graag de volgende instellingen bedanken voor de ondersteuning van onze AV lus onderzoek: Staedtler Stiftung, Dr. Fritz Erler Fonds, Else Kröner Fesenius Stiftung, Baxter Healthcare GmbH, DFG, IZKF / ELAN / EFI / Office voor Gender en Diversiteit, de Forschungsstiftung Medizin , Friedrich-Alexander Universiteit van Erlangen-Nürnberg (FAU), AO Foundation, Manfred Roth Stiftung, Xue Hong, Hans Georg Geis Foundation, Deutscher Akademischer Austauschdienst (DAAD), Duitsland, en het Ministerie van Hoger Onderwijs en Wetenschappelijk Onderzoek, Irak. We willen graag Stefan Fleischer, Marina Milde, Katrin Köhn en Ilse Arnold-Herberth bedanken voor hun uitstekende technische ondersteuning.

Het Animal Care Comite van de Friedrich-Alexander Universiteit van Erlangen-Nürnberg (FAU) en de regering van het Midden-Franken, Duitsland, goedgekeurd alle experimenten. Voor de experimenten mannelijke Lewis ratten met een lichaamsgewicht van 300 - 350 g werden gebruikt. 1. De arterioveneuze Loop Model in het Rat <ol><li> Implantatieprocedure (figuur 2) <ol><li> Voor verdoving een speciale plastic doos die via buis is verbonden met de verdamper isofluraan en afgesloten door een deksel. Schakel de gasvoorziening en flow meter tussen 0,8-1,5 l / min. </li><li> Plaats de rat in de inductie plastic doos en sluit de top. Schakel isofluraan vaporizer tot 5%. </li><li> let op de rat zorgvuldig tijdens de inductie van de anesthesie. Na 3-4 minuten wordt de rat onder narcose. </li><li> Bevestig de juiste verdoving: meer verlies van evenwicht, verlies van ooglidreflex, terugtrekking reflex, positieve cornea reflex. </li><li> Haal de rat uit de doos en controleer degewicht voor de berekening van geneesmiddelen. Toepassen oogzalf tot droog voorkomen terwijl onder verdoving. </li><li> Beheren pijnmedicatie en antibiotica (bv., 7,5 mg / kg enrofloxacine subcutaan (sc), 12,5 mg / kg en 100 mg tramadol / kg metamizool zowel intraveneus (iv)). Dien-gewicht aangepast kristalloïden tijdens de werking (bijv., 30 ml / kg sc). </li><li> Plaats de rat op zijn rug op een verwarmingsplaat bij 37 ° C onder anesthesie met 1-2% isofluraan inhalatie toegediend via masker. </li><li> Monitor verdoving naar behoren en verhogen isofluraan als anesthesie te laag is (beweging van de rat, reactie op pijn, kaak toon, geen verlies van reflexen (zie 1.1.4.), De hartslag verhogen van). Wees niet te isofluraan (verlies van het hoornvlies reflexen, hoge hartslag, daling van de zuurstofverzadiging) overdosis. Gebruik een speciale pulsoximetrie voor kleine dieren ter controle van de zuurstofverzadiging (95-100%) en hartslag (250-450 / min) van de rat. Tijdens de operatiop monitor temperatuur van de rat (36 - 40 ° C) en stel de temperatuur van de warmhoudplaat indien nodig. </li><li> Scheer de binnenzijden van de achterpoten met een elektrisch scheerapparaat en ontsmetten het gebied met ontsmettingsmiddelen. Spreid de achterste ledematen en zet ze vast met plakband. </li><li> Leg de rat onder een chirurgische microscoop en hebben betrekking op de rat met steriel draperen. Zorg ervoor dat de hele operatie procedure wordt uitgevoerd onder steriele omstandigheden. </li><li> Open de huid in het midden van de linker dij met een longitudinale incisie van de bovenste knie tot de lies met een scalpel (No. 10). </li><li> Snijd het subcutane weefsel en fascia in lagen van ongeveer 3 cm in lengte met behulp ontleden schaar en microforceps tot de femorale vasculaire bundel wordt blootgesteld, het bekken slagader in de lies tot aan de splitsing van de dijbeenslagader in de knie. </li><li> Scheid de schepen en verwijder de adventitia met behulp van adventitia schaar en microforceps. </li><li> Stollen de kant bboerderijen die elektrische coagulatie. Bedek het veld operatie met een vochtig kompres. </li><li> Open de huid aan de rechterkant, zoals beschreven voor de linkerkant, 1.1.11 - 1.1.14. </li><li> Voor het oogsten van de veneuze graft, ligeren rechts femorale ader door elektrische coagulatie op de proximale en distale einden op een afstand van 1-1,5 cm. </li><li> Verwijder de veneuze graft met microforceps en spoel de veneuze graft met een heparineoplossing (50 IU / ml in 0,9% natriumchlorideoplossing) door een irrigatiecanule en mogelijk in de linkerdij. Bedek het operatieveld aan de rechterkant met een vochtige kompres. </li><li> Afbinden de lies aan de linkerkant proximaal aan de lies regio met een microvaatje klem. Coaguleren femorale ader distaal door elektrische coagulatie, bovenaan knie voor vertakking, op een afstand van ongeveer 2 cm. </li><li> Voor anastomose sluit het proximale uiteinde van de veneuze graft aan het proximale uiteinde van de ader van end-to-end anastomose met 11-0 Suture. Gebruik ongeveer 8 onderbroken hechtingen. Begin met het plaatsen van de eerste twee hechtingen op de 12 uur en 6 uur posities. Zet dan 2 tot 3 hechtingen tussen deze punten aan de voorkant en vervolgens 2-3 meer hechtingen aan de achterkant. </li><li> Ligeren de femorale slagader op dezelfde wijze beschreven voor de femorale ader (1.1.18.). Zorg ervoor dat de lus vaartuigen niet gedraaid. Anastomose het distale uiteinde van de veneuze graft aan het proximale uiteinde van de slagader zoals beschreven voor de femorale ader (stap 1.1.19.). </li><li> Dien 25 IU heparine intraveneus. Zorg opnieuw ervoor dat de lus vaartuigen niet gedraaid, verwijder de klemmen en controleer op lekkage en doorgankelijkheid van de lus voor ongeveer 5 minuten. </li><li> Dribbel papaverine (bijvoorbeeld 4 mg / ml) op de vaartuigen vasculaire spasmen. Als er doorgankelijkheid, de lus wordt groter en de pols van de slagader kan worden waargenomen. </li><li> Prefill de implantatie kamer van de eerste helft (ongeveer 500 pl) van de matrix (bv &lt;/ Em&gt;, een hydrogel of een botmatrix met of zonder cellen). Insluiten de lus in de implantatie kamer. </li><li> Vul het implantatiekamer de tweede helft van de matrix tot een totaal volume van 1000 gl. Sluit de kamer met de kamer deksel. </li><li> Bevestig de implantatiekamer op de dij van een niet absorbeerbare 6-0 hechtdraad. Bevestig de kamer deksel met een niet-absorbeerbare 6-0 hechtdraad. Stop mogelijk bloeden met elektrische coagulatie. </li><li> Sluit de huid met absorbeerbare 4-0 hechtingen. Bedek de wond met aluminium spray. </li><li> Dien antibiotica en analgetica (bijvoorbeeld 7,5 mg / kg sc enrofloxacine, tramadol 12,5 mg / kg per os (PO) (via drinkwater) gedurende 3-5 dagen en daarna afhankelijk van het gedrag van de rat). </li><li> Schakel de verdamper uit en laat de rat te gasvoorziening ademen tot het begint te ontwaken. </li><li> Plaats de rat in een doos met thermische ondersteuning en acht het voorzichtig tot ze volledig hersteld. </li><li> Laat de rat unbijgewoond totdat het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om borstligging handhaven. </li><li> Laat de rat niet terug naar het gezelschap van andere dieren tot volledig hersteld. </li></ol></li><li> explantatie Procedure <ol><li> Voer de explantatie na korte tijd of lange tijd implantatie (volgens de studie ontwerp, voor voorbeelden zie referenties 27-32). Verdoven van de rat volgens stappen 1.1.1.-1.1.9. </li><li> Open de huid van de buik met een scalpel (No. 10) en zet de darmen opzij met een kompres. Expose de abdominale aorta en de vena cava caudalis met behulp van wattenstaafjes. </li><li> Canule de abdominale aorta (bijv., 24 meter plastic canule) en snijd de vena cava caudalis met het ontleden van een schaar. </li><li> Spoel de abdominale aorta met 0,9% natriumchloride oplossing die 100 IU / ml heparine tot lekkende vloeistof helder. Perfuseren de aorta met 30 ml perfusie-oplossing (bv., Contrastmiddel of India ink). </li><li> Euthanaseren de rat door injectie van een dodelijke dosis van embutramide, mebezonium jodide, tetracaïnehydrochloride injecteerbare oplossing (0,1-0,2 ml / kg) in diepe anesthesie. </li><li> Ligeren van de abdominale aorta en vena cava caudalis met niet absorbeerbare 4-0 hechtdraad. </li><li> Sluit de open wond met 1-2 klemmen. Bewaar de rat gedurende 24 uur bij 4 ° C (uitharding van de perfusievloeistof). </li><li> Plaats de rat op zijn rug. Spreid de achterste ledematen en zet ze vast met plakband. </li><li> Open de huid boven de kamer met een longitudinale incisie met een scalpel (No. 10). </li><li> Verwijder het bindweefsel van de kamer en de loop pedikel behulp ontleden schaar en microforceps. Snijd de lus pedikel op een afstand van 1 cm van de kameropening met ontleden schaar en verwijder de kamer. </li><li> Open het deksel van de kamer en voorzichtig het construct uit de kamer met een tang en oplossen in 4% gebufferde formaline oplossing 24 uur bij kamertemperatuurtemperatuur. Daarna gebruikt het construct voor 3D-micro CT of paraffine voor histologische analyse 30. </li></ol></li></ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

Al meer dan tien jaar, hebben we met succes gebruik gemaakt van de arterioveneuze (AV) lus voor tissue engineering doeleinden en het bestuderen van angiogenese in vivo in de kleine diermodel. Wij konden aantonen dat dit microchirurgische model is zeer geschikt voor engineering van verschillende weefsels en het kan ook worden gebruikt voor angiogenese of anti-angiogenese studies. Betekenis van de techniek met betrekking tot bestaande / Alternative Methods Gema...

De meeste weefsels en organen in het menselijk lichaam zijn afhankelijk van een functionele bloedvat netwerk levert voedingsstoffen, gassen en wisselt afvalstoffen af. Storing van dit systeem veroorzaakt door lokale of systemische vasculaire problemen kunnen leiden tot een groot aantal ernstige ziekten. Bovendien is in onderzoeksgebieden zoals tissue engineering en regeneratieve geneeskunde, een functioneel bloedvat netwerk binnen kunstmatig opgewekte weefsels of getransplanteerde organen is onontbeerlijk voor een succesvolle klinische toepassing. Decennia onderzoekers hebben onderzoek de exacte mechanismen betrokken bij de groeiende vaatstelsel dieper inzicht in pathologische situaties krijgen om nieuwe therapeutische interventies vinden en een betere preventie van vasculaire aandoeningen. In de eerste stap worden basisprocessen zoals cel-cel interacties en het effect van moleculen op cellen van het vasculaire systeem gewoonlijk onderzocht door in vitro 2D of 3Dexperimenten. Traditionele 2D modellen zijn eenvoudig uit te voeren, zijn goed ingeburgerd en hebben sterk bijgedragen tot een beter begrip van deze processen. Voor het eerst in 1980, Folkman et al. gerapporteerd in vitro angiogenese zaaien van capillaire endotheelcellen op met gelatine beklede platen 1. Dit gaf onmiddellijk manier om publicatie van een groot aantal verdere 2D angiogenese experimenten op endotheliale cellen buisvorming assay 2, migratieanalyse 3 en de co-kweken van verschillende celtypen 4, evenals anderen. Deze testen worden vandaag nog steeds gebruikt en geaccepteerd als standaard in vitro methoden. Echter, deze experimentele opzet is niet altijd geschikt voor de studie van de in vivo celgedrag omdat de meeste celtypen vereisen een 3D-omgeving relevante fysiologische weefselstructuren 5 vormen. Het kon worden aangetoond dat de architectuur van het 3D matrix bepalend voor capillaire morphogenesis 6 en die cel-extracellulaire matrix (ECM) interacties en 3D kweekomstandigheden reguleren belangrijke factoren die betrokken zijn bij tumor angiogenese 7. De 3D-matrix biedt complexe mechanische inputs, kunnen effector eiwitten binden en vast weefsel schaal opgeloste stof concentratie gradiënten. Bovendien is het noodzakelijk geacht om na te bootsen in vivo morfogenetische en remodeling stappen in complexe weefsels 5. In deze systemen kunnen zowel angiogenese en vasculogenese bestudeerd. Hoewel angiogenese beschrijft de kiemen van capillairen uit reeds bestaande bloedvaten 8, vasculogenese betrekking op de de novo vorming van bloedvaten door de endotheliale cellen of hun progenitors 9,10. Rijping van schepen wordt beschreven in een proces genaamd &#39;arteriogenese&#39; via rekrutering van gladde spiercellen 11. Een typische angiogene in vitro model de kiemen van endotheelcellen van bestaande monolaags geënt als een monolaag op gel oppervlakken op oppervlakte microbolletjes ingebed in een gel of door het bouwen van endotheelcellen sferoïden 12. In vasculaire endotheelcellen enkele modellen worden ingesloten in een 3D gel. Ze met aangrenzende endotheelcellen vasculaire structuren en netwerken de novo vormen, gewoonlijk in combinatie met ondersteunende cellen 12. Zelfs complexe 3D in vitro modellen kunnen nabootsen in vivo instellingen volledig omdat er meerdere cel-cel en cel-ECM interacties 13. Stoffen met hoge in vitro activiteit niet automatisch hetzelfde effect in vivo en vice versa 14 tonen. Voor een uitgebreide analyse van vascularisatie processen is er een dringende behoefte aan de ontwikkeling in vivo modellen die de situatie in het lichaam beter te simuleren. Een groot aantal in vivo angiogenese assays worden beschreven in de literatuur, waaronder dechick chorion membraan assay (CAM), de zebravis model, de cornea angiogenese assay, de dorsale luchtzak model, de dorsale huidplooi kamer, de onderhuidse tumor modellen 14. Echter, deze assays vaak geassocieerd met beperkingen, zoals snelle morfologische veranderingen, problemen bij het onderscheiden van nieuwe capillairen uit reeds bestaande in de CAM-bepaling, of de beperkte ruimte in het corneale angiogenese assay 15. Bovendien worden niet-zoogdierlijke systemen (bv., De zebravis model 16), hetgeen leidt tot problemen bij xenotransplantatie 17. In het subcutane tumormodel, kunnen angiogenese alleen afkomstig zijn van de tumor zelf niet worden geanalyseerd aangezien het aangrenzende weefsel mate bijdraagt ​​tot de vascularisatie proces. Bovendien kan het omringende weefsel een beslissende rol bij de vorming van de tumor micro 18 hebben. Niet alleen voor de studie van angiogenese of vasculogenese is er een sterke need voor een gestandaardiseerde en goed gekarakteriseerd in vivo model, maar ook voor het bestuderen van verschillende strategieën vascularisatie in tissue engineering en regeneratieve geneeskunde. Vandaag de vorming van complexe kunstmatige organen of weefsels kan zowel in vitro als in vivo. 3D bioprinting biedt een on-demand fabricage techniek voor het genereren van complexe 3D-functionele levende weefsels 19. Bovendien kan bioreactoren worden gebruikt voor het genereren weefsels 20 of het lichaam kan worden gebruikt als bioreactor 21. De belangrijkste barrière voor succesvolle toepassing van kunstmatig opgewekte weefsels het ontbreken van vascularisatie in de gemanipuleerde constructen. Directe verbinding met vasculatuur van de gastheer na transplantatie is een belangrijke voorwaarde om te overleven, vooral bij grote kunstmatige weefsels of organen. Verschillende in vitro en in vivo prevascularization strategieën waren ontwikkeld om een functionele microvasculatuur in constructies te vestigen voorafgaand aan implantatie 22. De implantatie van een steiger met in vitro gemanipuleerde voorgevormde haarvaten op de dorsale huid van muizen leidde tot snelle anastomose van de muizen vasculatuur binnen een dag 23. Daarentegen een sferoïde co-cultuur, bestaande uit menselijke mesenchymale stamcellen en humane navelstrengader endotheelcellen samengesteld tot een driedimensionaal netwerk prevascular verder ontwikkeld na in vivo implantatie. Echter, anastomose met de gastheer vasculatuur beperkt 24. Vooral in slecht gevasculariseerde gebreken, zoals necrotische of bestraalde gebieden, deze zogenaamde extrinsieke vascularisatie - de ingroei van vaten uit de omgeving in de scaffold - vaak niet. Intrinsieke vascularisatie, anderzijds, is gebaseerd op een vasculaire as als bron van nieuwe capillairen kiemen in de scaffold 25. Met de axiale vascularisatie benaderingDe gemanipuleerde weefsel kan worden getransplanteerd met vasculaire as en verbonden met lokale schepen op de receptorplaats. Onmiddellijk na de transplantatie, is het weefsel voldoende ondersteund door zuurstof en voedingsstoffen, die de juiste voorwaarden voor een optimale integratie creëert. Vanwege de beperkte beschikbaarheid van modellen voor het onderzoek in vivo angiogenese en in de erkenning van het toenemende belang van het genereren van axiaal doorbloed weefsel, ontwikkelden we de microchirurgische benadering van Erol en Spira naar aanleiding van een arterioveneuze (AV) lus in het diermodel 26 te genereren. Het gebruik van een volledig gesloten implantatiekamer maakt deze methode zeer geschikt voor bloedvatvorming studeren onder &quot;gecontroleerde&quot;, goed gekarakteriseerd in vivo omstandigheden (figuur 1). Dit model is niet alleen nuttig voor het onderzoek naar angiogenese maar ook optimaal geschikt voor axiale vascularisatie van scaffolds voor weefsel enginEering doeleinden.

<table><tbody><tr><td>0,9% natriumchloride</td><td>Berlin-Chemie AG</td><td>34592508</td><td></td></tr><tr><td>11-0 Ethilon / polyamide 6/6</td><td>Ethicon</td><td>EH7438G</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Vicryl / polygalactin 910</td><td>Ethicon</td><td>V392H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Prolene / polypropyleen</td><td>Ethicon</td><td>8695H</td><td></td></tr><tr><td>aluminium spray</td><td>Pharma Partner Vertriebs-GmbH</td><td>1020</td><td></td></tr><tr><td>antiseptische middelen&nbsp;</td><td>BODE Chemie GmbH&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Catheter&nbsp;</td><td>B Braun Meslungen AG</td><td>4251612-02</td><td></td></tr><tr><td>contrastmiddel</td><td>Flowtech</td><td>&nbsp;MV-122</td><td></td></tr><tr><td>embutramide, mebezonium jodide, tetracaïnehydrochloride injectieoplossing&nbsp;</td><td>Intervet International GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>encre de chine intense Indiase inkt</td><td>Lefranc &amp; Bourgeois</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Enrofloxacin</td><td>Bayer AG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>oogzalf</td><td>Bayer AG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Formaline 4%</td><td>Carl Roth GmbH &amp; Co. KG</td><td>P087.4</td><td></td></tr><tr><td>Heparine</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>isofluraan&nbsp;</td><td>Abbott Laboratories</td><td>6055482</td><td></td></tr><tr><td>Lewis rat, mannelijk</td><td>Charles River Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metamizol-natrium&nbsp;</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>papaverine / Paveron N</td><td>Linden Arzneimittel-Vertrieb-GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>tramadol / Tramal</td><td>Gr&uuml;nenthal GmbH</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

de arterioveneuze (av) loop in een klein proefdiermodel voor angiogenese en gevasculariseerd tissue engineering studie

The Arteriovenous (AV) Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

Een functioneel bloedvatennetwerk is een voorwaarde voor het overleven en de groei van bijna alle weefsels en organen in het menselijk lichaam. Bovendien speelt vascularisatie bij pathologische situaties zoals kanker een leidende rol in de progressie van de ziekte. Bijgevolg is er een sterke behoefte aan een gestandaardiseerd en goed gekarakteriseerd in vivo model om de mechanismen van neovascularisatie te verduidelijken en verschillende vascularisatiebenaderingen voor weefselengineering en regeneratieve geneeskunde te ontwikkelen.
We beschrijven een microchirurgische aanpak voor een klein diermodel voor inductie van een vasculaire as bestaande uit een ader en slagader die zijn aangesloten op een arterioveneuze (AV) lus. De AV-lus wordt overgebracht naar een afgesloten implantatiekamer om een geïsoleerde micro-omgeving in vivo te creëren, die enkel door middel van de vasculaire as met het levende organisme verbonden is. Met behulp van 3D-beeldvorming (MRI, micro-CT) en immunohistologie kan het groeiende vaatnetwerk in de loop van de tijd worden gevisualiseerd. Door verschillende cellen, groeifactoren en matrices te implanteren, kan hun functie in de vorming van het bloedvatennetwerk worden geanalyseerd zonder enige storende invloeden van de omgeving in een goed beheersbare omgeving.
Naast angiogenese- en anti-angiogenese-studies, is het AV-lusmodel ook perfect geschikt voor het ontwerpen van gevasculariseerde weefsels. Na een bepaalde prevascularisatietijd kunnen de gegenereerde weefsels worden getransplanteerd in de defectlocatie en microchirurgisch worden verbonden met de lokale bloedvaten, waardoor een onmiddellijke bloedtoevoer en integratie van het geëngend weefsel worden gewaarborgd. Door de matrices, cellen, groeifactoren en kamerarchitectuur te variëren, is het mogelijk om verschillende weefsels te genereren, die vervolgens kunnen worden aangepast aan de individuele behoeften van de patiënt.

tissue engineering Voor botweefsel doeleinden verschillende botvervangers geïmplanteerd in het kleine dier rat AV lusmodel 27,28,33,34. Vascularisatie kan perfect worden aangetoond door 3D-micro computertomografie (micro-CT) (Figuur 3A). Vascularisatie van een verwerkt bovine poreus bot (PBCB) matrix was significant hoger in de lus vergeleken met de groep zonder vascularisatie. Een steeds groter en maturating bloedvat netwerk ontwikkeld...

We beschrijven een microchirurgische benadering voor het genereren van een arterioveneuze (AV) -lus als model voor het analyseren van vascularisatie in vivo in een geïsoleerd en goed gekarakteriseerd omgeving. Dit model is niet alleen nuttig voor het onderzoek naar angiogenese, maar ook optimaal geschikt voor engineering axiaal gevasculariseerd en transplantable weefsels.

De arterioveneuze (AV) Loop in een klein proefdiermodel voor Angiogenese en Gevasculariseerd Tissue Engineering Studie

A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in ...

Het algemene doel van deze microsurgische benadering is het creëren van een arterioveneuze lus voor het engineering van axiale, gevasculariseerde en transleerbare weefsels, en het analyseren van vascularisatie in vivo en in een geïsoleerde en goed gekarakteriseerde omgeving. Met deze methode kunnen we ons eigen lichaam gebruiken als levende bioreactoren voor de generatie van verschillende soorten axiaal gevasculariseerd weefsel, afgestemd op de behoeften van de individuele patiënt. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat het gegenereerde weefsel samen met zijn vasculaire toegang kan worden getransplanteerd en kan worden aangesloten op lokale vaten aan de zijde van de ontvanger voor een directe toevoer van zuurstof en voedingsstoffen.Naast weefselkweekstudies kan deze methode inzicht bieden in angiostenoseprocessen in een levend organisme. Het kan ook worden toegepast op pathologische situaties, zoals kankerangiogenese. Over het algemeen zullen personen die nieuw zijn met deze methode moeite hebben vanwege de hoge complexiteit van de chirurgie, zoals de microanastomose van het submillimeter-vat.We kregen voor het eerst het idee voor deze methode toen we werden geconfronteerd met klinische gevallen met grote weefseldefecten, waarvoor de transplantatie van autoloog gevasculariseerd weefsel nodig was, wat leidde tot aanzienlijke morbiditeit aan de donorzijde. Nadat de juiste anesthesie is bevestigd, weegt u de rat om de doses van de medicatie te berekenen. Breng vervolgens oogzalf aan om uitdroging tijdens de anesthesie te voorkomen.Na het toedienen van pijnstillers en antibiotica plaatst u de rat op een warmtemat en dient u continu isofluraan toe. Bevestig vervolgens het anesthesieniveau met een teenknijptest. Gebruik indien mogelijk ook pulsoximetrie om het anesthesieniveau van de rat te controleren.Schaveer vervolgens de binnenzijden van de achterpoten. Desinfecteer daarna het operatiegebied door afwisselend betadine en alcohol te gebruiken. Spreid vervolgens de achterpoten en zet ze vast met hechttape.Plaats tot slot de rat onder een chirurgische microscoop en dek deze af. Voer de operatie uit volgens steriele procedures. Maak de huid in het midden van het linker dijbeen open met een longitudinale incisie van de bovenkant van de knie tot de lies met behulp van een scalpel.Snijd vervolgens met een dissectieschaar en micropincetten het subcutane weefsel en de fascia in lagen van ongeveer drie centimeter lang. Stop wanneer het femorale vaatbundel is blootgelegd van de bekkenarterie in de lies tot aan de knie. Scheid daarna de vaten met een weefselschaar en micropincetten en verwijder het omliggende weefsel.Stollet bijbehoefte de zijtakken met elektrische coagulatie. Wanneer dit voltooid is, dek het operatieveld af met een vochtig kompres en herhaal de procedure aan de rechterzijde van de rat. Nu de eerste procedure symmetrisch is voltooid, kan worden gestart met het oogsten van het veneus transplantaat.Ligeer eerst de rechter femorale vene door middel van elektrische coagulatie aan de proximale en distale uiteinden om een graft van ongeveer 1 tot 1,5 centimeter te verkrijgen. Verwijder vervolgens de veneuze graft met micro-pincetten. Gebruik de vaatdilatator om de opening van de veneuze graft te dilateren.Spoel vervolgens het venus-transplantaat door met een heparine-oplossing met behulp van een irrigatiecanule. Verplaats het gespoelde transplantaat naar het linker dijbeen en dek het veld aan de rechterzijde af met een vochtig kompres. Ligueer daarna de vena femoralis aan de linkerzijde proximaal in de liesstreek met een micro-vatklem.Coaguleer vervolgens de vena femoralis distaal bij de bovenknie, vóór de vertakking. Verbind voor de anastomose het proximale uiteinde van het veneuze transplantaat met het proximale uiteinde van de vene met behulp van een end-to-endtechniek met een 11-0 hechtmateriaal. Begin met het plaatsen van de eerste twee hechtingen op de 12-uur en 6-uur posities.Plaats vervolgens twee tot drie extra hechtingen tussen deze punten aan de voorzijde. Plaats daarna twee tot drie extra hechtingen aan de achterzijde. De anastomose van de lusvaten is de meest kritieke stap van het protocol.Het is belangrijk om ervoor te zorgen dat de hechtingen zo nauwkeurig mogelijk worden uitgevoerd om het risico op en de sluiting van de loop-vaten te verminderen. Ligeeer vervolgens de femoralisarterie met een microvaatklem en gebruik elektronische coagulatie, op dezelfde wijze als bij het ligeren van de femoralisvene. Controleer voordat u verdergaat of de loop-vaten niet zijn gedraaid.Anastomose vervolgens het distale uiteinde van het veneus transplantaat met het proximale uiteinde van de arterie, gebruikmakend van dezelfde hechttechniek als eerder gedemonstreerd. Dien na de tweede anastomose 25 iu heparine intraveneus toe. Controleer nu zorgvuldig of de lusvaten niet zijn gedraaid en verwijder vervolgens de klemmen.Observeer de lus gedurende ongeveer vijf minuten en controleer op lekken en doorgankelijkheid. Indien er sprake is van doorgankelijkheid, zal de lus uitzetten en zal de puls van de arterie zichtbaar zijn. Druppel tijdens de observatie papaverine op de vaten om vasculaire spasmen te voorkomen.Vul vervolgens de implantatiekamer voor met de eerste helft van het matrixmengsel, ongeveer een halve milliliter. Plaats daarna de lus in de implantatiekamer. Sluit de opening van de kamer af met twee fibrinestolsels en vul de kamer met de tweede helft van het matrixmengsel, voor een totaal volume van één milliliter.Bevestig nu de kamer op het dijbeen, sluit de kamer af met het deksel en zet het deksel vast met een niet-absorbeerbare 6-0 hechtdraad. Bevestig vervolgens de implantatiekamer aan het dijbeen met een aanvullende niet-absorbeerbare 6-0 hechtdraad. Stop eventuele bloedingen middels elektrische coagulatie.Sluit tenslotte de huid met resorbeerbare 4-0 hechtingen en bedek de wond met aluminiumspray. Voor doeleinden van botweefselengineering werden verschillende botvervangers geïmplanteerd in het A-V loop-model bij de kleine proefdierrat. De vascularisatie werd geobserveerd met behulp van 3D-microcomputertomografie.Prevascularisatie van een bewerkte runder-cancellus botmatrix gedurende zes weken leidde tot een superieure overleving van de geïnjecteerde osteoblasten. Lussen werden geoogst, gesneden en gekleurd op verschillende tijdstippen na implantatie. H&amp;E-kleuring toonde bijvoorbeeld aan dat het gebruik van een bèta-tricalciumfosfaat hydroxyapatiet botsubstituut met mesenchymale stamcellen resulteerde in talrijke vaatverbindingen binnen zes weken.Zodra de techniek onder de knie is, kan deze in vijf tot zes uur worden uitgevoerd, mits dit correct gebeurt. Volgens deze procedure kan een grote verscheidenheid aan verschillende cellen, factoren of antilichamen worden geïmplanteerd om een breed scala aan condities te bestuderen. Deze techniek werkt ook in een model met een veneuze lus bij grote dieren zoals schapen.Hierdoor zouden onderzoekers in staat zijn om gevasculariseerd weefsel te genereren in klinisch relevante hoeveelheden. Dit model kan de mogelijkheid bieden om vascularisatie onder pathologische omstandigheden te bestuderen. Zo zou bijvoorbeeld de invloed van verschillende groeifactoren en cellen tijdens de vorming van het tumorvaatnetwerk kunnen worden onderzocht

the-arteriovenous-av-loop-small-animal-model-to-study-angiogenesis

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bio-engineering

De neonatale muizen netvlies biedt een goed gekarakteriseerd fysiologisch model van angiogenese, die onderzoeken van de rol van de verschillende genen of medicijnen die angiogenese moduleren in een...

Hele Mount immunofluorescentiekleuring van de Neonatale Mouse Retina naar Angiogenese Onderzoek<em&gt; In vivo</em

Vascularisatie is de sleutel tot een succesvolle aanpak in de tissue engineering. Daarom zijn betrouwbare technologieën die voor de ontwikkeling van vasculaire netwerken in weefsel-constructen evalueren. Hier presenteren we een eenvoudige en kosteneffectieve manier te visualiseren en kwantificeren vascularisatie in vivo.

Een Full Skin Defect model te evalueren Vascularisatie Biomaterialen<em&gt; In Vivo</em

Hier presenteren we een muizenmodel van arterioveneuze fistel (AVF) falen waarin een klinisch relevante anastomotische configuratie is opgenomen. Dit model kan worden gebruikt om de pathofysiologie te bestuderen en mogelijke therapeutische interventies te testen.

A Novel muizenmodel van fistel Failure: de chirurgische procedure in detail

Dit is een richtlijn voor het construeren van in vivo vasculair weefsel met behulp van een microchirurgische arterioveneuze lus of een doorstromende pedikkelconfiguratie binnen een weefselengineeringkamer. De gegenereerde vasculaire weefsels kunnen worden gebruikt voor orgaanregeneratie en vervanging van weefselderven, evenals voor medicijntesten en ziektemodellering.

Tissue Engineering door Intrinsic Vascularisatie in een<em&gt; In Vivo</em&gt; Tissue Engineering Chamber

Angiogenese omvat interacties tussen meerdere cellen en systemen die onderzocht moeten worden in een fysiologisch relevante omgeving. Het doel van deze studie is om de capaciteit van het kweekmodel van de rat mesenterium te demonstreren om tijdsverloopvergelijkingen van intacte microvasculaire netwerken tijdens angiogenesis te maken.

Een<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Methode voor Time-lapse imaging van gekweekte Rat Mesenteriale microvasculaire Networks

Momenteel is de enige vorm van gevacuoliseerd samengestelde allotransplantation afhankelijk van lange-termijn-immuunsuppressie, moeilijk te ondersteunen voor niet-leven-kritieke indicaties. We presenteren een nieuwe varkens tibiale VCA model dat kan worden gebruikt voor het bestuderen van bot VCA en voorbeelden van het gebruik van chirurgische angiogenese om bot levensvatbaarheid zonder de behoefte van langdurig immuun-modulatie.

Chirurgische angiogenese in varkens tibiale Allotransplantation: een nieuwe groot dier bot gevacuoliseerd composiet Allotransplantation Model

Wij presenteren een protocol voor vetweefsel afgeleide microvasculaire brokken belovend vascularisatie eenheden vertegenwoordigen isoleren. Ze kunnen snel worden geïsoleerd, vereisen geen in vitro verwerking en kunnen aldus worden gebruikt voor één-stap prevascularization op verschillende gebieden van weefselengineering.

Isolatie Murine vetweefsel afgeleide microvasculaire fragmenten als Vascularisatie eenheden voor Tissue Engineering

Dit werk demonstreert een nieuwe aanpak om het proliferatie-, differentiatie- en vaartuigvormende potentieel van vasculaire endotheliale stamcellen (VESC's) te beoordelen door middel van transpiratie van de dikke dikvliesvoeding, gevolgd door een full-mount weefselbereiding voor microscopische observatie. Ook wordt een lineage-tracingsstrategie om het gedrag van VESC's in vivo te onderzoeken, ook voorgesteld.

Een nieuwe Mammary Fat Pad Transplantation Technique om de Vessel Generation van Vasculaire Endotheliale Stamcellen te visualiseren

Deze test maakt gebruik van embryonale stamcellen van muizen gedifferentieerd in embryoïde lichamen gekweekt in 3D-collageengel om de biologische processen te analyseren die kiemende angiogenese in vitro beheersen. De techniek kan worden toegepast voor het testen van medicijnen, het modelleren van ziekten en voor het bestuderen van specifieke genen in de context van deleties die embryonaal dodelijk zijn.

In vitro Driedimensionale kiemtest van angiogenese met behulp van embryonale stamcellen van muizen voor vaatziektemodellering en drugstests

Het huidige protocol stelt voor om een arterioveneuze fistel bij konijnen te creëren met behulp van een aangepaste no-touch-techniek. De techniek omvat de zijwaartse anastomose van de gemeenschappelijke halsslagader en de externe halsslagader zonder de dissectie van de periveneuze weefsels of het afsnijden van de slagader.

Een aangepaste techniek voor arterioveneuze fistelconstructie bij konijnen

Ontkiemende angiogenese, fundamenteel voor ontwikkeling en ziekte, omvat complexe moleculaire en mechanische processen. We presenteren een veelzijdig 2.5D ex vivo model dat cellulaire ontspruiting uit de halsslagaders van varkens analyseert, waarbij stijfheidsafhankelijke angiogenese en verschillende leider-volgercelmechanica worden onthuld. Dit model helpt bij het bevorderen van strategieën voor weefselmanipulatie en benaderingen van kankertherapie.

2.5D-model voor ex vivo mechanische karakterisering van kiemende angiogenese in levend weefsel

Leer microchirurgische technieken voor het creëren van een arterioveneuze lus in een klein proefdier. Deze methode ondersteunt onderzoek naar angiogenese en gepersonaliseerd weefselengineering met directe vaattoegang.

De arterioveneuze (AV) Loop in een klein proefdiermodel voor Angiogenese en Gevasculariseerd Tissue Engineering Studie

Meer video's verkennen