Evaluatie van de procedure voor het uitvoeren van Awake Cystometry in een muis model
May 20th, 2017
Deze studie beschrijft de chirurgische procedures en experimentele technieken voor het uitvoeren van wakker cysteometrie in een vrij bewegende muis. Daarnaast biedt het experimentele bewijsmateriaal ter ondersteuning van de optimalisatie en normalisatie.
Het algemene doel van deze microchirurgische procedure is om een intravesicaal buisje te implanteren in de urineblaas en de functie van de lagere urinewegen op te nemen bij een wakkere muis. Deze methode kan helpen bij het verkrijgen van reproduceerbare experimentele gegevens uit wakkere cystometrie en het testen van de blaasfunctie bij gezonde en zieke muismodellen. Het belangrijkste doel van deze techniek is om een gestandaardiseerde methode te bieden op basis van experimentele gegevens voor het uitvoeren van vulcystometrie in een muismodel.
Om de buis voor implantatie voor te bereiden, snijd eerst een stuk van zeven centimeter PE10-buis af en duw langzaam een uiteinde naar een open vlam om een verbreding te maken, trek het buisje snel terug zodra de verbreding zichtbaar wordt. Gebruik vervolgens de laagste hitte-instelling op een lijmpistool om drie druppels universele hete lijm aan te brengen op 4,5, 5 en 5,5 centimeter vanaf het verbrede uiteinde van het buisje. Gebruik een schaar om onregelmatigheden van de lijmbellen te knippen.
Breng hete lijm aan op een uiteinde van een 30 gauge naald, die zal worden gebruikt om het PE10-buisje af te sluiten nadat het is geïmplanteerd. Bevestig vervolgens het ontbreken van reactie op teenprik en breng zalf aan op de ogen van het dier. Na het steriliseren van de bovenrug en de onderbuik met alcohol en betadine, maak een snede van 1,5 centimeter tussen de scapula en plaats het dier in rugligging op een verwarmingskussentje van 37 graden Celsius bedekt met steriele lakens onder een dissectiemicroscoop.
Maak nu een snede van 1,5 centimeter in de onderste middenlijn van de buikwand. Gevolgd door een bijpassende snede door de fascia langs de linea alba en spier om de koepel en bovenste helft van de urineblaas bloot te leggen. Houd de buikorganen vochtig met warm fysiologisch zout oplossing, draai het dier op zijn zij om de snede aan de achterkant van de nek te benaderen.
Duwt een smalle hemostaat subcutaan door de snede om een subcutaan kanaal op de rug te beginnen en verder langs de zijkant van het dier. Zodra de punt van het instrument de onderkant van de ribbenkast bereikt, draai de punt richting de middenlijn aan de binnenkant van de buik en blijf de hemostaat voortzetten tot de punt zichtbaar wordt bij de buiksnede onder de spierlaag. Zodra de punt van de hemostaat in de snede is, knijp de huid boven de schouder en breng tractie aan om het dier te stabiliseren totdat de punt van het instrument zichtbaar wordt bij de buiksnede.
Gebruik nu de hemostaat om het niet-verbrede uiteinde van het buisje vast te pakken en trek het langzaam terug, waarbij het uiteinde van het buisje uit de snede aan de achterkant van de nek wordt getrokken en het verbrede uiteinde van het buisje zo wordt aangepast dat het direct boven de koepel van de blaas ligt. Stabiliseer de blaas met een klein rolletje pluisvrij papier. Plaats een losjes gebonden, niet-resorbeerbare 6-O monofilamentnaad op de top van de blaaskoepel.
Gebruik de niet-dominante hand en de Dumont nummer zeven gebogen microforceps om de koepel van de blaas vast te pakken en gebruik een 21 gauge naald in de dominante hand om een cystotomie te maken in de top van de koepel. Probeer voorzichtig de cystotomie met een gesloten paar nummer vijf gebogen microforceps om ervoor te zorgen dat de katheter gemakkelijk door het gat kan passeren en plaats het verbrede uiteinde van de PE10-katheter in de blaas, waarbij de verbreding naar de blaashals wordt geduwd zodat deze niet uitglijdt terwijl deze wordt bevestigd. Met de monofilamentnaad voor de buis geplaatst, draai de 6-O naad strak rond de koepel van de blaas en het buisje zo hoog mogelijk op de blaas om kunstmatig verminderen van de blaascapaciteit te voorkomen.
Alternatief, plaats een losse purse-stringnaad op de koepel van de blaas, maak een cystotomie zoals net gedemonstreerd en breng het verbrede uiteinde van de katheter in de punctie. Bind vervolgens de naad rond de koepel en het buisje zoals gedemonstreerd voor de platte naad. Zorg in beide gevallen voor een veilige bevestiging van het buisje zonder uitgebreide schade aan de blaasmuur te veroorzaken.
Als er te veel weefsel wordt genomen, zal de blaascapaciteit worden verminderd. Als er te weinig wordt genomen, zal de verbinding lekken. Om de afdichting en positie van het buisje in de blaas te testen, bevestigt u een insulinespuiten van 0,5 milliliter met een 30 gauge naald aan het distale uiteinde van het buisje en vult u de blaas langzaam met 0,1 tot 0,2 milliliter 0,9% natriumchloride totdat er een druppel verschijnt bij de urethrale opening.
Als de afdichting onvolledig is, wikkelt u de naadstaarten rond de blaas en bindt u deze opnieuw. Maak vervolgens de blaas leeg door aspiratie. Als er geen lekken optreden bij de koepel, steun de blaas met een paar gebogen microforceps en trek voorzichtig aan het buisje totdat de verbreding tegen de binnenkant van de blaaskoepel rust.
Test de afdichting opnieuw met de eerder beschreven methode. Knip de staarten van de naad af, verwijder het weefselrolletje en breng de blaas terug in zijn normale positie. Gebruik vervolgens een lopende 6-O naad om de buikwand in twee lagen te sluiten.
En draai het dier voorzichtig op zijn buik. Breng het subcutane gedeelte van de metalen anker in de intrascopulaire snede in en gebruik een 6-O monofilament om het buisje en de anker met een verticale matrasnaad te bevestigen. Controleer dat er een lijmbellentje boven en onder de huid aanwezig is om te voorkomen dat het buisje uittrekt en snijd het buisje ongeveer twee centimeter boven de huid af.
Breng vervolgens voorzichtig een 30 gauge plug in het uiteinde van het buisje in om te voorkomen dat urine lekt. Voordat u de meting uitvoert, gebruik PE50-buisjes om de infuuspomp, druktransducer en 22 gauge draaischarnier aan te sluiten. Plaats vervol
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Overzicht
Deze studie beschrijft een microchirurgische procedure voor het implanteren van een intravesicale buis in de urineblaas van een wakkere muis. Deze methode is bedoeld om de verwerving van reproduceerbare experimentele gegevens voor wakkere cystometrie te standaardiseren.
Belangrijke onderdelen van het onderzoek
Wetenschapsgebied
- Neurowetenschappen
- Urologie
- Experimentele chirurgie
Achtergrond
- Wakkere cystometrie is essentieel voor het bestuderen van de blaasfunctie.
- Muismodellen worden veel gebruikt in urologisch onderzoek.
- Gestandaardiseerde methoden verbeteren de reproduceerbaarheid van gegevens.
- Begrip van de blaasfunctie is cruciaal voor de ontwikkeling van behandelingen voor urinewegaandoeningen.
Doel van het onderzoek
- Om wakkere cystometrietechnieken te optimaliseren en te standaardiseren.
- Om een betrouwbare methode te bieden voor het beoordelen van de blaasfunctie.
- Om onderzoek in zowel gezonde als zieke muismodellen te vergemakkelijken.
Gebruikte methoden
- Implantatie van een intravesicale buis in de urineblaas.
- Opname van de functie van de lagere urinewegen bij wakkere muizen.
- Bereiding van de buis met behulp van PE10-buis en hete lijm.
- Microchirurgische technieken voor nauwkeurige implantatie.
Belangrijkste resultaten
- De procedure maakt effectieve monitoring van de blaasfunctie mogelijk.
- Standaardisatie leidt tot reproduceerbare experimentele resultaten.
- Gegevens ondersteunen de betrouwbaarheid van de methode in verschillende muismodellen.
- Geoptimaliseerde technieken verbeteren het begrip van de blaasfysiologie.
Conclusies
- De studie presenteert een waardevolle techniek voor wakkere cystometrie.
- Standaardisatie is essentieel voor reproduceerbaarheid in onderzoek.
- Deze methode kan de studie van urinewegaandoeningen bevorderen.
Veelgestelde vragen
Executive Industry Relevance
Standardized microsurgical techniques for awake cystometry in mouse models enable reproducible assessment of lower urinary tract function, supporting target validation in urology drug discovery. By minimizing movement artifacts and establishing post-operative recovery timelines, this method improves predictive confidence in bladder physiology studies. It facilitates mechanistic de-risking of therapeutic candidates affecting urinary continence, bladder capacity, or voiding patterns in preclinical pipelines.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of bladder neuromuscular function and urinary tract pathophysiology in disease models.
- Operational Value: Provides quantitative intravesical pressure and voiding frequency readouts for target engagement assessment.
- Predictive Value: Supports go/no-go decisions by correlating histologic recovery with functional normalization by post-operative day five.
Screening & Assay Development
- Assay Readiness: Standardized tube preparation using PE10 tubing and hot glue ensures consistent implantation and signal fidelity.
- Reproducibility: Microsurgical implantation protocol reduces inter-animal variability in bladder pressure recordings.
- Scalability: Method supports longitudinal monitoring across recovery time points (days 2, 3, 5, 7) for pharmacokinetic/pharmacodynamic profiling.
Translational & Preclinical Research
- Disease Relevance: Models lower urinary tract dysfunction via edema-induced obstruction, correlating histology with behavioral voiding deficits.
- Translational Continuity: Enables evaluation of therapeutic effects on bladder compliance, capacity, and voiding efficiency post-surgery.
- Risk-Adjusted Advancement: Day five post-surgery represents a stabilized baseline for testing compounds in recovered tissue.
Pipeline & Workflow Integration
This method fits within the discovery continuum from target validation through preclinical efficacy testing, particularly for urological indications where bladder function is a key biomarker.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing of neural, muscular, or epithelial targets regulating bladder contraction and compliance.
- Screening: Enables standardized compound evaluation via reproducible cystometry readouts in awake, freely moving mice.
- Analytics: Generates quantitative pressure curves (baseline 10–15 cm H₂O, voiding pulses) and micturition frequency for dose-response modeling.
- Translational Research: Connects acute post-surgical inflammation to functional recovery, mirroring clinical resolution of urinary tract irritation.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable surgical and recording platform for chronic disease models and therapeutic screening campaigns.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Reduces mechanistic ambiguity in bladder function assays by isolating neurogenic vs. myogenic contributions to voiding.
- Operational Value: Standardized tubing (PE10, flared, glued) and implantation steps improve inter-lab reproducibility.
- Strategic Value: Enables early detection of bladder-related adverse effects, reducing late-stage attrition in urinary tract drug programs.
- Portfolio Impact: Informs risk-adjusted prioritization of candidates based on effects on voiding frequency and pressure dynamics.
Implementation Considerations
- Requires microsurgical expertise, operating microscope, and micro-instrumentation for precise tube placement.
- Depends on access to PE10 and PE50 tubing, hot glue applicator, pressure transducers, and infusion pumps for cystometry setup.
- Necessitates standardized post-operative care and bladder integrity validation via saline fill test to confirm seal and positioning.
- Involves adaptation considerations for female mice or disease models with altered bladder anatomy or compliance.
- Limited by surgical recovery timeline; acute inflammation peaks at days 2–3, requiring day five or later for stable baseline recordings.
