Name: Herhaalde Meting van Respiratory spieractiviteit en Ventilatie in muismodellen van neuromusculaire aandoening (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-04-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 24 s
Description: Leer hoe je respiratoire spieractiviteit en ventilatie herhaaldelijk meet in muismodellen voor ALS-onderzoek. Deze methode combineert telemetrie en elektromyografie voor inzicht in ziekteprogressie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Steun voor dit werk werd geleverd door een Cincinnati Children&#39;s Hospital Medical Center Trustee Award uit aan SAC en een NIH training subsidie ​​(T32NS007453) naar VNJ

<ol><li>Johnson, R. A., Mitchell, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+mechanisms+of+compensatory+respiratory+plasticity+in+spinal+neurological+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Common mechanisms of compensatory respiratory plasticity in spinal neurological disorders.</a> Respir Physiol Neurobiol. 189 (2), 419-428 (2013).</li>
<li>Sieck, G. C., Gransee, H. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSieck%2C+GC+%22Respiratory+Muscles%3A+Structure%2C+Function+%26+Regulation%22">Respiratory Muscles: Structure, Function & Regulation</a>. , Morgan & Claypool Life Sciences. Lecture #34 (2012).</li>
<li>Rizzuto, E., Pisu, S., Musaro, A., Del Prete, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+Neuromuscular+Junction+Functionality+in+the+SOD1%28G93A%29+Animal+Model+of+Amyotrophic+Lateral+Sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Measuring Neuromuscular Junction Functionality in the SOD1(G93A) Animal Model of Amyotrophic Lateral Sclerosis.</a> Ann Biomed Eng. 43 (9), 2196-2206 (2015).</li>
<li>Kennel, P. F., Finiels, F., Revah, F., Mallet, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuromuscular+function+impairment+is+not+caused+by+motor+neurone+loss+in+FALS+mice%3A+an+electromyographic+study%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Neuromuscular function impairment is not caused by motor neurone loss in FALS mice: an electromyographic study.</a> Neuroreport. 7 (8), 1427-1431 (1996).</li>
<li>Pinto, S., Alves, P., Pimentel, B., Swash, M., de Carvalho, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound+for+assessment+of+diaphragm+in+ALS%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Ultrasound for assessment of diaphragm in ALS.</a> Clin Neurophysiol. 127 (1), 892-897 (2016).</li>
<li>Stewart, H., Eisen, A., Road, J., Mezei, M., Weber, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electromyography+of+respiratory+muscles+in+amyotrophic+lateral+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurol+Sci%22%5BJournal%5D)">Electromyography of respiratory muscles in amyotrophic lateral sclerosis.</a> J Neurol Sci. 191 (1-2), 67-73 (2001).</li>
<li>Arnulf, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+disorders+and+diaphragmatic+function+in+patients+with+amyotrophic+lateral+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Sleep disorders and diaphragmatic function in patients with amyotrophic lateral sclerosis.</a> Am J Respir Crit Care Med. 161, 849-856 (2000).</li>
<li>Bennett, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+muscle+activity+during+REM+sleep+in+patients+with+diaphragm+paralysis%5BTitle%5D)+AND+%22Neurology%22%5BJournal%5D)">Respiratory muscle activity during REM sleep in patients with diaphragm paralysis.</a> Neurology. 62 (1), 134-137 (2004).</li>
<li>Pinto, S., de Carvalho, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+responses+of+the+sternocleidomastoid+muscle+in+patients+with+amyotrophic+lateral+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Motor responses of the sternocleidomastoid muscle in patients with amyotrophic lateral sclerosis.</a> Muscle Nerve. 38 (4), 1312-1317 (2008).</li>
<li>Romer, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accessory+respiratory+muscles+enhance+ventilation+in+ALS+model+mice+and+are+activated+by+excitatory+V2a+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol.+287+%28Pt%22%5BJournal%5D)">Accessory respiratory muscles enhance ventilation in ALS model mice and are activated by excitatory V2a neurons.</a> Exp Neurol. 287 (Pt. 2, 192-204 (2017).</li>
<li>Moldovan, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+excitability+changes+related+to+axonal+degeneration+in+amyotrophic+lateral+sclerosis%3A+Insights+from+the+transgenic+SOD1%28G127X%29+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Nerve excitability changes related to axonal degeneration in amyotrophic lateral sclerosis: Insights from the transgenic SOD1(G127X) mouse model.</a> Exp Neurol. 233 (1), 408-420 (2012).</li>
<li>Pagliardini, S., Gosgnach, S., Dickson, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+sleep-like+brain+state+alternations+and+breathing+characteristics+in+urethane+anesthetized+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Spontaneous sleep-like brain state alternations and breathing characteristics in urethane anesthetized mice.</a> PLoS One. 8 (7), 70411(2013).</li>
<li>Nicaise, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phrenic+motor+neuron+degeneration+compromises+phrenic+axonal+circuitry+and+diaphragm+activity+in+a+unilateral+cervical+contusion+model+of+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Phrenic motor neuron degeneration compromises phrenic axonal circuitry and diaphragm activity in a unilateral cervical contusion model of spinal cord injury.</a> Exp Neurol. 235 (2), 539-552 (2012).</li>
<li>Akay, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+measurement+of+muscle+denervation+and+locomotor+behavior+in+individual+wild-type+and+ALS+model+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Long-term measurement of muscle denervation and locomotor behavior in individual wild-type and ALS model mice.</a> J Neurophysiol. 111 (3), 694-703 (2014).</li>
<li>Tysseling, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+evaluation+of+a+chronic+EMG+multichannel+detection+system+for+long-term+recordings+of+hindlimb+muscles+in+behaving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electromyogr+Kinesiol%22%5BJournal%5D)">Design and evaluation of a chronic EMG multichannel detection system for long-term recordings of hindlimb muscles in behaving mice.</a> J Electromyogr Kinesiol. 23 (3), 531-539 (2013).</li>
<li>Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocorticographic+and+deep+intracerebral+EEG+recording+in+mice+using+a+telemetry+system%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res+Brain+Res+Protoc%22%5BJournal%5D)">Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system.</a> Brain Res Brain Res Protoc. 14 (3), 154-164 (2005).</li>
<li>Pilla, R., Landon, C. S., Dean, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+potential+early+physiological+marker+for+CNS+oxygen+toxicity%3A+hyperoxic+hyperpnea+precedes+seizure+in+unanesthetized+rats+breathing+hyperbaric+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">A potential early physiological marker for CNS oxygen toxicity: hyperoxic hyperpnea precedes seizure in unanesthetized rats breathing hyperbaric oxygen.</a> J Appl Physiol. 114 (1985), 1009-1020 (1985).</li>
<li>Morrison, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+inhibitory+amino+acids+in+control+of+hypoglossal+motor+outflow+to+genioglossus+muscle+in+naturally+sleeping+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol.+552+%28Pt%22%5BJournal%5D)">Role of inhibitory amino acids in control of hypoglossal motor outflow to genioglossus muscle in naturally sleeping rats.</a> J Physiol. 552 (Pt. 3, 975-991 (2003).</li>
<li>Tscharner, V., Eskofier, B., Federolf, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+the+electrocardiogram+signal+from+surface+EMG+recordings+using+non-linearly+scaled+wavelets%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electromyogr+Kinesiol%22%5BJournal%5D)">Removal of the electrocardiogram signal from surface EMG recordings using non-linearly scaled wavelets).</a> J Electromyogr Kinesiol. 21 (4), 683-688 (2011).</li>
<li>Hof, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+to+remove+ECG+artifacts+from+trunk+muscle+EMG+signals%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electromyogr+Kinesiol%22%5BJournal%5D)">A simple method to remove ECG artifacts from trunk muscle EMG signals.</a> J Electromyogr Kinesiol. 19 (6), e554-e555 (2009).</li>
<li>Lu, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removing+ECG+noise+from+surface+EMG+signals+using+adaptive+filtering%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Removing ECG noise from surface EMG signals using adaptive filtering.</a> Neurosci Lett. 462 (1), 14-19 (2009).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

De procedure hier gedemonstreerd maakt de invasieve (na initiële chirurgische implantatie van de zender) meten van respiratoire spieractiviteit en ventilatie gedurende vele maanden in hetzelfde dier. Deze techniek heeft een aantal voordelen ten opzichte van standaard EMG technieken geanesthetiseerde muizen: 1) de experimenten hebben minder muizen en bieden de mogelijkheid om gegevens van dezelfde plaats nemen in een enkele muis in ziektestadia (in plaats van verschillende muizen op verschillende ziektestadia); 2) signal...

Hulpademhalingsspieren (ARM) te verhogen ventilatie in tijden van grote vraag (bijvoorbeeld lichaamsbeweging) en helpen om de ventilatie te behouden wanneer diafragma functie in het gedrang komt na letsel of ziekte 1, 2. Hoewel veranderingen in diafragmafunctie zijn goed beschreven in amyotrofische laterale sclerose (ALS) en muismodellen 3, 4, 5, 6, veel minder bekend over de activiteit of functie van wapens in ALS. Echter, een studie suggereert dat ALS patiënten die ARMs werven hebben een betere prognose dan die met vergelijkbare diafragma dysfunctie die dat niet doen 7. Verder ARM activiteit voldoende is voor ademhaling in geval van membraan 8 verlamming. Deze studies geven aan dat strategieën om ARM functie vergroten breathi kan verbeterenng bij patiënten met neuromusculaire ziekten, ruggenmergletsel of andere aandoeningen waarbij diafragmafunctie wordt aangetast. Echter, de mechanismen die ARM werving voor ademhalen zijn grotendeels onbekend. Methoden om de respiratoire functie en veranderingen in de ARM-activiteit na verloop van tijd in diermodellen van de ziekte of verwonding nodig zijn om te bestuderen hoe armen worden aangeworven te meten, alsook om therapieën te evalueren ARM werving en de ventilatie te verbeteren. Bovendien kan de verhoogde activiteit van wapens samenvalt met het progressieve verlies van diafragmafunctie een nuttig biomarker voor ziekteprogressie bij neuromusculaire ziektes zoals ALS 7, 9, 10 zijn. Dit protocol beschrijft een werkwijze om niet-invasief (na de initiële operatie) een aantal malen meet de activiteit van de ademhalingsspieren en ventilatie in wakkere, gedragen muizen. Gesynchroniseerde opnames van elektromyograafy (EMG), het hele lichaam plethysmografie (WBP) en video laat de onderzoeker hoe veranderingen in armbeweging effect ventilatie beoordelen en te bepalen wanneer de patiënt in rust of bewegen. Een belangrijk voordeel van deze werkwijze is dat deze kan worden uitgevoerd in wakkere, gedragen muizen, terwijl sommige alternatieve methoden voor het meten EMG vereist anesthesie en / of terminalprocedures 11, 12, 13. Het opnemen van EMG-activiteit in wakkere muizen tijd kan ook worden bereikt door het chronische implantatie van EMG leidt, wanneer de muis wordt gebonden door draden aan het acquisitiesysteem 14, 15. Omdat vastmaken van een muis kunnen interfereren met normale ontwikkeling of het gedrag en kunnen niet compatibel met standaard plethysmografie kamer zijn de beschreven werkwijze gebruikt telemetrietoestellen het EMG signaal naar het acquisitiesysteem draadloos te verzenden. De zender kanin- of uitschakelen met een magneet om stroom te besparen en maakt herhaalde metingen van EMG-activiteit gedurende enkele maanden. Dit protocol kan gemakkelijk worden aangepast om de activiteit van additionele respiratoire of niet- ademhalingsspieren te meten door het plaatsen van de EMG leidt naar verschillende spieren. Als alternatief, één van de twee leidingen kan worden toegepast om EEG-activiteit meten slaaptoestand beoordelen of epileptische activiteit 16 te identificeren. Deze techniek is met succes gebruikt om veranderingen in ARM-activiteit in rust gedurende progressie van de ziekte in een muismodel van ALS te meten en om de belangrijkste neuronen rijden ARM-activiteit in gezonde muizen 10 te identificeren.

<table><tbody><tr><td>B6.Cg-Tg (SOD1*G93A)1 Gur/J</td><td>Jackson Laboratory</td><td>4435</td><td></td></tr><tr><td>Plethysmography Chamber</td><td>Buxco Respiratory Products/ Data Sciences International</td><td>601-1425-001</td><td></td></tr><tr><td>Telemetry Receivers (Model RPC-1)</td><td>Data Sciences International</td><td>272-6001-001</td><td></td></tr><tr><td>Bias Flow Pump (Model BFL0500)</td><td>Data Sciences International</td><td>601-2201-001</td><td></td></tr><tr><td>ACQ-7000 USB</td><td>Data Sciences International</td><td>PNM-P3P-7002XS</td><td></td></tr><tr><td>Dataquest A.R.T. Data Exchange Matrix</td><td>Data Sciences International</td><td>271-0117-001</td><td></td></tr><tr><td>New Ponemah Analysis System</td><td>Data Sciences International</td><td>PNM-POST-CFG</td><td></td></tr><tr><td>Ponemah Physiology Platform Acqusition software v5.20</td><td>Data Sciences International</td><td>PNM-P3P-520</td><td></td></tr><tr><td>Ponemah Unrestrained Whole Breath Plethysmography analysis package v5.20</td><td>Data Sciences International</td><td>PNM-URP100W</td><td></td></tr><tr><td>Configured Ponemah Software System</td><td>Data Sciences International</td><td>PNM-P3P-CFG</td><td></td></tr><tr><td>Analysis Module (URP)</td><td>Data Sciences International</td><td>PNM-URP100W</td><td></td></tr><tr><td>Universal Amplifier</td><td>Data Sciences International</td><td>13-7715-59</td><td></td></tr><tr><td>Sync Board</td><td>Data Sciences International</td><td>271-0401-001</td><td></td></tr><tr><td>Sync Cable</td><td>Data Sciences International</td><td>274-0030-001</td><td></td></tr><tr><td>Transducer-Pressure Buxco</td><td>Data Sciences International</td><td>600-1114-001</td><td></td></tr><tr><td>Flow Meter</td><td>Data Sciences International</td><td>600-1260-001</td><td></td></tr><tr><td>Magnet and Radio included in F20-EET Starter Kit</td><td>Data Sciences International</td><td>276-0400-001</td><td></td></tr><tr><td>Axis P1363 Video Camera&nbsp;&nbsp;</td><td>Data Sciences International</td><td>275-0201-001</td><td></td></tr><tr><td>Terg-A-Zyme</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-821-785</td><td>Enzyme Detergent</td></tr><tr><td>Actril</td><td>Minntech Corporation</td><td>78337-000</td><td>Chemical Sterilant</td></tr><tr><td>Stereo Dissecting Microscope (Model MEB126)</td><td>Leica</td><td>10-450-508</td><td></td></tr><tr><td>Servo-Controlled Humidifier/Infant Incubator</td><td>OHMEDA Ohio Care Plus</td><td>6600-0506-803</td><td></td></tr><tr><td>TL11M2-F20-EET Transmitters</td><td>Data Sciences International</td><td>270-0124-001</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #2 Laminectomy Forceps - Standard Tips/Straight/12 cm (x2)&nbsp;</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>11223-20</td><td>For handling wires</td></tr><tr><td>Dumont #2 Laminectomy Forceps - Standard Tips/Straight/12 cm (x2)</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>11223-20</td><td>For surgery</td></tr><tr><td>Narrow Pattern Forceps- Serrated/Curved/12 cm</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>17003-12</td><td></td></tr><tr><td>Spring Scissors - Tough Cut/Straight/Sharp/12.5 cm/6 mm Cutting Edge</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>15124-12</td><td></td></tr><tr><td>Tissue Separating Scissors - Straight/Blunt-Blunt/11.5 cm</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>14072-10</td><td></td></tr><tr><td>Fine Scissors - Tough Cut/Curved/Sharp-Sharp/9 cm&nbsp;</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>14058-11</td><td>For cutting wires and clipping nails</td></tr><tr><td>Scalpel Handle #3</td><td>World Precision Instruments</td><td>500236</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel Blade</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>10010-00</td><td>For preparing lead caps</td></tr><tr><td>Polysorb Braided Absorbable suture</td><td>Coviden</td><td>D4G1532X</td><td>For coiling transmitter leads</td></tr><tr><td>Gluture&nbsp;</td><td>Zoetis Inc.</td><td>6606-65-1</td><td>Cyanoacrylate adhesive</td></tr><tr><td>3 mL Syring Slip Tip - Soft</td><td>Vitality Medical</td><td>118030055</td><td></td></tr><tr><td>25 G Needle (x2)</td><td>Becton Dickinson and Co.</td><td>305-145</td><td></td></tr><tr><td>Cotton Tipped Applicators</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>100-9175</td><td></td></tr><tr><td>Andis Easy Cut Hair Clipper Set</td><td>Andis</td><td>049-06-0271</td><td>Electrical Razor sold at Target</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>29404</td><td>Anesthetic&nbsp;</td></tr><tr><td>Isopropyl Alcohol 70%</td><td>Priority Care 1</td><td>MS070PC</td><td></td></tr><tr><td>Dermachlor 2% Medical Scrub (chlorohexidine 2%)</td><td>Butler Schein</td><td>55482</td><td></td></tr><tr><td>Artificial Tears</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>48272</td><td>Lubricant Opthalmic Ointment</td></tr><tr><td>Vacuum grease</td><td>Dow Corning Corporation</td><td>1597418</td><td></td></tr><tr><td>Water Blanket</td><td>JorVet</td><td>JOR784BN</td><td></td></tr></tbody></table>

herhaalde meting van respiratory spieractiviteit en ventilatie in muismodellen van neuromusculaire aandoening

Repeated Measurement of Respiratory Muscle Activity and Ventilation in Mouse Models of Neuromuscular Disease

Hulpademhalingsspieren helpen om de ventilatie te behouden wanneer diafragma functie wordt aangetast. Het volgende protocol beschrijft een werkwijze voor herhaalde metingen gedurende weken of maanden accessoire ademhalingsspieren activiteit tegelijkertijd meten ventilatie in een niet-verdoofde, vrij gedragen muis. De techniek omvat de chirurgische implantatie van een radiozender en het inbrengen van de elektrode leidt naar de ongelijkzijdige en trapezius spieren elektromyogram de activiteit van deze ademhalingsspieren te meten. Ventilatie wordt gemeten door het gehele lichaam plethysmografie en dierlijke beweging wordt bepaald door video en wordt gesynchroniseerd met elektromyogram activiteit. Metingen van spieractiviteit en ventilatie in een muismodel van amyotrofische laterale sclerose worden gepresenteerd om te laten zien hoe deze tool kan worden gebruikt om hoe de ademhalingsspieren activiteit veranderingen in de tijd te onderzoeken en om de impact van spieractiviteit op ventilatie te beoordelen. De beschreven werkwijzen kunnen easily worden aangepast aan de activiteit van andere spieren te meten of accessoire ademhalingsspieren activiteit in aanvullende muismodellen van de ziekte of letsel te beoordelen.

De beschreven protocol werd gebruikt om een ​​telemetrie-inrichting implanteren en ongelijkzijdige en trapezius EMG WBP en video van een SOD1 (G93A) ALS muismodel nemen. Perioden waarin het dier inactief (bijvoorbeeld niet beweegt) werden geïdentificeerd via de video-opname en bevestigd door het ontbreken van beweging-gerelateerde activiteit in de WBP trace (Figuur 3A). Inactieve perioden omvatten tijd doorgebracht in REM of non-REM-slaap, evenals tijd wakker, m...

Dit artikel beschrijft een werkwijze voor herhaalde metingen van ventilatie en respiratoire spieractiviteit in vrij gedragen amyotrofische laterale sclerose (ALS) muismodel gedurende ziekteprogressie met hele-lichaamsplethysmografie en elektromyografie via een geïmplanteerde apparaat telemetrie.

Herhaalde Meting van Respiratory spieractiviteit en Ventilatie in muismodellen van neuromusculaire aandoening

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated ...

Het algemene doel van deze procedure is om de activiteit van de ademhalingsspieren en de ventilatie herhaaldelijk te meten gedurende de progressie van de ziekte. Dit gebeurt na de chirurgische implantatie van een telemetrieapparaat met elektromyografieleidingen die in geselecteerde spieren zijn ingebracht. Deze methode kan worden gebruikt om kernvragen te beantwoorden over hoe accessoire ademhalingsspieren compenseren voor een verminderde diafragmafunctie na ziekte of letsel.Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat ventilatie en de activiteit van de ademhalingsspieren kunnen worden gemeten bij dezelfde vrij bewegende muis gedurende de progressie van de ziekte. Deze methode kan inzicht bieden in de diagnose en behandeling van ALS, maar kan ook worden toegepast op andere modellen van neuromusculaire ziekten of ruggenmergletsel. Begin met het voorbereiden van de EMG-elektroden.Gebruik een schaar die specifiek bedoeld is voor het hanteren van draden om de distale loden bij te snijden, zodat er ongeveer drie centimeter draad overblijft om de doelspier te bereiken. Gebruik vervolgens een scalpel om 0,5 centimeter van de plastic omhulling te verwijderen zonder de draad zelf door te snijden. Gebruik daarna gereedschap voor draadbewerking om de uiteinden van de loden uit te rekken tot vier of vijf keer hun oorspronkelijke lengte.Trim de blootgestelde draden van de elektroden zodat deze een lengte van 0,5 centimeter hebben. Bereid vervolgens elektrodekapjes voor om de draaduiteinden te bedekken door buisjes van 0,25 centimeter af te knippen van de eerder verwijderde plastic behuizing. Voer na het anesthetiseren van de muis een teenknijp- en staartknijptest uit om er zeker van te zijn dat de muis volledig is geanestheseerd door de afwezigheid van een reactie.Verplaats de muis vervolgens naar de chirurgische opstelling en plaats de neusconus om de anesthesie tijdens de operatie te handhaven. Breng een oogverzachtende zalf aan om uitdroging van de ogen tijdens de operatie te voorkomen. Knip de nagels van de poten aan de zijde van de operatieplaats om te verminderen dat de muis de draden uittrekt of wonden veroorzaakt door te krabben tijdens het genezingsproces.Scheren de muis om een chirurgische plek tussen het oor en de schouder vrij te maken. Reinig vervolgens de chirurgische plek afwisselend met desinfectiemiddel en daarna met isopropanol. Om de implantatie te starten, trek de voorpoot richting de ipsilaterale voet om de scapula caudaal te verplaatsen, waardoor er chirurgische toegang komt tot de musculus scalenus en de musculus trapezius.Gebruik stompe, gebogen pincetten om de voorpoot ipsilateraal aan de chirurgische plaats terug te houden en zet de poot met tape vast. Trek na het aantrekken van een nieuw paar chirurgische handschoenen met het scalpel een schuine incisie van twee centimeter tussen de schouder en het oor. Trek vervolgens met twee laminectomiepincetten in elke hand het vetkussen terug en spreid de musculus trapezius en de musculus platysma om de fascia over de musculus sternocleidomastoideus en de musculi scaleni bloot te leggen.Gebruik de bleke musculus sternocleidomastoideus en de nervus phrenicus als oriëntatiepunten om de musculi scaleni te identificeren. Let op dat de nervus phrenicus parallel aan de musculi scaleni loopt, terwijl de musculus sternocleidomastoideus inferieur ligt. De musculi scaleni lopen schuin van de cervicale wervels naar de ribben onder de musculus trapezius.Biopotentiele elektroden worden ingebracht in de musculus scalenus anterior, die kan worden geïdentificeerd als de spier die direct naast de nervus phrenicus loopt. Maak vervolgens een pocket voor de zender door de punten van een weefselschaar onder de huid van de muis in te brengen en deze te spreiden totdat er een pocket is gevormd die iets groter is dan de breedte van de zender. Spoel de pocket met warme steriele zoutoplossing.Plaats vervolgens de zender met de vlakkere zijde tegen de spier. Positioneer de zender zodanig dat deze plat ligt en de draden uit de pocket komen, parallel aan elkaar in plaats van gedraaid. Leid de draden van de zender naar de musculus scalenus en de musculus trapezius, zodat de twee sets biopotentiaal-leads plat en parallel aan elkaar liggen.Gebruik vervolgens de laminectomie-tang om de musculus scalenus anterior te scheiden van de omringende spieren. Steek daarna een naald van 25 gauge loodrecht op de spiervezels door de scalenusspier. Plaats één elektrode in de punt van de naald en trek de naald vervolgens uit de spier, waarbij de elektrode in de spier achterblijft tot aan de isolatie van de draad.Noteer welke kleuren draden in welke spier zijn ingebracht. Breng een druppel cyanoacrylaatlijm aan op een naald van 21-gauge om het aanbrengen van de lijm op de draden te vergemakkelijken. Plaats vervolgens de lijm op het blootliggende uiteinde van de draad, dicht bij de spier waar de draad is ingebracht.Schuif de leadkap snel over de draad, zodat er geen draad zichtbaar is tussen de leadkap en de spier. Trim het overtollige draad distaal van de kap en breng een druppel cyanoacrylaatlijm aan op het uiteinde van de leadkap en de draad. Laat de lijm polymeriseren voordat u loslaat.Plaats vervolgens de lead met de tegenovergestelde polariteit parallel aan de eerste in dezelfde spier op dezelfde wijze. Deze lead moet één tot twee millimeter verwijderd zijn van de eerste lead. Herhaal de procedure om leads in de trapeziusspier te plaatsen, die zich net anterieur aan de scalenusspier bevindt, zoals hier getoond.Controleer vervolgens of de draadaleidingen stevig zijn vastgezet en of er net genoeg speling in de leidingen zit zodat het dier lichaamsbewegingen kan maken zonder aan de leidingen te trekken. Verwijder daarna voorzichtig de tape die de voorpoot op zijn plaats houdt. Trek het vetkussen terug over de spier en gebruik dit om de ingebrachte leidingen te bedekken.Vervolgens worden de huidflappen weer naar elkaar toe geschoven zodat de incisie rechtlijnig is. Knijp een gedeelte van de huidflappen samen met een gebogen pincet en breng een kleine lijn cyanoacrylaatlijm langs deze lijn aan. Injecteer subcutaan 0,1 milliliters carprofen om postoperatieve pijn te verlichten terwijl het dier nog onder narcose is.Verwijder het dier uit de neuskegel en plaats het in een schone kooi in de voorverwarmde incubator totdat het dier wakker is en zich vrijwillig in de kooi beweegt. Plaats de muis gedurende ten minste één uur in de plethysmografiekamer om deze te laten acclimatiseren voorafgaand aan de registratie van EMG en plethysmografie. Voorafgaand aan de registratie, maar na de kalibratie, schakelt u de zender in door een sterke magneet binnen één inch van het geïmplanteerde dier te plaatsen.Een rood lampje aan de voorzijde van de ontvanger geeft aan wanneer de zender is ingeschakeld. Begin de acquisitie via het uitklapmenu met het label Acquisition en kies Start Acquisition. Hoewel de duur van de opname per experiment kan variëren, duurt een typische plethysmografie- en EMG-opname één tot drie uur.Wanneer de acquisitie is voltooid, wordt de zender met een magneet uitgeschakeld en wordt het dier teruggeplaatst in de thuiskooi. Hieronder volgen WBP- en EMG-sporen van de musculus scalenus en musculus trapezius van een presymptomatische SOD-1(G93A)-muis op postnatale dag 98. Perioden waarin het dier in rust is, worden gebruikt voor de analyse.Het rode kader toont EMG-sporen in rust zonder EMG-salvo's, wat kenmerkend is voor een presymptomatische muis. Sporen buiten het rode kader vertonen grote en onregelmatige pieken in de plethysmografie-sporen, spieractiviteit en EMG-sporen, wat typisch is wanneer een dier beweegt. Deze afbeelding toont WBP- en EMG-sporen van de trapeziusspier van een symptomatische SOD-1(G93A)-muis op postnatale dag 126, waarbij een EMG-salvo aanwezig is terwijl de muis in rust is.Zodra deze techniek onder de knie is, kan deze in 35 minuten worden uitgevoerd mits deze correct wordt toegepast. Na deze procedure kunnen de geïmplanteerde dieren worden gebruikt om de effectiviteit van farmaceutica bij het verbeteren van de activiteit van de hulpademhalingsspieren in modellen van ziekte of letsel te beoordelen.

repeated-measurement-respiratory-muscle-activity-ventilation-mouse

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

Herhaalde metingen van knaagdieren respiratoire fysiologie en bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen wenselijk zijn, maar over het algemeen niet haalbaar. Hier beschrijven we een herhaalbare methode voor het mondeling intuberen muizen dat herhaalde metingen van de luchtwegen hyperreactiviteit en de bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen vergunningen.

Een reversibele, niet-invasieve methode voor Airway Resistance Metingen en bronchoalveolaire lavage Fluid Sampling in Muizen

Source: Jensen, V. N., et al. Repeated Measurement of Respiratory Muscle Activity and Ventilation in Mouse Models of Neuromuscular Disease. J. Vis. Exp. (2017).This video demonstrates the method for recording simultaneous plethysmography and electromyography signals in a freely moving ALS mouse model. The procedure involves using implanted electrodes and a transmitter to capture muscle activity, alongside a plethysmography chamber to monitor breathing patterns, to investigate the role of...

Simultaneous Plethysmography and Electromyography Recording in an ALS Mouse Model

Het huidige protocol bevat een gedetailleerde stap-voor-stap beschrijving van de vereiste om metingen van de ademhalingswegen mechanica, alsmede de beoordeling van de luchtwegen voor geïnhaleerde methacholine in muizen met behulp van de geforceerde oscillatie techniek (flexiVent voeren procedures; SCIREQ Inc, Montreal, Qc , Canada).

Evaluatie van Respiratory System Mechanics in Muizen met behulp van de Gedwongen Oscillatie techniek

Het doel van deze publicatie is om onze oorspronkelijke werk op een multi-spier oppervlak elektromyografische aanpak te presenteren om kwantitatief te karakteriseren respiratoire spieractivatiepatronen bij personen met chronische dwarslaesie behulp van vector-gebaseerde analyse.

Evaluatie van Respiratory Muscle Activation Met Respiratory Motor Control Assessment (KMMA) in Personen met chronische ruggenmergletsel

De beoordeling van respiratoire fysiologie is traditioneel ingeroepen technieken, die beperkingen of sedatie van het dier nodig. Ongebreideld hele lichaam plethysmografie, echter zorgt voor een nauwkeurige, niet-invasieve, kwantitatieve analyse van respiratoire fysiologie in diermodellen. Bovendien kan de techniek herhaalde respiratoire evaluatie van muizen waardoor longitudinale studies.

Meten Functie Respiratory in Muizen met behulp van Ongebreideld Whole-body plethysmografie

Dit protocol beschrijft een flexibele, voordelige systeem voor het meten van de muis ambulation in een open veld activiteit assay. We laten zien dat een bepaling van de 6 minuten durende ambulation op basis van dit systeem een afname van de vrijwillige beweging in mdx muizen detecteert en nauwkeurig verbetering in een spier-specifieke redding van deze dieren onderscheidt.

Een eenvoudige en goedkope Assay voor het meten van Ambulation in muismodellen van spierdystrofie

Het doel van dit artikel is bedoeld als een gedetailleerde beschrijving van de aanbevolen procedures voor het evalueren van de ademhalingsfunctie in bewuste muizen door dubbele-kamer plethysmography.

Beoordeling van de ademhalingsfunctie in bewuste muizen door Double-kamer Plethysmography

In deze studie presenteren we een in vivo methode voor het schatten van het aantal en de grootte van de motoreenheid om de connectiviteit van de middenrifmotoreenheid van de rat te kwantificeren. Een stapsgewijze aanpak van deze technieken wordt beschreven.

Beoordeling van de connectiviteitsuitkomstmaten van de motoreenheid van het rattendiafragma als kwantitatieve biomarkers van degeneratie en compensatie van phrenische motorneuronen

Hier beschrijven we een uitgebreide methode voor het meten van mitochondriale oxidatieve fosforylering in verse gepermeabiliseerde skeletspiervezels van menselijke of muizenspieren. Deze methode maakt de real-time kwantificering van de mitochondriale ademhaling en de beoordeling van brandstofvoorkeur en metabole flexibiliteit mogelijk, met behoud van bestaande mitochondriale netwerken en membraanintegriteit.

Meting van mitochondriale ademhaling in skeletspiervezels van mens en muis door middel van respirometrie met hoge resolutie

De voorgestelde opstelling maakt gecontroleerde mechanische ventilatie en magnetische resonantiebeeldvorming van 3D-thoraxbewegingen bij muizen en ratten mogelijk. We hebben deze opstelling gebruikt om de pathofysiologie te bestuderen die ten grondslag ligt aan door mechanische ventilatie geïnduceerde ademhalingsspierdisfunctie.

3D Cine magnetische resonantie beeldvorming van ademhalingsbeweging bij mechanisch geventileerde muizen en ratten

Leer hoe je respiratoire spieractiviteit en ventilatie herhaaldelijk meet in muismodellen voor ALS-onderzoek. Deze methode combineert telemetrie en elektromyografie voor inzicht in ziekteprogressie.

Herhaalde Meting van Respiratory spieractiviteit en Ventilatie in muismodellen van neuromusculaire aandoening

Meer video's verkennen