Name: In Vivo Elektrofysiologische meting van de Rat telefoonbotje met axonale prikkelbaarheid testen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 56 s
Description: Leer axonale prikkelbaarheidstesten van de nervus ulnaris bij ratten voor neurodegeneratief onderzoek. Deze methode maakt herhaalde metingen mogelijk om ziekteprogressie te karakteriseren.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Het project werd gesteund door Lundbeck Stichting, de Novo Nordisk Foundation, de Deense Medical Research Council, de Ludvig en Sara Elsass Foundation, de Stichting voor onderzoek in de neurologie en Jytte en Kaj Dahlboms Foundation. R.A wordt ondersteund door een vroege carrière Post-Doctoral Fellowship van het National Health en medische onderzoek Raad van Australië (#1091006)

Alle hier beschreven experimentele procedures de Animal Care en de ethische commissie van UNSW Sydney nageleefd en werden uitgevoerd overeenkomstig de nationale gezondheids- en medische onderzoek Raad (NHMRC) van Australië reglementen voor dierproeven.
1. experimentele instellen
Opmerking: 12 week oud, vrouwelijke Long-Evans ratten werden gebruikt in deze procedure.
<ol><li>Anesthetize de rat in een zaal van de inductie met behulp van 4% Isofluraan en 1 L per min O2 debiet. Voldoende verdoving door te testen voor de restarmen reflex bevestigen en zorgen voor haar afwezigheid voordat u het dier uit de zaal inductie verwijdert. Merk op dat verschillende verdoving agenten Differentiele effecten op zenuw prikkelbaarheid10.</li>
	<li>Veilig plaatsen van de snuit van het dier in de bijlage van de neus en een onderhoudsdosis van 2,5% Isofluraan en 1 L per min O2 debiet leveren.</li>
	<li>Bevestig voldoende verdoving door te controleren voor zowel pedaal terugtrekking en hoornvlies reflexen door knijpen van het dier tenen en zachtjes aanraken van zijn oog. Opmerking: Toepassing van dierenarts zalf op ogen, om te voorkomen dat droogte terwijl onder verdoving, is aanbevolen maar niet essentieel zijn, zoals de procedure gewoonlijk 30 min per dier duurt.</li>
	<li>Het handhaven van de lichaamstemperatuur van de rat bij 37 ° C met het gebruik van een verwarmingsmat feedback gecontroleerd en een rectale thermometer-sonde. Stel de verwarmingsmat en geïntegreerde lichaam temperatuursensor tot 40 ° C om te voorkomen dat elke huid schade die bij hogere temperaturen optreedt. Opmerking: Het is aanbevolen om monitor en record fysiologische maatregelen (hartslag, lichaamstemperatuur, zuurstof saturatie en ademhaling) elke 10s met het gebruik van een dierlijke fysiologische monitoring systeem. Optimale opname procedures dient lokale meting van de temperatuur van de ledematen als de perifere temperatuur kouder dan dat van de kern temperatuur11 (Figuur 1 kunnen).</li>
	<li>Antiseptische handschoenen dragen en altijd gebruiken instrumenten gereinigde met 70% ethanol, om een pathogenen vrije omgeving gedurende de hele procedure.</li>
</ol>2. elektrofysiologische instellen
<ol><li>Gebruik lage impedantie platina electroencephalogram (EEG) naald elektroden voor deze procedure.</li>
	<li>De elektroden van de naald van de opname voor te bereiden door het invoegen van de opname naald elektrode (Figuur 1, aangegeven in paars) door middel van de laatste spier en de referentie-elektrode via het dorsale aspect van het 4e cijfer (Figuur 1, aangegeven in oranje) opnemen van samengestelde spier actie potentials (CMAPs).</li>
	<li>Plaats de elektrode van de grond via de huid op het superieure aspect van de onderarm tussen stimuleren en opname van elektroden (Figuur 1, aangegeven in groen). Wees voorzichtig bij het plaatsen van de elektroden Voorkom spierweefsel.</li>
	<li>De percutane stimulerende naald elektroden voor te bereiden door het invoegen van de kathode (Figuur 1; geëtiketteerd blauw) ongeveer 4 mm distale aan de kubusvormige tunnel op de elleboog. Invoegen van de anode (Figuur 1; geëtiketteerd rood) ongeveer 1 cm proximally via de huid van de axillar-regio.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig1.jpg"> Figuur 1: een schematisch diagram van de naald elektrode posities in de rat voorpoot. De kathode (blauw) is ongeveer 4 mm distale aan de kubusvormige tunnel op de elleboog en de anode (rood) is ingevoegd ongeveer 1 cm proximally via de huid van de axillar-regio. De grond naald elektrode (groen) wordt ingebracht via de huid op de superieure aspect van de onderarm tussen stimuleren en opname van elektroden. De opname (paars) en de referentie (oranje) naald-elektroden worden ingevoegd via de laatste spier en het dorsale aspect van de 4th -cijferige. De temperatuursonde (grijs) is geplaatst op het superieure aspect van de duimmuis spier. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56102/56102fig1large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.</a>
3. axonale prikkelbaarheid Procedures
<ol><li>Uitvoeren van de knaagdier motorische zenuw TRONDNF protocol gebruikt een semi-automatische, gecontroleerde axonale prikkelbaarheid computerprogramma (Zie de tabel van materialen) gekoppeld aan een constante huidige stimulator en een versterker. Verwijder overtollige 50 Hz elektrische ruis met behulp van een 50/60 Hz lawaai eliminator.<ol>
<li>Opnemen van de CMAP uit de laatste spier door gelijktijdig visualiseren de CMAP-morfologie en toepassing van een 1 ms blokgolf-puls aan het telefoonbotje met de kathode naald elektrode.<ol>
<li>Het bereiken van optimale opnamen, zorgvuldig pas de hoek en/of de positie van de kathode totdat een optimale tweefase responscurve met constante amplitude is bereikt (figuur 2A.). Zodra de optimale positie heeft vastgesteld, stabiliseren de kathode met een elektrode repositionable houder. Opmerking: De software die automatisch wordt gebruikt levert de test stimuli, hieronder beschreven, en verhoogd of verlaagd van de huidige vereist om de drempel.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Opnemen van een stimulus-respons-curve door het stapsgewijs verhogen van de intensiteit van de stimulans voor een 1 ms impuls door 1 mA tot een maximale respons wordt bereikt. Opmerking: De paarse en groene lijn in figuur 2B en 2C vertegenwoordigt de incrementele toename van de intensiteit van de stimulus en het geautomatiseerde systeem respectievelijk. De amplitude van de doelgroep voor drempel bijhouden is automatisch ingesteld op 40% van de maximale amplitude overeenkomt met het gebied van de steilste helling op de stimulus-respons-curve. De verandering in de 'drempel' (d.w.z. stimulans nodig te verduidelijken met 40% CMAP) geïnduceerd door verschillende test prikkels is de variabele van verkregen gedurende de rest van het protocol.</li>
		<li>Opnemen van meerdere axonale prikkelbaarheid parameters, met inbegrip van de drempel electrotonus (TE), huidige-drempel (ik / V) relatie en herstel cyclus (RC) zoals beschreven in referentie12. Opmerking: Het computerprogramma gecontroleerde axonale prikkelbaarheid beoordeelt de drempel (TE) met een 100 ms subthreshold depolarizing en hyperpolarizing van stromingen die is ingesteld bij ±20% en ±40% van de controle-drempel huidige. De verandering in de drempel na zowel depolarizing als hyperpolarizing stromingen is automatisch wordt vastgelegd bij 14 tijd-punten tijdens de 100 ms polariserende huidige en 12 punten na de polariserende huidige. Drempel electrotonus indirect beoordeelt de overslagfaciliteiten conductances en is een marker van de membraanpotentiaal. De I / V relatie is beoordeeld met 200 ms subthreshold conditioning stromingen die in intensiteit van 50 wisselen % tot-100% van de drempel van de controle in stappen van 10%. De I / V relatie tot TE verschilt in dat de stromingen zijn langer in duur, de intensiteit van polarisatie is geleidelijk veranderd van + 50% tot-100% en de wijziging van de drempel wordt beoordeeld op elke intensiteit 1 ms nadat de huidige polariserende heeft opgehouden. De I / V relatie geeft inzicht in de rectificatie eigenschappen van de axon1. De RC is beoordeeld met een gepaarde pulse paradigma, waar een eerste supramaximal conditioning stimulans wordt toegepast gevolgd door een reeks van test stimuli specifieke intervallen van 2,5 ms aan 200 ms. deze parameter test een goed gedefinieerde reeks gebeurtenissen die plaatsvinden in de knooppunten regio van de axon na stimulatie van de supramaximal. Deze gebeurtenissen omvatten de inactivering van spanning-gated nb+ kanalen die maakt het moeilijker om een latere reactie ontlokken en wordt gekwantificeerd door de refractoriness en de relatieve refractaire periode 1. Dit wordt gevolgd door een heffing van het stengellid en een periode van verhoogde prikkelbaarheid gemedieerd door snelle kalium kanalen, gekwantificeerd door superexcitability. Ten slotte, bemiddelen langzaam activerend kalium kanalen een late periode van verminderde prikkelbaarheid, gekwantificeerd als subexcitability.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig2.jpg"> Figuur 2: onbewerkte gegevens van een axonale prikkelbaarheid test Deelvenster A toont abiphasic CMAP responscurve na incrementele toename van de stimulatie naar de ulnaire zenuw. Panelen B en C vertegenwoordigen de stimulans intensiteit (mA) en de amplitude van CMAP (mV), respectievelijk. De groencomponent van B en C toont de geautomatiseerde incrementele afname van de intensiteit van de stimulus en de bijbehorende sigmoid gevormde daling in CMAP vereist voor drempel bijhouden.
4. post electrofysiologie Procedures
<ol><li>Overbrengen in de rat een aparte kooi totdat het voldoende bewustzijn te handhaven sternale lighouding heeft herwonnen. Laat niet een dier zonder toezicht en in gezelschap van andere dieren tot het volledig is hersteld van de narcose. Zodra de rat is volledig hersteld van de narcose, breng dit terug in zijn oorspronkelijke kooi.</li>
	<li>Aan het einde van de studie euthanaseren de rat zonder pijn voor het dier, bijvoorbeeld dodelijke intraperitoneale injectie van een Barbituraat (bijvoorbeeld lethabarb).</li>
</ol>

<ol><li>Krishnan, A. V., Lin, C. S. -Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+ion+channels+from+bench+to+bedside%3A+a+translational+neuroscience+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+neurobiol%22%5BJournal%5D)">Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective.</a> Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).</li>
<li>Lin, C. S. -Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulatory+effects+on+axonal+function+after+intravenous+immunoglobulin+therapy+in+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+neurol%22%5BJournal%5D)">Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).</li>
<li>Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+abnormalities+of+sensory+nerve+function+associated+with+oxaliplatin-induced+neurotoxicity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Oncol%22%5BJournal%5D)">Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity.</a> J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).</li>
<li>Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Association+between+calcineurin+inhibitor+treatment+and+peripheral+nerve+dysfunction+in+renal+transplant+recipients%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients.</a> Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).</li>
<li>Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitability+properties+of+motor+axons+in+the+maturing+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Peripher.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">Excitability properties of motor axons in the maturing mouse.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).</li>
<li>Boërio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitability+properties+of+mouse+motor+axons+in+the+mutant+SOD1%28G93A%29+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis.</a> Muscle & Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).</li>
<li>Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+motor+axons+of+SOD1%28G127X%29+mutant+mice+are+susceptible+to+activity-dependent+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci%22%5BJournal%5D)">Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration.</a> Neurosci. 241, 239-249 (2013).</li>
<li>Fledrich, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soluble+neuregulin-1+modulates+disease+pathogenesis+in+rodent+models+of+Charcot-Marie-Tooth+disease+1A%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A.</a> Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).</li>
<li>Vianello, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+doses+of+arginine+butyrate+derivatives+improve+dystrophic+phenotype+and+restore+membrane+integrity+in+DMD+models%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models.</a> FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).</li>
<li>Osaki, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+anesthetic+agents+on+in+vivo+axonal+HCN+current+in+normal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice.</a> Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).</li>
<li>Biessels, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phenotyping+animal+models+of+diabetic+neuropathy%3A+a+consensus+statement+of+the+diabetic+neuropathy+study+group+of+the+EASD+%28Neurodiab%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Peripher.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab).</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).</li>
<li>Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+of+mouse+motor+nerve+excitability+and+the+effects+of+polarizing+currents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Peripher.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).</li>
<li>Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+excitability+in+the+rat+forelimb%3A+a+technique+to+improve+translational+utility%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility.</a> J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).</li>
<li>Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+axon+excitability+during+Wallerian+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Motor axon excitability during Wallerian degeneration.</a> Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).</li>
<li>Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+electrophoresis+and+in+vivo+electrophysiology+of+peripheral+nerve+using+DC+field+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation.</a> J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).</li>
<li>Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Na%2B%2FK%2B+pump+function+following+repetitive+activity+in+mouse+peripheral+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve.</a> J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

De beschreven procedure ziet u een eenvoudige en betrouwbare, minimaal-invasieve techniek waarmee beoordeling van de biofysische eigenschappen en mogelijkheden van het membraan van het axon in een korte periode van tijd. In vergelijking met andere meer invasieve technieken, waarvoor de blootstelling van de zenuw, de huidige methode van het testen van axonale prikkelbaarheid induceert minimale weefselschade waardoor in vivo beoordeling die de fysiologische omstandigheden van bewaart de zenuw van belang en maakt h...

Het gebruik van elektrofysiologische technieken is een essentieel instrument voor het in-vivo -onderzoek van perifere zenuwen functie in neurologische aandoeningen. Conventionele zenuw geleiding methoden gebruiken supramaximal prikkels om motor actiepotentiaal amplitude en latentie te registreren. Deze technieken wordt daarom nuttige informatie verschaffen over het aantal vezels uitvoeren en de snelheid van de geleiding van de snelste vezels. Een waardevolle aanvullend instrument is dat van axonale prikkelbaarheid testen. Deze techniek maakt gebruik van geavanceerde elektrofysiologische stimulatie patronen te beoordelen niet indirect de biofysische eigenschappen van perifere zenuwen, zoals de activiteit van ionenkanalen, energie-afhankelijke pompen, ionenwisseling processen en membraanpotentiaal 1.
Axonale prikkelbaarheid testen wordt vaak gebruikt in de klinische setting te onderzoeken pathofysiologische processen en effecten van therapeutische interventies op verschillende neurologische aandoeningen. Bovenal axonale prikkelbaarheid maatregelen zijn gevoelig voor therapeutische interventies die invloed hebben op de perifere zenuwen functie zoals intraveneuze immunoglobulin (IVIg) therapie2, chemotherapie3 en calcineurin behandeling van de Inhibitor van de omwenteling (CNI) 4. Hoewel deze studies hebben belangrijke inzichten geleverd, klinische studies vaak onmogelijk zijn onderzoek naar vroege kenmerken van de ziekte en nieuwe therapeutische opties5. Het gebruik van deze methoden in diermodellen van neurologische aandoeningen heeft daarom onlangs verworven tractie6,,7,,8,9. Inderdaad, deze methoden worden aangegrepen om te begrijpen van de specifieke zenuw prikkelbaarheid wijzigingen die zijn gekoppeld aan deze aandoeningen, dus het bevorderen van translationeel onderzoek.
De hier beschreven procedure is een eenvoudige en betrouwbare methode om record axonale prikkelbaarheid maatregelen op de ulnaire zenuwen van de intact rat.

<table><tbody><tr><td>QTracS Program</td><td>Digitimer Ltd.</td><td></td><td>Axonal excitability program</td></tr><tr><td>AM-Systems 2200, Analog Stimulus Isolator, 2200V/50Hz</td><td>SDR Scientific</td><td>850005</td><td>Stimulator</td></tr><tr><td>High Performance AC Amplifier Model LP511</td><td>Grass Technologies</td><td></td><td>Amplifier</td></tr><tr><td>Humbug 50/60Hz Noise eliminator</td><td>Quest Scientific Instruments</td><td>726310</td><td>Noise eliminator</td></tr><tr><td>Low Impedance Platinum Monopolar Subdermal Needle Electrodes</td><td>Grass Technologies</td><td>F-E2-24</td><td>Opname-elektroden, 10 mm lengte, 30 gauge</td></tr><tr><td>Low Impedance Platinum Electroencephalography Needle Electrodes</td><td>Cephalon</td><td>9013L0702</td><td>Stimuleer-elektroden, 10 mm lengte, 30 gauge</td></tr><tr><td>Multifunction I/O Device Model USB-6341</td><td>National Instruments</td><td></td><td>Multifunctionele invoer/uitvoer apparaat</td></tr><tr><td>Iron Base Plate IP</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Gebruikt voor het vasthouden van stimulerende naald-elektrode op zijn plaats</td></tr><tr><td>Rotating X-block X-4</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Gebruikt voor het vasthouden van stimulerende naald-elektrode op zijn plaats</td></tr><tr><td>Magnetic Stand GJ-8</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Gebruikt voor het vasthouden van stimulerende naald-elektrode op zijn plaats</td></tr><tr><td>Micromanipulator M-3333</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Gebruikt voor het vasthouden van stimulerende naald-elektrode op zijn plaats</td></tr></tbody></table>

in vivo elektrofysiologische meting van de rat telefoonbotje met axonale prikkelbaarheid testen

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Elektrofysiologie kunt de objectieve beoordeling van perifere zenuwen functie in vivo. Traditionele zenuw geleiding maatregelen zoals amplitude en latentie detecteren chronische axon verlies en demyelinisatie, respectievelijk. Axonale prikkelbaarheid technieken "door drempel bijhouden" uit te breiden deze maatregelen door het verstrekken van informatie over de activiteit van ionenkanalen, pompen en warmtewisselaars die betrekking hebben op acuut functie en degeneratieve gebeurtenissen kunnen voorafgaan. Als zodanig, kunnen het gebruik van axonale prikkelbaarheid in diermodellen van neurologische stoornissen een nuttige in-vivo -maatregel om te beoordelen van nieuwe therapeutische interventies. Hier beschrijven we een experimentele opstelling voor meerdere maatregelen van motorische axonale prikkelbaarheid technieken in de rat telefoonbotje.
De dieren zijn verdoofd met Isofluraan en zorgvuldig gecontroleerd om ervoor te zorgen de constante en voldoende diepte van de verdoving. Lichaamstemperatuur, de ademhalingsfrequentie, de hartslag en de verzadiging van zuurstof in het bloed worden voortdurend gecontroleerd. Axonale prikkelbaarheid studies worden uitgevoerd met behulp van percutane stimulatie van het telefoonbotje en opname van de spieren van de laatste van de voorpoot poot. Met de plaatsing van de juiste elektroden, wordt een duidelijke samengestelde spier actiepotentiaal die in amplitude oploopt met toenemende intensiteit stimulus geregistreerd. Een geautomatiseerd programma wordt vervolgens gebruikt om een reeks van elektrische pulsen die genereren van 5 specifieke prikkelbaarheid maatregelen in de volgende volgorde afleveren: prikkel reactie gedrag sterkte duur tijdconstante, drempel electrotonus, stroom-drempel relatie en de herstel-cyclus.
Hier gepresenteerde gegevens geven aan dat deze maatregelen herhaalbare zijn en gelijkenis tussen links en rechts ulnaire zenuwen tonen wanneer beoordeeld op dezelfde dag. Een beperking van deze technieken in deze instelling is het effect van de dosis en tijd onder verdoving. Zorgvuldige bewaking en opname van deze variabelen moeten geschieden voor rekening op het moment van analyse.

Elektrofysiologische maatregelen van de rat telefoonbotje werden verkregen met dit protocol. Figuur 3 toont een opname uit de linker telefoonbotje voor een 12 weken oude vrouwelijke lange Evans rat vertegenwoordiger. Samengestelde spier actiepotentiaal heeft betrekking op het aantal uitvoeren van vezels die gelijktijdig worden geactiveerd. De supramaximal piek reactie (mV) (figuur 3A) toont de reactie van de piek bereikt wanneer ...

Axonale prikkelbaarheid technieken bieden een krachtig hulpmiddel om te onderzoeken pathofysiologie en biofysische wijzigingen die voorafgaan aan de onomkeerbare degeneratieve gebeurtenissen. Dit manuscript demonstreert het gebruik van deze technieken op het telefoonbotje van narcose ratten.

In Vivo Elektrofysiologische meting van de Rat telefoonbotje met axonale prikkelbaarheid testen

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

Het algemene doel van deze techniek is het bepalen van een reeks prikkelbaarheidseigenschappen van de nervus ulnaris bij levende ratten. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van kernvragen binnen de neurowetenschappen, zoals de vraag of we pathologische veranderingen in de zenuwfunctie kunnen meten voordat onomkeerbare neurodegeneratieve gebeurtenissen optreden. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat het een indirecte beoordeling van de perifere zenuwfunctie in vivo mogelijk maakt, waardoor herhaalde metingen voor de karakterisering van ziekteprogressie kunnen worden uitgevoerd.Bevestig vóór aanvang van de procedure het juiste sedatieniveau door middel van de pedaalterugtrekreflex en de corneale reflex bij een 12 weken oude vrouwelijke Long-Evans rat. Plaats de rat op een feedbackgestuurde warmtemat en voer een rectale thermometerprobe in om de lichaamstemperatuur op 37 °C te handhaven. Om het samengestelde spieractiepotentiaal te registreren, wordt de referentie-elektrode via de dorsale zijde van de vierde vinger en de registratie-elektrode via de hypothenarmuskel ingebracht.Plaats de grounding-elektrode door de huid aan de superieure zijde van de onderarm, tu

in-vivo-electrophysiological-measurement-rat-ulnar-nerve-with-axonal

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Deze samenvatting beschrijft een nieuwe methode om de ontwikkeling van neurotoxiciteit te evalueren bij patiënten die chemotherapie behandeling. Terwijl conventionele evaluatiemethoden zijn beperkt in hun vermogen om de eerste veranderingen in de zenuwfunctie te detecteren, zenuw prikkelbaarheid technieken zorgen voor vroegtijdige opsporing van patiënten met een risico van ernstige neurotoxiciteit en inzicht in de pathofysiologie.

Nerve Prikkelbaarheid Beoordeling in chemotherapie-geïnduceerde neurotoxiciteit

This video demonstrates the procedure for recording compound muscle action potential (CMAP) in rats by applying electrical stimuli to the ulnar nerve, adjusting electrodes for optimal signal, and increasing stimulation to assess nerve functionality. This method enables the in vivo investigation of the peripheral nerve functions in neurological disorders.

In Vivo Measurement of the Compound Muscle Action Potential in a Rat

This video demonstrates a single-fiber recording of C-fiber nerve conduction in rats. An anesthetized rat is incised to expose the sciatic nerve, which provides sensory and motor supply to the lower limbs. The individual C-fibers are then exposed. Electrical stimulation is provided using stimulus electrodes implanted in the foot, and a response is recorded from a single nerve fiber.

In Vivo Single-Fiber Recording of Sciatic Nerve C-Fibers in Rats

Metingen van zenuwgeleiding eigenschappen in vivo illustreren een krachtig hulpmiddel om te karakteriseren verschillende diermodellen van neuromusculaire ziekten. Hier presenteren we een eenvoudig en betrouwbaar protocol waarmee elektrofysiologische analyse van heupzenuwen van verdoofde muizen kunnen worden uitgevoerd.

In vivo elektrofysiologische metingen op Muis heupzenuwen

Dit werk presenteert de methodologie van de toepassing van hoge intensiteit gerichte echografie om te blokkeren van de mogelijkheden van de actie van diabetische neuropathische zenuwen.

Een ultrasone instrument voor de geleiding van de zenuwen blokkeren in diabetische Rat modellen

De meting van de geleiding van de zenuwen is een nuttig instrument om te beoordelen Muismodellen van neurodegeneratie maar wel vaak alleen toegepast ter stimulering van de nervus ischiadicus in hindlimbs. Hier beschrijven we een techniek voor het meten van samengestelde spier actiepotentiaal (CMAP) in vivo in de muis voorpoot spieren geïnnerveerd door de plexus brachialis.

In Vivo Elektrofysiologische meting van samengestelde spier actiepotentiaal van de voorpoten in muismodellen van Motor Neuron degeneratie

Single-Fiber opname is een effectieve elektrofysiologische techniek die toepasbaar is op de centrale en perifere zenuwstelsels. Samen met de voorbereiding van intact DRG met de bijgevoegde sciatische zenuw, het mechanisme van geleiding falen wordt onderzocht. Beide protocollen verbeteren het begrip van de relatie van het perifere zenuwstelsel met pijn.

Gebruik van in vivo single-Fiber opname en intact dorsale wortel ganglion met bijgevoegde Sciatische zenuw om het mechanisme van geleidings falen te onderzoeken

Gepresenteerd is een protocol om verschillende soorten mediane zenuw (MN) laesies te produceren en reparatie in de rat. Bovendien laat het protocol zien hoe het functionele herstel van de zenuw kan worden geëvalueerd met behulp van verschillende niet-invasieve gedragstests en fysiologische metingen.

Functionele en fysiologische methoden voor de evaluatie van mediane zenuwregeneratie in de rat

De klinische evaluatie van spasticiteit op basis van de Hoffmann-reflex (H-reflex) en met behulp van elektrische stimulatie van perifere zenuwen is een gevestigde methode. Hier bieden we een protocol voor een terminale en directe zenuwstimulatie voor H-reflexkwantificering in de voorpoot van de muis.

Terminale H-reflexmetingen bij muizen

Dit artikel beschrijft hoe in vivo (met behulp van oppervlakte- en naaldelektrodearrays) en ex vivo (met behulp van een diëlektrische cel) elektrische impedantiemyografie op de gastrocnemiusspier van knaagdieren kan worden uitgevoerd. Het zal de techniek demonstreren bij zowel muizen als ratten en de beschikbare modificaties (d.w.z. zwaarlijvige dieren, pups) beschrijven.

In vivo en ex vivo elektrische impedantiemyografie uitvoeren bij knaagdieren

Dit protocol beschrijft de voorbereiding van het hele heupzenuwweefsel van ratten voor ex vivo elektrofysiologische stimulatie en registratie in een milieugereguleerd, tweecompartimenten, doordrenkt zoutoplossingsbad.

Voorbereiding van de heupzenuw van de rat voor ex vivo neurofysiologie

Leer axonale prikkelbaarheidstesten van de nervus ulnaris bij ratten voor neurodegeneratief onderzoek. Deze methode maakt herhaalde metingen mogelijk om ziekteprogressie te karakteriseren.

In Vivo Elektrofysiologische meting van de Rat telefoonbotje met axonale prikkelbaarheid testen

Meer video's verkennen