Name: Een methode voor het verkrijgen van seriële uiterst dunne secties van micro-organismen in transmissie-elektronenmicroscopie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-17T10:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 46 s
Description: Leer een betrouwbare methode voor seriële ultradunne secties van micro-organismen voor transmissie-elektronenmicroscopie. Deze kosteneffectieve techniek levert hoogwaardige driedimensionale celstructuren zonder dure apparatuur.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wij danken oprecht Shigeo Kita voor zijn waardevolle suggesties en discussie. We ook bedanken John en Sumire Eckstein voor hun kritische lezing van het manuscript.

Opmerking: De specimens gebruikt in deze studie werden micro-organismen, snel bevroren met propaan in vloeibare stikstof, bevriezen gesubstitueerde in aceton met 2% osmium tetroxide en ingesloten in epoxy hars1,2,,3, 4,5,6,7,8,9,10,11,12,13 ,14,15,16,17,18.
1. bereiding van ondersteuning film (Figuur 1-3)
Opmerking: Zilverkleurige Formvar ondersteuning film is bereid met behulp van de methode van de cast-op-glas-19.
<ol><li>Voeg 100 mL van 1,5% Formvar in ethyleendichloride op een Formvar-making apparatuur (Figuur 1). Dompel de helft van een glasplaatje (76 x 26 x 1.3 mm) in Formvar-oplossing in de bovenste kolom van het apparaat door het indrukken van de oplossing met lucht via 'a' met behulp van een rubberen bal19.<ol>
<li>Giet de oplossing uit de kolom door te openen van de afsluiter van de drie-weg en vrijgeven van lucht door 'b' naar het verminderen van de druk. Neem het glasplaatje uit het apparaat en droge lucht aan vorm een film op het oppervlak van het glasplaatje. Gebruik een gloeilamp versneld drogen van de film Formvar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Nadat uit de vier randen van de film op het glasplaatje met een scheermesje (Figuur 2a) schrapen, en ademhaling op de dia om de scheiding van de film van de dia20, uit de film op het water zweven door het glasplaatje in onder te dompelen de water langzaam op een lage horizontale hoek (ongeveer 10°, Figuur 2b).</li>
	<li>Schep op de film van de Formvar uit het water met behulp van een aluminium rack (30 x 25 x 3 mm) met gaatjes (4 mm diameter) (Figuur 3a). Houd de rek met de film van de Formvar in een exsiccator tot gebruik (Figuur 3b).</li>
</ol>2. het trimmen van het specimen blok met een ultrasone trimmen lemmet en een scheermesje 21 onder een stereomicroscoop (Figuur 4)
<ol><li>Zorg ervoor dat er cellen op het oppervlak van het blok door het observeren van de tip van het blok met een lichte Microscoop (figuur 4a).</li>
	<li>Mount het specimen blok in de chuck (blok houder), en bevestig de chuck op een trimmen etappe21 (figuur 4b). Dit stadium trimmen heeft het mechanisme van een verlichting vanaf de achterkant van het model.</li>
	<li>Trim het blok aan een grootte van 0.7 mm x 1.0 mm (figuren 4 c, 5d). Aangezien de epoxyhars zeer moeilijk is, trim de blokken eerst met een ultrasone trimmen lemmet. De ultrasone trimmen blade is een nieuw geïntroduceerde machine, en de blokken zijn gemakkelijk bijgesneden. Vervolgens snijd het blok verder met een scheermesje. Snijd een schouder ter gelegenheid van de richting van het snijden (Zie Figuur 5 d, Figuur 8).</li>
</ol>3. trimmen het specimen blok met diamant mes met behulp van de microtoom (Figuur 5)
<ol><li>Stel het specimen blok chuck in de monsterhouder van de ultramicrotome. Plaats het model 90° tegen de klok in tegen het werkelijke standpunt als seriële uiterst dunne segmenteren is uitgevoerd (Zie Figuur 5 d).</li>
	<li>Snij het oppervlak van het blok met een diamant trimmen mes (Zie Figuur 5 d). Instellen van de diamant mes rand evenwijdig aan het specimen blok gezicht, en snijd de minimale hoeveelheid monster oppervlak om niet te verliezen een specimen (Figuur 5 d). Opmerking: Deze stap wordt gedaan om het specimen oppervlak glad. Het deel van het oppervlak van het model van het dunne deel intact is gelaten (daarom dit deel niet schijnt als een spiegel, Figuur 5 d), om niet te verliezen een deel van het specimen voor seriële segmenteren. Dit is omdat het model is blootgesteld aan de oppervlakte van het blok.</li>
	<li>Plaats een spiegel (Mesa knippen, M) in het werkgebied van de mes te controleren van het snijden van het specimen blok (Figuur 5 c).</li>
	<li>Snijd de linkerrand (dit wordt de bovenzijde, Figuur 5 d, van het monster in seriële afdelen) van het blok met behulp van trimmen mes door het draaien van het mes podium 30 ° naar links (figuur 5a).</li>
	<li>Snijd het blok gezicht op ongeveer 100 µm vanaf de linkerrand van het specimen (dit wordt de onderkant van het model in seriële afdelen, Figuur 5 d) door het draaien van het mes podium 30 ° naar rechts (Figuur 5b). Opmerking: De seriële secties zal worden gesneden uit het slanke deel van het model van ongeveer 90 nm x ongeveer 1 mm groot. Het grote deel worden gebruikt voor het aanpassen van het oppervlak van het model en de mes-rand zodanig dat ze parallel. Na het aanpassen van het specimen oppervlak om parallel aan de mes-rand, zal de grotendeels verwijderd worden met een scheermesje. Door het snijden van de bovenste en onderste zijkanten van het monster met behulp van de microtoom, beide zijden van het specimen worden vloeiend en precies parallel aan elkaar (Figuur 5 d), die is noodzakelijk om recht en ononderbroken lint secties.</li>
</ol>4. het verstellen van de specimen oppervlak en mes rand zodat zij parallel aan elkaar 21 worden geconfronteerd
<ol><li>Verwijder het trimmen mes, en het specimen blok 90° rechtsom draaien.</li>
	<li>Een uiterst dunne vectorafbeeldingsbestanden mes mes strument instellen</li>
	<li>Het oppervlak van het model en de mes-rand aanpassen zodat zij parallel aan elkaar met behulp van het grote deel van het oppervlak van het specimen worden geconfronteerd. Opmerking: Het grote deel van het model wordt gebruikt voor aanpassing omdat het snijden gezicht van seriële segmenteren zo klein is, waardoor het moeilijk is om aan te passen specimen oppervlak en mes rand met behulp van dit deel, met name in verticale richting. Dus, met behulp van het grote deel van het specimen gemakkelijk aanpassing.</li>
</ol>5. verspreiding van neopreen oplossing op het specimen blok (Figuur 6)
<ol><li>Om te plaatsen het specimen chuck op precies dezelfde positie als de oorspronkelijke positie, tape van toepassing op de chuck en de chuck houder van de microtoom en snijd aan de grens (Figuur 6a).</li>
	<li>Neem het specimen chuck uit de microtoom, en plaats deze onder de stereomicroscoop (Figuur 6b). Afgesneden de groot deel van het model met een scheermesje, verlaten de slanke deel, waar seriële secties zullen worden verkregen.</li>
	<li>Met behulp van een pipet van Pasteur, ongeveer 1 µL 0,5% neopreen oplossing (Figuur 6b) in het model moet worden gebruikt voor seriële segmenteren, om de sectie zijden lijm neerzet. Dekking van het hele model met neopreen oplossing. Absorberen overtollige neopreen oplossing onmiddellijk met een stukje papier van de filter geplaatst in de buurt van het model. Krijgen van een lint van secties is essentieel voor het nemen van foto's van seriële cel secties, en neopreen lijm is erg handig voor het vasthouden van de secties samen.</li>
	<li>Bereiden 3-gleuf rasters (maten van spleten: midden, 0.4 mm x 2,2 mm, beide zijden 0,2 x 2,2 mm) (Figuur 6 c) voor het oppakken van seriële secties door het handvat van de rasters buigen tot 60 °, behandelen de rasters met 0,5% neopreen oplossing, en het maken van de rasters hydrofiele door gloed geen kwijting22.</li>
</ol>6. het maken van seriële secties (Figuur 7-9)
<ol><li>Plaats het specimen blok chuck terug in de microtoom op dezelfde positie als 5.1 (Figuur 6a) door het uitlijnen van de gelaste delen. Dit houdt het gezicht van de blok en de rand van het mes perfect evenwijdig aan elkaar. Breng het mes dicht bij het model.</li>
	<li>De boot van de mes met water vullen.</li>
	<li>Bedek de microtoom met een plastic dopje om te voorkomen dat de luchtstroom (Figuur 7). Opmerking: De luchtstroom tijdens uiterst dunne segmenteren en ophalen van secties vaak problemen veroorzaken. De plastic dekking heeft drie gaten: één gat is voor de verrekijker lenzen, en de andere twee gaten zijn voor de armen toe werking terwijl de cover ingeschakeld is. De houten armleuningen wordt gebruikt voor het plaatsen van de armen terwijl het doen van delicate werkzaamheden, zoals het ophalen van seriële secties met rasters. De houten armleuningen is geplaatst op verschillende tafels uit de microtoom tabel (Figuur 7, pijlen), dus niet doorgeven van de trilling van de exploitant van de handen aan de microtoom.</li>
	<li>Beginnen met het snijden van het specimen op 200 nm sectie dikte (Figuur 8). Instelling bij 200 nm dikte zal tijd besparen in het mes om het oppervlak van het model.</li>
	<li>Nadat het eerste gedeelte wordt gesneden, de dikte van de sectie instellen tot 70 nm (Figuur 8).</li>
	<li>Wanneer het aantal seriële secties bereikt 20 (juist spreken, na de lint bereikt ongeveer 1.8 mm; het aantal secties hangt af van de breedte van de secties), stelt u de dikte van de sectie op 10 nm (Figuur 8) terwijl het voortdurend om te snijden. Opmerking: Aangezien de microtoom kan niet 10 nm-dik secties knippen, geen nieuwe sectie verschijnt en de eerder gesneden secties worden gescheiden van de mes-rand. Het is belangrijk om gescheiden sectiegroepen (Figuur 9) voor het oppakken van seriële secties om te voorkomen dat de moeilijkheid in het scheiden van secties handmatig met behulp van een paar haarstrengen. Aangezien het gezichtsveld in de transmissie-elektronenmicroscoop 2.0 mm, secties 1.8 mm moeten lange hooguit.</li>
	<li>Stel de sectie dikte 60 nm (Figuur 8). Dit zal produceren 70 nm secties (Figuur 8) omdat de machine zal de vorige 10 nm dikte toe te voegen.</li>
	<li>De dikte van de sectie instellen terug naar 70 nm (Figuur 8) en blijven snijden tot 1,8 mm-durende secties worden verkregen.</li>
	<li>Herhaal 6.6-6,8 tot vijf 1,8 mm lange secties worden verkregen (Figuur 9). We maken meestal vijf sectiegroepen omdat er vijf specimen houders in de transmissie-elektronenmicroscoop beschikbaar in ons lab zijn, maar vijf niet de limiet is.</li>
</ol>7. oppikken seriële secties (Figuur 10-12)
<ol><li>Plaats de 'sectie-bedrijf loop'23 (binnendiameter van de lus: 5.0 mm) (figuur 10a) op de derde groep van de sectie (Figuur 10). Opmerking: Het is nodig voor het ophalen van de secties in de volgorde van hun segmenteren om te fotograferen in de juiste volgorde. Echter, aangezien er vijf sectiegroepen op de boot mes, het vaak krijgt verwarrende welke groepen zijn die. De lus in de derde groep plaatst, wordt het duidelijk dat de twee groepen in de buurt van de exploitant zijn de eerste en tweede, en de verre twee van de exploitant zijn de vierde en vijfde groepen (Figuur 10). Dit voorkomt dat de volgorde vermengen.</li>
	<li>Plaats van de 'Water-oppervlak-raising loop'23 (WSRL, inwendige diameter van de lus: 4,0 mm) (Figuur 11) het mes werkgebied (Figuur 11). De WSRL zal stevig staan op het podium van het mes, omdat het is uitgerust met een magneet op de bodem.<ol>
<li>Plaats de lus van de WSRL net boven de seriële secties door het bewegen van de schacht en handvat. Verlagen de lus van de WSRL op het wateroppervlak, zodat de lus de secties omsluit.</li>
		<li>Duw de loop naar beneden door de schroef naar beneden draaien zodat het wateroppervlak met oppervlaktespanning (figuren 11c-d verhogen zal). De sectie verplaatsen naar het midden van de lus, plaats ze op de top van het water en de richting van de sectie aanpassen met behulp van een streng haar21.</li>
		<li>Sectiegroepen halen door het aanraken van het met een kale gleuf-rooster, die is gehouden door pincet en gehouden parallel aan het wateroppervlak (Figuur 11 d). Het is belangrijk voor secties te raken het raster eerst niet het water, om secties precies in het midden van het raster (Figuur 11 d).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Plaats de rasters met secties samen met een kleine druppel water op de Formvar ondersteuning film16 (Figuur 12), en Verwijder overtollig water met filtreerpapier. Opmerking: Kreuken van de film van de ondersteuning is vaak een probleem wanneer secties worden opgehaald met behulp van een raster met ondersteuning film omdat membraan (secties) membraan (ondersteuning film) rechtstreeks raakt. Het probleem van het krijgen van rimpels op de ondersteuning film is aanzienlijk verminderd door een sectie-bevattende raster samen met een kleine druppel water op de Formvar ondersteuning film16plaatsen.</li>
</ol>8. vlekken secties16,24 (Figuur 13)
<ol><li>Nadat de secties zijn volledig gedroogd, scheuren van de film van de Formvar van rond de rasters en de rasters rekening houdend met de secties verwijderen.</li>
	<li>Stel de rasters in de groef van de kleuring van de buis16 in de juiste volgorde (Figuur 13) en vlek secties met uranyl acetaat en lood citraat24. Opmerking: Er is een groef 0.6 mm diep snijden langs de lange as van de buis met een scheermesje. De buis is nuttig ter voorkoming van onopzettelijke breuk van films van ondersteuning bij het gebruik van pincet, aangezien rechtstreeks te worden aangeraakt van rasters niet nodig tijdens de kleuring en wassen proces16 is.</li>
</ol>9. waarneming van seriële secties (Figuur 14)
<ol><li>5 rasters in de multi monsterhouder in de juiste volgorde (figuur 14a), kunt u de lengteas van het raster gleuf loodrecht op de as van de houder specimen instellen De handgrepen (pijlpunten) van de rasters hoeft niet te worden verlaagd, omdat de 'raster-fixeerstoffen' niet de grepen aanraken zal.</li>
	<li>Herstellen van de rasters met 'raster-fixeerstoffen' (figuur 14b) en de monsterhouder in de transmissie-elektronenmicroscoop invoegen. Opmerking: Het is vaak handig lage vergroting om beelden te nemen van alle geledingen van de cel (Figuur 15) te vinden van interessante micro-organismen of cellen in goede conditie met geen besmetting en goede fixatie, alvorens foto's van de doelcel.</li>
	<li>Foto's nemen van de doelcellen in alle secties van de cel bij hoge vergroting.</li>
</ol>

<ol><li>Yamaguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spindle+pole+body+duplicates+in+early+G1+phase+in+a+pathogenic+yeast+Exophiala+dermatitidis%3A+an+ultrastructural+study%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">The spindle pole body duplicates in early G1 phase in a pathogenic yeast Exophiala dermatitidis: an ultrastructural study.</a> Exp. Cell Res. 279, 71-79 (2002).</li>
<li>Yamaguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spindle+pole+body+of+the+pathogenic+yeast+Exophiala+dermatitidis%3A+variation+in+morphology+and+positional+relationship+to+the+nucleolus+and+the+bud+in+interphase+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The spindle pole body of the pathogenic yeast Exophiala dermatitidis: variation in morphology and positional relationship to the nucleolus and the bud in interphase cells.</a> Eur. J. Cell Biol. 82, 531-538 (2003).</li>
<li>Yamaguchi, M. <a target="_blank" href="http://cat.inist.fr/?aModele=afficheN&cpsidt=17883841">Quantitative and dynamic ultrastructure of yeast cells by electron microscopy.</a> Recent Res. Dev. Microbiology. 8, 219-243 (2004).</li>
<li>Yamaguchi, M., Biswas, S. K., Ohkusu, M., Takeo, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+the+spindle+pole+body+of+the+pathogenic+yeast+Cryptococcus+neoformans+examined+by+freeze-substitution+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol.+Lett%22%5BJournal%5D)">Dynamics of the spindle pole body of the pathogenic yeast Cryptococcus neoformans examined by freeze-substitution electron microscopy.</a> FEMS Microbiol. Lett. 296, 257-265 (2009).</li>
<li>Yamaguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spindle+pole+body+of+the+pathogenic+yeast+Cryptococcus+neoformans%3A+variation+in+morphology+and+positional+relationship+with+the+nucleolus+and+the+bud+in+interphase+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Electron+Microsc%22%5BJournal%5D)">The spindle pole body of the pathogenic yeast Cryptococcus neoformans: variation in morphology and positional relationship with the nucleolus and the bud in interphase cells.</a> J. Electron Microsc. 59, 165-172 (2010).</li>
<li>Yamaguchi, M. Structome of Exophiala yeast cells determined by freeze-substitution and serial ultrathin sectioning electron microscopy. Curr. Trends Microbiol. 2, 1-12 (2006).</li>
<li>Yamaguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structome+of+Saccharomyces+cerevisiae+determined+by+freeze-substitution+and+serial+ultrathin+sectioning+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Electron+Microsc%22%5BJournal%5D)">Structome of Saccharomyces cerevisiae determined by freeze-substitution and serial ultrathin sectioning electron microscopy.</a> J. Electron Microsc. 60, 321-335 (2011).</li>
<li>Biswas, S. K., Yamaguchi, M., Naoe, N., Takashima, T., Takeo, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+three-dimensional+structural+analysis+of+Exophiala+dermatitidis+yeast+cells+by+freeze-substitution+and+serial+ultrathin+sectioning%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Electron+Microsc%22%5BJournal%5D)">Quantitative three-dimensional structural analysis of Exophiala dermatitidis yeast cells by freeze-substitution and serial ultrathin sectioning.</a> J. Electron Microsc. 52, 133-143 (2003).</li>
<li>Yamada, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structome+analysis+of+Escherichia+coli.+cells+by+serial+ultrathin+sectioning+reveals+the+precise+cell+profiles+and+the+ribosome+density%5BTitle%5D)+AND+%22Microscopy%22%5BJournal%5D)">Structome analysis of Escherichia coli. cells by serial ultrathin sectioning reveals the precise cell profiles and the ribosome density.</a> Microscopy. 66, 283-294 (2017).</li>
<li>Yamada, H., Yamaguchi, M., Chikamatsu, K., Aono, A., Mitarai, S. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4309607/">Structome analysis of virulent Mycobacterium tuberculosis, which survives with only 700 ribosomes at density per 0.1 fl cytoplasm.</a> PLoS ONE. 10, e0117109(2015).</li>
<li>Yamaguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-voltage+electron+microscopy+tomography+and+structome+analysis+of+unique+spiral+bacteria+from+the+deep+sea%5BTitle%5D)+AND+%22Microscopy%22%5BJournal%5D)">High-voltage electron microscopy tomography and structome analysis of unique spiral bacteria from the deep sea.</a> Microscopy. 65, 363-369 (2016).</li>
<li>Yamaguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prokaryote+or+eukaryote%3F+A+unique+microorganism+from+the+deep-sea%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Electron+Microsc%22%5BJournal%5D)">Prokaryote or eukaryote? A unique microorganism from the deep-sea.</a> J. Electron Microsc. 61, 423-431 (2012).</li>
<li>Yamaguchi, M. <a target="_blank" href="https://www.jstage.jst.go.jp/article/cytologia/78/4/78_333/_article">Ultrathin sectioning of the Myojin parakaryote discovered in the deep sea.</a> Cytologia. 78, 333-334 (2013).</li>
<li>Yamaguchi, M., Worman, C. O. <a target="_blank" href="http://protistology.jp/journal/jjp47/JJP47YAMAGUCHI.pdf">Deep-sea microorganisms and the origin of the eukaryotic cell.</a> Jpn. J. Protozool. 47, 29-48 (2014).</li>
<li>Yamaguchi, M. <a target="_blank" href="https://www.jstage.jst.go.jp/article/myco/65/2/65_81/_article/-char/ja/">An electron microscopic study of microorganisms: from influenza virus to deep-sea microorganisms.</a> JSM Mycotoxins. 65, 81-99 (2015).</li>
<li>Yamaguchi, M., Okada, H., Namiki, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Smart+specimen+preparation+for+freeze-substitution+and+serial+ultrathin+sectioning+of+yeast+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Electron+Microsc%22%5BJournal%5D)">Smart specimen preparation for freeze-substitution and serial ultrathin sectioning of yeast cells.</a> J. Electron Microsc. 58, 261-266 (2009).</li>
<li>Yamaguchi, M., Biswas, S. K., Suzuki, Y., Furukawa, H., Takeo, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+reconstruction+of+a+pathogenic+yeast+Exophiala+dermatitidis+cell+by+freeze-substitution+and+serial+sectioning+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol.+Lett%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional reconstruction of a pathogenic yeast Exophiala dermatitidis cell by freeze-substitution and serial sectioning electron microscopy.</a> FEMS Microbiol. Lett. 219, 17-21 (2003).</li>
<li>Kozubowski, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ordered+kinetochore+assembly+in+the+human+pathogenic+basidiomycetous+yeast%2C+Cryptococcus+neoformans%5BTitle%5D)+AND+%22mBio%22%5BJournal%5D)">Ordered kinetochore assembly in the human pathogenic basidiomycetous yeast, Cryptococcus neoformans.</a> mBio. 4, e00614-e00613 (2013).</li>
<li>Yamaguchi, M., Adachi, K. Specimen support. <a target="_blank" href="http://microscopy.or.jp/english/">Guide Book for Electron Microscopy</a>. The Japanese Society of Microscopy, , 2nd ed, Kokusaibunkeninsatsusya, Tokyo. 52-57 (2011).</li>
<li>Hayat, M. A. Support films. <a target="_blank" href="https://www.cabdirect.org/cabdirect/abstract/19822298860">Principles and Techniques of Electron Microscopy: Biological Application</a>. , 4th ed, Cambridge, Univ. Press. Cambridge, United Kingdom. 216(2000).</li>
<li>Yamaguchi, M., Kita, S. Ultrathin sectioning. <a target="_blank" href="http://microscopy.or.jp/english/">Guide Book for Electron Microscopy</a>. The Japanese Society of Microscopy, , 2nd ed, Kokusaibunkeninsatsusya, Tokyo. 40-52 (2011).</li>
<li>Yamaguchi, M., Aoyama, T., Yamada, N., Chibana, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+measurement+of+hydrophilicity%2Fhydrophobicity+of+the+plasma-polymerized+naphthalene+film+%28Super+support+film%29+and+other+support+films+and+grids+in+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Microscopy%22%5BJournal%5D)">Quantitative measurement of hydrophilicity/hydrophobicity of the plasma-polymerized naphthalene film (Super support film) and other support films and grids in electron microscopy.</a> Microscopy. 65, 444-450 (2016).</li>
<li>Kita, S. Reliable method for obtaining serial ultrathin sections using new small tools. Kenbikyo. 46, in Japanese 253-257 (2011).</li>
<li>Yamaguchi, M., Shimizu, M., Yamaguchi, T., Ohkusu, M., Kawamoto, S. <a target="_blank" href="https://www.jstage.jst.go.jp/article/plmorphol1989/17/1/17_1_57/_article/-char/ja/">Repeated use of uranyl acetate solution in section staining in transmission electron microscopy.</a> Plant Morphology. 17, 57-59 (2005).</li>
<li>Hayworth, K. J., Kasthuri, N., Schalek, R., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://homes.mpimf-heidelberg.mpg.de/~mhelmsta/pdf/2006%20Hayworth%20Kasthuri%20Schalek%20Lichtman%20MicroscMicroanal.pdf">Automating the collection of ultrathin serial sections for large volume TEM reconstructions.</a> Microsc. Microanal. 12, Suppl . 2. 86-87 (2006).</li>
<li>Hildebrand, D. G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-brain+serial-section+electron+microscopy+in+larval+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Whole-brain serial-section electron microscopy in larval zebrafish.</a> Nature. 545, 345-349 (2017).</li>
<li>Denk, W., Horstmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serial+block-face+scanning+electron+microscopy+to+reconstruct+three-dimensional+tissue+nanostructure%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Serial block-face scanning electron microscopy to reconstruct three-dimensional tissue nanostructure.</a> PLoS Biol. 2, e329(2004).</li>
<li>Heymann, J. A. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Site-specific+3D+imaging+of+cells+and+tissues+with+a+dual+beam+microscope%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Struct.+Biol%22%5BJournal%5D)">Site-specific 3D imaging of cells and tissues with a dual beam microscope.</a> J. Struct. Biol. 155, 63-73 (2006).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

De hier voorgestelde methode vereist geen dure apparatuur. Het vereist alleen een aluminium rack (Figuur 3), drie-gleuf rasters (Figuur 6 c), sectie-bedrijf lussen (figuur 10a), water-oppervlak-raising lus (Figuur 11), en een kleuring buis (Figuur 13). Er zijn vele functies van de huidige methode. Het grote deel van het model wordt gebruikt om de model-oppervlak en mes-rand...

Juiste seriële uiterst dunne vectorafbeeldingsbestanden techniek is onmisbaar voor het bestuderen van de cellen en celbestanddelen ruimtelijk op microscopisch niveau elektron. We hebben onderzocht de dynamiek van de spindel pole lichaam in de celcyclus van gistcellen, en morfologische veranderingen van hun ultrastructuur onthuld tijdens de celcyclus en de tijd voor dubbel1,2,3, 4,5. In 2006 bedacht we een nieuw woord 'structome' door het combineren van 'structuur' en '-ome', en het verstaan van de "kwantitatieve en drie-dimensionale structurele informatie van een hele cel op microscopisch niveau elektron" 6,7.
Door structome analyse, waarvoor seriële uiterst dunne vectorafbeeldingsbestanden techniek, bleek dat een gistcel Saccharomyces cerevisiae en Exophiala dermatitidis had ongeveer 200.000 ribosomen7,8, een Escherichia coli cel had 26.000 ribosomen9, een Mycobacterium tuberculosis cel had 1.700 ribosomen10 en Myojin spiraal bacteriën had slechts 300 ribosomen11. Deze informatie is nuttig bij het schatten van niet alleen het groeitempo op jaarbasis in elk organisme, maar ook in de identificatie van soorten9.
Verder structome analyse leidde tot de ontdekking van een nieuwe organisme; Parakaryon myojinensis werd gevonden in de diepe zee voor de kust van Japan, waarvan celstructuur waren een intermediair tussen die van prokaryoten en eukaryoten,12,13,14,15. Op dit moment seriële uiterst dunne vectorafbeeldingsbestanden techniek wordt beschouwd als zo moeilijk dat het lang om te overmeesteren duren zou. In deze studie hebben we een betrouwbare methode waarin iemand kunt uitvoeren seriële uiterst dunne afdelen zonder problemen.

<table><tbody><tr><td>Formvar-maakapparaat</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>652</td><td>B 180 x D 180 x H 300 mm</td></tr><tr><td>Glijplaatje</td><td>Matsunami Co. Ltd., Osaka</td><td>-</td><td>76 x 26 x 1.3 mm</td></tr><tr><td>Aluminiumrek met 4-mm gaten</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>658</td><td>B 30 x D 25 x H 3 mm, Raadpleeg deze paper</td></tr><tr><td>Stereomicroscoop</td><td>Nikon Co. Ltd., Tokyo</td><td>-</td><td>SMZ 645</td></tr><tr><td>LED-verlichting voor stereomicroscoop</td><td>Nikon Co. Ltd., Tokyo</td><td>-</td><td>SM-LW 61 Ji</td></tr><tr><td>Trimmen-standaard</td><td>Sunmag Co.Ltd., Tokyo</td><td>-</td><td>Kantelmechaniek uitgerust, Raadpleeg deze paper</td></tr><tr><td>LED-verlichting voor trimmen-standaard</td><td>Sunmag Co.Ltd., Tokyo</td><td>-</td><td>Raadpleeg deze paper</td></tr><tr><td>Ultrasoon trimmesje</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>5240</td><td>EM-240, Raadpleeg deze paper</td></tr><tr><td>Diamantmes voor trimmen</td><td>Diatome Co. Ltd., Zwitserland</td><td>-</td><td>45&deg;</td></tr><tr><td>Diamantmes voor ultradun sneden</td><td>Diatome Co. Ltd., Zwitserland</td><td>-</td><td>45&deg;</td></tr><tr><td>Ultramicrotoom</td><td>Leica Microsystems, Wenen</td><td>-</td><td>Ultracut S</td></tr><tr><td>Mesa snede</td><td>Leica Microsystems, Wenen</td><td>-</td><td>Mirror</td></tr><tr><td>0,5% Neopreen W-oplossing</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>605</td><td></td></tr><tr><td>Speciale 3-spleten nikkel rooster</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>2458</td><td>Raadpleeg deze paper</td></tr><tr><td>Speciale 3-spleten koper rooster</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>2459</td><td>Raadpleeg deze paper</td></tr><tr><td>Sectie-houdende lus</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>526</td><td>Raadpleeg deze paper</td></tr><tr><td>Wateroppervlakte-verhogend lusje</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>527</td><td>Raadpleeg deze paper</td></tr><tr><td>Vlekbuis</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>463</td><td>Raadpleeg deze paper</td></tr><tr><td>Meervoudige specimen-houder</td><td>JEOL Co. Ltd., Tokyo</td><td>-</td><td>EM-11170</td></tr><tr><td>JEM-1400</td><td>JEOL Co. Ltd., Tokyo</td><td>-</td><td>Transmissie-elektronenmicroscoop</td></tr></tbody></table>

een methode voor het verkrijgen van seriële uiterst dunne secties van micro-organismen in transmissie-elektronenmicroscopie

A Method for Obtaining Serial Ultrathin Sections of Microorganisms in Transmission Electron Microscopy

Observeren van cellen en celbestanddelen in drie dimensies bij hoge vergroting in transmissie-elektronenmicroscopie vereist voorbereiding van seriële uiterst dunne secties van het specimen. Hoewel de voorbereiding van seriële uiterst dunne secties wordt beschouwd als moeilijk, is het vrij eenvoudig als de juiste methode wordt gebruikt. In deze paper tonen we een stapsgewijze procedure voor het verkrijgen van veilig seriële uiterst dunne secties van micro-organismen. De belangrijkste punten van deze methode zijn: 1) het grote deel van het model gebruiken en aanpassen van het specimen oppervlak en mes-rand zodat zij parallel aan elkaar; 2) te snijden seriële secties in groepen en voorkomen van problemen bij het scheiden van de secties met behulp van een paar haarlokken bij het ophalen van een groep van seriële secties op de gleuf rasters; 3) gebruik van een 'sectie-bedrijf loop' en niet te vermengen met de volgorde van de sectiegroepen; 4) te gebruiken van een 'Water-oppervlak-raising loop' en zorg ervoor dat de secties zijn geplaatst op de top van het water en dat ze het raster eerst, aanraken om hen in de gewenste positie op de roosters; 5) gebruiken de ondersteuning film op een aluminium rek en gemakkelijker om te herstellen van de secties op de rasters en om te voorkomen dat kreuken van de film van de steun; en 6) gebruik van een kleuring buis te voorkomen dat per ongeluk breken de steun films met een pincet. Deze nieuwe methode kan verkrijgen van seriële uiterst dunne secties zonder problemen. De methode maakt het mogelijk om te analyseren cel structuren van micro-organismen op hoge resolutie in 3D, dat niet kan worden bereikt met behulp van de automatische tape-verzamelen ultramicrotome methode en seriële blok-gezicht of gerichte ion beam scanning elektronen microscopie.

In dit protocol, werden drie-gleuf rasters gebruikt voor het oppakken van seriële secties. De rasters zijn gemaakt van nikkel of koper. De seriële secties worden geplaatst op de middelste gleuf. De spleten aan beide zijden zijn noodzakelijk voor het bekijken van de secties bij afhaling met het raster. Om te houden de rasters parallel met de seriële secties wanneer ze afhalen met een pincet (Figuur 11 d), het handvat is gebogen (Figuur 6 c...

Deze studie geeft betrouwbare en eenvoudige procedures voor het verkrijgen van seriële uiterst dunne secties van een micro-organisme zonder dure apparatuur in transmissie-elektronenmicroscopie.

Een methode voor het verkrijgen van seriële uiterst dunne secties van micro-organismen in transmissie-elektronenmicroscopie

Observing cells and cell components in three dimensions at high magnification in transmission electron microscopy requires preparing serial ultrathin ...

Het algemene doel van deze procedure is om op een veilige en eenvoudige manier seriële ultradunne coupes te maken. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van kernvragen binnen het veld van de celbiologie door kwantitatieve en driedimensionale structurele informatie van een hele cel op elektronnmicroscopisch niveau te verschaffen. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat seriële ultradunne coupes kunnen worden gemaakt zonder een duur apparaat, waarbij met deze methode beelden met een hoge resolutie kunnen worden verkregen.Om deze procedure te starten, reinigt u het oppervlak van een glazen objectglas. Doop vervolgens de helft van het objectglas in een 1,5% Formvar-oplossing in de bovenste kolom van het Formvar-ondersteuningsfilmapparaat door de oplossing met lucht door de driewegkraan te persen met behulp van een rubberen balletje. Laat de oplossing uit de kolom lopen door de driewegkraan te openen en lucht te laten ontsnappen om de druk te verlagen.Haal vervolgens het glazen objectglas uit het apparaat en laat dit aan de lucht drogen zodat er een film op het oppervlak van het objectglas wordt gevormd. Schraap de vier randen van de film op het objectglas af met een scheermesje. Blaas vervolgens op het objectglas om de scheiding van de film van het glas te vergemakkelijken en laat de film lossnijden door het objectglas langzaam onder een lage horizontale hoek in water te dompelen.Schep vervolgens de Formvar-film uit het water met een geperforeerd aluminium rek. Om het monsterblok te trimmen met een ultrasoon trimmes en een scheermes onder een stereomicroscoop, moet eerst met een lichtmicroscoop worden gecontroleerd of er cellen op het oppervlak van het blok aanwezig zijn door de punt van het blok te observeren. Monteer daarna het monsterblok in de houder en plaats de houder op een trimtafel.Trim de blokjes tot een afmeting van 0,7 bij 1,0 millimeter. Als de epoxyhars zeer hard is, trim dan eerst het blok met een ultrasoon trimmes en trim het blok vervolgens verder met een scheermesje. Snijd één schouder om de snijrichting aan te geven.Om het monsterblok met een diamantmes met behulp van de microtoom te trimmen, plaatst u de klem van het monsterblok in de monsterhouder van de ultramicrotoom. Snijd het oppervlak van het blok met een diamanttrimmes. Plaats de snijkant van het diamantmes parallel aan het vlak van het monsterblok en snijd een minimale hoeveelheid van het monsteroppervlak weg om te voorkomen dat er monster verloren gaat.Snijd de linkerzijde van het blok met het trimmes door de messenhouder 30 graden naar links te draaien. Deze zijde wordt de bovenzijde van het monster tijdens het seriële snijden. Snijd vervolgens het blokoppervlak op ongeveer 100 microns vanaf de linkerzijde van het specimen door de messenhouder 30 graden naar rechts te draaien.Deze rand vormt de onderzijde van het preparaat bij seriële sectieering. Verwijder het trimmes en draai het preparaatblok 90 graden met de klok mee. Plaats een ultramicrotoommes in de messenhouder.Stel het oppervlak van het preparaat en de mesrand zo in dat ze parallel aan elkaar staan, gebruikmakend van het grote gedeelte van het preparaatoppervlak. Breng vervolgens tape aan op de houder en de houderklem van de microtoom en snijd de tape af bij de grens. Neem de preparaathouder uit de microtoom en plaats deze onder de stereomicroscoop.Snijd het grote deel van het monster af met een scheermesje, zodat het smalle deel overblijft waaruit de seriesneden worden verkregen. Maak de zijden van het monster adhesief door met een Pasteurpipet ongeveer 1 µL van een 0,5% Neopreenoplossing op het monster te druppelen dat gebruikt zal worden voor de seriesneden. Bedek vervolgens het gehele monster met de Neopreenoplossing. Absorbeer overtollige Neopreenoplossing onmiddellijk met een stuk filterpapier dat dicht bij het monster wordt geplaatst.Bereid vervolgens drie slit-grids voor om seriële coupes op te vangen. Buig hiervoor het handvat van de grids in een hoek van 60 graden en behandel de grids met een 0,5% Neopreen-oplossing. Maak de grids daarna hydrofiel middels glow discharge.Plaats de specimenblokhouder terug in de microtoom op dezelfde positie door de gemarkeerde delen uit te lijnen. Dit zorgt ervoor dat het blokoppervlak en de snijrand van het mes perfect parallel aan elkaar blijven. Breng vervolgens het mes dicht bij het specimen.Nadat het mesbootje met water is gevuld, wordt de ultramicrotoom afgedekt met een plastic kap om luchtstroom te voorkomen. Begin met het snijden van het monster bij een sectiedikte van 200 nanometers. Nadat de eerste sectie is gesneden, wordt de sectiedikte ingesteld op 70 nanometers.Wanneer het aantal seriesneden 20 bereikt, stelt u de snededikte in op 10 nanometers. Aangezien de microtoom geen coupes van 10 nanometer dikte kan snijden, verschijnt er geen nieuwe coupe en raken de eerder gesneden coupes gescheiden van de mesrand. Stel vervolgens de snededikte in op 60 nanometers.Dit zal coupes van 70 nanometer opleveren, omdat de machine de voorgaande dikte van 10 nanometer toevoegt. Stel ten slotte de coupedikte opnieuw in op 70 nanometers en ga door met snijden totdat coupes van 1,8 millimeter lang zijn verkregen. Om de seriële coupes op te vangen, plaatst u eerst de coupeslus op de derde coupesgroep.Plaats vervolgens de lus voor het verhogen van het wateroppervlak op de messtage. Positioneer de lus van de WSRL vlak boven de seriesneden door de schacht en het handvat te bewegen. Laat de lus van de WSRL op het wateroppervlak zakken, zodat de lus de secties omsluit.Duw de lus naar beneden door de schroef naar beneden te draaien, zodat het wateroppervlak door oppervlaktespanning stijgt. Verplaats het coupesnijvlak naar het midden van de lus. Positioneer het op de top van het water en pas de richting van het coupesnijvlak aan met behulp van een haarstreng.Pak de sectiegroepen op door ze aan te raken met een onbedekt slit-grid, waarbij pincetten worden gebruikt en het grid parallel aan het wateroppervlak wordt gehouden. Plaats de grids met secties, samen met een kleine druppel water, op de Formvar-ondersteuningsfilm. Verwijder overtollig water met filterpapier.Nadat de secties volledig zijn opgedroogd, scheurt u de Formvar-folie rondom de roosters en verwijdert u de roosters met de secties. Plaats de roosters in de juiste volgorde in de groef van de kleurbuis en kleur de secties met uranylacetaat en loodcitraat. Plaats de vijf roosters in de juiste volgorde in de multi-specimen houder, waarbij de lange as van de sleuf van het rooster loodrecht op de as van de specimen houder wordt georiënteerd.Fixeer het raster met rasterfixeermiddelen en plaats de monsterhouder in de transmissie-elektronenmicroscoop. Neem vervolgens foto's van de doelcellen en alle celsecties bij hoge vergroting. Hier wordt een overzicht bij lage vergroting getoond van vijf rasters met seriële secties.18-25 coupes werden op één raster gemonteerd. Let op dat de coupes aan elkaar vastzitten en dezelfde dikte hebben. Hier worden seriële coupes van de pericarion-myogenese getoond.De figuur toont 12 van de 67 volledige doorsneden. Er werd vastgesteld dat deze cel een groot nucleoïde heeft dat bestaat uit naakte DNA-vezels met een enkel nucleoïdaal membraan en endosymbionten die lijken op bacteriën, maar geen mitochondriën. Bijgevolg lijkt dit organisme een tussenliggende levensvorm te zijn die evolueert van prokaryoot naar eukaryoot.Hier worden seriële coupes van Escherichia coli getoond. De figuur toont 12 volledige coupes. Opvallend is dat werd vastgesteld dat deze cel 21 700 ribosomen bevatte.Na het bekijken van deze video zou u een goed begrip moeten hebben van hoe u seriële ultradunne coupes maakt. Eenmaal beheerst, kan deze techniek in drie uur worden voltooid als deze correct wordt uitgevoerd.

a-method-for-obtaining-serial-ultrathin-sections-microorganisms

Research

JoVE Journal

Engineering

Techniek

Source: Lutz, D., et.al. Assessment of Ultrastructural Neuroplasticity Parameters After In Utero Transduction of the Developing Mouse Brain and Spinal Cord. J. Vis. Exp. (2019).This video demonstrates the preparation and transmission electron microscopy (TEM) analysis of a brain section from a mouse pup. The protocol starts with osmium tetroxide-fixed tissue embedded in resin, followed by precise trimming to isolate the region of interest and ultramicrotomy to produce semithin and ultrathin...

Ultrastructural Analysis of a Mouse Brain Section Using Transmission Electron Microscopy

Hier presenteren we een protocol om monsters met een laag aantal cellen voor te bereiden op transmissie-elektronenmicroscopie (TEM) analyse.

Een alternatieve benadering voor Monstervoorbereidingstesten met een lage aantal cellen voor TEM Analyse

Dit rapport beschrijft een monstervoorbereidingsprotocol en specifieke beeldvormingscondities voor het uitvoeren van schuifende transmissie-elektronentomografie van dikke biologische monsters.

Voorbereiding en observatie van Thick biologische monsters door Scanning Transmission Electron Tomografie

Hier geven we een eenvoudige, goedkope en tijdbesparende protocol chemisch fixeren primaten hersenweefsel met acroleïne fixatief, waardoor langdurig bewaren die compatibel zijn met pre-inbedding immunohistochemie voor transmissie elektronenmicroscopie is.

De bereiding van niet-menselijke primaten Brain Tissue voor Pre-embedding immunohistochemie en elektronenmicroscopie

Dit protocol is gericht op specifieke cellen in weefsels voor beeldvorming op de nanoschaal resolutie met behulp van een Scannende Elektronen Microscoop (SEM). Groot aantal seriële secties uit biologisch materiaal hars-embedded zijn eerste beeld in een lichte Microscoop te identificeren van het doel, waarna in een hiërarchische wijze in de SEM.

Multimodale hiërarchische beeldvorming van seriële secties voor het vinden van specifieke cellulaire doelen binnen grote Volumes

We beschrijven fixatie, paraffine insluiten en dunne vectorafbeeldingsbestanden technieken voor microbiële kolonie biofilms. In bereid monsters, kunnen biofilm substructuur en verslaggever expressiepatronen worden gevisualiseerd door microscopie.

Paraffine insluiten en dunne afdelen van microbiële kolonie Biofilms voor microscopische analyse

We presenteren een protocol voor het bestuderen van de verdeling van mitochondriën en endoplasmisch reticulum in hele cellen na genetische modificatie met behulp van correlatief licht en volume elektronenmicroscopie met inbegrip van ascorbaat peroxidase 2 en mierikswortelperoxidase kleuring, serie snijden van cellen met en zonder het doel gen in dezelfde sectie, en seriële beeldvorming via elektronenmicroscopie.

Mitochondriën en Endoplasmisch reticulum beeldvorming door Correlatief licht en volume elektronenmicroscopie

Hier laten we zien hoe het sandwich-vriesapparaat kan worden gebruikt voor het snel invriezen van biologische monsters, waaronder bacteriën, gist, gekweekte cellen, geïsoleerde cellen, dierlijke en menselijke weefsels en virussen. We laten ook zien hoe u monsters kunt voorbereiden op ultradunne secties na snelvriezen.

Snelvriezen met behulp van sandwichbevriezingsapparaat voor goed ultrastructureel behoud van biologische monsters in elektronenmicroscopie

Een eenvoudig en uitgebreid protocol om driedimensionale details van membraancontactplaatsen tussen organellen in hepatocyten uit de lever of cellen in andere weefsels te verkrijgen.

Driedimensionale karakterisering van interorganelle contactplaatsen in hepatocyten met behulp van seriële sectie elektronenmicroscopie

Dit protocol is bedoeld om gedetailleerde procedures te bieden voor het verzamelen, fixeren en onderhouden van mycoheterotrofe plantenmonsters, waarbij verschillende microscopietechnieken worden toegepast, zoals scanning- en transmissie-elektronenmicroscopie, licht-, confocale en fluorescentiemicroscopie om schimmelkolonisatie te bestuderen in plantenweefsels en zaden ontkiemd met mycorrhizaschimmels.

Microscopietechnieken voor het interpreteren van schimmelkolonisatie in mycoheterotrofe plantenweefsels en symbiotische kieming van zaden

Dit videoprotocol illustreert hoe scanning-transmissie-elektronenmicroscopietomografie van virologische monsters moet worden uitgevoerd. Voor optimale resultaten worden monsters bereid door vries onder hoge druk en daaropvolgende vriessubstitutie.

Scanning transmissie-elektronenmicroscopietomografie in de virologie: 3D-beeldvorming van onder hoge druk ingevroren, vriesgesubstitueerde monsters

Leer een betrouwbare methode voor seriële ultradunne secties van micro-organismen voor transmissie-elektronenmicroscopie. Deze kosteneffectieve techniek levert hoogwaardige driedimensionale celstructuren zonder dure apparatuur.

Een methode voor het verkrijgen van seriële uiterst dunne secties van micro-organismen in transmissie-elektronenmicroscopie

Meer video's verkennen