Name: Een Protocol voor Decellularizing muis Cochleae voor binnenoor Tissue Engineering (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 53 s
Description: Leer een protocol voor het decellulariseren en ontkalken van muizen-cochleae voor binnenoor-tissue-engineering. Deze methode maakt het bestuderen van cel-interacties met de extracellulaire matrix mogelijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Het huidige project werd gefinancierd door de Universiteit van Kansas bewijs van Concept Fonds. Wij wil bedanken het verplegend personeel op KUMC (Kansas City, KS) voor ons te helpen bij het verkrijgen van menselijke umbilical snoeren, en David Jorgensen voor het assisteren met cochleae culturen.

Alle procedures, met inbegrip van dierlijke euthanasie, werden uitgevoerd volgens het goedgekeurde institutionele Animal Care en gebruik Comité (IACUC) protocol (beker #2014-2234) aan de University of Kansas Medical Center (KUMC).
Opmerking: HWJCs werden geïsoleerd uit menselijke umbilical koorden die werden geschonken door patiënten die geïnformeerde toestemming en exemplaren werden gebruikt overeenkomstig de protocollen die zijn goedgekeurd door de Universiteit van Kansas menselijke onderwerpen Commissie (KU-IRB #15402).
1. temporale bot oogst en slakkenhuis isolatie
<ol>
	<li>Decapitate een adequaat euthanized, 15-week-oude muis door te snijden tussen de schedel en de eerste cervicale wervel met een scherpe schaar chirurgisch, dan spuiten beneden het hoofd met 70% ethanol desinfecteren (figuur 1A).</li>
	<li>Bisect de schedel in een mid-Sagittaal vlak met behulp van dezelfde scherpe paar chirurgische schaar (figuur 1B-C, onderbroken lijnen).</li>
	<li>Verwijder het hersenweefsel van de schedel met behulp van een pincet (Figuur 1 d, pijlpunt).</li>
	<li>Het identificeren van de temporale bot door de aanwezigheid van de auditieve en de nervus vestibularis wortels (figuur 1E-F, pijlpunten) op de binnenkant van de schedel en de gehoorgang van de buitenkant (figuur 1F, pijl). Zorgvuldig door de schedel te isoleren van de temporale-bone van de rest van de schedel (figuur 1G) snijden. Opmerking: In sommige gevallen, het mogelijk te delicaat wrikken van de omliggende botten van de schedel uit de buurt van het bot van de temporale zonder snijden.</li>
	<li>Plaats de fijne pincet in de opening van de gehoorgang ongeveer 5 mm (Figuur 1 H), zodat de tips niet doen risico prikken van het slakkenhuis. Zachtjes open breken van het bot van de bulla (Figuur 1 H, bovenste rood gearceerde gedeelte) dus het fracturen (figuur 1I, rode gestippelde lijn). Opmerking: Indien nodig, een dissectie Microscoop kan steun bij dit proces om ervoor te zorgen nauwkeurige plaatsing en manipulatie van instrumenten.</li>
	<li>Met behulp van fijne pincet, wrikken weg de rest van de ' bulla ' van de temporale bot, bloot van het benige labyrint van het slakkenhuis (figuur 1J, rode haken).</li>
	<li>Plaats een groot genoeg te houden van de temporale-bone petrischaal (b.v., 30 mm of meer) onder de ontrafeling van de scope gezichtsveld en vul deze met voldoende fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) ter dekking van de temporale-bot (b.v., 0,5 tot 1 mL).</li>
	<li>Het onderdompelen van de temporale-bot met de ' bulla ' verwijderd in de PBS met de Vensters van het ovale en ronde van het slakkenhuis naar boven. Opmerking: Verwijdering van het vestibulair systeem van het slakkenhuis is niet nodig, zoals het vestibulair systeem goed als een handvat fungeert voor het manipuleren van en oriënteren van de functies van het slakkenhuis (Zie afbeelding 1I en figuur 2B).</li>
	<li>Met behulp van een ultrafijne paar pincet, verwijder de stapedial slagader, waardoor de stijgbeugel wordt doorgelaten.</li>
	<li>Plaats een tip van de ultra-fijne verlostang via de boog van de stijgbeugel waar de slagader gepasseerd en tactvol omhoog heffen de stijgbeugel. De disarticulated stijgbeugel moeten opheffen off van het ovale venster.</li>
	<li>Met behulp van een tip van de ultra-fijne Tang, doorprikken van de ovaal en rond windows.</li>
	<li>Met behulp van een 1 x PBS gevuld 28,5-gauge spuit met slang (binnendiameter 0,28 mm, buitendiameter 0.61 mm) aangesloten, plaatst u de buis op het ovale venster (figuur 2A -B). Opmerking: De opening van de buis kan worden gemanipuleerd met behulp van ultra-fijne pincet helpen om ervoor te zorgen nauwkeurige plaatsing.<ol>
		<li>Gebruik een verse injectiespuit en slang voor elke slakkenhuis.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Perfuse 2 mL 10% antibioticum-antimycotic (anti-anti) en 10% penicilline-streptomycine (pen-strep) in PBS via het slakkenhuis meer dan 5 min te verwijderen van de perilymph. Zoogdierlevercellen te snel met teveel druk beschadigt de fijne structuren binnen het slakkenhuis. Opmerking: Handmatig rijden de injectiespuit met de hand op perfuse van de vloeistof door het slakkenhuis is effectief, hoewel een perfusie-pomp kan worden gebruikt als alternatief.<ol>
		<li>Als handmatig zoogdierlevercellen, gebruikt u een paar fijne, zelfsluitende pincet te stabiliseren van het slakkenhuis (figuur 2A) tijdens perfusie door grijpen de vestibulaire gedeelte van de temporale-bone. Opmerking: Hoewel niet verplicht, dit laat beide handen vrij om het omgaan met instrumenten; enerzijds kan de spuit (figuur 2A) rijden, terwijl de andere kunt de positie van de buis op de juiste manier (figuur 2B).</li>
		<li>Vanaf deze stap voorwaarts, verzorgen om te voorkomen dat bloot het slakkenhuis onnodig in de lucht. Invoering van luchtbellen in de vloeistof ruimtes vloeistof verkeer blokkeert, en verdere uitdroging beschadigt de fijne structuren binnen het slakkenhuis.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Verwijderen en verwijderen van alle resterende spier weefsel en bot fragmenten met fijne pincet.</li>
	<li>Indien nodig, opslag geïsoleerde cochleae bij 4 ° C in anti-anti van 10% en 10%-oplossing van de pen-strep in PBS voor maximaal zeven dagen met regelmatige wijzigingen van antibiotische oplossing elke 48 uur.</li>
</ol>
2. cochleair Processing
<ol>
	<li>Decellularization
	<ol>
		<li>Voor elke slakkenhuis, opvulling een 20-mL glazen Scintillatie ampul met een 1% natrium dodecyl sulfaat (SDS) oplossing in de geïoniseerde (DI) water, dat wordt gebruikt voor het decellularize van het slakkenhuis.</li>
		<li>Snijd de tip off van een kunststof 7-mL overdracht Pipetteer met behulp van een scheermesje zodat de opening groot genoeg voor een slakkenhuis is te passeren.</li>
		<li>Met behulp van de overdracht precisiepipet, zachtjes stellen het slakkenhuis in de pipet zodat dit gewoon de licht-donkerscheiding rand wordt doorgegeven door een paar millimeter.</li>
		<li>Uitzetting van het slakkenhuis naar de 1% SDS oplossing gevulde Scintillatie flacon.</li>
		<li>Circuleren van 2 mL van de 1% SDS in de geïoniseerde (DI) water door het slakkenhuis in de Scintillatie flacon met behulp van een precisiepipet overdracht.</li>
		<li>Plaats de ampul Scintillatie in een rotator, en laat de flacon Scintillatie draaien bij 10 omwentelingen per minuut gedurende 72 uur bij kamertemperatuur.<ol>
			<li>1% SDS oplossing elke 24 h gedurende 72 uur wijzigen Wees voorzichtig bij het wijzigen van SDS nooit het blootstellen van het slakkenhuis in de lucht.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Het slakkenhuis driemaal voor 30 min met DI water wassen.</li></ol></li></ol>Uitvoeren van de wast in de dezelfde Scintillatie flesje gebruikt voor de SDS kosten; in dit stadium is het slakkenhuis decellularized.
	
	
	<li>Botontkalking
	<ol>
		<li>Verwijder de resterende DI water uit de Scintillatie injectieflacon, verlaten net genoeg te houden van het slakkenhuis ondergedompeld.</li>
		<li>Om te beginnen met botontkalking, voeg 5 mL 10% ethyleendiamminetetra azijnzuuroplossing (NA2EDTA) (0,02 M) in DI water aan de Scintillatie flacon met het slakkenhuis.</li>
		<li>2 mL 10% EDTA in DI water door het slakkenhuis in de Scintillatie flacon met behulp van een precisiepipet overdracht circuleren.</li>
		<li>Plaats de ampul Scintillatie terug in de rotator, en laat de flacon Scintillatie draaien bij 10 omwentelingen per minuut gedurende 72 uur bij kamertemperatuur. De EDTA-oplossing van 10% elke 24 h gedurende 72 uur wijzigen Wees voorzichtig bij het wijzigen van oplossingen, zodat het slakkenhuis is niet blootgesteld aan lucht.</li>
		<li>Spoel het slakkenhuis 3 keer voor elke 2 h met 1 x PBS; in dit stadium is het slakkenhuis vastgelegde ontkalkte.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Opslag
	<ol>
		<li>Opslaan van de cochleae voor maximaal 72 uur in een 10% anti-anti, 10% pen-strep oplossing in PBS bij 4 ° C. Opmerking: Langere opslag mogelijk met regelmatige wijzigingen van antibiotische oplossing; uitgebreide opslag van verwerkte cochleae is echter niet gevalideerd in dit protocol.</li>
	</ol>
	</li>

3. de verkrijging en de uitbreiding van de hWJCs
<ol>
	<li>Isoleren hWJCs volgens de eerder gepubliceerde protocollen22. Kort, segmenteren umbilical koorden in 3 cm secties.</li>
	<li>Zorgvuldig maken een ondiepe incisie met een scalpel in de lengte op elk segment van de navelstreng te uitrollen en bloot van de Wharton gelei van de navelstreng. Gebruik pincet te verwijderen van de bloedvaten.</li>
	<li>Wassen navelstreng segmenten tweemaal met genoeg PBS (b.v., 40 mL in een 60 mm petrischaal) om te dompelen van het weefsel. Fijn blad voor weefsel segmenten met een scalpel. Het verteren van weefsels in een petrischaal met 50 mL spijsvertering voedingsbodem van 100 mm (0,2% type 2 collagenase, 1% penicilline-streptomycine, in lage-glucose Dulbecco van bewerkt Eagle's Medium (DMEM)).</li>
	<li>Plaats weefsel in het medium op een roteerschudapparaat 50 rpm 's nachts in een 5% CO2, 37 ° C incubator verteren. De volgende dag, Verdun spijsvertering medium bij een verhouding van 1:16 in 2% antibioticum-antimycotic in PBS en pellet cellen door centrifugeren bij 500 x g bij kamertemperatuur (~ 27 ° C) voor 10 min. Discard supernatant.</li>
	<li>Resuspendeer pellets in de mesenchymale stamcellen groei Medium (MSCGM) en recombineren van cellen. Plaat cellen bij een dichtheid van 7 x 103 cellen/cm2 in Weefselkweek behandeld T-75 kolven. Cultuur van de HWJCs in MSCGM, en uit te breiden tot passage 5 voor experimenten. Opmerking: HWJCs kan worden sub gekweekt in grotere T-kolven (bijvoorbeeld, T-150, T-300) als passaging te verhogen van de opbrengst van hWJCs voor experimenten.</li>
</ol>
4. infusie van hWJCs in Decellularized Cochleae
<ol>
	<li>Decellularized cochleae bereiden
	<ol>
		<li>Met behulp van aseptische techniek, wassen opgeslagen cochleae in 1 x PBS drie keer voor elke 30 min.</li>
		<li>Cochleae overboeken naar afzonderlijke putjes van de plaat van een 24-well, en voeg vervolgens 1 mL van 37 ° C opgewarmd vooraf MSCGM.</li>
		<li>Incubeer cochleae in een 5% CO2, 37 ° C cel cultuur incubator voor een minimum van 1 h voor infusie van cellen.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>HWJCs van elkaar gescheiden en resuspendeer
	<ol>
		<li>Wassen hWJCs met 37 ° C opgewarmd vooraf 1 x PBS tweemaal.</li>
		<li>Voeg genoeg 37 ° C opgewarmd vooraf trypsine met 0,5% EDTA ter dekking van het vaartuig celoppervlak.</li>
		<li>Incubeer hWJCs voor maximaal 5 minuten in een 5% CO2, 37 ° C cel cultuur incubator.<ol>
			<li>Controleer of dat 90% van de cellen hebben losgekoppeld van het celoppervlak cultuur door cellen onder een omgekeerde Microscoop te bekijken. Opmerking: Cellen die bewegen wanneer het vaartuig cultuur zachtjes onttrokken is, hebt losgekoppeld. Cellen die blijven stationaire, hebben niet losgekoppeld.</li>
			<li>Tik zachtjes op de zijkanten van de kolf aan de gekoppelde cellen verder te verjagen.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Met behulp van aseptische techniek, hWJCs van de overdracht van het vaartuig cultuur naar een conische buis van 50 mL, met een gelijkwaardige hoeveelheid van de MSCGM naar de hoeveelheid trypsine gebruikt om zich te distantiëren van de cellen.</li>
		<li>De hWJCs pellet door centrifugatie bij 500 x g bij kamertemperatuur (~ 27 ° C) gedurende 5 minuten.</li>
		<li>Gecombineerd supernatant en resuspendeer hWJCs in MSCGM bij een concentratie van 500.000 cellen/mL.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Perfuse cochleae
	<ol>
		<li>Cochleae overbrengen in een nieuwe 24-well plaat met behulp van een precisiepipet overdracht.</li>
		<li>Een daling van de MSCGM toevoegen aan elke slakkenhuis om te voorkomen dat een slakkenhuis uitdrogen.</li>
		<li>Fijn oriënteren het slakkenhuis met behulp van ultra-fijne pincet zodat de ovale en ronde ramen zijn naar boven. Opmerking: Nemen uiterste zorg bij de behandeling rechtstreeks elke slakkenhuis van het slakkenhuis is gemakkelijk beschadigd.</li>
		<li>Met behulp van een steriele 28,5-gauge insuline spuit met aangesloten leidingen, opstellen van 0,2 mL geresuspendeerde hWJCs (100.000 cellen).</li>
		<li>Met behulp van gesteriliseerde fijne pincet, plaatst u buis op het ovale venster.</li>
		<li>Fijn en langzaam perfuse het slakkenhuis met 0,2 mL geresuspendeerde hWJCs met een 28,5-gauge insuline-injectiespuit verbonden met polyethyleen slang (buitendiameter: 0.61 mm, binnendiameter: 0,28 mm) over ongeveer 5 min.</li>
		<li>Voeg na perfusie, 0,8 mL van 37 ° C opgewarmd vooraf MSCGM naar het putje met het slakkenhuis om het totale volume in de put aan 1 mL.</li>
		<li>Herhaal de stappen 4.3.3-4.3.7 voor elke slak, met behulp van een verse spuit en buizen van elke keer.</li>
		<li>Plaats van geperfundeerd cochleae in een 5% CO2, 37 ° C cel cultuur incubator, en wijzig media drie keer per week.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. slakkenhuis oogst en bewaring
Opmerking: Cochleae kunnen worden gekweekt en geoogst op elk punt van de tijd tot 30 dagen na perfusie.
<ol>
	<li>Om te bewaren cochleae, vast in 4% paraformaldehyde in 1 x PBS's nachts bij 4 ° C op een rockende platform.</li>
	<li>Na fixatie, wassen cochleae met 1 x PBS drie keer voor elke 5 min.</li>
	<li>Geleidelijk uitdrogen slakkenhuis met ethanol en duidelijk met een oplosmiddel alifatische koolwaterstof voordat het inbedden in paraffine.</li>
	<li>Monsters met een dikte van 10 µm gebruikend microtome sectie en monteren op glas Microscoop dia's. Opmerking: Monsters zijn nu gereed voor histologisch of immunohistochemische verwerking gebruikt standaard protocollen.</li>
</ol>

<ol><li>Raphael, Y., Altschuler, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure+and+innervation+of+the+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res+Bull%22%5BJournal%5D)">Structure and innervation of the cochlea.</a> Brain Res Bull. 60 (5-6), 397-422 (2003).</li>
<li>LeMasurier, M., Gillespie, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hair-Cell+Mechanotransduction+and+Cochlear+Amplification%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Hair-Cell Mechanotransduction and Cochlear Amplification.</a> Neuron. 48 (3), 403-415 (2005).</li>
<li>Neal, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hair+cell+counts+in+a+rat+model+of+sound+damage%3A+Effects+of+tissue+preparation+%26+identification+of+regions+of+hair+cell+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Hair cell counts in a rat model of sound damage: Effects of tissue preparation & identification of regions of hair cell loss.</a> Hear Res. 328, 120-132 (2015).</li>
<li>Ivory, R., Kane, R., Diaz, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noise-induced+hearing+loss%3A+a+recreational+noise+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Otolaryngol+Head+Neck+Surg%22%5BJournal%5D)">Noise-induced hearing loss: a recreational noise perspective.</a> Curr Opin Otolaryngol Head Neck Surg. 22 (5), 394-398 (2014).</li>
<li>Stucken, E. Z., Hong, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noise-induced+hearing+loss%3A+an+occupational+medicine+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Otolaryngol+Head+Neck+Surg%22%5BJournal%5D)">Noise-induced hearing loss: an occupational medicine perspective.</a> Curr Opin Otolaryngol Head Neck Surg. 22 (5), 388-393 (2014).</li>
<li>Dille, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tinnitus+onset+rates+from+chemotherapeutic+agents+and+ototoxic+antibiotics%3A+results+of+a+large+prospective+study%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Acad+Audiol%22%5BJournal%5D)">Tinnitus onset rates from chemotherapeutic agents and ototoxic antibiotics: results of a large prospective study.</a> J Am Acad Audiol. 21 (6), 409-417 (2010).</li>
<li>Sajjadi, H., Paparella, M. M. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18675691">Meniere's disease.</a> Lancet. 372 (9636), 406-414 (2008).</li>
<li>House, J. W., Brackmann, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tinnitus%3A+surgical+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Ciba+Found+Symp%22%5BJournal%5D)">Tinnitus: surgical treatment.</a> Ciba Found Symp. 85, 204-216 (1981).</li>
<li>Kujawa, S. G., Liberman, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acceleration+of+age-related+hearing+loss+by+early+noise+exposure%3A+evidence+of+a+misspent+youth%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Acceleration of age-related hearing loss by early noise exposure: evidence of a misspent youth.</a> J Neurosci. 26 (7), 2115-2123 (2006).</li>
<li>Ryals, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Avian+species+differences+in+susceptibility+to+noise+exposure%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Avian species differences in susceptibility to noise exposure.</a> Hear Res. 131 (1-2), 71-88 (1999).</li>
<li>Koehler, K. R., Mikosz, A. M., Molosh, A. I., Patel, D., Hashino, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+inner+ear+sensory+epithelia+from+pluripotent+stem+cells+in+3D+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Generation of inner ear sensory epithelia from pluripotent stem cells in 3D culture.</a> Nature. 500 (7461), 217-221 (2013).</li>
<li>Sekiya, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+transplantation+to+the+auditory+nerve+and+cochlear+duct%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Cell transplantation to the auditory nerve and cochlear duct.</a> Exp Neurol. 198 (1), 12-24 (2006).</li>
<li>Shi, F., Edge, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prospects+for+replacement+of+auditory+neurons+by+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Prospects for replacement of auditory neurons by stem cells.</a> Hear Res. 297, 106-112 (2013).</li>
<li>Mellott, A. J., Shinogle, H. E., Nelson-Brantley, J. G., Detamore, M. S., Staecker, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploiting+decellularized+cochleae+as+scaffolds+for+inner+ear+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Res+Ther%22%5BJournal%5D)">Exploiting decellularized cochleae as scaffolds for inner ear tissue engineering.</a> Stem Cell Res Ther. 8, (2017).</li>
<li>Santi, P. A., Johnson, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularized+ear+tissues+as+scaffolds+for+stem+cell+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Assoc+Res+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Decellularized ear tissues as scaffolds for stem cell differentiation.</a> J Assoc Res Otolaryngol. 14 (1), 3-15 (2013).</li>
<li>Davies, D., Holley, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+expression+of+alpha+3+and+alpha+6+integrins+in+the+developing+mouse+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Differential expression of alpha 3 and alpha 6 integrins in the developing mouse inner ear.</a> J Comp Neurol. 445 (2), 122-132 (2002).</li>
<li>Gerchman, E., Hilfer, S. R., Brown, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Involvement+of+extracellular+matrix+in+the+formation+of+the+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Involvement of extracellular matrix in the formation of the inner ear.</a> Dev Dyn. 202 (4), 421-432 (1995).</li>
<li>Goodyear, R. J., Richardson, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+matrices+associated+with+the+apical+surfaces+of+sensory+epithelia+in+the+inner+ear%3A+molecular+and+structural+diversity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Extracellular matrices associated with the apical surfaces of sensory epithelia in the inner ear: molecular and structural diversity.</a> J Neurobiol. 53 (2), 212-227 (2002).</li>
<li>Mellott, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+Viability+and+Transfection+Efficiency+with+Human+Umbilical+Cord+Wharton%27s+Jelly+Cells+Through+Use+of+a+ROCK+Inhibitor%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reprogram%22%5BJournal%5D)">Improving Viability and Transfection Efficiency with Human Umbilical Cord Wharton's Jelly Cells Through Use of a ROCK Inhibitor.</a> Cell Reprogram. , (2014).</li>
<li>Mellott, A. J., Shinogle, H. E., Moore, D. S., Detamore, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+Photo-conversion%3A+A+second+chance+to+label+unique+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol+Bioeng%22%5BJournal%5D)">Fluorescent Photo-conversion: A second chance to label unique cells.</a> Cell Mol Bioeng. 8 (1), 187-196 (2015).</li>
<li>Mitchell, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Matrix+cells+from+Wharton%27s+jelly+form+neurons+and+glia%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Matrix cells from Wharton's jelly form neurons and glia.</a> Stem Cells. 21 (1), 50-60 (2003).</li>
<li>Mellott, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonviral+Reprogramming+of+Human+Wharton%27s+Jelly+Cells+Reveals+Differences+Between+ATOH1+Homologues%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Nonviral Reprogramming of Human Wharton's Jelly Cells Reveals Differences Between ATOH1 Homologues.</a> Tissue Eng Part A. 21 (11-12), 1795-1809 (2015).</li>
<li>Buytaert, J. A., Johnson, S. B., Dierick, M., Salih, W. H., Santi, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroCT+versus+sTSLIM+3D+imaging+of+the+mouse+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22J+Histochem+Cytochem%22%5BJournal%5D)">MicroCT versus sTSLIM 3D imaging of the mouse cochlea.</a> J Histochem Cytochem. 61 (5), 382-395 (2013).</li>
<li>Nonoyama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigation+of+the+ototoxicity+of+gadoteridol+%28ProHance%29+and+gadodiamide+%28Omniscan%29+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Investigation of the ototoxicity of gadoteridol (ProHance) and gadodiamide (Omniscan) in mice.</a> Acta Otolaryngol. 136 (11), 1091-1096 (2016).</li>
<li>Dai, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhesus+Cochlear+and+Vestibular+Functions+Are+Preserved+After+Inner+Ear+Injection+of+Saline+Volume+Sufficient+for+Gene+Therapy+Delivery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Assoc+Res+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Rhesus Cochlear and Vestibular Functions Are Preserved After Inner Ear Injection of Saline Volume Sufficient for Gene Therapy Delivery.</a> J Assoc Res Otolaryngol. , (2017).</li>
<li>Sutherland, A. J., Converse, G. L., Hopkins, R. A., Detamore, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+bioactivity+of+cartilage+extracellular+matrix+in+articular+cartilage+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Healthc+Mater%22%5BJournal%5D)">The bioactivity of cartilage extracellular matrix in articular cartilage regeneration.</a> Adv Healthc Mater. 4 (1), 29-39 (2015).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

We hebben succesvol gebleken dat inheemse cochleair cellen van het slakkenhuis via een proces van decellularization, die het mogelijk voor het gebruik van het slakkenhuis als een ingewikkelde, drie-dimensionale weefsel steiger maakt kunnen worden verwijderd. Santi et al. 15 ontwikkelde de eerste methode om decellularizing cochleae, en de volumes van vele cochleair structuren door met behulp van licht blad microscopie23nauwkeurig hebben geschat. Dergelijke vroege we...

Het slakkenhuis is een ingewikkelde spiraalstructuur gevonden in de temporale bot. Het bestaat uit een buitenste benige labyrint en een concentrische, innerlijke membranous labyrint1. Het labyrint van de membranous bestaat uit drie vloeistof ruimtes: Scala vestibuli, Scala media en Scala pauken1. Het scala media herbergt de sensorische epitheel, die is samengesteld uit een veelheid van celtypes, maar de zintuiglijke haarcellen (HC), die transduce mechanische energie in geluidsgolven naar zenuwimpulsen2, zijn van bijzonder belang. Blootstelling aan akoestische trauma3,4,5, medicatie6,87,ziekte en veroudering9 kan al leiden tot verminderde auditieve functie via HC dood. Haarcel verlies bij zoogdieren is definitief, in tegenstelling tot aviaire HCs, die na letsel10kunnen regenereren.
Een verscheidenheid aan hedendaagse onderzoeksinspanningen hebben geprobeerd om te herstellen van verloren HCs, hoewel de specifieke experimentele benaderingen verschillen. Manipulatie van genexpressie in de sensorische epitheel en implantatie van stamcellen gedifferentieerde buiten het lichaam zijn dominante benaderingen in het veld, hoewel inductie methoden die willen onderscheiden van stamcellen in cochleaire organoids geweest 11,12,13geprobeerd. Elk van deze benaderingen is hetzij afhankelijk direct stamcellen, of de ontwikkelingstoxiciteit signalen gebruikt door stamcellen; echter een tweede gedeeld en potentieel kritisch element is de ECM van het slakkenhuis zelf14,15.
De ECM levert niet alleen fysieke ondersteuning voor cellen en weefsels, waaronder een oppervlak voor cel adhesie, proliferatie, overleving en migratie, maar speelt ook een belangrijke rol in de ontwikkeling van HCs en de spiraal ganglion15,16 ,17. Natuurlijk geeft voorkomende ECM inductieve signalen die cel fenotype vastberadenheid en/of cel adhesie, verspreiding en overleving18 begeleiden kunnen. Bijgevolg is het gebruik van decellularized slakkenhuis in combinatie met gekweekte hWJCs bieden een unieke kans om te verkennen van de rol van de ECM en HC regeneratie. HWJCs zijn een gemakkelijk beschikbaar, niet-controversiële celtype van menselijke umbilical koorden die zich als mesenchymale stamcellen19 gedragengeïsoleerd. HWJCs hebben de mogelijkheid om te differentiëren naar beneden hormoonfuncties cel lineages20,21aangetoond. Dus, het huidige protocol detailleert de isolatie, decellularization en perfusie van cochleae van C57BL muis karkassen met hWJCs voor weefselengineering binnenoor.

<table><tbody><tr><td>Allegra X-14R Centrifuge</td><td>Beckman-Coulter</td><td>B08861</td><td></td></tr><tr><td>Intramedic Semi-Rigid Tubing</td><td>Becton Dickinson</td><td>427401</td><td></td></tr><tr><td>New Brunswick Innova 2000 Orbital Shaler</td><td>Eppendorf</td><td>M1190-0002</td><td></td></tr><tr><td>Surgical Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-10</td><td></td></tr><tr><td>Fine Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11370-40</td><td></td></tr><tr><td>Ultra-Fine Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>18155-13</td><td></td></tr><tr><td>50-mL Conical Tubes</td><td>Fisher Scientific</td><td>12565271</td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB087579B</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Insulin Syringe</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-829-1B</td><td></td></tr><tr><td>Scintillation Vial</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-341-73</td><td></td></tr><tr><td>Rotator</td><td>Fisher Scientific</td><td>88-861-049</td><td></td></tr><tr><td>Transfer Pipette</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-170-404</td><td></td></tr><tr><td>Razor Blade</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-640</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotic-Antimycotic</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-240-062</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-140-122</td><td></td></tr><tr><td>24-Well Plate</td><td>Fisher Scientific</td><td>07-200-84</td><td></td></tr><tr><td>SuperFrost PLUS Glass Microscope Slides</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td>Transfer Pipette</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-170-404</td><td></td></tr><tr><td>ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI</td><td>Fisher Scientific</td><td>P36935</td><td></td></tr><tr><td>Clear-Rite 3</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-046341</td><td></td></tr><tr><td>Thermo Scientific Forma Series II 3110 Water-Jacekted CO2 Incubator</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-998-078</td><td></td></tr><tr><td>Mesenchymal Stem Cell Growth Medium</td><td>Lonza</td><td>PT-3001</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Lonza</td><td>CC-3232</td><td></td></tr><tr><td>TPP T-75 Culture Flask</td><td>MidSci</td><td>TP90076</td><td></td></tr><tr><td>TPP T-150 Culture Flask</td><td>MidSci</td><td>TP90151</td><td></td></tr><tr><td>TPP T-300 Culture Flask</td><td>MidSci</td><td>TP90301</td><td></td></tr><tr><td>Dissection Microscope</td><td>Nikon Instruments</td><td>SMZ800</td><td></td></tr><tr><td>Nikon Eclipse Ts2R-FL Inverted Microscope</td><td>Nikon Instruments</td><td>MFA51010</td><td></td></tr><tr><td>NuAire Class II, Type A2 Biosafety Cabinet</td><td>NuAire</td><td>NU-425-600</td><td></td></tr><tr><td>1X PBS</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5368-10PAK</td><td></td></tr><tr><td>1% SDS Solution</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>436143-100G</td><td></td></tr><tr><td>10% EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E9884-100G</td><td></td></tr></tbody></table>

een protocol voor decellularizing muis cochleae voor binnenoor tissue engineering

A Protocol for Decellularizing Mouse Cochleae for Inner Ear Tissue Engineering

In zoogdieren, mechanosensory haarcellen die hoorzitting ontbreken de capaciteit om te regenereren vergemakkelijken, heeft die behandelingen voor gehoorverlies beperkt. Huidige regeneratieve geneeskunde strategieën hebben gericht op het transplanteren van stamcellen of genetische manipulatie van de omringende cellen van de steun in het binnenoor ter bevordering van de vervanging van beschadigde stamcellen te corrigeren van gehoorverlies. Echter de extracellulaire matrix (ECM) kan spelen een vitale rol in induceren en onderhouden van de functie van haarcellen, en is niet goed onderzocht. Met behulp van het cochleair kunnen ECM als een steiger te groeien van adulte stamcellen unieke inzichten in hoe de samenstelling en architectuur van de extracellulaire omgeving helpt cellen in stand te houden hoorzitting functie. Hier presenteren we een methode voor het isoleren en decellularizing cochleae van muizen te gebruiken als steigers adulte stamcellen geperfundeerd accepteren. In het huidige protocol zijn cochleae geïsoleerd uit euthanized muizen, decellularized en vastgelegde ontkalkte. Menselijke Wharton de gelei cellen (hWJCs) die geïsoleerd uit de navelstreng werden werden daarna zorgvuldig geperfundeerd in elke slakkenhuis. De cochleae werden gebruikt als bioreactoren en cellen werden gekweekt voor 30 dagen vóór de ondergaan verwerking voor analyse. Decellularized cochleae identificeerbare extracellulaire structuren behouden, maar deed niet onthullen de aanwezigheid van cellen of merkbaar fragmenten van DNA. Cellen in het slakkenhuis geperfundeerd grootste deel van het interieur en exterieur van het slakkenhuis binnengevallen en groeide zonder incidenten over een duur van 30 dagen. Aldus, is de huidige methode kan worden gebruikt om te bestuderen hoe cochleaire ECM beïnvloedt cel ontwikkeling en gedrag.

Met behulp van de methoden die hier succesvolle decellularization van cochleae werd beoordeeld door het onderzoek van de aanwezigheid of afwezigheid van DNA door 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) kleuring. Cochleae werden beschouwd als volledig decellularized als DNA was niet geïdentificeerd binnen de decellularized slakkenhuis. Een native slakkenhuis uit een vorige experiment dat niet ondergaan decellularization of botontkalking werd gebruikt als positieve controle ter illustratie va...

Het doel van dit protocol is om aan te tonen van een effectieve methode om decellularize en decalcify van muis cochleae voor gebruik als steigers voor weefsel waterbouwkundige toepassingen.

Een Protocol voor Decellularizing muis Cochleae voor binnenoor Tissue Engineering

In mammals, mechanosensory hair cells that facilitate hearing lack the ability to regenerate, which has limited treatments for hearing loss. Current ...

Het algemene doel van deze procedure is om een effectieve methode te demonstreren om muis-cochleae te decelluleren en te decalcificeren om een schaal voor inner ear weefselengineering toepassingen te gebruiken. Deze methode kan helpen om belangrijke vragen te beantwoorden in de gehoor- en weefselengineering gebieden, zoals hoe 3D cochlea en verschillende componenten van de extracellulaire matrix stamceldifferentiatie beïnvloeden? Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat het de onderzoeker in staat stelt te bestuderen hoe cellen rechtstreeks interageren met de extracellulaire matrix van de cochlea om sensorisch epitheel te vormen.Visuele demonstratie van deze methode is cruciaal omdat de isolatie van het temporale bot en het cellenproefapparaat moeilijk correct te visualiseren kan zijn op basis van alleen tekstbeschrijvingen. Om deze procedure te beginnen, sneed de schedel in het midsagittale vlak met een scherp paar chirurgische schaar. Verwijder vervolgens het hersenweefsel van de schedel.Identificeer vervolgens het temporale bot door de aanwezigheid van de gehoor- en vestibulaire zenuwwortels aan de binnenkant van de schedel en het gehoorkanaal vanaf de buitenkant. Snijd voorzichtig door de schedel om het temporale bot van de rest van de schedel te isoleren. Steek vervolgens de fijne forceps in de opening van het gehoorkanaal ongeveer vijf millimeter in, zodat de uiteinden de cochlea niet riskeren te doorboren.Breek voorzichtig het bot van de bola open zodat het breekt. Gebruik fijne forceps om de rest van de bola van het temporale bot weg te prikken en het botlabyrint van de cochlea bloot te leggen. Dompel vervolgens het temporale bot in PBS met de ovale en ronde ramen van de cochlea omhoog.Gebruik een ultrafijn paar forceps om de stapediale slagader te verwijderen die door de stapes gaat. Steek vervolgens een uiteinde van de ultrafijne forceps door de boog van de stapes waar de slagader doorheen gaat en til de stapes delicaat omhoog. Boor vervolgens de ovale en ronde ramen door.Plaats vervolgens de buis die is verbonden met een met PBS gevulde 28,5 gauge spuit over het ovale venster. Profuseer twee millimeter 10%Antibiotic-Atimycotic en 10%Penicilline-Streptomycine in PBS gedurende vijf minuten door de cochlea om het perilymph te verwijderen. Verwijder vervolgens en gooi alle resterende spierweefsel en botfragmenten weg.Voor decellulatie, trek met behulp van de transferpipet de cochlea voorzichtig omhoog in de pipet, zodat deze net de afgesneden rand met een paar millimeter passeert. Spuit vervolgens de cochlea in de met 1%SDS gevulde scintillatiefles. Circuleer twee milliliter 1%SDS in gedeïoniseerd water door de cochlea in de scintillatiefles met behulp van een transferpipet.Plaats de scintillatiefles in een roterende en laat deze 72 uur bij kamertemperatuur draaien met 10RPM. Vervang elke 24 uur gedurende een periode van 72 uur door een verse 1%SDS oplossing en zorg ervoor dat de cochlea niet wordt blootgesteld aan lucht tijdens het vervangen van de oplossing. Was vervolgens de cochlea drie keer in dezelfde scintillatiefles gedurende 30 minuten elk in DI water.In dit stadium zou de cochlea gedecelluleerd moeten zijn. Voor decalcificatie, verwijder het resterende DI water uit de scintillatiefles en laat er net genoeg over om de cochlea ondergedompeld te houden. Om decalcificatie te beginnen, voeg vijf milliliter 10%EDTA en DI water toe aan de scintillatiefles die de cochlea bevat.Circuleer twee milliliter 10%EDTA in gedeïoniseerd water door de cochlea in de scintillatiefles met behulp van een transferpipet. Plaats de scintillatiefles terug in de roterende en laat de scintillatiefles 72 uur bij kamertemperatuur draaien met 10RPM. Vervang de 10%EDTA oplossing elke 24 uur gedurende een periode van 72 uur.Wees voorzichtig bij het vervangen van oplossingen zodat de cochlea niet wordt blootgesteld aan de lucht. Spoel vervolgens de cochlea drie keer gedurende twee uur elk met PBS. In dit stadium zou de cochlea gedecalcificeerd moeten zijn.Voordat cellen worden geïnfuseerd, begint u door gedecelluleerde en gedecalcificeerde cochlea gedurende minimaal een uur in een 5% koolstofdioxide, 37 graden Celsius celcultuur incubator te incuberen. Om de cochleae te profuseren, voeg vervolgens een druppel MSCGM toe aan elke cochlea om te voorkomen dat de cochlea uitdroogt. Breng ze over naar een nieuwe 24-well plaat met behulp van een transferpipet.Richt de cochlea delicaat met ultrafijne forceps, zodat de ovale en ronde ramen omhoog wijzen. Gebruik vervolgens een steriele 28,5 gauge Insuline spuit met aangesloten buis om 0,2 milliliter van de re-gesuspendeerde Human Wharton's jelly cellen op te trekken. Plaats vervolgens de buis over het ovale venster met behulp van gesteriliseerde fijne forceps.Profuseer delicaat en langzaam de cochlea met 0,2 milliliter van de re-gesuspendeerde Human Wharton's jelly cellen gedurende vijf minuten. Deze profuseringsstap is belangrijk. Succesvolle profusering van vloeistoffen door de cochlea heeft grote invloed op het resultaat van dit protocol.Na profusering, voeg 0,8 milliliter 37 graden Celsius voorverwarmde MSCGM toe aan de put met cochlea om het totale volume op een milliliter te brengen. Herhaal de procedure voor elke cochlea. Gebruik elke keer een verse spuit en buis.Plaats de geprofuseerde cochlea in een 37 graden Celsius celcultuur incubator en ververs het medium drie keer per week. Hier wordt de succesvolle decellulatie en decalcificatie van een muis cochlea zonder geïnjecteerde cellen getoond. Over het algemeen wordt de anatomie van de cochlea bewaard met holten achtergelaten zonder dappy kleuring.Hier zijn de representatieve resultaten van succesvol gekweekte Human Wharton's jelly cellen op een cochlea schaal. Overvloedige dappy kleuring wordt waargenomen door de hele cochlea en op het buitenste botoppervlak. Nader onderzoek van individuele

a-protocol-for-decellularizing-mouse-cochleae-for-inner-ear-tissue

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bio-engineering

Live beeldvorming van de embryonale zoogdieren slakkenhuis is uitdagend omdat de ontwikkelingsprocessen bij de hand werken op een tijdelijke helling van meer dan tien dagen. Hier presenteren we een methode voor het kweken en dan het afbeelden embryonale cochleair explant weefsel afkomstig van een fluorescerende reporter muis over vijf dagen.

Langdurige Time Lapse Imaging van Muis Cochlear Explantaten

We presenteren een methode die de isolatie en kweek van cochleaire explantaten van het binnenoor van embryonale muizen beschrijft. We demonstreren ook een methode voor genoverdracht naar cochleaire explantaten via vierkantgolfelektroporatie. De in vitro explantaatkweek gekoppeld aan de genoverdrachtstechniek stelt onderzoekers in staat om de effecten van het veranderen van genexpressie tijdens de ontwikkeling te bestuderen.

Cultuur van embryonale Mouse Cochlear Explantaten en Gene Transfer door elektroporatie

Er bestaan verschillende methoden voor het introduceren van ototoxische middelen in de slakken van diermodellen. Hier wordt een chirurgisch protocol gepresenteerd voor het toedienen van ototoxische middelen in de ronde venster nis. De procedure is betrouwbaar, creëert gerichte intra-cochleaire laesies en voorkomt mechanische schade aan de microarchitectuur. Onderzoek naar zelfherstel/regeneratie van de cochlea is mogelijk.

De muis Round-window aanpak voor Ototoxische Agent Levering: een snelle en betrouwbare techniek voor het induceren van Cochlear celdegeneratie

Primaire cilia beïnvloeden verschillende signaalroutes. De cochlea van zoogdieren is ideaal voor het onderzoeken van planaire celpolariteit (PCP) signalering. Cilia-disfunctie beïnvloedt cochleaire uitgroei, cellulaire patterning en oriëntatie van haarcellen, uitlezingen van PCP. Ons doel is om PCP-signalering in muis cochlea te analyseren via fenotypische analyse, immunohistologie en rasterelektronenmicroscopie.

Evaluatie van Planar-Cell-Polariteit Phenotypes in ciliopathie Mouse Mutant Cochlea

Twee microchirurgiebenaderingen voor lokale medicijntoediening aan het binnenoor worden hier beschreven en vergeleken in termen van impact op gehoorparameters, cochleaire cytoarchitectuur en expressie van inflammatoire markers.

Een vergelijkende studie van Drug Delivery Methoden Gericht op de Mouse Inner Ear: Bullostomy Versus Transtympanic Injection

Dit artikel presenteert een gemodificeerde cochleaire oppervlakte bereidingsmethode die de decalcificatie en het gebruik van een cel en weefsellijm vereist om de stukjes cochleaire epitheel te hechten aan 10 mm ronde afdek stroken voor immunohistochemie in volwassen muis cochleae.

Cochleaire oppervlakte voorbereiding in de volwassen muis

Hier presenteren we een methode voor het visualiseren van de opname van 3 kDa Texas Red-gelabelde dextran in auditieve haarcellen met functionele mechanotransductiekanalen. Daarnaast kan dextrans van 3-10 kDa worden gebruikt om endocytose in haar en ondersteunende cellen van het orgaan van Corti te bestuderen.

Dextran Labeling and Uptake in Live and Functional Murine Cochlear Hair Cells

In deze studie presenteren we een real-time beeldvormingsmethode met confocale microscopie om cellen te observeren die naar beschadigd weefsel bewegen door ex vivo incubatie met het cochleaire epitheel dat het orgaan van Corti bevat.

In vitro time-lapse live-cell imaging om celmigratie naar het orgaan van Corti te verkennen

Het huidige protocol is een update van eerdere protocollen en bevat relatief eenvoudige benaderingen voor het kweken van hoogwaardige cochleaire explantaten. Dit zorgt voor betrouwbare data-acquisitie en beeldvorming met hoge resolutie in levende en vaste cellen. Dit protocol ondersteunt de voortdurende trend om binnenoorcellen te bestuderen.

Volledige neonatale cochleaire explantaten als een in vitro model

Hierin presenteren we een gedetailleerd protocol voor het isoleren en kweken van primaire cochleaire haarcellen van muizen. Aanvankelijk werd het orgaan van Corti onder een microscoop ontleed uit neonatale (3-5 dagen oud) muizenslakkenhuis. Vervolgens werden cellen enzymatisch verteerd tot een eencellige suspensie en geïdentificeerd met behulp van immunofluorescentie na enkele dagen in kweek.

Isolatie en kweek van primaire cochleaire haarcellen van neonatale muizen

Dit protocol, bedoeld voor beginnende gebruikers van binnenoorweefsel van muizen, beschrijft uitgebreid de stappen voor het verwerken van de binnenoren van muizen in verschillende ontwikkelingsstadia voor sectie-immunokleuring.

Cryosectie en immunokleuring van het binnenoorweefsel van muizen: van embryonale tot volwassen stadia

Leer een protocol voor het decellulariseren en ontkalken van muizen-cochleae voor binnenoor-tissue-engineering. Deze methode maakt het bestuderen van cel-interacties met de extracellulaire matrix mogelijk.

Een Protocol voor Decellularizing muis Cochleae voor binnenoor Tissue Engineering

Meer video's verkennen