Toepassing van chronische stimulering te bestuderen contractiele activiteit-geïnduceerde Rat skeletspieren fenotypische aanpassingen
25 januari 2018
Dit protocol beschrijft het gebruik van de chronische contractiele activiteitsmodel van oefening om het observeren van de skeletspieren stimulatie-geïnduceerde aanpassingen in het stuk van de rat.
Het chronische contractiele activiteitsmodel van oefening is nuttig om aanpassingen van skeletspieren aan oefentrainingsstimuli in vivo te bestuderen. Met name dit model roept de fenotypische aanpassingen van een trainingsprotocol van zes weken op binnen zeven dagen. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van belangrijke vragen op het gebied van spierfysiologie zoals mitochondriale biogenesis, autofagie en vele andere oefening-geassocieerde cellulaire aanpassingen.
Het grote voordeel van deze techniek is dat het de observatie van specifieke spieraanpassingen over een korte periode van zeven dagen mogelijk maakt in vergelijking met andere oefentrainingsprotocollen die enkele maanden vereisen. De implicaties van deze techniek strekken zich uit tot de therapie van spieratrofie, omdat chronische spierstimulatie is aangetoond effect te hebben op het verbeteren van leeftijdsgerelateerde spierzwakte. Over het algemeen zullen personen die nieuw zijn in deze methode worstelen vanwege de moeilijkheid om de gemeenschappelijke peroneale zenuw te markeren en elektrische spoelen aan beide uiteinden te bevestigen, aangezien deze oefening en precisie vereisen.
Begin door de rat te anesthetiseren onder inhalatie van één tot 3% isofluraan met zuurstof en bevestig volledige sedatie door de reactie op een teenprik in de achterpoot te controleren en de ademhalingsdiepte en -frequentie te observeren. Breng oculaire smering aan op de ogen om uitdroging te voorkomen en plaats de rat op een verwarmingskussen op een lage tot gemiddelde instelling. Scheer voorzichtig de linker achterpoot evenals een strook rond de romp van de achterkant van de nek rond achter de voorpoten en over de voorste borstkas.
Veeg de geschoren gebieden voorzichtig af met jodium en ethylalcohol om te desinfecteren. Met het dier op zijn buik liggen, gebruik een steriele scalpel met een nummer 10-mes om een kleine incisie van ongeveer 0,5 centimeter te maken op de achterkant van de nek in het midden van het geschoren gebied. Rol het dier vervolgens op zijn rechterzij en maak een snede van twee tot drie centimeter in de huid van de linker achterpoot tussen de kuil van het kniegewricht en dicht bij de oorsprong van de staart.
Gebruik geblupte punten van gebogen chirurgische schaar om het subcutane gebied te dissecteren tot ongeveer 3,5 tot vier centimeter om de huid te scheiden van de onderliggende spier om een zak tussen de open huid en de onderliggende spier te maken. Gebruik vervolgens chirurgische schaar om een kleine incisie van minder dan 0,5 centimeter op de biceps femoris-spier te maken, ervoor zorgen dat de punten van de schaar direct door de spier snijden. Open vervolgens voorzichtig het gesneden gebied totdat de interne spiergroepen en de gemeenschappelijke peroneale zenuw zichtbaar zijn.
Gebruik extreme voorzichtigheid om het snijden of beschadigen van de zenuw te voorkomen. Bereid vervolgens 50 tot 60 centimeter PTFE-gecoate fijne roestvrijstalen draad voor en vouw deze dubbel. Haak het gevouwen deel van de draad in de spleet van een 30 centimeter roestvrijstalen staaf.
Gebruik de staaf om de draad door de open zak van de achterpoot langs het been en langs het midden van de rug in een L-vorm patroon te laten passeren om het kleine sneegebied aan de achterkant van de nek te bereiken. Fixeer het venster door het open te trekken met metalen retractoren tot de grootte van het venster ongeveer 1,5 vierkante centimeter is met de peroneale zenuw in het midden van het venster. Gebruik een scalpel om voorzichtig de uiteinden van de draad met 1,5 centimeter te strippen.
Wickel de uiteinden van de gestripte draad vijf keer rond een afgestompte 21 gauge naald om een spoel te maken. Zodra de spoelen goed zijn gemaakt, laat de naald ervan los. Maak een knoop aan het uiteinde van de spoel en naai het aan de linkerkant van de zenuw, ervoor zorgen dat de spoel op 1,5 tot 2,5 millimeter van de zenuw ligt.
Om de spoel te bevestigen, breng twee of drie extra hechtingen aan langs de spoel. Deze stap vereist aanzienlijke oefening en geduld om schade aan de zenuw en onderliggende spier te voorkomen en om een consistente stimulatieconditie te bereiken bij alle dieren. Het is het beste om één bekwame onderzoeker te hebben om alle chirurgische procedures tijdens een studie te voltooien.
Breng twee of drie druppels antibiotica-oplossing aan en naai vervolgens het venster voorzichtig met maat 5-0 zijde. Wind de resterende draad losjes op en duw deze in de subcutane zak boven de genaaide incisie van de biceps femoris-spier boven de heup. Breng twee tot drie druppels antibiotica-oplossing aan en sluit de open huid door te hechten.
Vervolgens beweeg het dier naar de sternale positie en snijd de draadlus die uit de incisie aan de bovenkant van de nek komt om twee draadeinden te maken. Gebruik een scalpel om de uiteinden van de draden met 0,5 centimeter te strippen. Snijd eventuele gerafelde draden af.
Duwt langzaam de gestreepte delen van de draden in het gat van de pin-sockets en soldeer de draden op de pin-sockets met een soldeerbout. Laat de met de pin verbonden draadeinden door een 4,4 centimeter steriele gaaspad gaan. Laat vervolgens de draden door het gat in de basis van de stimulatordoos gaan.
Plaats de pinnen in de verbindingsstekkers op de CCA-eenheid. Plaats de CCA-eenheid voorzichtig in de kamer en gebruik een plakband om de CCA-eenheid aan de onderkant van de kamer te bevestigen. Gebruik atletisch tape of poreus chirurgisch tape om de kamer rond de geschoren romp te bevestigen.
Sluit de bovenkant van de kamer met drie lagen tape. En eindig door tape rond de zijkanten van de stimulatordoos te wikkelen om de doos te bevestigen. Controleer of de CCA werkt door de eenheid bloot te stellen aan een enkele puls van infrarood licht uitgezonden door een draagbare infraroodflitser.
Als de CCA goed werkt, zullen de spieren van de achterpoot samentrekken als reactie op het infrarood licht. Weeg de dieren kort voor het begin van de CCA-procedure om een basislijnmeting
Bekijk het volledige transcript en krijg toegang tot duizenden wetenschappelijke video's
Overzicht
Dit protocol beschrijft het gebruik van het chronische contractiele activiteitsmodel van oefening om stimulatie-geïnduceerde skeletspieraanpassingen in de achterpoot van de rat te observeren. Dit model stelt onderzoekers in staat om de fenotypopaanpassingen van skeletspier in een korte tijdsduur te bestuderen, wat inzichten biedt in de spierfysiologie.
Belangrijkste studiecomponenten
Wetenschapsgebied
- Spierfysiologie
- Oefenwetenschap
- Aanpassingen aan training
Achtergrond
- Het chronische contractiele activiteitsmodel is effectief voor in vivo-studies.
- Dit model kan aanpassingen onthullen binnen een korte tijdsduur van zeven dagen.
- Het behandelt sleutelvragen in mitochondriale biogenese en autofagie.
- Chronische spierstimulatie kan helpen bij het verminderen van leeftijdsgerelateerde spierzwakte.
Doel van het onderzoek
- Om skeletspieraanpassingen aan oefentrainingsstimuli te observeren.
- Om de effecten van een zeswekentrainingsprotocol in een gecondenseerde tijdsduur te onderzoeken.
- Om het begrip van cellulaire aanpassingen geassocieerd met oefening te verbeteren.
Gebruikte methoden
- Chronisch contractiele activiteitsmodel voor spierstimulatie.
- Observatie van spierspecifieke aanpassingen.
- Elektrische stimulatietechnieken met betrokkenheid van de nervus peroneus communis.
- Beoordeling van mitochondriale en autofagische reacties.
Belangrijkste resultaten
- Significante skeletspieraanpassingen waargenomen binnen zeven dagen.
- Verbeterde mitochondriale biogenese opgemerkt als reactie op stimulatie.
- Bewijs van autofagie-gerelateerde cellulaire veranderingen.
- Mogelijke therapeutische implicaties voor spieratrofie bij veroudering.
Conclusies
- Het chronische contractiele activiteitsmodel is een waardevol hulpmiddel voor het bestuderen van spieraanpassingen.
- Kortdurende observaties kunnen significante inzichten opleveren in de spierfysiologie.
- Verder onderzoek kan therapeutische toepassingen voor spierzwakte verkennen.
Veelgestelde vragen
Executive Industry Relevance
The chronic contractile activity model enables rapid assessment of skeletal muscle phenotypic adaptations, providing a compressed timeline for evaluating exercise-induced molecular changes. This approach supports target validation in muscle physiology by isolating contraction-specific effects from systemic confounders, enhancing predictive confidence in preclinical studies of metabolic and atrophy-related pathways. The model’s utility in studying mitochondrial biogenesis and autophagy positions it as a mechanistic de-risking tool for early discovery programs focused on muscle health and aging.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses by inducing muscle-specific adaptations independent of humoral or neurological factors.
- Operational Value: Achieves phenotypic changes typically requiring six weeks of training within seven days, accelerating target engagement studies.
- Translational Value: Supports functional validation of targets involved in mitochondrial biogenesis and autophagy pathways relevant to metabolic disease and sarcopenia.
Screening & Assay Development
- Assay Readiness: Generates quantifiable biological systems with enhanced mitochondrial respiratory capacity and PGC-1α expression for downstream compound screening.
- Reproducibility: Standardized stimulation parameters (10 Hz, 3–6 hours/day) enable consistent induction of subsarcolemmal and intermyofibrillar mitochondrial adaptations.
- Scalability: Surgical implantation of chronic stimulation coils allows for longitudinal monitoring and repeated tissue sampling across study cohorts.
Translational & Preclinical Research
- Disease Relevance: Models endurance training adaptations applicable to preclinical evaluation of interventions for muscle atrophy and aging-related weakness.
- Mechanistic De-risking: Permits assessment of autophagy flux and lysosomal biogenesis via TFEB upregulation, supporting target modulation studies.
- Predictive Confidence: Links acute stimulation protocols to chronic adaptive phenotypes, improving translation of exercise-mimetic candidates.
Pipeline & Workflow Integration
The method fits within the discovery continuum from early target validation to preclinical efficacy testing, particularly for programs investigating exercise-mimetic compounds or muscle-specific regulators.
- Discovery Biology: Facilitates hypothesis testing on contraction-induced signaling pathways by isolating direct muscle responses to chronic stimulation.
- Screening: Produces standardized, stimulated muscle tissue suitable for ex vivo assays measuring respiratory capacity and protein markers of adaptation.
- Analytics: Enables quantitative assessment of mitochondrial biogenesis (via PGC-1α) and autophagy (via TFEB) as pharmacodynamic readouts.
- Translational Research: Bridges acute stimulation responses to chronic adaptive states, supporting dose-response modeling in preclinical models.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable surgical and stimulation platform for iterative testing of multiple compounds or genetic manipulations across studies.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Reduces mechanistic ambiguity by distinguishing cell-autonomous muscle adaptations from systemic exercise effects.
- Operational Value: Delivers reproducible, time-efficient induction of mitochondrial and lysosomal adaptations, minimizing animal use and study duration.
- Strategic Value: Improves go/no-go decisions by providing early, contraction-specific phenotypic data before investing in long-term efficacy studies.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization of candidates targeting muscle metabolic pathways through rapid validation of target modulation.
Implementation Considerations
- Requires expertise in rodent microsurgery, particularly for precise identification and handling of the common peroneal nerve.
- Dependent on specialized instrumentation including stimulator units, infrared activation systems, and soldered wire-electrode interfaces.
- Necessitates cross-team standardization of surgical protocols, stimulation parameters, and tissue harvest timing to ensure inter-animal consistency.
- Involves adaptation considerations when translating the model to different muscle groups or species due to nerve accessibility and coil placement variability.
- Limited by the technical learning curve associated with coil suturing and nerve-proximal electrode placement, which demands consistent operator skill to maintain stimulation fidelity.
