Name: Visualiseren van leukocyten rollen en hechting in angiotensine II-geïnfundeerd muizen: technieken en valkuilen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-04T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 16 s
Description: Leer intravitaal videomicroscopie om leukocytenrollen en -hechting te visualiseren in angiotensine II-geïnduceerde hypertensie bij muizen. Deze methode onthult in vivo interacties tussen immuuncellen en endotheel.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd ondersteund door het Duitse ministerie voor onderwijs en onderzoek (goedgekeurd 01EO1003 en goedgekeurd 01EO1503).

Experimenten werden uitgevoerd op mannelijke muizen leeftijd 8 tot 12 weken oud onder de goedkeuring van de ethische commissie dierproeven van Rijnland-Palts (autorisatienummer 23 177-07/G12-1-002 en 23 177-07/G15-1-051).
1. muis anesthesie en operatie voorbereiding
<ol>
	<li>Controleer voorafgaand aan de operatie, of de goede gezondheid en conditie van de dieren. Voor de operatie, toezicht op dieren eenmaal per dag gedurende 2-3 dagen voor hun algemene voorwaarde (uiterlijk, houding, spontane gedrag) en lichaamsgewicht, voedsel en waterverbruik.</li>
	<li>Voorbereiden op de master mix anesthesie met midazolam (5 mg/kg lichaamsgewicht), medetomidine (0,5 mg/kg lichaamsgewicht) en fentanyl (0,05 mg/kg lichaamsgewicht) tot intraperitoneally (i.p.) 200 µL/30 g muis in 1 mL injectiespuit met een naald 26 G injecteren.</li>
	<li>Osmotische pomp implantatie en dierlijke voorbereiding GODT experimenten worden uitgevoerd op een veld van de operatie met een 39 ° C verwarmen platform. Alle gereedschappen in een bad van desinfectie steriliseren en desinfecteren van de opwarming van de aarde platform.</li>
	<li>Tijdens de procedures, de dierlijke ogen met oog zalf te beschermen. De vacht verwijderen met scheermessen voordat osmotische pomp implantatie. Gebruik een ontharing crème en katoen-swabs voor isolatie van de carotids en jugular katheter implantatie in GODT experimenten. Desinfecteren van de huid van een proefdier met behulp van twee desinfectiemiddelen van de huid: een antiseptische en ontsmettingsmiddel met Povidon-jodium en een huid antiseptische met octenidine in alcohol gebaseerde oplossing.</li>
	<li>Voorbereiding van de master mix aan jent verdoving ("antisedan mix") met atipamezol (0,05 mg/kg lichaamsgewicht) en flumazenil (0,01 mg/kgbody gewicht), en bereiden van 200 µL/muis in 1 mL injectiespuit met een naald 26 G worden subcutaan (SC) ingespoten.</li>
</ol>
2. osmotische pomp voorbereiding en implantatie
Opmerking: De subcutane infusie van de AngII met behulp van osmotische pompen werd in detail beschreven door Lu et al. 17
<ol>
	<li>De AngII door de krachten van het gelyofiliseerd poeder met een steriele zoutoplossing bereiden en aanpassen van de concentratie met het dier gewicht en de levering van de pomp. Houd de gereconstitueerde AngII plastic buizen (gebruik geen glazen buizen).</li>
	<li>Vul de pompen met de oplossing van de AngII voor het leveren van 1 mg/(kg·d) voor 7 dagen. Na de voorbereiding, houden de pompen in een steriele zoutoplossing gedurende 4-6 uur minimum bij 37 ° C.</li>
	<li>Test de volledige narcose van de muis na injectie van de verdoving mix met achterkant voet reflexen en plaats deze op het veld van warme werking. Inductie van de anesthesie duurt 10-15 min en werkt beter als dieren worden geplaatst in een donkere omgeving.</li>
	<li>Scheren van de lagere achterkant van de muis en het ontsmetten met een antiseptisch alcoholische huid.</li>
	<li>Maak een incisie van 1 cm loodrecht op de wervelkolom met behulp van schaar. Een zak voor de pomp met behulp van een enge hemostat maken en invoegen van de pomp (moderator eerst stromen). De zak moet toestaan dat vrije verkeer van de pomp met geen druk op de wond.</li>
	<li>Sluit de wond met hechtingen en niet-clips, ter beperking van ontsteking; vervolgens desinfecteren met antiseptische huid.</li>
	<li>Schrikken van de narcose door s.c. injectie van 200 µL van de antisedan mix en de muis terug naar haar kooi.</li>
	<li>Verrichten van postoperatieve analgesie met buprenorfine (0.075 mg/kg s.c.) één keer na de operatie en op aanvraag afhankelijk van het dierlijk gedrag.</li>
</ol>
3. jugular katheter implantatie en Carotids voorbereiding
<ol>
	<li>De volledige narcose van de muis testen na injectie van de narcose meng met achterste voedsel reflexen en plaats het narcose dier in dorsale recumbence op de chirurgische plaat 39 ° C met een rectale sonde om te houden van de temperatuur en zet de zalf over de ogen om hen te beschermen tijdens de procedure.</li>
	<li>Verwijder nek haren gebruiken van de haar verwijdering room. Gebruik een wattenstaafje om te verspreiden en wrijf de crème gedurende 2 minuten, totdat de haren beginnen te vallen uit. Na een extra 2 min, verwijder de room en de haren met een spatel en desinfecteren van de huid met een antiseptische alcoholische huid.</li>
	<li>Het uitvoeren van de operatie onder een stereomicroscoop. Maak een 1-1,5 cm lange incisie in de huid overlangs in de nek, 1 cm naast de luchtpijp. Breng twee andere insnijdingen loodrecht aan beide uiteinden van de eerste insnijdingen.</li>
	<li>Zorgvuldig verwijderen van weefsels naast de huid en verwijder het stukje huid die betrekking hebben op de linker halsslagader en de luchtpijp.</li>
	<li>Zorgvuldig het isoleren van de klieren parotide; sublinguaal en onderkaak klieren van de zone van belang met 2 gebogen pincet. Niet knippen of beschadigen van de klieren, plaats hen om de beste toegang tot de halsslagader en de carotids.</li>
	<li>Om te isoleren van de halsslagader, dunne pincet gebruiken en langzaam open en sluiten om te voorzichtig gratis het schip van het omringende weefsel. Zodra de ader helemaal schoon is, het plaatsen van de verlostang onder het schip en plaats twee 7-0 hechtingen van 10 cm eronder.</li>
	<li>Sluit de hechtdraad proximale op het hoofd met twee knopen. Op de andere hechtdraad, bereiden van één knoop, maar sluit het niet.</li>
	<li>Houd de katheter (0,28 mm binnendiameter, 0.61 mm buitendiameter) gevuld met 37 ° C steriele zoutoplossing met een tang met één hand; terwijl met de andere hand, maakt een kleine incisie in het vaartuig met een dunne schaar of een gebogen 26 G naald. Vervolgens steek de katheter in de halsslagader en sluit de knoop twee keer. Sluit de hechtdraad proximale aan het hoofd over de katheter met het oog op een volledige immobilisatie.</li>
	<li>Ontleden om te isoleren en bereiden de halsslagaderen, het gebied dat de luchtpijp met behulp van dun gebogen pincet.</li>
	<li>Zodra de carotids vrij zijn van de omringende weefsels, de nervus vagus (het ziet eruit als een witte lijn grenzend aan de halsslagader) uit het schip verwijderen (maar niet doen knippen). De dunne Tang kunnen worden gesloten en langzaam geopend te voorzichtig het mobiliseren van de zenuw.</li>
	<li>Zodra beide slagaders helemaal schoon zijn, plaatsen van de verlostang onder de eerste halsslagader en een kleine zwarte 3 mm breed x 2,5 cm lengte plastic stuk onder het schip te plaatsen. Het is zeer belangrijk niet te overstretch van het vaartuig en te controleren dat de doorbloeding aanwezig is wanneer de houder van het schip is geplaatst. Plaats de tweede slagader boven de houder van het vaartuig. Als de muis niet onmiddellijk onder de Microscoop wordt geplaatst, zet terug de klieren via de luchtpijp en de steriele zoutoplossing 37 ° C om te voorkomen dat het drogen van de zone van toepassing.</li>
</ol>
4. beoordeling van het rollend en naleven van leukocyten / LysM + cellen met GODT
<ol>
	<li>Bereiden van acridine oranje van een stamoplossing van 2 mg/mL, opgeslagen bij-20 ° C en Verdun het 1:4 in steriele zoutoplossing (0,5 mg/mL eindconcentratie) in een 1 mL spuit.</li></ol>De spuit beschermen tegen licht en 200 µL per één muis gebruiken.<ol>
		<li>Verschillende testomstandigheden: (1) injectie van acridine oranje met de jugular katheter; (2) injectie van acridine oranje rechtstreeks in de ader staart laterale (met deze aandoening die geen jugular katheter was geïmplanteerd); (3) meting zonder acridine oranje met behulp van de fluorescentie LysMCre+IRG+ muizen (hier opnieuw geen jugular katheter was geïmplanteerd).</li>
	</ol>
	
	<li>Zodra de katheter op zijn plaats is en de twee carotids geïsoleerd zijn, plaatst u de muis onder de Microscoop. Uitvoeren van metingen met een high-speed breed-gebied fluorescentie Microscoop gebruiken van een interlokaal condensator en een 10 X (NA 0,3) water onderdompeling doelstelling met een monochromator, een balk splitter en een camera van de charge - coupled apparaat. Beeldacquisitie en analyse met real-time imaging systeem uitvoeren.</li>
	<li>Concentreren van de Microscoop doelstelling in het midden van de halsslagader aan de oppervlakte van het endotheel. Langzaam injecteren 50 µL van acridine oranje (0,5 mg/mL) (rekening te houden met het dode volume van de katheter voor de eerste injectie). De software voor het registreren van 100 beelden met een belichtingstijd van 120 milliseconden per afbeelding instellen</li>
	<li>Vier video's per halsslagader (links en rechts) op verschillende locaties op de slagader voor elke video te maken. Als het signaal van de fluorescentie afneemt, injecteren een andere 50 µL van acridine oranje.</li>
	<li>Na het opnemen van alle video's euthanaseren het dier door cervicale dislocatie.</li>
	<li>De snelheid van de video instellen op 10 beelden per seconde en kwantificeren van de cellen van het glooiende en aanhangend volgens een 200 µm x 250 µm rechthoek geplaatst in het midden van het schip voor elke video. De rollende en Adherente cellen tellen; Adherente cellen worden gedefinieerd als de cellen die niet bewegen of losmaken van het endotheel binnen de 10 s-video. Om te vereenvoudigen kwantificering, verwijder het kanaal met de rode fluorescentie en gebruik alleen de groene fluorescentie te rollen en daaraan vastzittende cellen tellen.</li>
	<li>Voor experimenten met behulp van acridine oranje, maken een manuele drempel van de fluorescentie te verwijderen van de achtergrond gemaakt door endotheliale cellen</li>

<ol><li>Lewington, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-specific+relevance+of+usual+blood+pressure+to+vascular+mortality%3A+a+meta-analysis+of+individual+data+for+one+million+adults+in+61+prospective+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Age-specific relevance of usual blood pressure to vascular mortality: a meta-analysis of individual data for one million adults in 61 prospective studies.</a> Lancet. 360, 1903-1913 (2002).</li>
<li>Harrison, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mosaic+theory+revisited%3A+common+molecular+mechanisms+coordinating+diverse+organ+and+cellular+events+in+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Soc+Hypertens%22%5BJournal%5D)">The mosaic theory revisited: common molecular mechanisms coordinating diverse organ and cellular events in hypertension.</a> J Am Soc Hypertens. 7, 68-74 (2013).</li>
<li>Guzik, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+the+T+cell+in+the+genesis+of+angiotensin+II+induced+hypertension+and+vascular+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Role of the T cell in the genesis of angiotensin II induced hypertension and vascular dysfunction.</a> J Exp Med. 204, 2449-2460 (2007).</li>
<li>De Ciuceis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+vascular+remodeling%2C+endothelial+dysfunction%2C+and+oxidative+stress+in+resistance+arteries+of+angiotensin+II-infused+macrophage+colony-stimulating+factor-deficient+mice%3A+evidence+for+a+role+in+inflammation+in+angiotensin-induced+vascular+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Reduced vascular remodeling, endothelial dysfunction, and oxidative stress in resistance arteries of angiotensin II-infused macrophage colony-stimulating factor-deficient mice: evidence for a role in inflammation in angiotensin-induced vascular injury.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25, 2106-2113 (2005).</li>
<li>Wenzel, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lysozyme+M-positive+monocytes+mediate+angiotensin+II-induced+arterial+hypertension+and+vascular+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Lysozyme M-positive monocytes mediate angiotensin II-induced arterial hypertension and vascular dysfunction.</a> Circulation. 124, 1370-1381 (2011).</li>
<li>Kossmann, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Platelet-localized+FXI+promotes+a+vascular+coagulation-inflammatory+circuit+in+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Platelet-localized FXI promotes a vascular coagulation-inflammatory circuit in arterial hypertension.</a> Sci Transl Med. 9, (2017).</li>
<li>Rodriguez-Iturbe, B., Pons, H., Johnson, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+the+Immune+System+in+Hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Role of the Immune System in Hypertension.</a> Physiol Rev. 97, 1127-1164 (2017).</li>
<li>Masedunskas, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+microscopy%3A+a+practical+guide+on+imaging+intracellular+structures+in+live+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Bioarchitecture%22%5BJournal%5D)">Intravital microscopy: a practical guide on imaging intracellular structures in live animals.</a> Bioarchitecture. 2, 143-157 (2012).</li>
<li>Weigert, R., Sramkova, M., Parente, L., Amornphimoltham, P., Masedunskas, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+microscopy%3A+a+novel+tool+to+study+cell+biology+in+living+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Histochem+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Intravital microscopy: a novel tool to study cell biology in living animals.</a> Histochem Cell Biol. 133, 481-491 (2010).</li>
<li>Wenzel, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heme+oxygenase-1+suppresses+a+pro-inflammatory+phenotype+in+monocytes+and+determines+endothelial+function+and+arterial+hypertension+in+mice+and+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Heart+J%22%5BJournal%5D)">Heme oxygenase-1 suppresses a pro-inflammatory phenotype in monocytes and determines endothelial function and arterial hypertension in mice and humans.</a> Eur Heart J. 36, 3437-3446 (2015).</li>
<li>Pawelski, H., Lang, D., Reuter, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+of+monocytes+and+platelets%3A+implication+for+life%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Biosci+%28Schol+Ed%29%22%5BJournal%5D)">Interactions of monocytes and platelets: implication for life.</a> Front Biosci (Schol Ed). 6, 75-91 (2014).</li>
<li>Hinsbergh, V. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelium--role+in+regulation+of+coagulation+and+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Immunopathol%22%5BJournal%5D)">Endothelium--role in regulation of coagulation and inflammation.</a> Semin Immunopathol. 34, 93-106 (2012).</li>
<li>Njock, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+cells+suppress+monocyte+activation+through+secretion+of+extracellular+vesicles+containing+antiinflammatory+microRNAs%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Endothelial cells suppress monocyte activation through secretion of extracellular vesicles containing antiinflammatory microRNAs.</a> Blood. 125, 3202-3212 (2015).</li>
<li>Colognato, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+expression+and+regulation+of+protease-activated+receptors+in+human+peripheral+monocytes+and+monocyte-derived+antigen-presenting+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Differential expression and regulation of protease-activated receptors in human peripheral monocytes and monocyte-derived antigen-presenting cells.</a> Blood. 102, 2645-2652 (2003).</li>
<li>Schaffner, A., Rhyn, P., Schoedon, G., Schaer, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulated+expression+of+platelet+factor+4+in+human+monocytes--role+of+PARs+as+a+quantitatively+important+monocyte+activation+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22J+Leukoc+Biol%22%5BJournal%5D)">Regulated expression of platelet factor 4 in human monocytes--role of PARs as a quantitatively important monocyte activation pathway.</a> J Leukoc Biol. 78, 202-209 (2005).</li>
<li>Muzumdar, M. D., Tasic, B., Miyamichi, K., Li, L., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+global+double-fluorescent+Cre+reporter+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">A global double-fluorescent Cre reporter mouse.</a> Genesis. 45, 593-605 (2007).</li>
<li>Lu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subcutaneous+Angiotensin+II+Infusion+using+Osmotic+Pumps+Induces+Aortic+Aneurysms+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice.</a> J Vis Exp. , (2015).</li>
<li>Koh, T. J., DiPietro, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammation+and+wound+healing%3A+the+role+of+the+macrophage%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Rev+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Inflammation and wound healing: the role of the macrophage.</a> Expert Rev Mol Med. 13, e23(2011).</li>
<li>Dargaud, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proposal+for+standardized+preanalytical+and+analytical+conditions+for+measuring+thrombin+generation+in+hemophilia%3A+communication+from+the+SSC+of+the+ISTH%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thromb+Haemost%22%5BJournal%5D)">Proposal for standardized preanalytical and analytical conditions for measuring thrombin generation in hemophilia: communication from the SSC of the ISTH.</a> J Thromb Haemost. , (2017).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen

LysM+ monocyten werden eerder vertoond te worden betrokken bij de ontwikkeling van hypertensie5. Hier laten we zien dat LysM+ immuuncellen rollen en zich aan de endothelial laag in reactie op AngII infusie houden. Deze bevinding werd verkregen met behulp van LysMCre+IRG+ muizen uit onze eerdere studies verkenning van de rol van immuuncellen in hypertensie in vivo door leukocyten met injectie van acridine oranje6,10te visualiseren. Discriminatie van celtypes vast te houden aan het endotheel was dus niet mogelijk.
De GODT is een zeer nuttig hulpmiddel voor vasculaire studies en in vivo waarnemingen van cellen rechtstreeks in de therapieën, maar het effect van het injecteren van kleurstoffen met de hulp van een chirurgisch ingevoegde katheter in de inflammatoire context van hypertensie blijft onbekend. Voor de evaluatie van het potentiële effect van katheter en acridine oranje injectie we profiteerde van de LysMCre+IRG+ muizen. AngII infusie steeg het nummer van het rollend LysM+ cellen aan het endotheel. Inbrengen van een katheter in de halsslagader versterkt het effect en meer etappen te verwezenlijken, daaraan vastzittende leukocyten werden ontdekt in AngII-geïnfundeerd muizen geïnstrumenteerd met een katheter in vergelijking met muizen zonder katheter implantaten. Dit geeft aan dat het implanteren van een carotis katheter wordt een systemische inflammatoire reactie in het kader van wondheling die als overlay met de immune reactie gezien in hypertensie18. Bovendien, als gevolg van de nabijheid van de halsslagader aan de halsslagader zou kunnen een extra immuunactivatie hebben voorgedaan door het beïnvloeden van de halsslagader. Aangezien dit effect niet aanwezig was toen injecties rechtstreeks in de ader van de staart zijn aangebracht, kunnen we ervan uitgaan dat het effect te wijten was niet naar de kleurstof maar naar de procedure voor het invoegen van de katheter. We hier het belang van transgene reporter muizen uiting van fluorescente proteïnen te niet mengen met in vivo processen tijdens experimenten aangetoond. Bovendien, staart veneuze injectie van fluorescerende traceurs misschien wel een mogelijk alternatief voor jugular katheter injecties.
Een kritische stap van de procedure is de AngII infusie. Staart kan manchet de bloeddruk worden beoordeeld om te bepalen van de effectiviteit van AngII levering door de pomp. Bloed druk moet toenemen na 2−3 dagen van infusie. Om te beperken ontsteking die LysM+ cellen activering kan beïnvloeden, moet de sluiting van de incisie waar de pomp is geïmplanteerd met hechtingen in plaats van clips worden gemaakt. Een beperking dient te worden opgemerkt over staart veneuze injectie: om de beste mogelijke data-acquisitie, 4 video's zijn meestal genomen voor elke halsslagader. Als het fluorescent signaal afneemt, 50 µL van acridine oranje worden geïnjecteerd maar met staart injectie is het moeilijker om verschillende injecties en de carotids om stabiel te houden onder de Microscoop doelstelling. De duur van de aanwezigheid van een katheter in de halsslagader misschien ook de activering van de immune cellen moduleren het invloed heeft op de activering van de stolling in platelet-rich plasma bereid 4 h na de katheter implantatie19. Dit aspect van de katheter implantatie moet verder onderzoek.
Ten slotte, zelfs als we de impact van jugular katheter implantatie op activering van de cel van de LysM+ na AngII infusie waarderen, kan niet volledig schatten we de rol van de voorbereiding, verwijdering van de huid en carotis isolatie op een potentiële LysM+ -cel activering. We concluderen dat het gebruik van fluorescentie reporter muizen zoals de LysMCre+IRG+ muis wordt aanbevolen om onderbrekingen van de integriteit van het schip tijdens de dierlijke voorbereiding voor in vivo imaging te voorkomen.

Arteriële hypertensie verhoogt het risico van hart-en vaatziekten en dood en bevordert de ontwikkeling van atherosclerose, coronaire hart-en vaatziekten en arteriële of veneuze thromboembolisms1. De ontwikkeling van hypertensie, is afhankelijk van de interactie van milieu, genetische, endocriene en hemodynamische factoren. Momenteel, worden immuniteit en verwante ontsteking gewaardeerd om te spelen een belangrijke rol in de etiologie van hypertensie2.
Onder immuuncellen, T lymfocyten en monocyten en macrofagen bleken causaal betrokken in AngII-induced vasculaire ontsteking en hypertensie, gedeeltelijk gerelateerd aan hun vermogen om het activeren van reactieve zuurstof soorten3. Macrophage kolonie-stimulerende factor deficiënte muizen toonde verminderde reactie op AngII met betrekking tot de verhoging van de bloeddruk en vasculaire ontsteking4. In een vorige werk, kunnen we laten zien dat LysM + monocyten vasculaire dysfunctie en ontsteking in AngII-geïnduceerde hypertensie5rijden. Meer onlangs, beschreven we een nieuwe weg in welke coagulatie factor XI werkt met de bloedplaatjes en de vaatwand samen voor het opwekken van trombine-afhankelijke vasculaire ontsteking6. De huidige kennis over de rol van het immune systeem in hypertensie werd onlangs samengevat en beoordeeld door Rodriguez-Iturbe et al. 7
Aangezien de betrokkenheid van immuuncellen in de ontwikkeling van hypertensie bleek, modellen en technieken te bestuderen de interactie tussen het schip en de immuuncellen noodzakelijk geworden. Epifluorescence IVM van de bloedvaten is een nuttig instrument om te observeren in vivo interacties tussen het circulerende bloed cellen en het endotheel8,9,10. Met deze techniek, kan de injectie van kleurstoffen intercalating met DNA (zoals acridine oranje) genucleëerde cellen (circulerende evenals van het endotheel) visualiseren. Geïsoleerde bloedplaatjes gekleurd ex vivo met rhodamin - 6 G of dichlorofluorescein (DCF) kan worden geïnjecteerd om te visualiseren van platelet-rich trombus in arteriële of veneuze letsel modellen.
Meestal een halsslagader katheter wordt gebruikt om te injecteren van verklikstoffen of gemarkeerd bloedplaatjes. Wijziging van het endotheel en verdere activering van de stolling cascade zijn beide bekend dat gevolgen hebben voor monocyt activering. Endothelial letsel leidt onmiddellijk tot bloedplaatjes activering via subendothelial matrix moleculen te verzegelen het weefsel, met de daaruit voortvloeiende monocyt attractie en activering11. Integendeel, is een intact endotheel bekend dat anticoagulatie eigenschappen (bijvoorbeeld via weefsel factor pathway remmer of thrombomodulin)12 en directe remmende effecten op de monocyt, bijvoorbeelddoor middel van de secretie van extracellulaire blaasjes met microRNAs13. Monocyten staan bekend om een factor van weefsel, de extrinsieke activator van de stolling cascade en uitdrukkelijke protease-geactiveerde receptoren (PARs) dat kunnen worden geactiveerd door trombine en deelnemen aan monocyt activering14,15 . Dus, elke activering van bloedplaatjes of van de stolling cascade als gevolg van vasculaire verwonding wellicht onverwachte effecten op monocyt activering en interfereren met de waargenomen fenomeen. Met de hulp van IRG transgene LysM Cre transgene muizen, een dubbel-belichting fluorescerende Cre verslaggever muis (LysMCre+IRG+), stellen wij voor om te studeren in detail het effect van injecties met een katheter en alternatieve methoden op LysM+ MyeloMonocytaire cellen in een muismodel van arteriële hypertensie16.

<table><tbody><tr><td>Midazolam</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td></td><td>Anesthesiegemeng</td></tr><tr><td>Medetomidine</td><td>Pfizer Deutschland GmbH</td><td></td><td>Anesthesiegemeng</td></tr><tr><td>Fentanyl</td><td>Janssen-Cilag GmbH</td><td></td><td>Anesthesiegemeng</td></tr><tr><td>Alzane</td><td>Zoetis</td><td></td><td>Antisedan-gemeng</td></tr><tr><td>Flumazenil</td><td>Hikma pharma</td><td></td><td>Antisedan-gemeng</td></tr><tr><td>Braunol</td><td>B Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Octeniderm</td><td>Sch&uuml;lke</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Osmotische pompen</td><td>Alzet</td><td>1007D</td><td>Implantatie van osmotische pomp</td></tr><tr><td>Angiotensine II</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td>Implantatie van osmotische pomp</td></tr><tr><td>7-0 proleennaad</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Implantatie van osmotische pomp</td></tr><tr><td>Acridine oranje</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Katheter</td><td>Smiths Medical Deutschland GmbH</td><td></td><td>Binnendiameter, 0,28 mm; buitendiameter, 0,61 mm</td></tr><tr><td>Microscoop</td><td>Olympus</td><td>BX51WI fluorescentiemicroscoop</td><td></td></tr><tr><td>Beam Splitter</td><td>Photometrics</td><td>CMR-DV2-SYS - DualView2 MicroImager</td><td></td></tr><tr><td>Objectief</td><td>Olympus</td><td>UMPLFLN10X</td><td>Water-immersieobjectief met een monochroom</td></tr><tr><td>Camera</td><td>Hamamatsu Photonics</td><td>ORCA-R2</td><td></td></tr><tr><td>Beeldverwervings- en analysesoftware</td><td>Olympus</td><td>Realtime Imaging System eXcellence RT</td><td></td></tr><tr><td>Muizen</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>Jax 008705</td><td>B6.Cg-Tg(CAG-DsRed,-EGFP)5Gae/J</td></tr><tr><td>Muizen</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>Jax 004781</td><td>LysM Cre (B6.129P2-Lyz2tm1(cre)Ifo/J )</td></tr></tbody></table>

visualiseren van leukocyten rollen en hechting in angiotensine ii-geïnfundeerd muizen: technieken en valkuilen

Visualizing Leukocyte Rolling and Adhesion in Angiotensin II-Infused Mice: Techniques and Pitfalls

Epifluorescence intravital videomicroscopie (GODT) van de bloedvaten is een gevestigde methode om te evalueren van de activering van immune cellen en hun vermogen om de rol en zich houden aan de endothelial laag. Visualisatie van circulerende cellen door injectie van fluorescente kleurstoffen of fluorophore-coupled antilichamen wordt vaak gebruikt. Ook kunnen fluorescerende verslaggever muizen worden gebruikt. Interacties van leukocyten, in bepaalde lysozym M+ (LysM+) monocyten, met de vaatwand spelen een cruciale rol bij het bevorderen van arteriële hypertensie en vasculaire dysfunctie. Hier presenteren we de techniek om te visualiseren en te kwantificeren van leukocyten rollen en hechting in halsslagaderen in angiotensine II (AngII)-geïnduceerde hypertensie in muizen door GODT.
De inplanting van een katheter schaadt de vasculaire muur en leidt tot reacties van de gewijzigde bloedcel. Wij vergeleken verschillende injectie technieken en administratie routes te visualiseren van leukocyten in een LysMCre+IRG+ muis met wijdverspreide expressie van rode fluorescerende eiwit en voorwaardelijke expressie van groen fluorescent proteïne in LysM + cellen. Studeren LysM+ cel activatie, gebruikten we AngII geïnfundeerd muizen in welke rollen en de hechting van de leukocyten op het endotheel wordt verhoogd. We ofwel geïnjecteerd acridine oranje met behulp van een jugular katheter of direct al de staart ader en ten opzichte van de hoeveelheid rollen en naleven van cellen. We vonden dat jugular katheter implantatie per se steeg het aantal rollen en daaraan vastzittende LysM+ cellen in sham-geïnfundeerd LysMCre+IRG+ muizen in vergelijking met besturingselementen. Deze activering werd opgedreven in AngII-geïnfundeerd muizen. Interessant, injecteren van acridine oranje rechtstreeks via de staart ader niet verhogen LysM+ cel adhesie of rollen in sham-geïnfundeerd muizen. We daarmee het belang van transgene reporter muizen uiting van fluorescente proteïnen te niet mengen met in vivo processen tijdens experimenten aangetoond. Bovendien, staart veneuze injectie van fluorescerende traceurs misschien wel een mogelijk alternatief voor jugular katheter injecties.

Carotids van LysMCre+IRG+ muizen doordrenkt met AngII werden waargenomen met behulp van GODT. Acridine oranje werd geïnjecteerd met behulp van een jugular katheter. Wij gericht te kijken naar het aantal LysM+ cellen in contact met de vasculaire muur ten opzichte van alle genucleëerde circulerende cellen (die kunnen ook samenwerken met het schip omdat discriminatie van het celtype interactie met het schip bleef een open vraag uit onze eerdere werk). Op de basislijn veroorzaakt de aanwezigheid van een jugular katheter hechting van LysM+ cellen (figuur 2A, D). Na injectie van acridine oranje, waren dezelfde cellen TL, maar ook de endotheliale cellen waren TL (figuur 2B, E). Nadat de vermindering van de achtergrond te beperken endothelial gerelateerd fluorescentie, de gegevens aan te geven dat alle genucleëerde daaraan vastzittende cellen zijn LysM+ (figuur 2C, F); deze resultaten gelden na AngII infusie om onze eerdere resultaten te bevestigen en aan te tonen dat de LysMCre+IRG+ is een goed model om te kijken wat het effect van AngII op LysM+ cel activatie.
We geëvalueerd de rol van de administratie routes van acridine oranje op activering van de cel van de LysM+ na AngII infusie in LysMCre+IRG+. Na een week van AngII infusie, leukocyten endotheel interacties in halsslagaderen van LysMCre+IRG+ muizen waren beeld en gevisualiseerd door GODT met of zonder acridine oranje injectie via een jugular katheter of via de ader van de staart. Zonder katheter of injectie, was rollen van LysM+ cellen aanzienlijk verhoogd na AngII infusie in vergelijking met onbehandelde muizen, hechting aan en de toegenomen (Figuur 3). Muizen injectie van acridine oranje met een hechting jugular katheter verhoogd en rollen in AngII getrakteerd op een grotere mate in vergelijking met muizen zonder een katheter (Figuur 3). Injectie van acridine oranje in de ader van de staart leidt tot soortgelijke hechting en rollen in vergelijking met de muizen die geen injectie van acridine oranje (Figuur 3).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56948/56948fig1.jpg"> 
Figuur 1. Regeling voor de angiotensine II infusie en beoordeling van LysM+ cellen rollen en hechting in muizen. LysMCre+IRG+ muizen 7 dagen waren doordrenkt met AngII en vast te houden, alsmede het rollend LysM+ over de carotids cellen werden gekwantificeerd met of zonder injectie van acridine oranje via een jugular katheter of staart ader injectie. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56948/56948fig1large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56948/56948fig2.jpg"> 
Figuur 2. Beoordeling van LysM+ cel adhesie en rollen in de halsslagaderen van LysMCre+IRG+ muizen. Hechting van LysM+ cellen in LysMCre+IRG+ muizen vóór (A, D) en na (B, E) acridine injectie via een jugular katheter. Rode en groene fluorescentie waren opgenomen, LysM+ cellen (in groen) en de zachte spiercellen (in rood) zichtbaar waren. Na injectie van acridine oranje, endotheliale cellen zijn ook zichtbaar in het groen, maar verwijderen achtergrond fluorescentie kunt enige circulerende nucleated cel visualisatie (C, F). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56948/56948fig2large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56948/56948fig3.jpg"> 
Figuur 3. Evaluatie van administratie routes van fluorescente kleurstoffen in angiotensine II geïnfundeerd LysMCre+IRG+ muizen. Kwantificering van het rollend (A) en (B) LysM+ vasthouden cellen in sham geëxploiteerd of AngII-geïnfundeerd dieren en met of zonder injectie van acridine oranje met behulp van een jugular katheter of door staart veneuze injectie. Representatieve foto's van de verschillende omstandigheden (C). Resultaten zijn gemiddelde ± standaardafwijking van het gemiddelde. 2-way ANOVA werd uitgevoerd en Bonferroni van post hoc test, n = 3-12/groepen; p &#60; 0.05. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56948/56948fig3large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.</a>

Dit manuscript beschrijft het gebruik van transgene reporter muizen en andere beheerprogramma routes van fluorescente kleurstoffen in angiotensine II-geïnduceerde hypertensie met behulp van intravital videomicroscopie van bloedvaten te evalueren van de activering van immune cellen en hun mogelijkheid te rollen en zich houden aan het endotheel.

Visualiseren van leukocyten rollen en hechting in angiotensine II-geïnfundeerd muizen: technieken en valkuilen

Epifluorescence intravital video microscopy (IVM) of blood vessels is an established method to evaluate the activation of immune cells and their ability ...

Het algemene doel van deze epifluorescente intravitale videomicroscopie, of IVM-protocol van bloedvaten is om leukocyt rollende en adhesie in gecorrodeerde slagaders te visualiseren en kwantificeren bij Angiotensin II-geïnduceerde hypertensie bij muizen. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van sleutelvragen in de pathologie van vasculaire disfunctie en arteriële hypertensie, zoals het mechanisme van interactie tussen leukocyten en in het bijzonder de lysosome en positieve cellen, en het vaatwerk. Het grote voordeel van deze techniek is dat we de in vivo interacties tussen circulerende bloedcellen en het vasculaire begrip kunnen zien.Bereid een mannelijke muis voor op een operatie na zeven dagen angiotensine twee-behandeling met een osmatische pomp volgens het tekstprotokol. Breng een oftalmische zalf aan over de ogen om ze tijdens de procedure te beschermen. Plaats het verdoofde dier in dorsale recumbance op een chirurgische plaat van 39 graden Celsius en steek een rectale sonde in om de temperatuur te handhaven.Gebruik een wattenstaafje om ontharingscreme in de nek te verspreiden en in te wrijven tot het haar begint uit te vallen. Gebruik vervolgens na nog eens 2 minuten een spatel om de haren en crème te verwijderen. Desinfecteer vervolgens de huid met een alcoholische huidantisepticum.Maak vervolgens onder een stereo-microscoop een longitudinale insnijding van 1 tot 1,5 cm in de huid van de nek, 1 cm van de luchtpijp. Maak vervolgens 2 loodrechte insnijdingen aan beide uiteinden van de eerste insnijding. Verwijder voorzichtig het weefsel net onder de huid en verwijder het stuk huid dat de linkerhalsslagader en de luchtpijp bedekt.Gebruik vervolgens twee gebogen pincetten om de sublinguale en submaxillaire gecorrodeerde klieren voorzichtig te isoleren van de zone van belang. Zorg ervoor dat je de klieren niet snijdt of beschadigt, positioneer ze zodat ze de beste toegang tot de halsslagader en gecorrodeerde vaten mogelijk maken. Gebruik vervolgens dunne pincetten om de halsslagader te isoleren, steek dunne pincetten tussen het vat en het omliggende weefsel en open en sluit het instrument langzaam om de ader voorzichtig van het weefsel te bevrijden.Zodra de halsslagader volledig schoon is, plaats de pincetten onder het vat en plaats twee 10 cm lange 7-0 naden eronder. Bind twee knopen om de naad dicht te maken in de richting van het hoofd en met de tweede naad, bereid een knoop voor, maar sluit deze niet. Houd nu met een pincet in de ene hand de katheter gevuld met 37 graden Celsius steriele zoutoplossing vast en maak met de andere hand met een schaar of een gebogen 26 gauge naald een kleine insnijding in het vat.Breng de katheter in de halsslagader in en sluit de knoop twee keer. Sluit vervolgens de naad dicht in de richting van het hoofd over de katheter om een volledige immobilisatie te garanderen. Gebruik dunne gebogen pincetten om het gebied te dissecteren dat de luchtpijp bedekt om de gecorrodeerde slagaders te isoleren en voor te bereiden.Zodra de gecorrodeerde vaten vrij zijn van omliggend weefsel, verwijder de vegaszenuw van het vat zonder het door te snijden, door de dunne pincetten langzaam te sluiten en te openen, indien nodig, om de zenuw voorzichtig te mobiliseren. Zodra beide slagaders volledig schoon zijn, plaats de pincetten onder de eerste gecorrodeerde slagader en plaats, terwijl u ervoor zorgt dat het vat niet te veel wordt uitgerekt, een kleine zwarte 3 mm bij 2,5 cm plastic vathouder onder het vat. Zorg ervoor dat de vathouder op zijn plaats is en dat er bloedstroom aanwezig is.Om het vat niet te rekken, zou de hand van de operator zich zo min mogelijk moeten bewegen met een enkele beweging van de eerste pincet om de gecorrodeerde slagader te isoleren en de hulp van de tweede pincet om een gat onder het vat te maken. Wanneer de vathouder correct is gepositioneerd, plaats de tweede slagader over het apparaat. Als de muis niet direct onder de microscoop wordt geplaatst, plaats de klieren terug over de luchtpijp en breng 37 graden Celsius steriele zoutoplossing aan om uitdroging van het gebied te voorkomen.Bereid in een 1 mL-spuiten een 1-4 verdunning in steriele zoutoplossing van een ontdooid 2 mg per mL oplossing van acridine-oranje. Bescherm de spuit tegen licht. Om metingen uit te voeren, plaats de muis onder een snelwerkende, groothoekfluorescentiemicroscoop met een lange afstand condenser en een 10x water-immersie objectief met een monochromator, een bundelsplitser en een CCD-camera.Verkrijg beelden in real-time door het objectief in het midden van de gecorrodeerde slagader op het endotheeloppervlak te richten. Injecteer langzaam 50 mL acridine-oranje. Stel vervolgens de software in om 100 beelden op te nemen, met een belichtingstijd van 120 milliseconden per foto.Neem vier video's op per gecorrodeerde slagader op verschillende locaties op de slagader voor elke video. Als het fluorescerende signaal afneemt, injecteer nog eens 50 mL acridine-oranje. Om verschillende omstandigheden te testen, injecteer de acridine-oranje rechtstreeks in de laterale staartader als er geen halsslagaderkatheter werd ingebracht en voer dezelfde beeldacquisitie uit.Neem als controle fluorescentiemetingen op van niet geïnjecteerde lys-Mcre-positieve, IRG-positieve muizen. Kwantificeer de rollende en adhesiecellen in een 200 micron bij 250 micron rechthoekige weergave die in het midden van het vat voor elke video wordt weergegeven, met een snelheid van 10 beelden per seconde. Tel de rollende en adhesiecellen.Adhesiecellen worden gedefinieerd als cellen die zich niet bewegen of losmaken van het endotheel binnen de 10 seconden durende video. Om de kwantificering te vereenvoudigen, verwijdert u het kanaal met de rode fluorescentie en gebruikt u alleen de groene fluorescentie om rollende en adhesieve cellen te tellen. In deze studie werden de gecorrodeerde vaten van lys-mCre positieve, IRG-positieve muizen geïnfuseerd met angiotensine 2, waargenome

visualizing-leukocyte-rolling-adhesion-angiotensin-ii-infused-mice

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie en Infectie

We beschrijven hier een niet-invasieve twee-foton (2P) microscopie aanpak om te studeren leukocyten homing in de muis voetzool. We bespreken de technische aspecten van onze weefsels beeldvorming voorbereiding en loopt de lezer door een typisch experiment van de eerste set tot en met uitvoering en het verzamelen van gegevens.

Niet-invasieve beeldvorming van Leukocyte Homing en migratie In vivo</em

Dit is een methode om leukocyt adhesie te visualiseren aan het endotheel in geoogste drukvaten. De techniek maakt het bestuderen van vasculaire adhesie onder afschuiving stroom met verschillende intraluminale druk tot 200 mmHg aldus de pathofysiologische omstandigheden van hoge bloeddruk na te bootsen-ing.

Imaging Leukocyt Hechting aan het vasculair endotheel bij High intraluminale druk

In this video, we demonstrate the real-time visualization of blood cell-endothelial interactions in the mesenterial veins of a mouse model injected intraperitoneally with lipopolysaccharide.

Intravital Microscopy to Analyze Blood Cell-Endothelial Interactions in an Inflammation Mouse Model

Leukocyten rekrutering naar de lever plaatsvindt binnen de gespecialiseerde kanalen van de lever sinusoïden die worden omzoomd door unieke lever sinusoïdale endotheelcellen. Fasecontrastmicroscopie van werving leukocyten over humane lever sinusvormige endotheel onder omstandigheden van fysiologische shear stress kan de ontrafeling van de moleculaire mechanismen die ten grondslag liggen aan dit proces te vergemakkelijken.

Een Flow adhesieanalyse om te studeren leukocyten rekrutering van humane lever Sinusvormige endotheel onder omstandigheden van Afschuifspanning

Leukocyten steken de endotheelcellen monolaag met behulp van de paracellulaire of de transcellulaire route. We ontwikkelden een eenvoudige test om te volgen de verdeling van endogene junctionele VE-cadherine en PECAM-1 tijdens de migratie van leukocyten onder fysiologische stroom te maken tussen de twee transmigratie routes.

Real-time beeldvorming van endotheelcellen-cel Junctions Tijdens Neutrophil Transmigration onder fysiologische Flow

Hier presenteren we een protocol waarmee de onderzoeker leukocytaantrekking dynamiek ex vivo evaluatie door er een kamer bekleed met endotheliaalverkregen adhesiemoleculen aan het circulatiesysteem van een muis. Deze methode biedt aanzienlijke voordelen, omdat het zorgt voor leukocyten beoordeling op grond van de relatieve biologische omstandigheden.

Het beoordelen Leukocyte-endotheliale Interacties Onder stroomtoestanden in een Ex Vivo Autoperfused microflow Kamer Assay

Deze vereenvoudigde toepassing van intravitale microscopie van mesenterische aderen bij muizen kan worden gebruikt in verschillende ontstekingsmodellen om leukocyten-endotheel en bloedplaatjes-leukemie-interacties te observeren.

Intravitale Microscopie van leukocyten-endotheel en bloedplaatjes-leukocyten Interactions in mesenteriale Veins in Muizen

Leukocyten interactie gretig met vasculaire cellen en trombocyten na vaartuig muur letsel of tijdens ontsteking. Hier beschrijven we een eenvoudig laminaire flow gebaseerde assay karakteriseren de moleculaire mechanismen die ten grondslag liggen aan de interacties tussen leukocyten en hun cellulaire partners.

Laminaire stroming gebaseerde testen te onderzoeken Leukocyte aanwerving op gekweekte vasculaire cellen en aanhangend bloedplaatjes

Hier laten we zien hoe je intravitale microscopie uitvoert op postcapillaire venules van de muiscremaster spier. Vaak toegepast op verschillende modellen van ontsteking en sepsis, met name die veroorzaakt door chemokines en cytokines, benadrukken we de relevantie ervan in de studie van muscolopathies waarbij overdreven gespierde leukocyten infiltratie.

Leukocyten infiltratie van Cremaster Spier in muizen beoordeeld door Intravital Microscopie

Dit protocol presenteert de experimentele procedures om de adhesievoetafdruktest uit te voeren om de adhesiegebeurtenissen tijdens snelle celrollende adhesie in beeld te brengen.

Beeldvorming van moleculaire adhesie in celrollen door adhesievoetafdruktest

In vivo beeldvorming van de gewrichten is een waardevolle techniek om het migratiegedrag van leukocyten en moleculaire dynamiek binnen de ontstoken gewrichten te ontdekken. Hier presenteren we een gedetailleerd protocol voor in vivo beeldvorming van de gewrichten met behulp van een muismodel van type II collageen-geïnduceerde artritis (CIA).

In Vivo Beeldvorming onthult het migratiegedrag van leukocyten binnen de gewrichten

Leer intravitaal videomicroscopie om leukocytenrollen en -hechting te visualiseren in angiotensine II-geïnduceerde hypertensie bij muizen. Deze methode onthult in vivo interacties tussen immuuncellen en endotheel.

Visualiseren van leukocyten rollen en hechting in angiotensine II-geïnfundeerd muizen: technieken en valkuilen

Meer video's verkennen