Name: In Vivo Elektrofysiologische meting van samengestelde spier actiepotentiaal van de voorpoten in muismodellen van Motor Neuron degeneratie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-15T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 35 s
Description: Leer in vivo elektrofysiologische meting van samengestelde spieractiepotentiaal in muizen om axonale degeneratie en demyelinatie vroegtijdig te detecteren. Deze minimaal invasieve techniek maakt herhaalde metingen mogelijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Dit onderzoek werd ondersteund door de KU Leuven ('Opening van de toekomst' en C1), het Fonds voor wetenschappelijk onderzoek Vlaanderen (FWO-Vlaanderen), de Thierry Latran Foundation, de Association Belge contre les Maladies neuro-Musculaires (ABMM), de spierdystrofie Vereniging (MDA), de en ALS vereniging en de ALS Liga (België). PVD bezit een hoge investigatorship van FWO-Vlaanderen. RP werd gesteund door subsidies van de Central Remedial Clinic (CRC) Ierland en wordt momenteel ondersteund de nationale universiteit van Ierland (NUI) en het FWO.

Alle dieren waren gehuisvest onder standaardomstandigheden volgens de richtlijnen van de KU Leuven - Universiteit Leuven en de bijbehorende Europese richtlijnen (Europese Unie richtlijn 2010/63/EG voor dierproeven). Alle dierproeven werden goedgekeurd door de lokale ethische commissie van de KU Leuven.
1. dierlijke voorbereiding en anesthesie
<ol><li>Induceren van verdoving in de muis met Isofluraan/zuurstof inademen. 4% van Isofluraan voor de inductie van de anesthesie en 2-3% voor het onderhoud op 2.5 L/min stroom van zuurstof gebruiken Aanpassen van het percentage van de Isofluraan voor het onderhoud van de narcose volgens de voorwaarde van de muis, dat wil zeggen, kleine en zwakke muizen vereisen minder verdoving. Bevestig voldoende verdoving bijvoorbeelddoor lichte druk uit te oefenen op het pad om te controleren op de afwezigheid van een pijn terugtrekking reflex lopen stuk.</li>
	<li>Controleren de muis lichaamstemperatuur met behulp van een thermostatische verwarmingsplaat bij 37 ° C om te voorkomen dat de daling van de lichaamstemperatuur tijdens anesthesie.</li>
	<li>Passen de muis met de neuskegel voor onderhoud van de narcose. Zorg ervoor dat het dier voldoende levering van zuurstof door te controleren dat de neuskegel niet airways blokkeert en dat het dier is ademhaling gestaag.</li>
	<li>Controleren of de muis is voldoende verdoofd door het observeren van de ademhalingstarief (ongeveer 1 Hz in anesthesie) en het ontbreken van een reflex van de terugtrekking op lichte druk tijdens de opname. Verhogen de concentratie Isofluraan handmatig als de verdoving niet diep genoeg is.</li>
	<li>Na de metingen, laat u de muis op de verwarmingsplaat of in de warmte van een infraroodlamp herstellen totdat het voldoende bewustzijn te handhaven sternale lighouding, voor ongeveer 2-5 min heeft herwonnen. Laat niet de muis zonder toezicht en in het gezelschap van andere muizen totdat het volledig is hersteld van de verdoving.</li>
</ol>2. meting van de CMAP in Hind- en voorpoten
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57741/57741fig1.jpg"> Figuur 1. Positionering van de elektroden voor CMAP metingen. De positie van de elektroden wordt gepresenteerd voor hind-(A) en voorpoten (B). De elektroden worden als volgt genummerd: 1: anode en 2: kathode stimuleren elektroden, 3: actieve opname elektrode, 4: referentie-elektrode, en 5: aarding elektrode. <a href="/files/ftp_upload/57741/57741fig1large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.</a>
<ol><li>Gebruik de 27 G naald elektroden voor stuk en voorpoot CMAP-metingen. Zie afbeelding 1 voor aanbevolen plaatsen van elektrode positionering.</li>
	<li>Plaats elektroden op het stuk als volgt.<ol>
<li>Plaats de muis op de verwarming pad in de vatbaar positie. Uitbreiden van het stuk bij de knie en hechten de poot op het plateau met behulp van plakband (figuur 1A).</li>
		<li>De stimulerende elektroden subcutaan plaatsen aan beide zijden van de ischialgie inkeping met een afstand van ongeveer 2 cm (1 = anode en 2 = kathode) tussen de elektroden. Til de huid om in te voegen de naald loodrecht door de huid en druk op ca. 5 mm van de naald onder de huid zonder de onderliggende spieren prikken.</li>
		<li>Ook plaats de opname elektrode (3) subcutaan uitlijnen de musculus gastrocnemius. De referentie-elektrode (4) subcutaan invoegen naast de achillespees in een hoek van 30 graden en laat 2-5 mm van de naald onder de huid. Plaats van de elektrode (5) van de grond subcutaan aan de zijkant van de muis op een vergelijkbare manier als de stimulerende elektroden, maar de positie van deze elektrode is niet kritisch voor de meting.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Plaats elektroden op de voorpoten als volgt.<ol>
<li>Plaats de muis op de verwarming pad in de liggende positie en gebruik plakband om uit te breiden van beide voorpoten op de zijkanten van het lichaam (figuur 1B).</li>
		<li>De stimulerende elektroden plaatsen (1 = anode en 2 = kathode) subcutaan aan beide zijden van de voorpoot af te stemmen op de zenuwen van de plexus brachialis. Til de huid om in te voegen de naald loodrecht door de huid en druk op ca. 5 mm van de naald onder de huid zonder de onderliggende spieren prikken.</li>
		<li>Plaats de opname-elektrode (3) op de top van de musculus biceps brachii subcutaan door het opheffen van de huid. Plaats de referentie-elektrode (4) op de wandelende pads in 3 mm diepte onder een hoek van 30 graden. Plaats de grond elektrode (5) subcutaan aan de zijkant van de muis. Opmerking: Elektroden zijn in de nabijheid van elkaar bij deze instelling. Verhinderen dat elektroden aan elkaar te raken, zoals dit de opname verstoort.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. data-acquisitie
<ol><li>Start de stimulatie door het indrukken van de knop terugkerende stimulans in de eenheid van de domeincontroller en draai de knop van de controller intensiteit te verhogen van de stimulus. Het stimuleren van alle axonen 1 puls/s met 0,1 ms stimulans duur. Selecteer de juiste frequentie en de duur van de dropdown menu's in de software.</li>
	<li>Te bereiken van supramaximal prikkels (5-20 mA; in demyeliniserende voorwaarden tot 60 mA), toepassing van toenemende prikkels door te draaien aan de knop van de controller intensiteit totdat de amplitude van de reactie CMAP ophoudt te verhogen. Vanaf daar verder de prikkel te verhogen met 20% om ervoor te zorgen dat de amplitude CMAP haar maximale reactie heeft bereikt. Einde de stimulatie de terugkerende stimulans door knop te drukken opnieuw.</li>
	<li>De markering gebruiken om aan te geven de volgende punten in de opname: inleiding van de stimulus, de inleiding van de reactie, maximale positieve piek en maximale negatieve piek (Figuur 2).</li>
	<li>Het bepalen van de latentie (in ms) als een vertraging na de opening van de stimulus het inleiden van de reactie (Figuur 2). Definieert de inleiding van de reactie als de vroegste punt waar de amplitude begint te stijgen. Gebruik de latentie om te evalueren van de demyelinisatie in de axonen.</li>
	<li>Meet de amplitude (mV) van de maximale negatieve tot maximale positieve piek (Figuur 2). Gebruik de omvang van de amplitude te correleren het aantal functionele axonen.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57741/57741fig2.jpg"> Figuur 2. Representatief beeld van CMAP reactie. Een beschrijvende CMAP reactie wijzen op de punten gebruikt voor het berekenen van de amplitude en de latentie (A). Latency wordt bepaald door de vertraging van de stimulatie aan het begin van de CMAP-reactie. Amplitude van de piek-tot-piek wordt gemeten vanaf de maximale negatieve tot de maximale positieve piek van de tweefase Golf. Vertegenwoordiger van de opnamen van een gezonde niet-transgene dieren (B) en een zieke dier met langdurige vertraging en verminderde amplitude (C). <a href="/files/ftp_upload/57741/57741fig2large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.</a>
<ol start="6"><li>Aangezien de exacte plaatsing van de elektroden kan invloed hebben op de waarde van de resultaten van de opname, vervangen van de elektroden en de dezelfde zenuw voor drie keer meten met behulp van supramaximal stimulans om ervoor te zorgen dat het grootste antwoord wordt verkregen. Gebruik het gemiddelde van de opnamen.</li>
</ol>

<ol><li>Brown, R. H., Al-Chalabi, A. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/28700839">Amyotrophic Lateral Sclerosis.</a> N Engl J Med. 377 (2), 162-172 (2017).</li>
<li>Prior, R., Van Helleputte, L., Benoy, V., Van Den Bosch, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defective+axonal+transport%3A+A+common+pathological+mechanism+in+inherited+and+acquired+peripheral+neuropathies%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Dis%22%5BJournal%5D)">Defective axonal transport: A common pathological mechanism in inherited and acquired peripheral neuropathies.</a> Neurobiol Dis. , 300-320 (2017).</li>
<li>de Carvalho, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrodiagnostic+criteria+for+diagnosis+of+ALS%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Electrodiagnostic criteria for diagnosis of ALS.</a> Clin Neurophysiol. 119 (3), 497-503 (2008).</li>
<li>Krajewski, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurological+dysfunction+and+axonal+degeneration+in+Charcot-Marie-Tooth+disease+type+1A%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Neurological dysfunction and axonal degeneration in Charcot-Marie-Tooth disease type 1A.</a> Brain. 123 (Pt 7), 1516-1527 (2000).</li>
<li>Raynor, E. M., Ross, M. H., Shefner, J. M., Preston, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+between+axonal+and+demyelinating+neuropathies%3A+identical+segments+recorded+from+proximal+and+distal+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Differentiation between axonal and demyelinating neuropathies: identical segments recorded from proximal and distal muscles.</a> Muscle Nerve. 18 (4), 402-408 (1995).</li>
<li>Zielasek, J., Martini, R., Toyka, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+abnormalities+in+P0-deficient+mice+resemble+human+hereditary+neuropathies+linked+to+P0+gene+mutations%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Functional abnormalities in P0-deficient mice resemble human hereditary neuropathies linked to P0 gene mutations.</a> Muscle Nerve. 19 (8), 946-952 (1996).</li>
<li>Arnold, W. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+Motor+Unit+Number+Estimation+%28MUNE%29+Measuring+Compound+Muscle+Action+Potential+%28CMAP%29+in+Mouse+Hindlimb+Muscles%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological Motor Unit Number Estimation (MUNE) Measuring Compound Muscle Action Potential (CMAP) in Mouse Hindlimb Muscles.</a> J Vis Exp. (103), (2015).</li>
<li>Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+electrophysiological+measurements+on+mouse+sciatic+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves.</a> J Vis Exp. (86), (2014).</li>
<li>Gurney, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+neuron+degeneration+in+mice+that+express+a+human+Cu%2CZn+superoxide+dismutase+mutation%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation.</a> Science. 264 (5166), 1772-1775 (1994).</li>
<li>Mitchell, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overexpression+of+human+wild-type+FUS+causes+progressive+motor+neuron+degeneration+in+an+age-+and+dose-dependent+fashion%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathol%22%5BJournal%5D)">Overexpression of human wild-type FUS causes progressive motor neuron degeneration in an age- and dose-dependent fashion.</a> Acta Neuropathol. 125 (2), 273-288 (2013).</li>
<li>Robertson, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+a+new+pmp22+transgenic+mouse+line+with+other+mouse+models+and+human+patients+with+CMT1A%5BTitle%5D)+AND+%22J+Anat%22%5BJournal%5D)">Comparison of a new pmp22 transgenic mouse line with other mouse models and human patients with CMT1A.</a> J Anat. 200 (4), 377-390 (2002).</li>
<li>Huxley, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+between+varying+levels+of+PMP22+expression+and+the+degree+of+demyelination+and+reduction+in+nerve+conduction+velocity+in+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Mol+Genet%22%5BJournal%5D)">Correlation between varying levels of PMP22 expression and the degree of demyelination and reduction in nerve conduction velocity in transgenic mice.</a> Hum Mol Genet. 7 (3), 449-458 (1998).</li>
<li>Turner, B. J., Talbot, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenics%2C+toxicity+and+therapeutics+in+rodent+models+of+mutant+SOD1-mediated+familial+ALS%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Transgenics, toxicity and therapeutics in rodent models of mutant SOD1-mediated familial ALS.</a> Prog Neurobiol. 85 (1), 94-134 (2008).</li>
<li>Manganelli, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+conduction+velocity+in+CMT1A%3A+what+else+can+we+tell%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurol%22%5BJournal%5D)">Nerve conduction velocity in CMT1A: what else can we tell.</a> Eur J Neurol. 23 (10), 1566-1571 (2016).</li>
<li>Cornett, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phenotypic+Variability+of+Childhood+Charcot-Marie-Tooth+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA+Neurol%22%5BJournal%5D)">Phenotypic Variability of Childhood Charcot-Marie-Tooth Disease.</a> JAMA Neurol. 73 (6), 645-651 (2016).</li>
<li>Jacobson, W. C., Gabel, R. H., Brand, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface+vs.+fine-wire+electrode+ensemble-averaged+signals+during+gait%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electromyogr+Kinesiol%22%5BJournal%5D)">Surface vs. fine-wire electrode ensemble-averaged signals during gait.</a> J Electromyogr Kinesiol. 5 (1), 37-44 (1995).</li>
<li>Parker, V., Warman Chardon, J., Mills, J., Goldsmith, C., Bourque, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Supramaximal+Stimulus+Intensity+as+a+Diagnostic+Tool+in+Chronic+Demyelinating+Neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+J%22%5BJournal%5D)">Supramaximal Stimulus Intensity as a Diagnostic Tool in Chronic Demyelinating Neuropathy.</a> Neurosci J. 2016, 6796270(2016).</li>
<li>Benoy, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+Improved+HDAC6+Inhibitors+as+Pharmacological+Therapy+for+Axonal+Charcot-Marie-Tooth+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neurotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Development of Improved HDAC6 Inhibitors as Pharmacological Therapy for Axonal Charcot-Marie-Tooth Disease.</a> Neurotherapeutics. 14 (2), 417-428 (2017).</li>
<li>Xia, R. H., Yosef, N., Ubogu, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dorsal+caudal+tail+and+sciatic+motor+nerve+conduction+studies+in+adult+mice%3A+technical+aspects+and+normative+data%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Dorsal caudal tail and sciatic motor nerve conduction studies in adult mice: technical aspects and normative data.</a> Muscle Nerve. 41 (6), 850-856 (2010).</li>
<li>Srivastava, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutant+HSPB1+overexpression+in+neurons+is+sufficient+to+cause+age-related+motor+neuronopathy+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Dis%22%5BJournal%5D)">Mutant HSPB1 overexpression in neurons is sufficient to cause age-related motor neuronopathy in mice.</a> Neurobiol Dis. 47 (2), 163-173 (2012).</li>
<li>Arnold, W. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+Biomarkers+in+Spinal+Muscular+Atrophy%3A+Preclinical+Proof+of+Concept%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Clin+Transl+Neurol%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological Biomarkers in Spinal Muscular Atrophy: Preclinical Proof of Concept.</a> Ann Clin Transl Neurol. 1 (1), 34-44 (2014).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

Gevoelige opname methoden zijn essentieel voor de beoordeling van de progressie van de ziekte en met name de werkzaamheid van een therapie in diermodellen van neuronale aandoeningen. Het bepalen van de CMAPs is een minimaal invasieve elektrofysiologische techniek, die routinematig gebruikt is in klinieken en experimentele opstellingen te beoordelen van zenuw geleiding in stoornissen neuromusculaire en neuropatische3,18. Hier beschrijven we een nieuwe toepassing voor CMAP opnemen bij muizen om te meten de geleiding van de zenuwen in de plexus brachialis zenuwen van de voorpoot. De onderhavige methode kunt een veelzijdiger en gedetailleerde longitudinale beoordeling van neuronale functie in muis modellen van neurodegeneratie.
De naald-elektroden zijn iets meer invasief dan ring elektroden en vooral in longitudinale studies moet worden gezorgd om te minimaliseren van weefselbeschadiging. Een mogelijk nadeel van de methode is daaruit voortvloeiende letsel van een zenuw of spier piercing. Echter, na zorgvuldige subcutane plaatsing van de elektroden, de schade en de verstoring van de spieren en zenuwen kunnen worden voorkomen. In tegenstelling tot de methode met behulp van ring elektroden, vereist de hier voorgestelde methode geen scheren van de vacht van grote delen van het lichaam. Dientengevolge, is er geen ongemak of effect op thermoregulatie voor het dier.
De positionering van de elektroden is essentieel voor de correcte en consequente opname van de CMAP amplitudes en latencies. Het is raadzaam om de positie van de elektroden te en metingen uit te voeren twee tot drie op elke site om te bevestigen dat de maximale stimulatie en reacties worden bereikt. Juiste opnamen moeten produceren tweefase bochten zoals aangetoond in Figuur 2. Om de methode te standaardiseren, zijn niet-transgene muizen zonder zenuw verwonding de beste modellen om de goede en consistente elektrode plaatsing voor optimale stimulatie. Herbruikbare naald elektroden zijn geschikt voor herhaald gebruik als ze zijn regelmatig gesteriliseerd, bijvoorbeeld met Glutaaraldehyde gedurende 20 minuten tussen dieren, en geïnspecteerd op scherpte.
In gezonde volwassen muizen zijn de amplitudes van de CMAP opgenomen met de onderhavige methode meestal 80-100 mV na het stimuleren van de nervus ischiadicus en de plexus brachialis. Dit is met name groter dan de reacties gemeten met ring elektroden, omdat er een hogere impedantie veroorzaakt door de huid voor de ring elektroden die van 20-40 mV8,19,20 resultaten. In ALS Muismodellen dalen de CMAP amplitudes na het stimuleren van de nervus ischiadicus of de plexus brachialis in verlamde ledematen tot 10-30 mV. De omvang van de CMAP-amplitude is kleiner bij jonge dieren omdat de amplitude CMAP tijdens de ontwikkeling21 toeneemt.
De methode die we hier beschrijven is vooral handig in muismodellen van ALS, waarin denervation en latere motor tekorten, eerder in de hindlimbs dan in de voorpoten13plaatsvinden. Naast denervation, kan de methode reinnervation, die wordt bepaald als verhinderd of achterlijk daling in de amplitude CMAP detecteren. De dramatische daling van de amplitude van de CMAP in de spieren van de hindlimbs reeds op de leeftijd van symptoom intreden belemmert de follow-up van verder de progressie van de ziekte; Als de CMAP amplitudes zeer lage waarden in het vroege stadium van de ziekte bereiken, doen ze niet verder afnemen tijdens het ziekteproces. In tegenstelling, axonale verlies vordert in een langzamer tempo in de plexus brachialis zenuwen van de voorpoten en presenteert een gevoeliger optie voor het meten van de progressie van de ziekte over een langere duur van de ziekte. Bovendien kon de minder gedegenereerd voorpoten geven een meer potente site voor het beoordelen van de therapeutische benaderingen die gericht zijn op verbetering van axonale functie.
Het is duidelijk dat de gepresenteerde techniek nieuwe mogelijkheden voor de karakterisatie van muis modellen van neuromusculaire aandoeningen biedt. CMAP opnames met naald elektroden van de nervus ischiadicus en de plexus brachialis is een snelle en reproduceerbare methode te beoordelen van axonale verlies en demyelination in hind-zo goed als de voorpoten. De gevoeligheid van de methode maakt detectie van axonale tekorten zelfs voordat opmerkelijke motor tekorten kunnen worden opgenomen, en dus staat de vroege kwantificering van deze gebreken. Bovendien is de mogelijkheid van herhaalde testen vermindert het aantal vereiste dieren en vindt u een gedetailleerd overzicht van de progressie van de neuromusculaire en neuropatische ziekten op verschillende plaatsen in een afzonderlijk dier.

Elektrofysiologie wordt gebruikt als een diagnostisch hulpprogramma in neuromusculaire aandoeningen zoals motor neuron stoornissen, plexopathies, neuropathieën, aandoeningen van de motorische eindplaat en myopathieën. In Amyotrofische laterale sclerose (ALS), waarin voornamelijk de motorische neuronen worden beïnvloed, worden de axonale schade en spier verlamming1 weerspiegeld in verminderde CMAP amplitudes van zenuw geleiding studies (NCS). Bij ziekte van Charcot-Marie-Tooth (CMT) kunnen axonale degeneratie zowel demyelinisatie worden geraamd in perifere zenuwen NCS2gebruikt. Deze techniek kan gebruikt worden voor het bevestigen van de diagnose alsmede de ziekte progressie3,4te evalueren. NCS inschakelen de schatting van de axonale pathologie, die wordt afgeleid uit de omvang van de actiepotentiaal amplitude5, en de omvang van de demyelinisatie - wat in verminderde geleiding snelheid resulteert, verlengd distale latenties of geleiding blok 6.
CMAP meting is een snelle en gevoelige methode om te evalueren van de zenuw geleiding zowel bij mensen en muizen. Overwegende dat bij patiënten de NCS worden routinematig uitgevoerd op verschillende plaatsen verschillende zenuwen en spieren, opnemen in muizen, zijn meestal de CMAP-metingen gedaan alleen voor de nervus ischiadicus te beoordelen van zenuw functionaliteit in het hindlimbs. Echter in sommige dierlijke studies zou het zinvol te record CMAP zowel in de voorgrond- en hindlimbs, bijvoorbeeld, te volgen progressie differentiële ziekte tussen voor- en hindlimbs in ALS Muismodellen.
Hier introduceren we een methode voor het opnemen van CMAPs van de voorpoten van muizen met behulp van naald elektroden. Daarnaast bieden wij een aanpak voor het meten van CMAPs uit hindlimbs, eveneens met naald elektroden. De meting van CMAPs uit hindlimbs met ring elektroden heeft ingediend eerder7,8. De opname van CMAPs met behulp van naald elektroden is een snelle meetmethode, het vereist geen scheren van de vacht en de procedure voor het meten van zowel hind- en voorpoten duurt slechts 10 minuten per dier voor een ervaren onderzoeker. Bovendien is deze minimaal invasieve benadering haalbaar voor herhaalde metingen aan het longitudinale follow-up van meerdere zenuwen in dieren toestaan.

<table><tbody><tr><td>Resuable subdermal needle electrode, Pl/Ir</td><td>Technomed</td><td>TE/S61-434</td><td>De naald is 13 mm (0,51") lang, 0,4 mm (27G) in diameter</td></tr><tr><td>Natus electrodiagnostic systeem</td><td>Natus Neurology</td><td>UltraPro S100</td><td>EMG apparaat</td></tr><tr><td>Synergy</td><td>Natus Neurology</td><td>versie 20.1.0.100</td><td>EMG software voor UltraPro S100</td></tr><tr><td>Physitem Controller</td><td>Rothacher-Medical GmbH</td><td>TCAT-2LV</td><td>Verwarmingskussen</td></tr><tr><td>combi-vet Base Anesthesia System Digital Flowmeter met TEC 3 Vaporize</td><td>Rothacher &amp; Partner</td><td>CV 30-301-D</td><td>Isofluraane verdamper en flowmeter</td></tr><tr><td>Iso-Vet 1000 mg/g&nbsp;</td><td>Piramal Healthcare UK Limited</td><td>AP/DRUGS/220/96</td><td>Isofluraan</td></tr><tr><td>SOD1-G93A muizen</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>#002726</td><td>ALS tg en non-tg controle nestgenoten, alleen vrouwtjes</td></tr><tr><td>PrP-hFUS-WT3 muizen</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>#017916&nbsp;</td><td>ALS tg en non-tg controle nestgenoten, alle groepen gebalanceerd voor mannetjes en vrouwtjes</td></tr><tr><td>C57BL/6Jax muizen</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>#000664</td><td>Non-tg muizen voor axotomie, mannetjes en vrouwtjes</td></tr><tr><td>C61-PMP22 muizen</td><td>Muizenlijn werd vrijgevig gedoneerd&nbsp; door Prof. M. Sereda (The Max Planck Institute of Experimental Medicine, Göttingen, Duitsland).</td><td></td><td>CMT tg en non-tg controle nestgenoten, alle groepen gebalanceerd voor mannetjes en vrouwtjes</td></tr></tbody></table>

in vivo elektrofysiologische meting van samengestelde spier actiepotentiaal van de voorpoten in muismodellen van motor neuron degeneratie

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

Beoordeling van de functionaliteit van de zenuw axon verstrekt gedetailleerde informatie over de progressie van neuromusculaire aandoeningen. Elektrofysiologische opnamen biedt een gevoelige aanpak voor het meten van de zenuw geleiding in mens en knaagdier modellen. Het verbreden van de technische mogelijkheden voor elektromyografie in muizen, is het meten van samengestelde spier actie potentials (CMAPs) van de plexus brachialis zenuwen in de voorpoot met behulp van naald elektroden wordt hier beschreven. CMAP opnames na het stimuleren van de nervus ischiadicus in hindlimbs zijn eerder beschreven. De nieuw geïntroduceerde methode hier zorgt voor de evaluatie van de geleidbaarheid van de zenuw op een extra site, en dus een meer diepgaand overzicht van de neuromusculaire functionaliteit. De techniek biedt informatie over zowel het relatieve aantal functionele axonen en het niveau van de myelinisering. Daarmee is deze methode kan worden toegepast om te beoordelen van zowel axonale ziekten evenals demyeliniserende voorwaarden. Deze minimaal-invasieve methode vereist geen extractie van de zenuw en daarom geschikt voor herhaalde metingen voor longitudinale follow-up in hetzelfde dier. Soortgelijke opnamen worden uitgevoerd in klinische opstellingen om te benadrukken de translationeel relevantie van de methode.

Elektrofysiologische metingen van CMAPs met behulp van naald elektroden is een minimaal invasieve en zeer gevoelige methode te volgen van neuromusculaire functie na verloop van tijd. De techniek beschreven hier staat de beoordeling van de voorpoot zenuw geleiding bij muizen, en biedt dus inzichten in de functionaliteit van de zenuw.
De CMAP amplitudes en latencies werden gemeten vanaf hind- en voorpoten tijdens ziekte en in twee Muismodellen van ALS, SOD1-G93A9 en PrP-hFUS-WT310 (Figuur 3), en in een muismodel van CMT, C61-PMP2211,12 (Figuur 4). ALS Muismodellen werden gemaakt door overexpressie van ALS-gerelateerde menselijke genen, namelijk ofwel gemuteerde SOD1 of wild type FUS. In beide modellen ontwikkelen muizen ALS die lijkt op progressieve motor neuron degeneratie leiden tot verlamming. In niet-transgene littermate besturingselementen veranderde de CMAP-amplitude van zowel hind- en voorpoten niet na verloop van tijd (figuur 3A). Aan de andere kant, de CMAP-amplitude van de nervus ischiadicus uit het stuk werd drastisch verlaagd in het SOD1-G93A muizen, zelfs vóór symptoom intreden rond de leeftijd van 60 dagen (terwijl de eerste motorische symptomen meestal op de leeftijd van drie maanden waargenomen worden)13 . De amplitude is 90 mV op die leeftijd in niet-transgene (niet-tg) nestgenoten, terwijl in muizen SOD1-G93A het slechts 30 was mV. Er was slechts minimale verdere daling in de amplitude naarmate de ziekte te late symptomatische fase op de leeftijd van 150 dagen vorderde. De daling in CMAP amplitude, en vandaar de degeneratie van de axonen, werd uitgesteld in de plexus brachialis zenuwen van de voorpoten in vergelijking met de nervus ischiadicus uit de hindlimbs. In de voorpoten, de progressie van de ziekte was ook meer merkbaar als de CMAP amplitude daalde van 70 mV tot 30 mV gemeten vóór en na de manifestatie van de motorische tekorten bij deze muizen.
In de PrP-hFUS-WT3-muismodel van ALS, het begin van de motorische tekorten begint ongeveer op de leeftijd van 28 dagen10, die met de opening van de daling in de CMAP-amplitude samenvalt. Dit is een meer versnelde model van de ziekte zoals de muizen einde-stadium ongeveer op de leeftijd van 65 dagen bereiken. De daling van de amplitude CMAP opgetreden sneller in de ischiadicus zenuw van het stuk in vergelijking met de zenuwen van de plexus brachialis in de voorpoot, waarmee wordt aangegeven van een eerder axonale degeneratie in de hindlimbs (figuur 3D). Deze observatie ondersteunt de klinische observatie in beide van deze muismodellen, zoals de hindlimbs zijn met name eerder dan de voorpoten, die functioneren tot de late stadia van het ziekteproces blijven verlamd.
In het algemeen, was de latentie van stimulans tot inleiding van de actiepotentiaal korter in de voorpoten in vergelijking met hindlimbs (figuur 3B, E). Dit is gewoon te wijten aan de kortere afstand tussen het stimuleren en de elektroden van de opname. De latentie geeft een indicatie van het niveau van de myelinisering van de axonen. Onze waarneming is dat CMAP latencies worden verlengd tijdens de progressie van de ziekte in muismodellen van ALS, hoewel ALS niet een demyeliniserende ziekte. Dit is waarschijnlijk te wijten aan het verlies van groter, sneller uitvoeren van motorische axonen.
De muizen van de C61-PMP22 overexpressing 3-4 exemplaren van de menselijke PMP22 en het heterozygote muizen recapituleren een goedaardig CMT1A ziekte fenotype met milde demyelinisatie en verminderde CMAPs, maar met geen zichtbare fenotype11,12. In 1,5-2 jaar leeftijd C61-PMP22 muizen, de CMAP-amplitudes worden verlaagd en latencies verlengd zowel in de hindlimbs en de voorpoten (Figuur 4). Representatieve opnamen weergeven verminderde amplitude en vertraagde reactie in vergelijking met een opname van een gezonde onderwerp worden gepresenteerd in figuur 2CB, respectievelijk. De CMAP latencies in de voorpoten worden niet beïnvloed zoveel in de achterste ledematen. Dit komt overeen met CMT1A patiënten, zoals vaker patiënten ernstig verminderd of niet aantoonbaar CMAPs in de onderste ledematen als gevolg van de pathofysiologische aard van CMT als een lengte-afhankelijke stoornis14 hebben. Bovendien, is de mate van ernst van de ziekte gecorreleerd met CMAP amplitude, in plaats van latency of geleiding snelheid, zoals amplitudes met de mate van axonale integriteit14,15 correleren. Resultaten geven echter aan dat deze methode is gevoelig genoeg voor de analyse demyeliniserende proces zoals waargenomen in CMT1A.
Variatie in amplitude en latentie was het laagst in niet-transgene groepen (coëfficiënt van de variatie 2-15 en 1-13%, respectievelijk). In alle transgene gevallen was er meer variatie in de metingen (variatiecoëfficiënt voor amplitude 8-51% en voor latency 1-21%), die waarschijnlijk is veroorzaakt door de verschillen in de progressie van de ziekte bij dieren. In alle gevallen was de variatie qua hind- en voorpoten. De variatie in het gebruik van naalden en oppervlakte elektrodes heeft gemeld om soortgelijke16.
De vereiste stimulans intensiteiten deed niet sterk variëren tussen niet-transgene en ALS modellen (Figuur 3 c, F). Ook de vereiste stimulansen te bereiken supramaximal stimulans in deze gevallen was vergelijkbaar voor voor- en hindlimbs en varieerde tussen 5-12 mA. In CMT, is de verplichting voor grotere stimulans intensiteiten erkende17 en het hetzelfde fenotype werd gezien in C61-PMP22 muizen (figuur 4C). Het fenomeen is uiteengezet door de verhoogde elektrische impedantie van hypertrofische endoneurial wijzigingen17.
Om te bevestigen dat de amplitude van de CMAP opgenomen van de voorpoten te wijten aan zenuwstimulatie en niet spierstimulatie was, we eenzijdige gedeeltelijke axotomy uitgevoerd op de zenuwen van de plexus brachialis in 5 maanden oud niet-transgene C57BL/6Jax muizen (mannelijk en vrouwelijk) ( Figuur 5). Axotomy verlaagd de CMAP-amplitude van 90 mV tot 20 mV, die aangeeft dat de meeste van de axonen was verbroken in de operatie. Er was geen verandering in de amplitude in de contralaterale voorpoot of in de hindlimbs. Dit resultaat geeft sterk aan dat de reactie ontdekt in de biceps brachii te wijten aan zenuwstimulatie was en niet ontstaan door spierstimulatie.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57741/57741fig3.jpg"> Figuur 3. CMAP amplitude, latency, en vereiste stimulans over het verloop van de ziekte in de hind- en voorpoten in ALS muis modellen. SOD1-G93A (A-C) en PrP-hFUS-WT3 (D--F) transgene (tg) muizen en niet-transgene (niet-tg) nestgenoten werden gemeten aan het begin van de motorische symptomen, de symptomatische stadium, en in de laat-symptomatisch fase van de ziekte, leeftijden 57, 91 en 147 dagen (d) of verwerkt op 29, 38 en 53 dagen voor SOD1-G93A en PrP-hFUS-WT3 muizen, respectievelijk. Zwart: Niet-transgene stuk, zwarte streepjes maken: niet-transgene voorpoot, grijs: transgene stuk, grijze streepjes: transgene voorpoot. Resultaten worden gepresenteerd zoals bedoel ± SD. Amplitudes (A, D) waren stabiel na verloop van tijd in de niet-transgene dieren zowel in hind- en voorpoten. In transgene dieren, amplitudes daalde tijdens het ziekteproces. Latenties (B, E) werden minder getroffen door de ziekte en grote verschillen werden waargenomen tussen hind- en voorpoten, ongeacht het genotype. Variatie in de vereiste stimulus (C, F) was minimaal in alle groepen. Voor SOD1-G93A N = 4 in alle groepen met uitzondering van GS 147 d, N = 3. Voor PrP-hFUS-WT3 muizen in leeftijdsgroepen 29, 38 en 53 is N voor niet-tg 4, 5 en 4, en voor tg 7, 5 en 3, respectievelijk. Symbolen duiden het verschil tussen groepen als volgt: *: niet-tg stuk vs. gs stuk, #: niet-tg voorpoot vs. gs voorpoot, ¤: niet-tg stuk vs. niet-tg voorpoot, grijs *: GS stuk vs. gs voorpoot. Two-way ANOVA met Tukey is meerdere vergelijkingen test, *: p < 0,05, **: p < 0,01, ***: p < 0.001, ***: p < 0,0001. #: p < 0,05, ##: p < 0,01, ###: p < 0.001, ### : p < 0,0001. ¤: p < 0,05, ¤¤: p < 0,01, ¤¤¤: p < 0.001, ¤¤¤: p < 0,0001. <a href="/files/ftp_upload/57741/57741fig3large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57741/57741fig4.jpg"> Figuur 4. CMAP amplitude, latency en vereiste stimulans in de hind- en voorpoten in muizen CMT1A. C61-PMP22 transgene (tg) muizen en niet-transgene (niet-tg) nestgenoten werden gemeten op 1,5 tot 2 jaar oud. Amplitude (A) werd zowel in hind- en voorpoten in transgene muizen daalde. Latency (B) in alle ledematen in CMT muizen werd verlengd en zelfs subtiele verandering in voorpoten met deze meting werd ontdekt. Eis voor stimulans intensiteit (C) werd verhoogd in C61-PMP22 muizen, die lijkt op de gedetecteerde fenotype bij CMT1A patiënten. Resultaten worden gepresenteerd zoals ± SD, betekenen voor niet-tg N = 4 en tg N = 3. Two-way ANOVA met Sidak de meerdere vergelijkingen test, **: p < 0,01, ***: p < 0,0001. <a href="/files/ftp_upload/57741/57741fig4large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57741/57741fig5.jpg"> Figuur 5. Voorpoot actie potentials worden veroorzaakt door zenuwstimulatie. Als u wilt uitsluiten van de mogelijkheid dat de waargenomen CMAP-reactie was veroorzaakt door spierstimulatie, werd (gedeeltelijke) axotomy uitgevoerd op de zenuwen van de plexus brachialis. CMAP amplitude (A) en latentie (B) werden geregistreerd vóór (pre) en 4 dagen na (post-) de axotomy van de plexus brachialis in volwassen niet-transgene muizen. Axotomy verminderd de CMAP amplitude die aangeeft dat de reactie als gevolg van zenuwstimulatie was. Zwart: stuk, grijs: contralaterale voorpoot, grijze streepjes: ipsilaterale voorpoot. Resultaten worden gepresenteerd als gemiddelde ± SD, N = 2. <a href="/files/ftp_upload/57741/57741fig5large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.</a>

De meting van de geleiding van de zenuwen is een nuttig instrument om te beoordelen Muismodellen van neurodegeneratie maar wel vaak alleen toegepast ter stimulering van de nervus ischiadicus in hindlimbs. Hier beschrijven we een techniek voor het meten van samengestelde spier actiepotentiaal (CMAP) in vivo in de muis voorpoot spieren geïnnerveerd door de plexus brachialis.

In Vivo Elektrofysiologische meting van samengestelde spier actiepotentiaal van de voorpoten in muismodellen van Motor Neuron degeneratie

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings ...

Met deze methode kunnen we de degeneratie van de axonen evenals de demyelinisatie in de perifere zenuwen van muismodellen van neurodegeneratie schatten. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat deze minimaal invasieve methode haalbaar is voor herhaalde metingen, alleen volgde men niet de meerdere zenuwen in dezelfde dieren op. De gevoeligheid van deze methode maakt een vroege detectie van axonverlies in de modulatie mogelijk, zelfs voordat opmerkelijkere defecten kunnen worden geregistreerd, waardoor een vroege detectie van deze defecten mogelijk is.Om deze procedure te beginnen, verdooft u de muis met isofluraangezuurde zuurstofinhalatie. Bevestig adequate anesthesie door lichte druk uit te oefenen op de looppad van de achterpoot om de afwezigheid van een pijntrekreflex te controleren. Plaats vervolgens een neuskoker op het gezicht van het dier om de anesthesie te handhaven.Zorg ervoor dat de neuskoker de luchtweg niet blokkeert en dat het dier gelijkmatig ademt. Houd vervolgens de lichaamstemperatuur van het dier op 37 graden Celsius door middel van een thermostaatverwarmingsplaat. Om CMAP op de achterpoot te meten, plaats de muis in rugligging.Strek de achterpoot uit en bevestig de poot op het werkoppervlak met plakband. Plaats vervolgens vijf millimeter van de 27 gauge stimulerende elektroden subcutaan aan beide kanten van de heupbuik zonder de onderliggende spieren te doorboren met twee centimeter tussen de elektroden. Plaats op dezelfde manier de opname-elektrode subcutaan boven en parallel aan de gastrocnemius-spier.Plaats daarna de referentie-elektrode subcutaan naast de achillespees in een hoek van 30 graden en laat twee tot vijf millimeter van de naald onder de huid. Plaats de aardingselektrode op dezelfde manier subcutaan aan de zijkant van de muis als de stimulerende elektroden. Om CMAP op de voorpoten te meten, plaats de muis op het kopkussen in rugligging en gebruik plakband om beide voorpoten aan de zijkanten van het lichaam uit te strekken.Plaats vervolgens vijf millimeter van de stimulerende elektrode subcutaan zonder de onderliggende spieren te doorboren aan beide kanten van de voorpoot om tegen de plexus brachialis-zenuw te plaatsen. Plaats vervolgens de opname-elektrode subcutaan boven de biceps brachii-spier. Plaats vervolgens drie millimeter van de referentie-elektrode in een hoek van 30 graden op de looppaden en plaats de aardingselektrode subcutaan aan de zijkant van de muis.De elektroden bevinden zich in deze opstelling in de buurt van elkaar. Voorkom dat elektroden elkaar raken, omdat dit de opname vervormt. Stimuleer alle axonen met één puls per seconde met een duur van 0,1 milliseconden.Om gegevens te verzamelen, start u de stimulatie door op de knop voor herhaalde stimulatie in de controller-eenheid te drukken en draai de intensiteitsregelaar om het stimulus te verhogen. Om supermaximale stimuli te bereiken, brengt u toenemende stimuli aan door de intensiteitsregelaar te draaien totdat de amplitude van het CMAP-respons ophoudt te stijgen. Verhoog van daaruit het stimulus verder met 20% om ervoor te zorgen dat de CMAP-amplitude zijn maximale respons heeft bereikt.Beëindig de stimulatie door opnieuw op de knop voor herhaalde stimulatie te drukken. Gebruik het markeringsgereedschap om de volgende punten in de opname aan te geven. Initiatie van het antwoord, maximum positieve piek en maximum negatieve piek.Initiatie van het stimulus wordt automatisch bepaald door de software. Bepaal de latentie als een vertraging vanaf de initiatie van het stimulus tot de initiatie van het antwoord. Gebruik de latentie om de demyelinisatie in de axonen te evalueren.Meet de amplitude van de maximum negatieve tot de maximum positieve piek en gebruik de grootte van de amplitude om het aantal functionele axonen te correleren. Omdat de exacte plaatsing van de elektroden het uitkomstwaarde van de opname kan beïnvloeden, vervangt u de elektroden en meet u dezelfde zenuw drie keer met behulp van supermaximale stimulus om ervoor te zorgen dat de grootste respons wordt verkregen. Gebruik het gemiddelde van de opnames.Na de metingen verwijdert u alle elektroden en laat u de muis herstellen op de verwarmingsplaat of onder een infraroodlamp gedurende ongeveer twee tot vijf minuten totdat deze voldoende bewustzijn heeft herkregen. Laat de muis niet onbeheerd achter en in het gezelschap van andere muizen totdat deze volledig is hersteld van de anesthesie. De C61 PMP22-muizen die drie tot vier kopieën van de menselijke PMP22 overexpresseren en heterozygote muizen representeren een zeer mild CMT1A-ziektefenotype met milde demyelinisatie en verminderde CMAP's, maar zonder zichtbaar fenotype.Na één en een half tot twee jaar bij C61 PMP22 transgene muizen zijn de CMAP-amplitudes verminderd en de latenties verlengd, zowel in de achter- als voorpoten. Amplitude was verminderd in zowel de achter- als voorpoten bij transgene muizen en latentie was verlengd in alle ledematen bij CMT-transgene muizen, en zelfs een subtiele verandering in de voorpoten werd gedetecteerd met deze meting. De vereiste stimulusintensiteit werd verhoogd bij C61 PMP22-muizen, wat lijkt op het gedetecteerde fenotype bij CMT1A-patiënten.Eenmaal beheerst kan CMAP-opname voor zowel de achter- als voorpoten in 15 minuten worden gedaan wanneer het goed wordt uitgevoerd. De gepresenteerde techniek biedt nieuwe mogelijkheden voor de karakterisering van muismodellen van neurodegeneratieve aandoeningen zoals amyotrofische laterale sclerose en Charcot-Marie-Tooth-ziekte. Het beoordelen van de functionaliteit van de zenuwaxonen levert gedetailleerde informatie op over de progressie van neuromusculaire aandoeningen.Vergelijkbare opnames worden gebruikt in klinische omgevingen, wat het translationele potentieel van deze methode benadrukt.

in-vivo-electrophysiological-measurement-compound-muscle-action

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Deze nieuwe methode maakt het gelijktijdig intracellulaire opname van een volwassen muis motoneuron en de meting van de kracht die door de spiervezels. De gecombineerde onderzoek van de elektrische en mechanische eigenschappen van motoreenheden in normale en genetisch gemodificeerde dieren is een doorbraak voor de studie van het neuromusculaire systeem.

Gelijktijdig Intracellulaire opnemen van een lumbale motoneuron en de kracht die door de motor in de volwassen muis<em&gt; In vivo</em

This video demonstrates an in vivo technique for measuring compound muscle action potential (CMAP) in mice. It outlines the steps for setting up electrodes, stimulating forelimb neurons that innervate muscle fibers, and recording muscle responses. The technique assesses neuronal demyelination and functional neuron loss.

Measuring Compound Muscle Action Potentials in Mouse Forelimb Muscles In Vivo

This video demonstrates the procedure for recording compound muscle action potential (CMAP) in rats by applying electrical stimuli to the ulnar nerve, adjusting electrodes for optimal signal, and increasing stimulation to assess nerve functionality. This method enables the in vivo investigation of the peripheral nerve functions in neurological disorders.

In Vivo Measurement of the Compound Muscle Action Potential in a Rat

Metingen van zenuwgeleiding eigenschappen in vivo illustreren een krachtig hulpmiddel om te karakteriseren verschillende diermodellen van neuromusculaire ziekten. Hier presenteren we een eenvoudig en betrouwbaar protocol waarmee elektrofysiologische analyse van heupzenuwen van verdoofde muizen kunnen worden uitgevoerd.

In vivo elektrofysiologische metingen op Muis heupzenuwen

We presenteren verfijnde protocollen waarmee in vivo opvolging van motoreenheid functie in de muis. Technieken om verbinding spier actiepotentiaal (CMAP) en de motor-eenheid nummer schatting (MUNE) in de muis achterste ledematen spieren geïnnerveerd door de nervus vagus te meten beschreven.

Elektrofysiologische Motor Unit Number Schatting (MUNE) Meten Compound Muscle Action Potential (CMAP) in Mouse achterbeen Spieren

Dit artikel beschrijft een werkwijze voor herhaalde metingen van ventilatie en respiratoire spieractiviteit in vrij gedragen amyotrofische laterale sclerose (ALS) muismodel gedurende ziekteprogressie met hele-lichaamsplethysmografie en elektromyografie via een geïmplanteerde apparaat telemetrie.

Herhaalde Meting van Respiratory spieractiviteit en Ventilatie in muismodellen van neuromusculaire aandoening

Kwantificering van de maximale kracht van de knie-extensor is noodzakelijk om functionele aanpassingen aan veroudering, ziekte, letsel en revalidatie te begrijpen. We presenteren een nieuwe methode om herhaaldelijk in vivo knie-extensie isometrisch piek tetanisch koppel te meten.

In vivo meting van de spierfunctie van de knie-extensor bij muizen

Het huidige protocol beschrijft beknopte experimentele details over de evaluatie en interpretatie van in vivo koppelgegevens verkregen via elektrische stimulatie van de gemeenschappelijke peroneuszenuw bij verdoofde varkens.

In vivo Meting van Hindlimb Dorsiflexor Isometrisch koppel van varken

Dit artikel beschrijft hoe in vivo (met behulp van oppervlakte- en naaldelektrodearrays) en ex vivo (met behulp van een diëlektrische cel) elektrische impedantiemyografie op de gastrocnemiusspier van knaagdieren kan worden uitgevoerd. Het zal de techniek demonstreren bij zowel muizen als ratten en de beschikbare modificaties (d.w.z. zwaarlijvige dieren, pups) beschrijven.

In vivo en ex vivo elektrische impedantiemyografie uitvoeren bij knaagdieren

In deze studie demonstreren we een verfijnd single fiber electromyography (SFEMG) protocol om in vivo meting van neuromusculaire junctie (NMJ) transmissie in knaagdiermodellen mogelijk te maken. Een stapsgewijze benadering van de SFEMG-techniek wordt beschreven om kwantificering van NMJ-transmissievariabiliteit en -falen in de gastrocnemius-spier van ratten mogelijk te maken.

Gestimuleerde elektromyografie met één vezel (SFEMG) voor het beoordelen van de overdracht van neuromusculaire juncties in knaagdiermodellen

Dit protocol beschrijft de handfabricage en chirurgische implantatie van elektromyografische (EMG) elektroden in de voorpootspieren van muizen om spieractiviteit vast te leggen tijdens experimenten met hoofdgefixeerd gedrag.

Registratie van spieractiviteit van de voorpoten bij muizen die op het hoofd zijn gefixeerd met chronisch geïmplanteerde EMG-elektroden

Leer in vivo elektrofysiologische meting van samengestelde spieractiepotentiaal in muizen om axonale degeneratie en demyelinatie vroegtijdig te detecteren. Deze minimaal invasieve techniek maakt herhaalde metingen mogelijk.

In Vivo Elektrofysiologische meting van samengestelde spier actiepotentiaal van de voorpoten in muismodellen van Motor Neuron degeneratie (Video) | JoVE Journal

In Vivo Elektrofysiologische meting van samengestelde spier actiepotentiaal van de voorpoten in muismodellen van Motor Neuron degeneratie

Meer video's verkennen