Name: Een veelzijdig Model van harde teek besmetting op laboratorium konijnen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-06T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 38 s
Description: Leer een veelzijdige methode voor het voeden van harde teken op laboratoriumkonijnen met behulp van een EVA Foam capsulesysteem. Dit protocol ondersteunt onderzoek naar tekenbiologie en gastheer-vector interacties.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wij erkennen de technische bijstand van Evelyne Le Naour, Frans Nationaal Instituut van agrarisch onderzoek (INRA), Alain Bernier (INRA) en Océane Le Bidel (ANSES). Consuelo Almazán werd gesteund door een beurs van het laboratorium of Excellence, integratieve biologie van opkomende infectieziekten (LabEx IBEID), Pasteur Instituut. De konijnen en de schapen werden gekocht door ANSES. Onderdeel van dit werk werd gefinancierd door de National Institutes of Health toekenning RO1AI090062 aan Y. Park. Dr. Jeffrey L. Blair is erkend voor de herziening van het manuscript.

Opmerking: In deze studie werden konijnen onderhouden in standaard kooien met voedsel en water aangeboden ad libitum op het Franse Bureau voor voedselveiligheid, milieu en beroepsmatige gezondheidszorg & veiligheid (ANSES) geaccrediteerd dierlijke faciliteiten in Maisons-Alfort, Frankrijk. Dieren werden tweemaal dagelijks gecontroleerd door twee ervaren technici voor abnormale huidreacties, gezondheidsproblemen of complicaties. De laboratoriumruimte werd beveiligd door het interieur van de deuropening met dubbelzijdige tape om te voorkomen dat per ongeluk ontsnappen van teken. De methode werkt het beste als twee mensen als een team werken, maar het is mogelijk om enkele eigenhandig door een ervaren persoon. Hoewel de meeste konijnen volgzaam en kalm zijn, kunnen tekenen van stress optreden tijdens de manipulatie. Om ervoor te zorgen dat een konijn zich niet door worstelen verwonden, handmatige terughoudendheid kan worden bewerkstelligd door voorzichtig van het nekvel van de nek in de ene hand terwijl de andere hand het ondersteunt achterhand. De zes maand oud, Rambouillet vrouwelijke schapen werd gehouden in het Paleis voor biomedisch onderzoek (CRBM) voorzieningen op de nationale veterinaire School van Alfort (ENVA), water en voedsel meegeleverde ad libitum werden, waarbij het werd gecontroleerd tweemaal daags.
Opmerking: Ons laboratorium heeft gekregen toestemming voor het gebruik van de schapen en konijnen Tick voeden door de ethische commissie voor dier experimenten komt Anses/ENVA/UPEC, toestaan nummers 01741.01 en 11/10/16-5B, respectievelijk. Aangezien wij alleen pathogenen vrije teken in onze experimenten gebruikt, werden alle de konijnen gebruikt in deze studie aangeboden voor goedkeuring via de White Rabbit Association, Parijs, Frankrijk.
1. bereiding van de Capsules
<ol><li>Knip de gewenste grootte van de capsule van het EVA-schuim blad(Figuur 1). Eerste ronde van de buitenste hoeken (Figuur 1B) van de capsule om te minimaliseren van toevallige detachement wanneer het lijmen op de huid van een konijn. Opmerking: De dikte van het frame van de capsule moet rond 8 mm. gebruik een vel van 5 mm dik schuim voor de larven, nimfen en kleine teek volwassen soorten zoals Ixodes. Een 1 cm dikte schuimfolie is geschikt voor groot formaat volwassen teken zoals Amblyomma sp., Hyalomma sp., etc. die de grootte van de capsule varieert op basis van de experimentele behoeften. Bijvoorbeeld, voor 20 Ixodes volwassen paren, 200 nimfen of larven van de 1.000 gebruiken we een innerlijke capsule grootte van 5 x 5 cm,2, 6 x 7 cm2 of 7 x 9 cm2, respectievelijk.</li>
	<li>Knip de 8 mm brede stroken van zelfklevende haak tape (Zie Tabel van materialen) en plak ze aan het bereid EVA schuim frame (Figuur 1C).</li>
	<li>Knip de dezelfde grootte strips van zelfklevende lus tape (Zie Tabel van materialen) en binden aan de zijkanten van de haak aan de EVA-schuim frame (Figuur 1D) gekoppeld.</li>
	<li>De juiste grootte voor de strik fijne mug (maaswijdte van minder dan 50 µm) op de maat van het EVA-schuim frame gesneden en vasthouden aan de zelfklevende lus (figuur 1E en 1F). Snijd de overhangen indien nodig. Opmerking: Dit soort capsule kan worden gebruikt om te voeden nimfen en volwassenen van harde teek soorten, terwijl een ander afdichting systeem van de capsules is nodig voor het larvale voederen (aanvullende figuur 1) om te voorkomen dat per ongeluk ontsnappen van de larven via de eigendom haak-en-loop kant.</li>
</ol>2. voorbereiding van het konijn voordat de teek besmetting
<ol><li>Het scheren van het gebied van de konijn achterkant en zijkanten met clippers(Figuur 2)worden gebruikt.</li>
	<li>Niet-irriterend latex lijm van toepassing op het gehele oppervlak van de bereid capsule en wacht 1 min (Figuur 2B).</li>
	<li>Lijm de capsule door te drukken op de huid (vooral bij de hoeken) met de vingers voor ongeveer 3 minuten (figuur 2C en 2D). Opmerking: Wanneer meer dan één capsule lijmen, zorg ervoor om te houden van ten minste 5 mm ruimte tussen hen (figuur 2E en 2F). We meestal vermijden de regio van de wervelkolom, maar het kan worden gebruikt indien nodig.</li>
	<li>Iets til de capsules als u wilt visueel controleren hun gehechtheid aan de huid. Als niet-ingeschrevenen regio's worden aangetroffen, gelden de lijm met behulp van een spatel en druk op voor een andere 3 minuten.</li>
	<li>Beschermingstape van toepassing op de achterste poten van het konijn ter voorkoming van beschadiging van de jas (Figuur 2G). Opmerking: Deze stap is optioneel en is vooral om te voorkomen dat jas schade, geen schade aan de capsule van de teek.</li>
	<li>De konijn jas gezet door het plaatsen van de voorpoten door de openingen en aanscherping van de nek, waardoor zeker konijn ademhaling blijft comfortabel. Plaats van de achterste poten door de elastische bijlagen bij deze stap niet en laat de rits open (Figuur 2H).</li>
</ol>3. de teek besmetting
<ol><li>Plaats het teken in een plastic injectiespuit (1 of 5 mL, afhankelijk van het aantal personen) met de naald-end knippen en aangesloten met katoen (Figuur 1G). Als een kleine hoeveelheid van de teken besmet zijn, gebruik pincet. Opmerking: Voor teek kolonie onderhoud toestaan de overvuld teek female(s) om eieren te leggen met de latere broedeieren binnen de spuit (5 of 10 mL) vallen door de mazen van de mug verpakt door een rubberen band12 te vermijden moeizame manipulatie van de larven op het moment ze zijn toegepast op de host (Figuur 1H). Ook volledig overvuld larven mogen molt in de spuit (aanvullende figuur 1I; 5 of 10 mL) voor directe besmetting van het konijn met nimfen.</li>
	<li>Plaats de injectiespuit diep in de capsule via de open hoek en enten van het teken door de plunjer van de injectiespuit te duwen. Langzaam draai de plunjer naar de huid van het konijn als u wilt verwijderen van de resterende teken gekoppeld aan de zuiger en tegelijkertijd het uitlichten van de capsule (Figuur 2ik). Opmerking: Als sommige van de individuen uit de capsule kruipen, terugsturen met pincet.</li>
	<li>Sluit de capsule door het refastening van de haak en lus tape.</li>
	<li>Plaats de achterpoten van het konijn in de elastische bijlagen van de jas en zip gesloten achterkant. Opmerking: Zorg dat er een wijsvinger tussen de nek van de jas en het konijn passen kunnen om comfort te verzekeren, en ook om te voorkomen dat het kauwen op de jas.</li>
	<li>Het konijn terugkomen in de kooi (Figuur 2J). Opmerking: De tijd tussen de besmetting collectie van vol teken verschillen tussen verschillende teek soorten en de ontwikkelingsstadia. Bijvoorbeeld voor Ixodes scapularis en Ixodes ricinuszijn de totale duur van de voeding voor volwassenen, nimfen en larven 6-9, 3 – 4: 2-3 dagen, respectievelijk en. Een lijst met referenties voor 29 verschillende harde teek levenscycli onder laboratoriumomstandigheden kan worden gevonden in Levin en Shumacher (2016)9.</li>
</ol>4. verzameling en controle van teken
<ol><li>Neem het konijn van de kooi naar de Bank en pak de jas.</li>
	<li>Zachtjes beperken het konijn met je handen. Open de capsule door het unfastening van de haak en lus tape (Figuur 2 K en 2 L) en de teken verzamelen door borstelen de overvuld larven (aanvullende figuur 1) of de nimfen aan een kunststof schotel of het gebruik van pincet voor volwassenen (Figuur 2L ). Als gedeeltelijk gevoed (niet vol) teken zijn vereist, een tick twister of pincet gebruiken om ze los te maken. Opmerking: Als de teek kolonies Zie de opmerking in stap 3.1. Handhaven de overvuld teken in passende vochtig en temperatuursomstandigheden volgens de bijzondere teek soorten.</li>
	<li>Indien nodig, refasten de haak en lus tape om te sluiten van de capsule.</li>
</ol>5. herstel van het konijn
<ol><li>Volledig verwijderen van de mug Maas uit de capsule en laat het jasje op het konijn (Figuur 2M).</li>
	<li>3-4 weken wachten en probeert te verwijderen van de capsule door zachtjes het trimmen van een van de hoeken (Figuur 2N). Herhaal deze stap als de capsule nog stevig is aangesloten, een week later.</li>
	<li>Verwijder de jas en laat die het konijn in de kooi herstellen. Opmerking: Als de capsule uitgeschakeld is, controleert u de huid van het konijn voor abnormale reacties. Hoewel normaliter geen behandeling nodig is, kan een verzachtend lotion worden gebruikt in geval van irritatie.</li>
	<li>Als het protocol en de experimenten toestaat, kan het herstelde konijn (Figuur 2O) worden hergebruikt of aangeboden voor goedkeuring. Opmerking: Konijnen is aangetoond dat het verwerven van de teek weerstand eenmaal blootgesteld aan herhaalde teek parasitaire13; reinfestations worden daarom niet aanbevolen tenzij het experiment vereist.</li>
</ol>

<ol><li>Sonenshine, D. E., Roe, M. Ticks, People and Animals. <a target="_blank" href="https://www.amazon.com/Biology-Ticks-1-Daniel-Sonenshine/dp/019974405X">Biology of Ticks, Vol I</a>. , Oxford University Press. (2014).</li>
<li>Kröber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Parasitology%22%5BJournal%5D)">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).</li>
<li>Bonnet, S., Jouglin, M., Malandrin, L., Becker, C., Agoulon, A., L'hostis, M., Chauvin, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transstadial+and+transovarial+persistence+of+Babesia+divergens+DNA+in+Ixodes+ricinus.ticks+fed+on+infected+blood+in+a+new+skin-feeding+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitology%22%5BJournal%5D)">Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus.ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique.</a> Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).</li>
<li>Bonnet, S., Liu, X. <a target="_blank" href="https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-01301271">Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission.</a> Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).</li>
<li>Khols, G. M. Tick rearing methods with special reference to the Rocky Mountain Wood Tick, Dermacentor andersoni Stiles. Culture methods for invertebrate animals. , Dover Pubs. New York. (1937).</li>
<li>Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/250044361_Rabbits_Oryctolagus_cuniculus_as_experimental_hosts_for_Amblyomma_dubitatum_Neumann_Acari_Ixodidae">Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum Neumann (Acari: Ixodidae) [Coelhos (Oryctolagus cuniculus) como hospedeiros experimentais de Amblyomma dubitatum Neumann (Acari: Ixodidae).</a> Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).</li>
<li>Chacon, S. C., Freitas, L. H. T., Barbieri, F. S. Relationship between weight and number of engorged Amblyomma cooperi. Nuttal (sic) and Warburton, 1908 (Acari: Ixodidae) larvae and nymphs and eggs from experimental infestations on domestic rabbits. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 13, 6-12 (2004).</li>
<li>Sonenshine, D. E. Maintenance of ticks in the laboratory. <a target="_blank" href="https://www.amazon.com/Maintenance-Human-Animal-Pathogen-Vectors/dp/1578080495">Maintenance of Human, Animal, and Plant Pathogen Vectors</a>. , Science Publishers Inc. Enfield. (1999).</li>
<li>Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manual+for+maintenance+of+multi-host+ixodid+ticks+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory.</a> Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).</li>
<li>Bouchard, K. R., et al. Maintenance and experimental infestation of ticks in the laboratory setting. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBouchard%2C+KR+%22Biology+of+Disease+Vectors%22">Biology of Disease Vectors</a>. , Elsevier. San Diego. (2005).</li>
<li>Jones, L. D., Davies, C. R., Steele, G. M., Nutall, P. A. <a target="_blank" href="https://eurekamag.com/research/001/714/001714602.php">The rearing and maintenance of ixodid and argasid ticks in the laboratory.</a> Animal Technology. 39, 99-106 (1988).</li>
<li>Slovák, M., Labuda, M., Marley, S. E. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/285818315_Mass_laboratory_rearing_of_Dermacentor_reticulatus_ticks_Acarina_Ixodidae">Mass laboratory rearing of Dermacentor reticulatus ticks (Acarina, Ixodidae).</a> Biologia, Bratislava. 57 (2), 261-266 (2002).</li>
<li>Rechav, Y., Dauth, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+resistance+in+rabbits+to+immature+stages+of+the+Ixodid+tick+Rhipicephalus+appendiculatus%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+and+Veterinary+Entomology%22%5BJournal%5D)">Development of resistance in rabbits to immature stages of the Ixodid tick Rhipicephalus appendiculatus.</a> Medical and Veterinary Entomology. 1, 177-183 (1987).</li>
<li>Zacarias do Amaral, M. A., Azevedo Prata, M. C., Daemon, E., Furlong, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+parameters+of+cattle+ticks+fed+on+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Brazilian+Journal+of+Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Biological parameters of cattle ticks fed on rabbits.</a> Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 21 (1), 22-27 (2012).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

De belangrijkste stap in dit hele protocol is om de capsule stevig aan de geschoren huid lijm. Om deze reden is constante druk gedurende ten minste 3 minuten kritisch, met name op de hoeken. Bij het enten van de teken in de capsule, is het belangrijk om ze te passen diep in de tegenoverliggende hoek van het open om te voorkomen dat de teek ontsnappen tijdens de verzegeling. Bij de planning van de experimenten, zorg ervoor dat alle de capsules onder de jas om schade te voorkomen vallen door kauwen of krassen. Zorg ervoor ...

De harde teken (Ixodidae) zijn bekend als traag voeding geleedpotigen en kunnen worden aangesloten op een host voor meerdere dagen of weken, afhankelijk van de soort en de ontwikkelings fase1. Deze verplichte cDNA geleedpotigen zijn vectoren van een breed scala van ziekteverwekkers, zoals bacteriën, protozoa, en virussen, en dus het presenteren van een significant risico voor mens en dier1. Wanneer teek biologie studeren of evaluatie van de nieuwe controlemethoden, de oprichting van een effectieve teek voersysteem is van cruciaal belang om effectief de experimenten ontwerpen en verwezenlijken van de goal(s) van de studie. Onlangs, verscheidene kunstmatige teek voedersystemen (het vermijden van het gebruik van levende dieren) geweest ontwikkelde2,3,4 , en ze moeten waar mogelijk worden gebruikt. Echter, deze systemen zijn niet geweest kundig voor volledig vervangen teek voeden met levende dieren, en zij zijn niet geschikt substituten voor veel fysiologische voorwaarden voor wetenschappelijke studies. Daarom in sommige gevallen is het gebruik van experimentele dierlijke gastheren cruciaal voor het garanderen van de relevantie van experimentele resultaten.
Laboratorium Nieuw-Zeeland konijnen hebben aangetoond dat de hosts van het meest geschikte en toegankelijk voor verschillende ixodid teek soorten5,6,7,8,9. Twee gemeenschappelijke strategieën van de teek voeden met konijnen zijn vaak gebruikt: a) voeden met konijn oren bedekt met katoenen doek of sokken6,7, en b) voeding in katoen tassen9, nylon flessen10 of neopreen handschoenen Chambers11 gelijmd aan de rug van het konijn. De voeding op de oren van het konijn is niet een elegante systeem, omdat teken (vooral vroege stadia, larven of nimfen) kunnen kruipen en hechten diep in de gehoorgang, dat is ongemakkelijk voor het dier en maakt de monitoring van de teek voeding en/of het herstel van overvuld teken moeilijk. Dit systeem is ook beperkt tot slechts twee groepen van de teek op de oren volledig gedekt door sokken beschermd door Elizabethaanse kragen, vertegenwoordigen een aanzienlijke hinder voor het dier. Andere systemen9,10,11 zijn zeker meer geavanceerde en geschikt voor harde teek kolonie onderhoud. Ze zijn echter beperkt in het aantal experimentele groepen geplaatst bij konijnen, alsmede in de wijzigbare maten/vormen van de voeding kamers. Deze protocollen vereisen bovendien vaak moeizame de benen van de achterste konijn Voorkom krassen en het gebruik van de Elizabethaanse kragen om te voorkomen dat verzorgen.
Hierin stellen wij voor een eenvoudige, niet-moeizame en zeer effectieve methode om te voeden van meerdere groepen van harde teken in gesloten kamers vastgelijmd aan het konijn weer gedekt door een jas, eliminerend de behoefte aan Elizabethaanse kragen of moeizame tijdens het experiment. Ons systeem gebruikt met name elastische capsules gemaakt van een ethyleen vinyl acetaat (EVA) schuimfolie vallende mug mesh en gelijmd op de geschoren konijn terug met latex lijm niet-irriterend snel stollen (3 min). Deze techniek maakt het mogelijk de gehechtheid van meerdere capsules van gewenste grootte of vorm, en enkele weken na het experiment de konijnen zijn volledig hersteld. Het systeem is geschikt vooral voor de stadia van de nimfen en volwassen harde teek, maar met een beetje wijziging kan het worden gebruikt voor larven voeden ook. De EVA schuim gebaseerde methoden voor harde teek voeding kunnen worden aangepast aan andere soorten gewervelde gastheren, bijvoorbeeld schapen (die wordt aangegeven als een van de alternatieven in dit document).

<table><tbody><tr><td>New Zealand Rabbits (2.5-3.5 kg)</td><td>Charles River&nbsp;</td><td>Strain Code 571</td><td></td></tr><tr><td>Rambouillet sheep</td><td>Local provider-tick free farm</td><td>Female 6 months old</td><td></td></tr><tr><td>EVA foam 5 mm thick&nbsp;</td><td>Cosplay Shop</td><td>EVA-PE451kg (950mm x 450mm)</td><td>10 mm PE45 kg schuim van de Cosplay Shop kan worden gebruikt voor de grote volwassen tekensoorten</td></tr><tr><td>Foam Sheet 9" X 12" 6 mm-White</td><td>Amazon</td><td>FOAMSHT6-20</td><td>6 mm-EVA schuim kan worden besteld via Amazon als alternatief voor het schuim van Cosplay Shop</td></tr><tr><td>Full length rabbit jackets&nbsp;</td><td>Harvard Apparatus, Inc.&nbsp;</td><td>620077- medium, 6270078 - large&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Non-toxic latex glue&nbsp;</td><td>Tear mender&nbsp;</td><td>Fabric &amp; Leather Adhesive</td><td></td></tr><tr><td>Tubular cotton orthopedic stockinette</td><td>BSN Medical</td><td>9076 (12-15 cm wide)</td><td></td></tr><tr><td>Mosquito mesh&nbsp;</td><td>Loisirs Creatifs</td><td>Very fine filter nylon mesh fabric</td><td>Om het gaas te maken is elk mozaïek gaas of gordijn materiaal met de gaasgrootte minder dan 50 &mu;m geschikt.</td></tr><tr><td>Leukoplast&nbsp;</td><td>BSN medical S.A.S</td><td>LF 72361-02</td><td></td></tr><tr><td>Adhesive hook-and-loop tape</td><td>AIEX store</td><td>AIEX 39.37 Feet/12m Hook and Loop Self Adhesive Tape Roll, 20 mm width, white colour</td><td>Fullfiled by Amazon</td></tr><tr><td>Fast drying glue &nbsp;</td><td>Fixtout&nbsp;</td><td>Superglue</td><td></td></tr></tbody></table>

een veelzijdig model van harde teek besmetting op laboratorium konijnen

A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits

Het gebruik van levende dieren in de teek onderzoek is cruciaal voor een verscheidenheid van experimentele doeleinden met inbegrip van het onderhoud van harde teek kolonies in het laboratorium. Alle ontwikkelingsstadia (met uitzondering van ei) zijn cDNA in teken, en het verkrijgen van een bloed-maaltijd wanneer gekoppeld aan hun gewervelde gastheren is essentieel voor de succesvolle voltooiing van hun levenscyclus. Wij tonen hier een eenvoudige methode die gemakkelijk openable capsules gebruikt voor het voederen van harde teken op konijnen. De voordelen van de voorgestelde methode omvatten zijn eenvoud, korte duur en vooral veelzijdige aanpassing aan de behoeften van specifieke experimentele eisen. De methode maakt het gebruik van meerdere kamers (van verschillende maten) mogelijk op hetzelfde dier, waardoor de voeding van meerdere stadia of verschillende experimentele groepen terwijl het verminderen van de algehele dierlijke eis. De gebruikte materialen die niet-irriterend en gemakkelijk toegankelijke minimaliseert ongemak voor de dieren, die kan worden gemakkelijk hersteld van een experiment en voor goedkeuring aangeboden of opnieuw gebruikt wanneer de ethische protocol staat toe het.

Hier stellen wij voor de eerste keer een gedetailleerde stap-by stap methode van harde teek voeding in EVA-schuim capsules toegepast op een geschoren konijn rug, gedekt door een jas (Figuur 1 en Figuur 2). Dit protocol is geschikt voor verschillende soorten experimenten wanneer verschillende teek groepen op dezelfde host vereist zijn en kunnen ook worden gebruikt voor het opfokken van de massa van harde teken. De...

We hebben een eenvoudig en veelzijdig systeem harde teken waardplanten laboratorium konijnen ontwikkeld. Ons niet-moeizame protocol gebruikt gemakkelijk toegankelijke materialen en kan worden aangepast afhankelijk van de vereisten van de verschillende experimentele instellingen. De methode kunt comfortabel toezicht en/of bemonstering van teken tijdens de gehele periode van de voeding.

Een veelzijdig Model van harde teek besmetting op laboratorium konijnen

The use of live animals in tick research is crucial for a variety of experimental purposes including the maintenance of hard tick colonies in the ...

Deze methode is geschikt voor het onderhouden van harde kolonies, het bestuderen van tekenbiologie of gastheer-vectorpathogene interacties of het evalueren van verschillende controlemaatregelen van deze medisch belangrijke attributen. De belangrijkste voordelen van deze technieken zijn de eenvoud en korte duur. en vooral het vermogen om te worden gewijzigd, volgens de experimentele behoeften van de studie.Hoewel deze methode kan worden gebruikt voor het voeden van de verschillende levensfasen van harde teken op laboratoriumkonijnen. Het kan ook worden aangepast aan andere gastheersystemen zoals schapen. Begin met het snijden van een op de juiste manier formaat capsule frame van een vel EVA Foam afronding van de buitenste hoeken om per ongeluk loslating tijdens het lijmen te minimaliseren.Snijd vier acht millimeter brede stroken zelfklevende haaktape en bevestig de strips aan de zijkanten van het frame. Snijd dezelfde grootte strips van de zelf-lijm lus tape en bind ze aan de haak tape op het frame. Snijd vervolgens een stuk dennenmugnet groot genoeg om het frame te bedekken en plak het gaas aan de zelfklevende lusstrips, waarbij het overhangende materiaal zo nodig wordt bijgesneden.Wanneer de capsule klaar is, handmatig beperken het konijn en scheren de experimentele gebieden op de rug en zijkanten van het dier. Breng sneldrogende niet-irriterende latexlijm aan op het gehele oppervlak van de voorbereide capsule en druk de capsule na een minuut voorzichtig op de huid. De meest kritieke stap van het protocol is de veldbevestiging van de capsule aan de huid.Daarom is constante druk van de capsule op de konijnenhuid, vooral in de hoeken gedurende ten minste drie minuten vereist. Til de capsule na drie minuten iets op om de bevestiging ervan visueel te bevestigen met behulp van een spatel om lijm aan te brengen op niet-bevestigde onderdelen. Wanneer de capsule is bevestigd, breng beschermende tape aan op de achterste poten om beschadiging van de jas te voorkomen en plaats de voorpoten door de voorste jas openingen aanscherping van de hals van de jas tot een vinger breedte tussen het dier en de jas.Om de tekenplaag te initiëren, voeg je eerst de teken toe aan het zuigereind van een plastic katoenen stekker om te spuiten met een cut-off tip. Til vervolgens het gaas uit de ene hoek van de capsule en plaats de spuit diep in de capsule door de opening. Steek de zuiger helemaal in de spuit om het dier te besmetten met de teken.Draai vervolgens langzaam de zuiger naar de huid om de resterende teken te verwijderen terwijl tegelijkertijd de zuiger uit de capsule trekt. Wanneer alle teken zijn geleverd, refasten de haak en lus tape. Sluit de jas door de achterkant ervan te zippen en steek de achterpoten van het konijn in de elastische behuizingen aan de achterzijde.Breng het konijn dan terug naar zijn kooi. Breng het konijn op het juiste experimentele tijdstip naar de bank en rits de jas uit. Voorzichtig beperken van het konijn, open de capsule en gebruik tangen om de volledig opgeslokte volwassenen en een teek twister te verzamelen om de gedeeltelijk gevoede volwassenen te verzamelen.Opgeslokte larven en nimfen kunnen worden verzameld door ze in het gerecht te borstelen. Sluit de capsule vervolgens opnieuw indien dit experimenteel passend is. Verwijder aan het einde van het experiment het muggengaas volledig uit de capsule zonder de jas te verwijderen.Drie tot vier weken later, voorzichtig trim een van de hoeken om te proberen om de capsule te verwijderen. Zodra de capsule is verwijderd, verwijder de jas en laat het konijn om te herstellen in zijn kooi. Als het protocol en de experimenten het toelaten, kan het teruggewonnen konijn worden hergebruikt of ter adoptie worden aangeboden.Dit protocol is geschikt voor verschillende soorten experimenten, waaronder het grootbrengen van meerdere tekengroepen op dezelfde host. Het EVA Foam capsule systeem is bewezen zeer succesvol te zijn bij het voeden van verschillende ontwikkelingsstadia van verschillende hardeksoorten. Het kan ook worden aangepast voor andere soorten laboratoriumgastheren, zoals schapen.Bovendien vergemakkelijkt deze veelzijdige methode het creëren van een verscheidenheid aan verschillende experimentele instellingen op basis van het aanpasbare aantal, de vorm en de samenstelling van de capsules op de host. De procedure maakt het ook mogelijk een volledig herstel van het konijn gastheren na de experimenten. Dit protocol is niet moeizaam en er is geen intensieve training nodig om vertrouwd te raken met de techniek.Daarnaast is een minimale hoeveelheid materialen, stappen en stress voor de proefdieren vereist.

a-versatile-model-of-hard-tick-infestation-on-laboratory-rabbits

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

Dit artikel beschrijft de verschillende procedures voor het screenen van ratten en muizen te detecteren endo-of ectoparasitism. Verschillende diagnostische assays zal worden aangetoond, zowel die geschikt zijn voor gebruik op levende dieren en die gebruikt worden na euthanasie van het dier. Foto's om te helpen bij de identificatie van de rat en muis parasieten zal worden opgenomen.

Diagnose van Ecto-en endoparasieten bij laboratoriumratten en muizen

This video describes the technique of surgically inducing bacterial infection in the bone marrow of a rabbit by using bone wax to avoid the leakage of bacteria. This rabbit model can be used to study bone infection treatment and bone regeneration.

Generating Rabbit Model of Bone Infection: A Technique of Inducing Chronic Infection by Injecting Bacteria Directly in Bone Marrow

De ziekte van Lyme is de meest gerapporteerde vector overgedragen ziekte in Noord-Amerika. De verwekker, Borrelia burgdorferi is een spirocheet bacterie overgedragen door Ixodes teken. Transmissie en detectie van infectie bij diermodellen wordt geoptimaliseerd door het gebruik van teek voeding, die hier beschreven.

Voederen van Ticks on Animals voor Transmissie en Xenodiagnosis in Lyme Disease Research

Het produceren van gezonde laboratoriumopgevoerde tegels is essentieel voor het bestuderen van bosluisbiologie en kruis-pathogeen-interacties. Hier tonen wij een simpel protocol voor onvolgroeide tikvoeding die kosteneffectief en minder stressvol is voor muizen.

Opfok<em&gt; Ixodes scapularis,</em&gt; De Black-legged Tick: Het voeden van onvolwassen stadia op muizen

In deze studie werd een voedingssysteem ontwikkeld voor nimfen- en larvestadia van harde teek met behulp van een capsule die aan de laboratoriummuis is bevestigd. De voercapsule is gemaakt van flexibele materialen en blijft minstens een week stevig aan de muis vast zitten en maakt een comfortabele monitoring van het voeden van teek mogelijk.

Een capsule-gebaseerd model voor onrijpe Harde Tik Stadia Besmetting op Laboratoriummuizen

Het huidige protocol beschrijft de isolatie van microRNA's uit teken speekselklieren en gezuiverde extracellulaire blaasjes. Dit is een universele procedure die veelgebruikte reagentia en benodigdheden combineert. De methode maakt ook het gebruik van een klein aantal teken mogelijk, wat resulteert in hoogwaardige microRNA's die gemakkelijk kunnen worden gesequenced.

Isolatie van microRNA's van Tick Ex Vivo Speekselklierculturen en Extracellulaire Blaasjes

Hier wordt een methode gepresenteerd om teken in vitro te voeden via een kunstmatig membraansysteem om gedeeltelijke of volledige stuwing van een verscheidenheid aan tekenlevensfasen mogelijk te maken.

Teken kunstmatige membraanvoeding voor Ixodes scapularis

Dit artikel presenteert de methodologie voor het blootstellen van mensen aan larvale Ixodes scapularis voor klinisch onderzoek. De techniek is relatief eenvoudig, acceptabel voor de onderzoeksvrijwilligers en kan worden aangepast aan de experimentele behoeften. Dergelijk onderzoek met menselijke proefpersonen moet worden uitgevoerd volgens protocollen voor klinisch onderzoek die zijn goedgekeurd door de bevoegde regelgevende instanties.

Een model voor experimentele blootstelling van mensen aan larvale Ixodes scapularis-teken

Trainingsprotocollen met positieve bekrachtiging voor routinematige houderijprocedures bij konijnen werden ontwikkeld en bleken succesvol te zijn, aangezien de konijnen op betrouwbare wijze het getrainde gedrag vertoonden tijdens het wekelijkse algemene onderzoek. Het oppakken van de konijnen met de transportbox was minder aversief dan de conventionele hanteringstechniek.

Laboratoriumkonijnen trainen om routinematige houderijprocedures te verfijnen

Glaucoom is een van de belangrijkste oorzaken van blindheid in de wereld. Verhoogde intraoculaire druk is een belangrijke risicofactor. Laser fotocoagulatie veroorzaakte oculaire hypertensie is een van de gevestigde diermodellen. Deze video laat zien hoe oculaire hypertensie te induceren door Argon laser fotocoagulatie in de rat.

Laser-Induced Chronische oculaire hypertensie Model op SD-Rats

Leer een veelzijdige methode voor het voeden van harde teken op laboratoriumkonijnen met behulp van een EVA Foam capsulesysteem. Dit protocol ondersteunt onderzoek naar tekenbiologie en gastheer-vector interacties.

Een veelzijdig Model van harde teek besmetting op laboratorium konijnen

Meer video's verkennen