28 juli 2018
Het doel van dit artikel is het presenteren van een methode waarmee een 3-dimensionale reconstructie van de cerebrovasculaire boom in muizen nadat micro berekende tomografie en bepaling van de hoeveelheden van hele schip segmenten die kunnen worden gebruikt voor het kwantificeren van cerebrale vasospasm in lymfkliertest modellen van subarachnoïdale bloeding.
Het algemene doel van deze procedure is om cerebrale vasale spasmen bij muizen te kwantificeren na inductie van subarachnoïdale bloeding. Dit wordt bereikt door het dier te onderwerpen aan transcardiale perfusie en endovasculair casting, met behulp van een radiopaque castingmiddel. De volgende stap is om dwarsdoorsnedebeeldgegevens te verkrijgen, door de hersenen te onderwerpen aan microcomputertomografie.
Vervolgens worden beeld- en gegevens verwerkt. Miro-software wordt gebruikt om de intracraniële vaatboom virtueel te reconstrueren en om volumes van gedefinieerde vaatsegmenten te berekenen, die een objectieve maatstaf vormen om vaatspasmen te kwantificeren. Subarachnoïdale bloeding wordt bij muizen geïnduceerd door endovasculaire filamenperforatie onder anesthesie met Isoflurane.
De linker externe halsslagader wordt chirurgisch voorbereid. Vervolgens wordt een filament in de externe halsslagader ingebracht en intracraniaal gevorderd via de interne halsslagader, die wordt geperforeerd bij de carotidstroom, waardoor de subarachnoïdale bloeding wordt geïnduceerd. Een stijging van de intracraniële druk wordt gezien als een indicator van succesvolle endovasculaire perforatie.
Om vasale spasmen te analyseren, induceert u anesthesie. Ga pas verder nadat er een voldoende anesthesieniveau is bereikt, wat wordt bevestigd door de afwezigheid van reacties op pijnstimuli. Voer een transcardiale perfusie uit met behulp van de volgende oplossingen.
Een fysiologische zout oplossing die de fysiologische concentraties natrium, kalium, calcium en magnesium bevat bij een pH van zeven punt vier. En daarna, een 4% PFA-oplossing. Start de infusie met oplossing nummer één gedurende twee minuten en ga verder met oplossing nummer twee gedurende vier minuten.
Infundeer de oplossingen op een temperatuur van 37 graden Celsius en gebruik een drukgestuurde pomp met een variabele perfusiesnelheid om met een constante druk van 70 millimeter kwik te perfunderen. Vermijd drukverlies bij het schakelen van oplossing één naar oplossing twee. Na perfusie met beide oplossingen, zet de perfusie gedurende 20 minuten voort bij kamertemperatuur met een radiopaque castingmiddel met een constante snelheid van twee milliliter per minuut.
Houd het monster gedurende de nacht op vier graden Celsius voor het uitharden van het radiopaque castingmateriaal. Verwijder de hersenen en bewaar het monster op vier graden Celsius in een 4% PFA-oplossing tot micro-setisiny. Plaats de hersenen in het midden van een plastic buis met een stomp anatomisch forceps.
Kies een buis met een iets grotere diameter dan het monster, om ervoor te zorgen dat het object zich tijdens de beeldvorming niet verplaatst. Gebruik gaas om de buis te sluiten. Bevestig de plastic buis via de micro stepping motor van het computergestuurde controlepositioneringssysteem in de röntgencabine, waarin het object rond zijn horizontale as wordt geroteerd.
Lign het monster in het gezichtsveld onder röntgenradiografie. Om de maximale vergroting te bereiken, plaats het object zo dicht mogelijk bij de röntgenbron en maximaliseer de afstand tot de detector zoveel mogelijk. Gebruik een step and shoot beeldvormingsprotocol met de volgende scanparameters.
Stel de belichtingstijd in op één seconde voor elke projectie en gebruik een buisspanning van 80 kilovolt om de signaal-ruisverhouding te optimaliseren. Stel het aantal projecties in op 1.000 voor één rotatie. Voor reconstructie van ruwe gegevens, gebruik het gefilterde terugprojectiealgoritme, wat de Shepp-Logan filter impliceert met een matrix van 1.024 kubieke voxels.
Importeer DICOM-gegevens in een Miro-software met behulp van de functie importeren. Visualiseer het vaatbed met de functie vol-run. Kies de visualisatiedrempel zodat de grote cerebrale slagaders in scherpe contouren worden weergegeven.
Het is belangrijk om dezelfde visualisatiedrempel te gebruiken voor alle datasets die tot de experimentele serie behoren. Ontleed virtueel de basale cerebrale slagaders van de Cirkel van Willis, met een functievolume toegevoegd door de vaten met de cur-zon te omringen. Ontleed vervolgens het te analyseren vaatsegment virtueel.
Draai daarom het driedimensionale model van het vaatbed om alle kleine takken nauwkeurig te scheiden van de hoofdslagader. Het is essentieel voor de verdere analyse om alle vaten te verwijderen, behalve het te analyseren vaatsegment. Pas de functie auto-skelet toe met een drempel ingesteld op de visualisatiedrempel, die een centrale lijn genereert, gebaseerd op een ruimtelijk grafiek.
Pas vervolgens de functie ruimtelijk grafiek toe op lijnenset, om een lijnenset te creëren. Verdeel de lijnenset in zijn enkele subsegmenten door de enkele subsegmenten handmatig te kiezen met de cursor en op splitsen te klikken. Deze stap is cruciaal om de volumes van de enkele subsegmenten te berekenen.
Gebruik de functie lijnenset naar ruimtelijk grafiek om opnieuw een ruimtelijk grafiek te creëren. Gebruik de functie ruimtelijk grafiek statistieken om lengte, volume en diameter van elk subsegment te bepalen. Gebruik voor kleurcodering, die het verloop van de vaatdiameter weergeeft, de functies ruimtelijk grafiek weergave.
Stel de segmentkleuring in op dikte, wat correleert met de vaatdiameter. Het is belangrijk om dezelfde kleurenkaart te kiezen voor alle datasets die tot de experimentele serie behoren. Tel de lengtes van de subsegmenten om te bepalen welke subsegmenten in de verdere analyse moeten worden opgenomen.
In de huidige studie hebben we een vaatsegment geëvalueerd dat bestaat uit één millimeter van de interne halsslagader, proximaal van de carotidstroom, en twee punt vijf millimeter van de cerebrale slagader distaal van de carotidstroom. Tel vervolgens de volumes om het vaatvolume van het gedefinieerde vaatsegment te bepalen. Om de nauwkeurigheid van de virtuele reconstructie van het vaatbed te beoordelen, hebben we de diametergebaseerde vergelijking uitgevoerd tussen vaatdiameters bepaald onder microscoop en uit de 3D virtuele reconstructies op twee anatomisch gedefinieerde punten in tien hersenmonsters.
Voor microscopische bepaling van vaatdiameters werd een hoge resolutie camera, software kalibratietool, micrometer schalen gebruikt, er waren geen significante verschillen tussen de diameters bepaald onder microsco
Deze studie presenteert een methode voor 3D-reconstructie van de cerebrovasculaire boom bij muizen met behulp van micro-computertomografie om cerebrale vasospasmen na een subarachnoïdale bloeding te kwantificeren. De techniek combineert transcardiale perfusie, endovasculaire casting en geavanceerde beeldbewerking om vaatvolumes te meten.
Het kwantificeren van cerebrale vasospasmen in preklinische modellen blijft een kritieke uitdaging bij de ontwikkeling van geneesmiddelen tegen beroertes, waarbij objectieve vasculaire metrieken nodig zijn om mechanistische hypothesen te valideren en go/no-go-beslissingen te ondersteunen. Deze volumetrische methode biedt een reproduceerbare, op beeldvorming gebaseerde uitlezing die het voorspellend vertrouwen bij doelwitvalidatie verhoogt door verder te gaan dan diametermetingen op één punt naar een geïntegreerde analyse van vaatsegmenten. De toepassing ervan in muizische SAH-modellen maakt een gestandaardiseerde beoordeling van vasculaire pathologie mogelijk, wat de translationele continuïteit ondersteunt van de ontdekkingsfase tot de preklinische evaluatie.
De methode past binnen het continuüm van discovery tot preklinisch onderzoek en ondersteunt hypothesetoetsing in de vroege ontdekkingsfase, assay-gereedheid bij screening en validatie van vasculaire fenotypes in translationeel onderzoek.