Name: Elektrofysiologische opname van de activiteit van het centrale zenuwstelsel van derde-Instar Drosophila Melanogaster (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-21T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 45 s
Description: Leer elektrofysiologische opname van het centrale zenuwstelsel in derde-instar Drosophila melanogaster larven. Deze methode ondersteunt onderzoek naar neurale excitabiliteit en insecticideontwikkeling.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

We zouden graag bedanken Ms. Rui Chen voor de dissectie en de beelden van de Drosophila CNS weergegeven in de cijfers.

1. apparatuur en materiaal
<ol><li>De vereiste onderdelen (vermeld in de Tabel van materialen) voor te bereiden voor de elektrofysiologie rig zuig elektrode opnames van de Drosophila CNS uitvoeren. Nota: Voorafgaand aan experimenten is het noodzakelijk voor de bouw van de kamers voor de dissectie van de Drosophila CNS en moet worden gebruikt voor baden de ganglia in een zoutoplossing tijdens opnames. Hieronder vindt u een stapsgewijze schets van kamer constructie.</li>
	<li>De larvale kamer voor te bereiden.<ol>
<li>Smelt de zwarte was met behulp van een warmhoudplaat.</li>
		<li>Giet 2 mL gesmolten wax in een kamer die een maximaal volume van 2-2,5 mL heeft.</li>
		<li>Laat het afkoelen van de wax en harden voor ongeveer 2 h.</li>
		<li>Gebruik een scheermesje te snijden een gat in de geharde wax die een volume van 500 µL, die heeft een oppervlakte van ongeveer 0,5 cm2 en een diepte van ongeveer 0,25 cm zal houden.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. apparatuur en softwareconfiguratie
Opmerking: De installatie van de extracellulaire opname is kort hieronder beschreven.
<ol><li>Uitrusting voorbereiden op dissectie en opname.<ol>
<li>Plaats het weefsel voorbereiding, Microscoop, zuig elektrode, micromanipulators, licht bron binnen de kooi van Faraday beperking van het lawaai te elimineren vreemde elektrische velden (Figuur 2).</li>
		<li>Verbinding maken met (bij voorkeur soldeer) grond en positieve draden op afgeschermd alligator clips die zal worden aangesloten op de houder van de bad- en micro-elektrode, respectievelijk. Opmerking: Gesoldeerd en blootgestelde draden kunnen worden gedekt met aluminiumfolie om lawaai te verminderen.</li>
		<li>Verbinding maken met de grond en positieve draden aan de ingang 1 van de AC/DC differentiële versterker.
</li>
		<li>Het data-acquisitiesysteem verbinden met de AC/DC differentiële versterker door een bajonet Neill-Concelman (BNC) kabel van ingang 1 van het data-acquisitiesysteem op het kanaal 1 uitgang van de versterker aansluiten. Opmerking: Het wordt aanbevolen te nemen een 50/60 Hz lawaai eliminator tussen de data acquisitie software en de versterker. Het gebruik van een BNC T-connector is vereist.</li>
		<li>Indien gewenst, omvatten een audio monitor in de opstelling door het aansluiten van ingang 1 van de monitor audio ingang 1 van de data-acquisitie software.</li>
		<li>Vul de 10 mL spuit met zoutoplossing en sluit deze aan op de poort van de druk van de elektrode-houder. Opmerking: Zorg ervoor dat er geen luchtbellen tussen de spuit, de Ag/AgCl pellet en de opening van de elektrode bestaan.</li>
	</ol>
</li>
	<li>De software voor te bereiden voor dissectie en opname. Opmerking: Het overzicht van methoden voor de installatie van de software is gebaseerd op overname/analyse software die wordt vermeld in de Tabel van materialen die zal de rauwe elektrooutput digitaliseren en zetten de gegevens spike frequentie. Echter, andere software kan worden gebruikt en veelvoudige omzettingen van de opname kunnen worden gebruikt.<ol>
<li>De acquisitie/analyse software niet openen.</li>
		<li>Klik op "setup" uit de hoofdwerkbalk en selecteer "montages van het kanaal," waardoor een dialoogvenster wordt geopend.</li>
		<li>Het aantal totale kanalen beperken tot drie.</li>
		<li>Voor kanaal 1, selecteert u een bereik van 100 mV.</li>
		<li>Channel 2, klikt u op op het tabblad "berekening" dat wordt geopend een drop-down menu. Selecteer "cyclische metingen," die een tweede dialoogvenster wordt geopend.</li>
		<li>Selecteert u kanaal 1 als de bron. Selecteer vervolgens op de drop-down menu meting, eenheid spike op evenementen. Ten slotte, in het detectie gebied instellingen uit het drop down menu select eenvoudige drempel.</li>
		<li>Als u wilt converteren de elektrische activiteit in een complot van de snelheid uitgedrukt in hertz, de 3rd -kanaal moet worden ingesteld in de rekenkundige modus: Typ op het inputvenster, in "1000*smoothsec(ch2,2)". Selecteer vervolgens als de eenheden drop down menu hertz. Opmerking: Succesvolle opnames kunnen worden uitgevoerd met meerdere verschillende opname-instellingen, maar "Eenheid spike bij evenementen en eenvoudige drempel" is waarschijnlijk de makkelijkste, omdat het zorgt voor aanpassing van de drempel meer dan de achtergrond activiteit voor elk individu opname. Opnamen onder de instelling van "Aangepaste-Source Input" verhogen reproduceerbaarheid van de gegevens uitgaande van dat de achtergrond activiteit is niet verschillend tussen de opnamen.</li>
		<li>Sluit de dialoogvensters om terug te keren naar het hoofdscherm. De y-as moet worden uitgedrukt in Hz en de x-as in de tijd.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. ontleden en bereiden de larvale Drosophila CNS
Opmerking: Methoden voor het larvale CNS dissectie worden duidelijk geïllustreerd in Hafer en Schedl27, maar deze eerder gepubliceerde methoden beperken de lengte van de aflopende neuronen die belangrijk zijn voor het meten van de frequentie van de piek. Hier is een aanvullende methode geschetst om accijnzen het larvale CNS die lang intact aflopende neuronen onderhoudt.
<ol><li>De voorbereiding van het zoute.<ol>
<li>Voorbereiden van de dissectie en opname saline de volgende mM28: 157 NaCl, 3 KCl, 2 CaCl2, 4 2-[4-(2-hydroxyethyl)piperazin-1-yl]ethanesulfonic zuur (HEPES); Titreer pH ten slotte op 7.25.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ontleden de larvale Drosophila CNS.<ol>
<li>Identificeren en extraheren van een dolende derde-instar Drosophila melanogaster uit de flacon van de cultuur en de plaats in 200 µL zoutoplossing (figuur 3A).</li>
		<li>Pak de mond haken met een paar fijne pincet en begrijpen van de buik van de maggot met een tweede paar pincet (figuur 3B). Opmerking: Niet van toepassing te veel druk op de buik als dit kan leiden tot scheuren van de dunne cuticular laag van de maggot.</li>
		<li>Trek voorzichtig de mond haken en de buik in verschillende richtingen te scheiden van het caudal einde van de maggot uit de hoofd regio en bloot de ingewanden van de maggot (Figuur 3 c). Opmerking: De CNS zal worden verweven met de luchtpijp en het maagdarmkanaal. De CNS uit de buurt van een weefsel om te voorkomen dat snijden de aflopende perifere zenuwen niet worden gesneden.</li>
		<li>Plagen van de CNS uit het spijsverteringskanaal en de luchtpijp met pincet (figuur 3D).</li>
		<li>Indien nodig, verstoren de bloed-hersenbarrière door handmatig de CNS posterieure aan de cerebrale cortex transecting met een Vannas voorjaar schaar. Opmerking: Dit moet gebeuren op basis van de physiochemical eigenschappen van de chemische stof wordt gebruikt. De rode lijn in figuur 4A is het voorgestelde transect punt en de transected CNS met intact aflopende perifere zenuw trunks weergegeven in figuur 4B. De transected CNS is klaar voor experimenten na voltooiing van stap 3.2.5.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. extracellulaire opname van Drosophila CNS.
<ol><li>De CNS voorbereiden op opname.<ol>
<li>Trek een pipet glaselektrode van borosilicaatglas haarvaten een weerstand van 5-15 mΩ.</li>
		<li>De transected CNS invoegen in de wax kamer die 200 µL zoutoplossing bevat. Klem een ongecoate insect pins met de alligator clip vastgesoldeerd aan de draad van de grond en plaats de pin in de zoutoplossing om te voltooien van het circuit.</li>
		<li>Met behulp van de micromanipulators, oriënteren de elektrode naar de caudal einde van de transected CNS. Opname van achtergrondgeluiden elimineren door de drempel in de acquisitie/analysesoftware voordat u contact opneemt met de perifere zenuw stammen aan te passen.</li>
		<li>Teken een handige perifere zenuwen in de zuig elektrode door lichte onderdruk toe te passen op de spuit. Opmerking: De basislijn afvuren frequentie is gecorreleerd aan het aantal neuronen getrokken in de elektrode waar meer neuronen dikwijls leiden tot verhoogde resistentie van de elektrode.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Beginnen met extracellulaire opnemen van CNS aflopende activiteit van de zenuw.<ol>
<li>Start de opname op de data-acquisitie software en controleren van de basislijn afvuren frequentie. Het vuren tarief tot equilibreer gedurende 5 min vóór het verzamelen van basislijn vuren tarief gegevens toestaan.</li>
		<li>Gooi de voorbereiding en de opname als het patroon van afvuren van controle behandeling niet een barst patroon vergelijkbaar met dat weergegeven in figuur 5A is. Let op: Gewijzigde patroon van vuren suggereert abnormale of instabiel activiteit van het centrale patroon generator, die neurale functie kan veranderen.</li>
		<li>Voeg na 5 min, 200 µL van zoutoplossing + voertuig om het totale volume van de ruimte aan 400 µL Opnameregeling afvuren tarieven beginnen.</li>
		<li>Nadat de basislijn is gevestigd (3-5 min), trekt 200 µL van zout en voeg 200 µL van de experimentele agent ontbindend in een zoutoplossing. Opmerking: Dimethylsulfoxide (DMSO) is de aanbevolen oplosmiddel voor lipofiele verbindingen en mag niet hoger zijn dan 0,1% v/v.</li>
		<li>Drug concentraties op (lage tot hoge concentraties) seriële wijze toepassen en opnemen van elke concentratie voor een geselecteerde periode (bepaald door de onderzoeker die op basis van de chemische eigenschappen van de drug-29). Label dit tijdstip van de toepassing van de drug in de acquisitie/analysesoftware door een commentaar waarin de drug en de uiteindelijke concentratie. Opmerking: Afvuren van activiteit van het centraal zenuwstelsel zal dalen met ongeveer 10-20% na 30-50 min na de dissectie en daarom passende onbehandelde controles moeten worden uitgevoerd, en drug behandelingen mag niet hoger zijn dan deze periode.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Het analyseren van de gegevens. Opmerking: Meerdere analyses kunnen worden uitgevoerd op de verzamelde gegevens, zoals veranderingen in actiepotentiaal uitbarstingen29, spike golfvorm amplitude en tijdsverloop, en het bepalen van de gemiddelde spike frequenties na drug behandeling26,30 , 31 , 32. de meest voorkomende is het bepalen van de invloed die een drug heeft op de gemiddelde spike frequenties in een bepaalde periode van tijd, die hieronder beschreven is.<ol>
<li>Gemiddelde spike frequenties tabelleren door het selecteren van de hele regio van belang (dat wil zeggen, de drugsbehandeling periode) en het bepalen van de gemiddelde spike frequenties automatisch via de "Datapad", gelegen op de belangrijkste toolbar van de acquisitie/analyse software.</li>
		<li>Bepaal de frequentie van de gemiddelde spike van de CNS na medicamenteuze behandeling op de gemiddelde spike frequentie van de controle van het voertuig (basislijn). Bereken het percentage verandering van vuren tarief na medicamenteuze behandeling door de formule: (behandeld frequentie/basislijn Frequency) × 100.</li>
		<li>Gebruik het gemiddelde spike frequenties of procent afvuren van controle voor elke concentratie voor de bouw van een concentratie-responscurve met standaard grafische software.</li>
		<li>Statistische analyses uit te voeren (bijvoorbeeld ongepaarde t-test) om te bepalen van betekenis tussen de tijdstippen, concentraties of drug behandelingen. Opmerking: Er zijn twee primaire methoden voor het genereren en analyseren van de concentratieresponskrommen. De eerste methode is één concentratie per individuele voorbereiding. Hier, is het tarief van de piek van de interne concentratie genormaliseerd naar basislijn piek tarief voor elk preparaat. De voordelen zijn verminderd run naar beneden van het preparaat worden verkort opnametijd, terwijl de valkuilen worden verhoogd dissectie tijd omdat deze methode bestaat uit 5-7 individuele CNS preparaten per concentratie, en grotere foutbalken op de gemiddelde gegevens instellen. De tweede methode is meerdere concentraties per individuele voorbereiding. Hier, de piek tarief voor elk van de 3-5-concentraties zijn genormaliseerd naar hetzelfde basislijn piek tarief. De voordelen zijn sneller dissectie en minder variabiliteit tussen gerepliceerd voor drug concentraties, terwijl de valkuilen de eis van een snelwerkende drug en onbekend effect van vorige behandelingen van de concentratie van de drug op latere chemische behandelingen zijn.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Sparks, T. C., Nauen, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IRAC%3A+Mode+of+action+classification+and+insecticide+resistance+management%5BTitle%5D)+AND+%22Pesticide+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">IRAC: Mode of action classification and insecticide resistance management.</a> Pesticide Biochemistry and Physiology. 121, 122-128 (2015).</li>
<li>Swale, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+insecticide+resistance-breaking+mosquitocide+targeting+inward+rectifier+potassium+channels+in+vectors+of+Zika+virus+and+malaria%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">An insecticide resistance-breaking mosquitocide targeting inward rectifier potassium channels in vectors of Zika virus and malaria.</a> Scientific Reports. 6, 36954(2016).</li>
<li>Troczka, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stable+expression+and+functional+characterisation+of+the+diamondback+moth+ryanodine+receptor+G4946E+variant+conferring+resistance+to+diamide+insecticides%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Stable expression and functional characterisation of the diamondback moth ryanodine receptor G4946E variant conferring resistance to diamide insecticides.</a> Scientific Reports. 5, 14680(2015).</li>
<li>Bloomquist, J. R., et al. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/bk-2014-1172.ch006">Voltage-sensitive potassium KV2 channels as new targets for insecticides.</a> Biopesticides: State of the Art and Future Opportunities. 1172, Washington, DC. 71-81 (2014).</li>
<li>Jenson, L. J., Bloomquist, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+serum+and+ion+channel+block+on+growth+and+hormonally-induced+differentiation+of+Spodoptera+frugiperda+%28Sf21%29+insect+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Insect+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Role of serum and ion channel block on growth and hormonally-induced differentiation of Spodoptera frugiperda (Sf21) insect cells.</a> Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 90 (3), 131-139 (2015).</li>
<li>Jenson, L. J., Sun, B., Bloomquist, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Voltage-sensitive+potassium+channels+expressed+after+20-Hydroxyecdysone+treatment+of+a+mosquito+cell+line%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochemistry+and+Molecular+Biolology%22%5BJournal%5D)">Voltage-sensitive potassium channels expressed after 20-Hydroxyecdysone treatment of a mosquito cell line.</a> Insect Biochemistry and Molecular Biolology. 87, 75-80 (2017).</li>
<li>Chintapalli, V. R., Wang, J., Dow, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+FlyAtlas+to+identify+better+Drosophila+melanogaster+models+of+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Genetics%22%5BJournal%5D)">Using FlyAtlas to identify better Drosophila melanogaster models of human disease.</a> Nature Genetics. 39 (6), 715-720 (2007).</li>
<li>Duffy, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GAL4+system+in+Drosophila%3A+a+fly+geneticist%27s+Swiss+army+knife%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist's Swiss army knife.</a> Genesis. 34 (1-2), 1-15 (2002).</li>
<li>St Johnston, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+art+and+design+of+genetic+screens%3A+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Genetics%22%5BJournal%5D)">The art and design of genetic screens: Drosophila melanogaster.</a> Nature Reviews Genetics. 3 (3), 176-188 (2002).</li>
<li>Luan, Z., Li, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inwardly+rectifying+potassium+channels+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Sheng+Li+Xue+Bao%22%5BJournal%5D)">Inwardly rectifying potassium channels in Drosophila.</a> Sheng Li Xue Bao. 64 (5), 515-519 (2012).</li>
<li>Muenzing, S. E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Larvalign%3A+Aligning+gene+expression+patterns+from+the+larval+brain+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroinformatics%22%5BJournal%5D)">Larvalign: Aligning gene expression patterns from the larval brain of Drosophila melanogaster.</a> Neuroinformatics. 16 (1), 65-80 (2017).</li>
<li>Sprecher, S. G., Reichert, H., Hartenstein, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+patterns+in+primary+neuronal+clusters+of+the+Drosophila+embryonic+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Expression+Patterns%22%5BJournal%5D)">Gene expression patterns in primary neuronal clusters of the Drosophila embryonic brain.</a> Gene Expression Patterns. 7 (5), 584-595 (2007).</li>
<li>Zhou, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Drosophila+model+for+toxicogenomics%3A+Genetic+variation+in+susceptibility+to+heavy+metal+exposure%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genetics%22%5BJournal%5D)">A Drosophila model for toxicogenomics: Genetic variation in susceptibility to heavy metal exposure.</a> PLoS Genetics. 13 (7), e1006907(2017).</li>
<li>Manev, H., Dimitrijevic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+model+for+in+vivo+pharmacological+analgesia+research%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Drosophila model for in vivo pharmacological analgesia research.</a> European Journal of Pharmacology. 491 (2-3), 207-208 (2004).</li>
<li>Pandey, U. B., Nichols, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+disease+models+in+Drosophila+melanogaster+and+the+role+of+the+fly+in+therapeutic+drug+discovery%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacological+Reviews%22%5BJournal%5D)">Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery.</a> Pharmacological Reviews. 63 (2), 411-436 (2011).</li>
<li>Hekmat-Scafe, D. S., Lundy, M. Y., Ranga, R., Tanouye, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutations+in+the+K%2B%2FCl-+cotransporter+gene+kazachoc+%28kcc%29+increase+seizure+susceptibility+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Mutations in the K+/Cl- cotransporter gene kazachoc (kcc) increase seizure susceptibility in Drosophila.</a> Journal of Neuroscience. 26 (35), 8943-8954 (2006).</li>
<li>Whitworth, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+glutathione+S-transferase+activity+rescues+dopaminergic+neuron+loss+in+a+Drosophila+model+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Science+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Increased glutathione S-transferase activity rescues dopaminergic neuron loss in a Drosophila model of Parkinson's disease.</a> Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 102 (22), 8024-8029 (2005).</li>
<li>Watson, M. R., Lagow, R. D., Xu, K., Zhang, B., Bonini, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Drosophila+model+for+amyotrophic+lateral+sclerosis+reveals+motor+neuron+damage+by+human+SOD1%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">A Drosophila model for amyotrophic lateral sclerosis reveals motor neuron damage by human SOD1.</a> Journal of Biological Chemistry. 283 (36), 24972-24981 (2008).</li>
<li>Rajendra, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Drosophila+melanogaster+model+of+spinal+muscular+atrophy+reveals+a+function+for+SMN+in+striated+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">A Drosophila melanogaster model of spinal muscular atrophy reveals a function for SMN in striated muscle.</a> Journal of Cell Biology. 176 (6), 831-841 (2007).</li>
<li>Chan, H. Y., Bonini, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+models+of+human+neurodegenerative+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Death+and+Differentiation%22%5BJournal%5D)">Drosophila models of human neurodegenerative disease.</a> Cell Death and Differentiation. 7 (11), 1075-1080 (2000).</li>
<li>Limmer, S., Weiler, A., Volkenhoff, A., Babatz, F., Klambt, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+blood-brain+barrier%3A+development+and+function+of+a+glial+endothelium%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The Drosophila blood-brain barrier: development and function of a glial endothelium.</a> Frontiers in Neuroscience. 8, 365(2014).</li>
<li>Rickert, C., Kunz, T., Harris, K. L., Whitington, P. M., Technau, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+characterization+of+the+entire+interneuron+population+reveals+principles+of+neuromere+organization+in+the+ventral+nerve+cord+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Morphological characterization of the entire interneuron population reveals principles of neuromere organization in the ventral nerve cord of Drosophila.</a> Journal of Neuroscience. 31 (44), 15870-15883 (2011).</li>
<li>Schwabe, T., Li, X., Gaul, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+analysis+of+the+mesenchymal-epithelial+transition+of+blood-brain+barrier+forming+glia+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Biology+Open%22%5BJournal%5D)">Dynamic analysis of the mesenchymal-epithelial transition of blood-brain barrier forming glia in Drosophila.</a> Biology Open. 6 (2), 232-243 (2017).</li>
<li>Abbott, N. J., Ronnback, L., Hansson, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Astrocyte-endothelial+interactions+at+the+blood-brain+barrier%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Astrocyte-endothelial interactions at the blood-brain barrier.</a> Nature Reviews Neuroscience. 7 (1), 41-53 (2006).</li>
<li>Abbott, N. J., Dolman, D. E., Patabendige, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assays+to+predict+drug+permeation+across+the+blood-brain+barrier%2C+and+distribution+to+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Drug+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Assays to predict drug permeation across the blood-brain barrier, and distribution to brain.</a> Current Drug Metabolism. 9 (9), 901-910 (2008).</li>
<li>Swale, D. R., Sun, B., Tong, F., Bloomquist, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotoxicity+and+mode+of+action+of+N%2C+N-diethyl-meta-toluamide+%28DEET%29%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Neurotoxicity and mode of action of N, N-diethyl-meta-toluamide (DEET).</a> PLoS One. 9 (8), e103713(2014).</li>
<li>Hafer, N., Schedl, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+of+larval+CNS+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Dissection of larval CNS in Drosophila melanogaster.</a> Journal of Visualized Experiments. (1), 85(2006).</li>
<li>Bloomquist, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mode+of+action+of+atracotoxin+at+central+and+peripheral+synapses+of+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Invertebrate+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Mode of action of atracotoxin at central and peripheral synapses of insects.</a> Invertebrate Neuroscience. 5 (1), 45-50 (2003).</li>
<li>Bloomquist, J. R., Roush, R. T., ffrench-Constant, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+neuronal+sensitivity+to+dieldrin+and+picrotoxinin+in+a+cyclodiene-resistant+strain+of+Drosophila+melanogaster+%28Meigen%29%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Insect+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Reduced neuronal sensitivity to dieldrin and picrotoxinin in a cyclodiene-resistant strain of Drosophila melanogaster (Meigen).</a> Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 19 (1), 17-25 (1992).</li>
<li>Mutunga, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotoxicology+of+bis%28n%29-tacrines+on+Blattella+germanica+and+Drosophila+melanogaster+acetylcholinesterase%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Insect+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Neurotoxicology of bis(n)-tacrines on Blattella germanica and Drosophila melanogaster acetylcholinesterase.</a> Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 83 (4), 180-194 (2013).</li>
<li>Chen, R., Swale, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inwardly+rectifying+potassium+%28Kir%29+channels+represent+a+critical+ion+conductance+pathway+in+the+nervous+systems+of+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Inwardly rectifying potassium (Kir) channels represent a critical ion conductance pathway in the nervous systems of insects.</a> Scientific Reports. 8 (1), 1617(2018).</li>
<li>Francis, S. A., Taylor-Wells, J., Gross, A. D., Bloomquist, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxicity+and+physiological+actions+of+carbonic+anhydrase+inhibitors+to+Aedes+aegypti+and+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Insects%22%5BJournal%5D)">Toxicity and physiological actions of carbonic anhydrase inhibitors to Aedes aegypti and Drosophila melanogaster.</a> Insects. 8 (1), 2(2016).</li>
<li>Swale, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibitor+profile+of+bis%28n%29-tacrines+and+N-methylcarbamates+on+acetylcholinesterase+from+Rhipicephalus+%28Boophilus%29+microplus+and+Phlebotomus+papatasi%5BTitle%5D)+AND+%22Pesticide+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Inhibitor profile of bis(n)-tacrines and N-methylcarbamates on acetylcholinesterase from Rhipicephalus (Boophilus) microplus and Phlebotomus papatasi.</a> Pesticide Biochemistry and Physiology. 106 (3), 85-92 (2013).</li>
<li>Corbel, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+inhibition+of+cholinesterases+in+insect+and+mammalian+nervous+systems+by+the+insect+repellent+deet%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biology%22%5BJournal%5D)">Evidence for inhibition of cholinesterases in insect and mammalian nervous systems by the insect repellent deet.</a> BMC Biology. 7, 47(2009).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

De nadere details verschaft in de bijbehorende video en tekst hebben verstrekt belangrijke stappen om te registreren van de activiteit en spike kwijting frequentie van de Drosophila CNS ex vivo. De werkzaamheid van de dissectie is de meest kritische aspect van de methode, omdat korte of paar aflopende neuronen zal verminderen de basislijn vuren tarief dat leiden grote verschillen tussen de duplo's tot zal. Echter zodra de dissectie-techniek heeft gemasterd, zijn de gegevens die worden verzameld met deze...

Het algemene doel van deze aanpak is om onderzoekers te snel meten de electrogenesis van het centrale zenuwstelsel (CNS) in het model insect, Drosophila melanogaster. Deze methode is betrouwbaar, snel en kostenefficiënt om uit te voeren van de fysiologische en toxicologische experimenten. De CNS is essentieel voor het leven en daarom de fysiologische trajecten kritische voor neurale werking hebben uitgebreid onderzocht in een poging om te begrijpen of wijzigen van neurale functie. Karakterisering van de signaalroutes binnen de geleedpotigen CNS heeft de ontdekking van verschillende chemische klassen van insecticiden die ongewervelde neurale functie verstoren om sterfte veroorzaken terwijl het beperken van de gevolgen van de af-target ingeschakeld. Dus, de mogelijkheid voor het meten van de neurale activiteit van insecten is van aanzienlijk belang op het gebied van insecten toxicologie en fysiologie aangezien het zenuwstelsel het doelweefsel is terechtgekomen van de meerderheid van de geïmplementeerde insecticiden1 is. Toch bleef groei van fundamentele en toegepaste kennis over het insect zenuwstelsel vereist geavanceerde neurofysiologische technieken die zijn beperkt in de haalbaarheid, aangezien de huidige technieken zijn arbeidsintensief en vereist een hoge kosten, insect neurale cellijnen zijn beperkt, en/of er is beperkte toegang tot de centrale synapsen meeste geleedpotigen. Momenteel, vereist karakterisering van de meeste insecten neurale eiwitten het doelwit te zijn van gekloonde en geïnfecteerd uitgedrukt voor latere drugontdekking en elektrofysiologische opnamen, zoals werd beschreven voor insect innerlijke gelijkrichter kalium kanalen2 , insect ryanodine receptor3, mug spanning-gevoelige K+ kanalen4, en anderen. Ter beperking van de eis van heterologe expressie en het potentieel voor lage functionele expressie, Bloomquist en collega's gericht voor het opwekken van een neuronale fenotype in gekweekte cellen Spodoptera frugiperda (Sf21) als een nieuwe methode voor insecticide ontdekking5,6. Deze methoden geven een geldige benadering voor de ontwikkeling van nieuwe scheikunde, maar zij maken vaak een onoverkomelijke knelpunt voor de karakterisatie van farmacologische agenten, identificeren van mechanismen van insecticide resistentie en karakterisering van fysiologische grondbeginselen. Hier beschrijven we een ex vivo -methode, waarmee de registratie van de elektrische activiteit van een model-insect dat smeedbaar genetica7,8,9 heeft en bekende expressiepatronen van neurale complexen10,11,12 om de karakterisatie van resistentie mechanismen op het niveau van de zenuw, het werkingsmechanisme van nieuw ontwikkelde geneesmiddelen en andere toxicologische studies.
De fruitvlieg, D. melanogaster, is een gemeenschappelijk modelorganisme voor het definiëren van insecten neurale systemen of insecticide werkingsmechanisme en is opgericht als een geschikt model-organisme voor de studie van toxicologische13, farmacologische14 ,15, neurofysiologische16en pathofysiologische17,18,19,20 processen van gewervelde dieren. D.melanogaster is een holometabolous insect waarmee complete metamorfose, met inbegrip van een larvale en pop fase vóór het bereiken van de reproductieve volwassen stadium. Gedurende de ontwikkelings proces, zal het zenuwstelsel ondergaat aanzienlijke remodelleren in verschillende levensfasen, maar de larvale CNS de focus van deze methodologie. De volledig ontwikkelde larval CNS is anatomisch eenvoudig met borst- en buikholte segmenten die worden gesmolten en vormen de ventrale ganglion, die een matrix met herhaalde en bijna identieke neuromeric eenheden21,22 vertegenwoordigt. Aflopende motorzenuwen zijn afkomstig uit het caudal einde van de ganglia van de subesophageal en dalen om de innervate lichaam muur spieren en viscerale organen van de larven. Figuur 1 beschrijft de bruto-anatomie van de larvale Drosophila CNS.
De Drosophila bloed - hersenbarrière (BBB) ontwikkelt aan het einde van de embryogenese en wordt gevormd door subperineurial gliale cellen (SPG)21. De SPG-cellen vormen talrijke filopodia-achtige processen die verspreid om een aaneengesloten, zeer plat, endotheel-achtige vel dat betrekking heeft op de gehele Drosophila CNS-23. De Drosophila BBB heeft overeenkomsten met de gewervelde BBB, waarin het behoud van de homeostase van de neurale communicatie door middel van de vermelding van voedingsstoffen en xenobiotica in de CNS-21. Dit is een voorwaarde voor betrouwbare neurale transmissie en functie, maar de bescherming van de CNS door de BBB beperkt de permeatie van synthetische drugs, de meeste peptiden en andere xenobiotica24,25, die potentieel introduceert problemen bij het karakteriseren van de potencies van kleine-molecuul modulatoren. De methode maakt gebruik van een eenvoudige transect verstoren deze barrière en klaar farmacologische toegang verschaffen tot de centrale synapsen. De grootste kracht van de beschreven methodologie is de eenvoud, de reproduceerbaarheid en de relatief hoge gegevensdoorvoer capaciteit die inherent zijn aan dit systeem. Het protocol is relatief gemakkelijk te beheersen, de setup vereist weinig ruimte, en alleen een eerste financiële inspanning nodig is die is teruggebracht tot reagentia en verbruiksartikelen. De beschreven methode is verder volledig geamendeerd om vast te leggen van de centrale aflopende activiteit van de zenuw van het huis vliegen, Musca domestica26.

<table><tbody><tr><td>Drosophila melanogaster (strain OR)</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>2376</td><td></td></tr><tr><td>Vibration isolation table</td><td>Kinetic Systems</td><td>9200 series</td><td></td></tr><tr><td>Faraday Cage</td><td>Kinetic Systems</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting Microscope on a Boom</td><td>Nikon</td><td>SMZ800N</td><td>Multiple scopes kunnen worden gebruikt; boom stand is essentieel</td></tr><tr><td>AC/DC differentiële versterker</td><td>ADInstruments</td><td>AM3000H</td><td>Het model 1700 kan worden gebruikt in plaats van het model 3000</td></tr><tr><td>audio monitor</td><td>ADInstruments</td><td>AM3300</td><td></td></tr><tr><td>Hum Bug Noise Eliminator</td><td>A-M Systems</td><td>726300</td><td></td></tr><tr><td>Data Acquisition System (PowerLab)</td><td>ADInstruments</td><td>PL3504</td><td>Meerdere PowerLab-modellen kunnen worden gebruikt.</td></tr><tr><td>Lab Chart Pro Software</td><td>ADInstruments</td><td>N/A - Online Download</td><td></td></tr><tr><td>Vezeloptische verlichting</td><td>Edmund Optics</td><td>89-740</td><td>Er kunnen verschillende lichtbronnen worden gebruikt, maar glasvezels zijn het meest aanpasbaar</td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>World Precision Instruments</td><td>M325</td><td></td></tr><tr><td>Micro-elektrodehouder</td><td>World Precision Instruments</td><td>MEH715</td><td>Verschillende modellen zijn acceptabel</td></tr><tr><td>BNC-kabels</td><td>World Precision Instruments</td><td>meerdere op basis van grootte</td><td></td></tr><tr><td>Glazen capillairen</td><td>World Precision Instruments</td><td>PG52151-4</td><td></td></tr><tr><td>Micro-elektrodetrekker</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-1000</td><td>Kan ook Narashige PC-100 gebruiken</td></tr><tr><td>Zwarte was</td><td>Carolina Biological Supply</td><td>974228</td><td></td></tr><tr><td>Niet-gecoate insectenpinnen, maat #2</td><td>Bioquip</td><td>1208S2</td><td></td></tr><tr><td>Fince-pincet</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Vannas-veerschaar</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td><td></td></tr></tbody></table>

elektrofysiologische opname van de activiteit van het centrale zenuwstelsel van derde-instar drosophila melanogaster

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar Drosophila Melanogaster

De meerderheid van de momenteel beschikbare insecticiden richten op het zenuwstelsel en genetische mutaties van ongewervelde neurale eiwitten opleveren vaak schadelijke gevolgen, maar de huidige methoden voor het opnemen van zenuwstelsel activiteit van een individu dier is duur en arbeidsintensief. Deze zuigkracht elektrode voorbereiding van de derde-instar larvale centraal zenuwstelsel van Drosophila melanogaster, is een hanteerbare systeem voor het testen van de fysiologische effecten van neuroactive agentia, bepaling van de fysiologische rol van diverse neurale emissieroutes naar CNS activiteit, evenals de invloed van genetische mutaties neurale functie. Deze voorbereiding ex vivo vereist enige matige ontrafeling van vaardigheid en elektrofysiologische expertise tot reproduceerbare opnames van insecten Neuronale activiteit te genereren. Een breed scala aan chemische modulatoren, met inbegrip van peptides, kan vervolgens rechtstreeks aan het zenuwstelsel in oplossing met de fysiologische zoutoplossing voor het meten van de invloed op de activiteit van de CNS worden toegepast. Verdere, genetische technologieën, zoals de GAL4/UAS-systeem, kunnen zelfstandig of samen met farmacologische agenten om te bepalen van de rol van specifieke ionenkanalen, vervoerders of receptoren aan geleedpotigen CNS functie worden toegepast. In dit verband zijn de hierin beschreven tests van significant belang insecticide toxicologen, insect fysiologen en ontwikkelingsstoornissen biologen waarvoor D. melanogaster een gevestigde model-organisme is. Het doel van dit protocol is voor het beschrijven van een elektrofysiologische methode zodat de meting van de electrogenesis van het centrale zenuwstelsel in het model insect, Drosophila melanogaster, dat is handig voor het testen van een verscheidenheid aan wetenschappelijke hypothesen.

Spontane activiteit van de aflopende perifere zenuwen die voortvloeien uit het centrale zenuwstelsel van Drosophila kan worden opgenomen met behulp van extracellulaire zuig elektroden met consistente reproduceerbaarheid. Spontane activiteit van de verwijderde en verbeelde Drosophila CNS produceert een cyclisch patroon van barsten met 1-2 s van vuren met ongeveer 1 s van in de buurt van zwakke activiteit. De CNS is bijvoorbeeld in de buurt van zwakke (1-2 Hz) voor 0,5-1 s...

Dit protocol beschrijft een methode om vast te leggen van de aflopende elektrische activiteit van het centrale zenuwstelsel van Drosophila melanogaster zodat de kosten-efficiënte en handige testen van farmacologische agenten, genetische mutaties van neurale eiwitten, en/of de rol van onontgonnen fysiologische trajecten.

Elektrofysiologische opname van de activiteit van het centrale zenuwstelsel van derde-Instar Drosophila Melanogaster

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield ...

Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van belangrijke vragen op het gebied van insectentoxicologie en insectenfysiologie door het meten van de elektrogenese van het Drosophila melanogaster centrale zenuwstelsel. Dit maakt het mogelijk om een breed scala van wetenschappelijke hypothesen te testen en te helpen bij de ontdekking van nieuwe insecticide werkingswijzen. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat het een eenvoudige, reproduceerbare en relatief hoge doorvoer systeem met minimale financiële input om het zenuwstelsel van Drosophila studie biedt.Open om te beginnen de acquisitie/analyse software. Klik op Instellen op de hoofdwerkbalk en selecteer Kanaalinstellingen, waarmee een dialoogvenster wordt geopend. Verlaag het aantal totale kanalen tot drie.Kanaal een zal het ruwe signaal van de versterker met een bereik van 100 millivolts. Kanaal twee wordt gebruikt om het aantal gebeurtenissen van kanaal één te tellen dat zich boven een bepaalde drempelwaarde bevindt. Klik hiervoor op het tabblad Berekening om een vervolgkeuzemenu voor kanaal twee te openen.Selecteer Cyclische metingen, waarmee een tweede dialoogvenster wordt geopend. Selecteer kanaal één als bron. Selecteer vervolgens in de vervolgkeuzelijst meting Eenheidspie bij gebeurtenissen.Selecteer ten slotte in het gebied detectie-instellingen in het vervolgkeuzemenu de optie Eenvoudige drempelwaarde. Het drempelniveau wordt ingevoerd op het detectieverstellingsvenster dat boven achtergrondgeluid moet worden ingesteld. Als u de elektrische activiteit wilt omzetten in een tariefplot uitgedrukt in hertz, selecteert u Rekenen op het derde kanaal.Op het nieuwe venster, input 1000 keer smoothsec, haakjes kanaal twee komma twee. Selecteer vervolgens in het vervolgkeuzemenu van de eenheden de frequentie-eenheid hertz. Sluit de dialoogvensters om terug te keren naar het hoofdscherm.De y-as van kanaal drie moet worden uitgedrukt in hertz en de x-as in de tijd. Ontleden de larve Drosophila CNS door eerst het identificeren en extraheren van een zwervende derde-instar Drosophila melanogaster uit de cultuur flacon en het plaatsen van het in 200 microliters van zout. Pak vervolgens de mondhaken met een paar fijne tangen en pak de buik van de made met een tweede paar tangen, met lichte druk, om te voorkomen dat de dunne cuticulaire laag wordt gescheurd.Trek voorzichtig de mondhaken en buik in verschillende richtingen om het caudale uiteinde van de made te scheiden van het hoofdgebied en de ingewanden van de made bloot te leggen. Het CZS zal worden verweven met de luchtpijp en het spijsverteringskanaal. Plaag het CZS uit het spijsverteringskanaal en luchtpijp met tangen.De dissectie van het Drosophila centrale zenuwstelsel van de made is een cruciale stap voor succes. De ontleede ganglia moet intact zijn, zonder noemenswaardige schade aan de dalende motorzenuwen. Een groter aantal motorische zenuwen aan de ganglia zal de uitgangsfrequentie verhogen.Indien nodig, verstoren de bloed-hersenbarrière door handmatig transecting de CNS achterste naar de hersenklobben met Vannas lente schaar. De transsectie moet worden gedaan op basis van de fysiochemische eigenschappen van de chemische stof die wordt gebruikt. De rode lijn is de voorgestelde transsectie punt en de doorgesneden CNS met intact dalende perifere zenuwstammen hier weergegeven.Om te beginnen, trek eerst de glas pipetelektrode uit borosilicaat glazen haarvaten naar een weerstand van vijf tot 15 megaohms. Steek het doorgesneden CZS in een waskamer met 200 microliter zout. Klem een ongecoate insectenspeld met een alligatorclip gesoldeerd aan de gronddraad en steek de pin in de zoutoplossing om het circuit te voltooien.Oriënteren de elektrode met behulp van de micromanipulatoren naar het caudale uiteinde van het getransecteerde CZS. Elimineer achtergrondgeluid door het drempelniveau in de acquisitie-/analysesoftware aan te passen voordat de perifere zenuwstammen worden aangesloten. Breng lichte negatieve druk op de spuit aan om perifere zenuwen in de zuigelektrode te trekken.Start de opname op de software voor gegevensacquisitie en de startsnelheid van de basislijn om vijf minuten te equiliberen voordat basislijnsnelheidgegevens worden verzameld. Voeg na vijf minuten 200 microliter zout en voertuig toe om het totale volume van de kamer op 400 microliters te brengen om te beginnen met het registreren van de vuursnelheid. Gooi het preparaat en de opname weg als het patroon van het afvuren van de controlebehandeling niet vergelijkbaar is met het hier getoonde voorbeeld.Wanneer de uitgangswaarde na drie tot vijf minuten van de registratie is vastgesteld, trekt u 200 microliter zout en voegt u 200 microliter van het experimentele middel toe dat in zoutoplossing is opgenomen. Label dit keer punt van drug toepassing in de overname / analyse software door het opnemen van een opmerking die de drug en de uiteindelijke concentratie omvat. Hier is een representatieve zenuwontlading spoor voor en na blootstelling aan DMSO.De pijl geeft het tijdstip van de toepassing aan. Een beperkte reactie op DMSO wordt gezien. Toenemende doses propoxur versterkten de piekaflossingsfrequentie van de doorgesneden Drosophila CNS op een concentratieafhankelijke manier, terwijl het neurodepressivum GABA de piekaflossingsfrequentie op een concentratieafhankelijke manier verminderde.Tijdens het proberen van deze procedure, is het belangrijk om te onthouden dat het een ex vivo experiment is, en daarom zijn de voorwaarden van de zoutoplossing, zoals pH en temperatuur, van cruciaal belang voor langdurige activiteit van de voorbereiding van het centrale zenuwstelsel. Ook het gebrek aan externe elektrische activiteit, een effectieve Kooi van Faraday en een vermindering van 60-hertz ruis zijn van cruciaal belang voor het succes van deze test. De gegevens die via deze test worden verzameld, kunnen helpen bij het identificeren van de specifieke werkingswijze van insecticiden.Latere validatie van deze gegevens door middel van andere methoden, zoals spanning-klem elektrofysiologie, biochemische analyses, en extra farmacologische tests kunnen worden uitgevoerd.

electrophysiological-recording-central-nervous-system-activity-third

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Hier beschrijven we elektrofysiologische methoden voor het meten van synaptische transmissie bij de neuromusculaire junctie van Drosophila larve. Evoked release wordt kunstmatig geïnitieerd door het stimuleren van de motorische neuron axonen, en de transmissie door middel van de NMJ kan worden gemeten door de postsynaptische respons opgeroepen in de spier.

Elektrofysiologische methoden voor opname Synaptic Potentials van de NMJ van Drosophila Larven

Elektrofysiologische opname in de Drosophila Embryo

De Giant Fiber System is een eenvoudige neuronale circuit van de...

Elektrofysiologische opnames van de Giant Fiber Pathway van D. melanogaster</em

Gelijktijdig opnemen van Calcium Signalen van geïdentificeerde neuronen en eetgedrag van de Drosophila melanogaster</em

This video outlines the protocol for electrophysiological recording of photoreceptor activity in the eye of an immobilized Drosophila, enabling precise measurement of voltage changes in response to light stimuli.

Electrophysiological Recording of Voltage Responses of Drosophila Retinal Photoreceptors to Light Stimuli

The video demonstrates the extracellular recording of neuronal activity from the central nervous system (CNS) of Drosophila larvae. The transected CNS is positioned in a recording chamber, and the electrical activity from a descending nerve is recorded to establish the baseline firing frequency. A test agent is then introduced, and the change in firing frequency is recorded to determine the agent's excitatory or inhibitory effect.

Extracellular Recording of Electrical Activity in the Drosophila Central Nervous System

Dit protocol beschrijft extracellulaire van de actiepotentiaal reacties afgevuurd door labellar smaak neuronen in Drosophila.

Elektrofysiologische Opnemen vanaf<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Proef sensilla

Scherpe micro-elektroden maken nauwkeurige elektrofysiologische karakterisering van fotoreceptor en visuele interneuron-output in levende Drosophila mogelijk. Hier laten we zien hoe je deze methode kunt gebruiken om hoogwaardige spanningsresponsen van individuele cellen op gecontroleerde lichtstimulatie op te nemen. Deze methode is ideaal voor het bestuderen van neurale informatieverwerking in samengestelde ogen van insecten.

Elektrofysiologische Methode voor opname intracellulaire Voltage Reacties van<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotoreceptoren en Interneurons naar Light Stimuli<em&gt; In Vivo</em

Whole-cell opnames van Drosophila melanogaster fotoreceptoren maken het mogelijk om spontaan donkere stoten, kwantumstoten, macroscopische reacties op licht en spanningsrelaties onder verschillende omstandigheden te meten. In combinatie met D. melanogaster genetische manipulatie instrumenten, deze methode maakt het mogelijk om de alomtegenwoordige inositol-lipide signalering weg en zijn doel, het TRP kanaal te onderzoeken.

Elektrofysiologische methode voor opname van volledige spanningsklemmen van<em&gt; Drosophila</em&gt; Photoreceptors

Het algemene doel van dit protocol is om aan te tonen hoe geurstoffen met lage volatiliteit voor single-sensillum-opname van Drosophila- olfactorische receptorneuronen kunnen optreden die reageren op lang-keten-cutulaire feromonen.

Elektrofysiologische opname van<em&gt; Drosophila</em&gt; Trichoid Sensilla in reactie op geurstoffen met lage volatiliteit

Synaptic stromingen kunnen focally worden opgenomen van de gevisualiseerde synaptic los op de Drosophila derde instar larven motorische eindplaat. Deze techniek maakt het mogelijk de activiteiten van een enkele synaptic bouton worden gecontroleerd.

Focal Macropatch opnames van Synaptic stromingen uit de larvale Drosophila motorische eindplaat

Leer elektrofysiologische opname van het centrale zenuwstelsel in derde-instar Drosophila melanogaster larven. Deze methode ondersteunt onderzoek naar neurale excitabiliteit en insecticideontwikkeling.

Elektrofysiologische opname van de activiteit van het centrale zenuwstelsel van derde-Instar Drosophila Melanogaster

Meer video's verkennen