Een nieuwe eenvoudige methode voor lipofiele (logP) meting met behulp van ¹⁹F NMR-spectroscopie

We hebben een eenvoudige methode ontwikkeld voor lipofilicity meting van hectische verbindingen met behulp van fluor NMR die scherp genoeg is om te reproduceren meten we kleine verschillen in lipofilierbaarheid. Deze methode kan worden gebruikt om systematisch het effect van de vorming van organische verbindingen op de opgeloste veranderende lipofiliiteitsveranderingen te bestuderen, wat van belang is in de algemene medicinale chemie. Voordelen van deze methode zijn dat verbindingen niet reactief hoeven te zijn en niet volledig zuiver hoeven te zijn.

Het is niet nodig om exacte massa of volumes te meten en er is geen noodzaak om kalibratiecurven vast te stellen. Er moet worden gekozen voor een geschikte referentieverbinding en kruisbesmetting van het aliquot moet tijdens de bemonsteringsfase worden vermeden. In deze video zullen we de juiste praktische vaardigheden voor bemonstering, NMR buis afdichting, en correct gebruik van NMR software voor gegevensverwerking.

Voeg 6,0 milligram Compound X en 3,0 milligram referentiecompound toe aan een maatkolf van 10 milliliter. Los de verbindingen op in ongeveer twee milliliter HPLC-grade n-Octanol en voeg twee milliliter HPLC-kwaliteit water toe. Plaats de kolven in een temperatuurgecontroleerde recipiënt boven een roerplaat en sluit aan op een recirculerende koeler.

Roer het bifasische mengsel op 25 graden Celsius gedurende twee uur, met roersnelheid ingesteld op 600 RPM. Equilibrate het mengsel op 25 graden Celsius 's nachts om volledige fase scheiding mogelijk te maken. Bevestig de kolf met een klem op een retortstandaard.

Neem een aliquot van ongeveer 0,70 tot 0,85 milliliter uit zowel water als n-Octanol lagen met behulp van een milliliter plastic wegwerpspuiten met lange naalden. Voor het nemen van het water aliquot, trek ongeveer 0,02 milliliter lucht in de spuit voordat u de naald in het mengsel. Terwijl u de naald door de bovenste n-Octanol-laag in de waterlaag beweegt, duwt u de lucht voorzichtig uit om te voorkomen dat de n-Octanol-oplossing in de naald komt.

Verwijder de lange naald uit het mengsel. Gooi een kleine hoeveelheid water monster, waardoor ongeveer 0,6 milliliter monster links in de spuit. Veeg de naald voorzichtig af met droog weefsel en injecteer ongeveer 0,5 milliliter van het watermonster in een schone NMR-buis.

Sluit de NMR-buis snel met een dop. Verwijder voor het n-Octanol monster de lange naald uit de n-Octanol laag. Gooi een kleine hoeveelheid n-Octanol monster, waardoor ongeveer 0,6 milliliter monster links in de spuit.

Na het zorgvuldig afvegen van de naald met droog weefsel, injecteer ongeveer 0,5 milliliter van de n-Octanol monster in een schone NMR buis. Sluit de NMR-buis snel met een dop. Inspecteer zowel n-Octanol- als watermonsters visueel op eventuele verontreinigingen uit de andere fase.

Voeg aan elke NMR-buis 0,1 milliliter van een gedeutereerd NMR-oplosmiddel toe dat verkeerd is met zowel n-Octanol als water, om signaalvergrendeling tijdens nmr-acquisitie mogelijk te maken. Voor verbindingen met lage kookpunten, verzegel de NMR-buizen met behulp van een brander, en na het koelen omkeren van de buis om te controleren op eventuele lekken. Draai de verzegelde of niet-verzegelde NMR-buizen 20 keer voorzichtig om om een homogene oplossing te verkrijgen voor F19 NMR-experimenten.

Voer proton ontkoppelde fluor NMR-experimenten uit om chemische verschuivingen van Compound X en de referentieverbinding te identificeren in zowel n-Octanol- als waters NMR-monsters. Gebruik standaard NMR-parameterinstellingen zoals vermeld in het tekstprotocol. Meet de spin-rooster ontspanningstijd, of T1, voor diagnostische fluorkernen met behulp van een inversie herstel sequentie.

Meet het niveau van de juiste pulsvertragingstijd van de verkregen T1-waarden voor nauwkeurige kwantitatieve NMR-integratie. Voer een snel F19 H1-spectrum uit om de initiële parameters in te stellen. Meet de pulsbreedte van 90 graden, stel vervolgens de parameter in voor het T1-meetexperiment en voer het T1-meetexperiment uit met een inversieherstelreeks.

Voer proton ontkoppelde fluor NMR experimenten opnieuw uit met aangepaste parameterinstellingen. Stel D1 in en centreer het frequentieverschuivingspunt tussen de twee diagnostische fluorsignalen, zodat beide kernen even enthousiast kunnen zijn. Stel ook de spectrale breedte in op 300 PPM en stel het aantal transiënten in op 64.

Pas deze waarden aan als een hogere signaal-ruisverhouding vereist is. Verwerk de verkregen gegevens met ACD NMR Processor Academic Edition of andere aangepaste NMR-verwerkingssoftware. Open het NMR-gegevensbestand.

Open vervolgens de pdatamap, gevolgd door de map 1. Verwijder het 1r-bestand. Ga terug naar het NMR-gegevensbestand en sleep het FID-bestand naar het venster ACD NMR-processor.

Klik op de knop vensterfunctie, selecteer exponentieel, stel de regelverbredende waarde in als twee en klik op de knop Oke. Klik nu op de nulvulknop, verhoog het aantal punten tot vier keer van het oorspronkelijke aantal punten door op een kleine knop naast het nummer te klikken en klik op de knop oké. Selecteer de knop fourier transform.

Klik vervolgens op de faseknop en klik vervolgens op de knop Muisfase. Klik en houd de linker muisknop ingedrukt en beweeg de muis naar voren of naar achteren totdat de belangrijkste piek van het spectrum goed is gefaseerd. Klik nu op de rechtermuisknop en houd de muis naar voren of naar achteren totdat de andere toppen van het spectrum goed zijn gefaseerd.

Klik vervolgens niet op de muisfaseringsknop en zoom in op het spectrale gebied met de fluorpieken. Klik op finetuning, voer de fasecorrectie uit indien nodig zoals eerder beschreven en klik vervolgens op de vinken knop. Klik op de basislijnknop en vervolgens op de knop Opties.

Selecteer het spectrummiddeling voor automatische modellen, pas indien nodig het aantal punten voor de halve breedte van het vak aan. Klik op oke, automatisch en klik vervolgens op de aanvinkknop. Klik vervolgens op integratie, integreer de diagnostische fluorpieken en klik op de vinkenknop.

Ten slotte verkrijgen van de integratieratio's van n-Octanol en water NMR monsters en gebruik ze in de logP berekening vergelijking om de logP waarde van Compound X.Using 2 te verkrijgen, 2, 2-Trifluoroethanol als referentieverbinding, werd een logP-waarde van 0,75 verkregen voor twee fluoro-ethanol en voor 3, 3, 3, 2, 2-pentafluoropropanol werd een logP-waarde van positieve 1,20 gevonden. Vervolgens werd de lipofilie van twee fluoroethanol opnieuw bepaald, maar met 3, 3, 3, 2, 2-pentafluoropropanol als referentie. De gemeten logP-waarde was 0,76, die slechts een verschil van 0,01 logP-eenheden had in vergelijking met de waarde gemeten met behulp van 2-2-2-trifluoroethaan als referentie.

Ook voor cis-2, 3-difluro-1, 4-butaan-diol is het verschil in gemeten logP-waarden met behulp van twee fluoroethanol en de trans-isomer zeer klein. Dit toont een goede reproduceerbaarheid aan en dat de selectie van Reference Compound geen invloed heeft op de logP-meting. Aanvullende geselecteerde voorbeelden worden hier weergegeven.

Al deze niet-UV-actieve allophatische verbindingen, van gefluoreerde koolhydraten tot fluorhydrinen, kunnen gemakkelijk worden gemeten met deze methode. Andere proto NMR-gebaseerde methoden kunnen worden gebruikt als uw verbinding geen fluor bevat, en als de verbinding UV Chromofor bevat, dan kan de logP-meting worden uitgevoerd met behulp van UV-kwantificering. De lipofiliiteit van een breed scala aan niet-UV-actieve fluorhydrinen en gedeoxifluoneerde koolhydraten werd gemeten.

De verkregen databibliotheek werd gebruikt om trends en regels vast te stellen voor de impact van aliphatische fluorinatie op lipofilicity. Octanol en water vormen minimale veiligheidsrisico's. Uiteraard moet altijd rekening worden gehouden met de gevaren die worden gemeten en met de referentieverbinding.