Meten van de vorm en grootte van actief slib deeltjes vervoertechnische Agar met een Open Source Software pijpleiding

De grootte en vorm van actieve slibdeeltjes is van cruciaal belang voor de efficiëntie van de afvalwaterbehandeling. Toch is hun meting vaak ad hoc. Dit protocol biedt een herhaalbare, goed gedefinieerde en semi-automatiseerbare meting voor hun meting.

Het belangrijkste voordeel van dit protocol is dat het een grote populatie van deeltjes kan meten over een breed scala van morfologieën, terwijl het verminderen van subjectieve en systematische bias. Hoewel deze techniek is gericht op actief slib, kan technisch alles met dezelfde deeltjesmorfologie zoals microplastics met deze methode worden gemeten. Bij het proberen van deze techniek voor de eerste keer, probeer het maken van een plaat tegelijk en de praktijk van de fysieke bewegingen van het maken van die ene plaat.

Neem ook de tijd met de microscopie. De videoversie van dit artikel is belangrijk omdat bemonstering en plaatvoorbereiding veel kleine technieken vereisen die het best visueel kunnen worden gecommuniceerd. Ook het tonen en zien van goede foto's van platen zijn belangrijk om reproduceerbaarheid te garanderen.

Het aantonen van dit protocol vandaag is Joseph Weaver, een promovendus in mijn lab. Om te beginnen, het verwerven van een representatief monster van een goed gemengd deel van de reactor. Meng het monster voorzichtig en giet het bepaalde monstervolume onmiddellijk in een 15 milliliter centrifugebuis.

Voeg vervolgens vijf microliters van één procent methyleenblauw toe aan elk monster. Dop en meng het monster door de buis minstens drie keer voorzichtig om te keren. Laat de monsters ten minste vijf maar niet langer dan 30 minuten vlekken op kamertemperatuur.

Zodra gekleurd, breng een voldoende volume van gesmolten 7,5 procent agar en gedeïmiseerd water naar de centrifuge buis om het totale buisvolume te brengen tot tussen de 6,5 en 9 milliliter. Dan recapituleren de centrifuge buizen en voorzichtig omkeren ze ten minste drie keer om het monster te mengen in de agar. Terwijl u de dop van zichzelf wegwijst, opent u de dop.

Giet de buis inhoud van elke buis in hun eigen 100 milliliter plastic petrischaal terwijl zachtjes schommelen de schotel om een volledige, gladde coating en een visueel uniforme verdeling van de deeltjes te bereiken. Laat de platen minstens 5 minuten afkoelen op kamertemperatuur, totdat de agar stolt. Plaats de onbedekte plaat gezicht omhoog op de microscoop stadium van een stereo microscoop die in staat is 10 tot 20 keer vergroting.

Verlicht het monster van onderaf met zelfs diffuus licht, met behulp van apparatuur zoals een LED-verlichtingsstandaard of lichtplaat. Open de software voor het vastleggen van afbeeldingen en zorg ervoor dat het lichtpad van de microscoop op foto is ingesteld. Selecteer vervolgens de juiste camera in de cameralijst.

Pas de microscoop zo aan dat er meerdere deeltjes in het brandpuntsvlak verschijnen met grote, goed gedefinieerde randen. Gebruik een vergroting van 10 tot 20 keer om deeltjes te meten met behoud van een relatief diep brandpuntsvlak. Verwijder de agarplaat tijdelijk en plaats de micrometer op het podium.

Pas de fijne focus aan totdat de graduaties op de micrometer scherp zijn gericht in de beeldopnamesoftware. En kalibreer de pixel naar micron verhouding. Stel vervolgens de zoom in op 100 procent door op de weergave te klikken en de werkelijke grootte te selecteren.

Selecteer vervolgens opties en ga naar kalibreren. Richt hier de rode kalibratiebalk in de hoofdweergavehaven langs de lange as van de micrometer uit. Met de verticale balken gecentreerd op de nul en 200 micron graduaties.

Voer in het kalibrerendialoogvak het huidige vergrotingsniveau en de werkelijke lengte van 200 micron in. Als u al bent gekalibreerd, selecteert u vergroting in de menubalk en selecteert u het huidige vergrotingsniveau om de kalibratie te bevestigen. Ga in het meetmenu naar de lijn en selecteer willekeurige regel.

Klik op het snijpunt van de nul-graduatie en lange as van de micrometer. Klik dan opnieuw op de kruising op 200 micron lijn en de lange as. Een correcte kalibratie moet ongeveer 200 micron bedragen.

Verwijder de regel door op de knop Object selecteren te klikken, op de lijn te klikken, op delete te drukken en op ja te drukken op het bevestigingsvak. Vervang vervolgens de agarplaat en pas de fijne scherpstelling aan om maximale details in de beeldsoftware te bereiken. Om dit te bereiken, eerst de bitdiepte van de maximale waarde toegestaan door het selecteren van de radioknop in de bit diepte paneel van de camera sidebar.

Stel ook de software in om grijswaardenafbeeldingen te verkrijgen door de juiste keuzerondje te selecteren in het deelvenster kleurkwaliteit van de zijbalk van de camera. Nu, vouw alle open zijbalk panelen tussen de blootstelling en histogram. Verklein de winst tot één en verhoog de belichting totdat een duidelijk beeld in de viewport wordt weergegeven en totdat het histogram wordt weergegeven als een verdeling die niet wordt geknipt door een van beide kanten van het histogramvak.

Pas het histogram aan om over en onder blootstelling te voorkomen. Schuif in het histogrampaneel van de zijbalk van de camera de linkergrens van het histogram naar net buiten de laagste waarden en de rechtergrens naar net buiten de hoogste waarden. Sla de afbeelding op als een niet-gecomprimeerd TIF-bestand.

Voeg vergrotingsgegevens toe in de metagegevens van de afbeelding door het vak opslaan met kalibratiegegevens aan tevinken bij het opslaan. Selecteer een ander gebied dat de vorige afbeeldingen niet overlapt door een pad te volgen dat tussen links naar rechts en van rechts naar links wordt afgewisseld terwijl men de plaat naar beneden beweegt. Leg ten minste 500 visueel geschatte deeltjes vast voor analyse.

Verwerf de deeltjesanalysecode door de GIT-opslagplaats te klonen. Haal bij de opdrachtregel de nieuwste versie van de code op door de hier getoonde opdracht in te typen. Installeer de analysecode volgens de instructies in het leesleestekstbestand in de map op het hoogste niveau van de gekloonde repository.

Bewerk vervolgens een tekstbestand met de mappen die moeten worden verwerkt, samen met optionele parameters. Raadpleeg de voorbeelden en analyse subdirectory voor een lijst met parameters en voorbeelden. Voer nu de analyse uit op de opdrachtregel door de hier getoonde opdracht te typen.

Fiji pad is de directory waarin imageJ-win64. exe is gevestigd. En paramsfile de locatie van het tekstbestand beschrijven van de analyse setup.

De naam van de uitvoerbare kan verschillen afhankelijk van op welk besturingssysteem Fiji is geïnstalleerd. De analyse wordt automatisch uitgevoerd en duurt enkele minuten tot een paar uur, afhankelijk van de grootte en het aantal afbeeldingen. Controleer vervolgens de kwaliteitscontrolebestanden in de overlay-submap van de opgegeven uitvoermap.

Let op afbeeldingen met valse mist of slecht gevangen deeltjes, allemaal zichtbaar als schaduwrijke contouren die niet overeenkomen met de achtergrond. Dat is het. De gegevens zijn nu klaar voor experiment specifieke analyse en figuur generatie.

Hoewel geen enkele deeltjesdrempelmethode perfect is, is hier een voorbeeld van acceptabele resultaten. Bij het evalueren van QC-afbeeldingen zijn er drie veelvoorkomende fouten gevonden. Het niet nauwkeurig voldoen aan de deeltjesgrenzen, het niet identificeren van deeltjes en het opnemen van artefacten.

Hier worden de deeltjesverdelingen tussen twee experimentele reactoren in de loop van de tijd weergegeven en gecombineerd met kwalitatieve metadata die door de onderzoeker worden opgemerkt. Deze grafiek toont aan dat in dit geval, de reactoren had over het algemeen vergelijkbare deeltjesgrootte distributies die de neiging naar een grotere gemiddelde en bredere verspreiding naarmate de tijd vorderde. Bij het uitvoeren van deze procedure is het van cruciaal belang om de plaat gelijkmatig te coaten met een dunne laag agar met gelijkmatig verdeelde deeltjes.

Zorg ervoor dat u de praktijk en neem de tijd. Buiten deze procedure, interessante deeltjes kunnen worden verwijderd uit de agar en bestudeerd. In termen van gegevens, de resulterende bestanden uit dit protocol zijn goed gedefinieerd en de hemel is de limiet analytisch.

Deze techniek effende de weg naar het verstrekken van nieuwe inzichten in aërobe korrelig slib. Het is morfologie is erg belangrijk en het stelde ons in staat om het te meten op een standaard manier. Afvalwater is biologisch actief.

Bio veiligheid niveau men praktijken worden aangemoedigd. Ook, hoe agar kan bellen over wanneer magnetron en kan spuiten hete druppels bij het openen van de centrifuge buis.