Name: Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-05T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 s
Description: Leer een chirurgische techniek voor aangezichtszenuwletsel bij ratten om axonale regeneratie en herstel te bestuderen. Deze methode biedt inzicht in therapeutische benaderingen voor perifere zenuwrevalidatie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

S.A.A. wordt gefinancierd door de American Academy of Facial Plastic and Reconstructive Surgery Leslie Bernstein Grants Program.

Alle interventies werden uitgevoerd in strikte overeenstemming met de National Institutes of Health (NIH) richtlijnen. Het experimentele protocol werd goedgekeurd door de University of Michigan's Institutional Animal Care & Use Committee (IACUC) voorafgaand aan de uitvoering. Tien weken oude volwassen vrouwelijke Sprague-Dawley ratten werden gebruikt.
1.
<ol><li>Zorg voor een geschikte voorraad van gesteriliseerde chirurgische instrumenten, pijnstillende medicijnen, verdovingsmedicatie en zuurstof voorafgaand aan de operatiedag. Zie Materiaaltafel voor een volledige lijst.</li>
</ol>2. Preoperatieve installatie
<ol><li>Zorg voor een adequate werkruimte, inclusief ruimte voor ten minste twee personen (de chirurg en een assistent). OPMERKING: Er is behoefte aan een speciale operatietafel, ruimte voor de installatie van de anesthesiemachine en voldoende opslagruimte voor gesteriliseerde en back-upbenodigdheden.</li>
	<li>Kalibreer een werkende microscoop voor gebruik tijdens de procedures. Zorg ervoor dat de chirurg de mogelijkheid heeft om de handgrepen van de microscoop en de zoom/focusknoppen aan te passen door een gesteriliseerde cover over de handgrepen/knoppen te plaatsen OPMERKING: We gebruikten gesteriliseerde aluminiumfolie over de handgrepen / knoppen.</li>
</ol>3. Anesthesie en voorbereiding
<ol><li>Plaats het dier in de anesthesiekamer en induceer algemene anesthesie via 1,8% isofluraan en 0,9 L/min zuurstof.<ol>
<li>Bevestig een adequaat anesthesievlak via een beoordeling van spontane ademhaling en een evaluatie van het bewustzijn door de grimasrespons van het dier op een teensnuifje te beoordelen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Breng oogsmeermiddel bilateraal aan om te waken tegen hoornvliesirritatie of droogte.</li>
	<li>Scheer de operatieve site(s) met een scheermes of automatische tondeuse.<ol>
<li>Stel op dit moment een methode voor rattenidentificatie vast, hetzij via een oormerk of staartetiket/markering.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Dien een onderhuidse injectie van 0,05 mg/kg buprenorfine toe langs de rug van het dier voor profylaxe tegen postoperatieve pijn.</li>
</ol>4. Chirurgische benadering en letselpatronen
<ol><li>Breng het dier naar de operatietafel en zet de gasstroom voort via een nosecone. Zorg ervoor dat er een verwarmend kussen onder het dier en het steriele veld wordt geplaatst om de lichaamstemperatuur te behouden.</li>
	<li>Plaats gesteriliseerd gaas (opgerold en bevestigd met tape) te gebruiken als een nek rol voor de rat; dit zal zorgen voor een verbeterde blootstelling van het chirurgische veld. Houd er rekening mee dat de juiste positionering van het dier van het grootste belang is voor efficiënte zenuwidentificatie en dissectie.</li>
	<li>Bereid de gezichtshuid van het dier voor op de procedure. Gebruik chloorhexidine of een jodiumgebaseerde oplossing om de chirurgische site 3x te schrobben, afgewisseld met 70% ethanol, om desinfectie te garanderen.</li>
	<li>Plan en markeer de chirurgische incisie indien gewenst. Manipuleer het ipsilaterale oor in een voorste-achterste richting om de natuurlijke vouwen van de postauriculaire huid te bepalen.</li>
	<li>Mode een 4-5 mm incisie in de postauriculaire vouw met behulp van scherpe iris schaar of een nummer 15 blad. Dit kan later in de procedure zo nodig worden uitgebreid.</li>
	<li>Botweg ontleden door de onmiddellijke onderhuidse fascia en plaats een micro-Weitlaner oprolmechanisme om de blootstelling te verbeteren. Houd er rekening mee dat er in dit gebied kleine kaliber bloedvaten kunnen zijn; deze worden het best vermeden door zich superieur of inferieur terug te trekken via de Weitlaner oprolmechanisme.</li>
	<li>Identificeer de voorste digastrische spier als het reist in een inferieur-naar-superieure richting in de richting van het inbrengen langs de schedelbasis.<ol>
<li>Verspreid voorzichtig door de spierbuik langs de invoegpositie om de pees van de voorste digastmaagbuik te onthullen. Merk op dat de pees verschijnt als een filmy wit proces afkomstig van de spier met een solide invoeging op de schedelbasis.</li>
	</ol></li>
	<li>Na identificatie van de voorste digastrische spier en zijn pees, past u de Weitlaner-oprolmechanisme aan om de spierbuik verder in te trekken. Merk op dat de vervolgens blootgestelde regio is de driedimensionale ruimte waar de belangrijkste stam van de gezichtszenuw ligt. OPMERKING: Deze regio wordt superieur en mediaal begrensd door de schedelbasis, lateraal door de voorste digastrische spier, posteromediaal door de gehoorgang, en inferieur door de structuren van de nek, inclusief de oppervlakkige temporele slagader.</li>
	<li>Na voldoende blootstelling, identificeer de belangrijkste stam van de gezichtszenuw als het reist inferieur van onder de pees van de digastrische spier, waar het verlaat de stylomastoid foramen van de schedelbasis. Merk op dat de zenuw verschijnt als een parelwitte koord, ingekapseld in parotid-masseteric fascia van het dier. Oefen voorzichtigheid bij het verder blootstellen van de zenuw, om de volgende redenen.<ol>
<li>Vermijd agressieve dissectie, of loodrechte spreads, om te waken tegen stretch-gemedieerde neuropraxie letsel.</li>
		<li>Vermijd agressieve posteriorly en medially gerichte dissectie om te waken tegen het schenden van de dunne weefsels boven de gehoorgang als dit zou kunnen introduceren middenoor flora in het chirurgische veld.</li>
		<li>Vermijd beschadiging van de oppervlakkige temporele slagader door brede mediaal en inferieur gerichte dissectie. Merk op dat een verwonding zal worden geïdentificeerd door stevige, pulsatiele bloeden.<ol>
<li>Als de slagader gewond is, breng dan snelle druk met een katoen-getiptapplicator of steriel gaas via tangen. Hemostatische stoffen of vloeibare fibrinenaanden kunnen in de buurt worden geplaatst. Houd er rekening mee dat het dier een onderhuidse injectie van 0,9% steriele zoutlijn nodig kan hebben voor vloeistofstabilisatie.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Traceer de hoofdstam distally door het ontleden langs de zenuw in een inferieure richting, distally van de uitgang van de stylomastoid foramen.<ol>
<li>Verleng de originele incisie om een volledige blootstelling van de zenuw en zijn takken mogelijk te maken. Zorg ervoor dat een verstoring van de parotid klier te voorkomen als dit kan resulteren in postoperatieve sialocele.</li>
	</ol></li>
	<li>Induceer de gewenste letselpatronen als volgt.<ol>
<li>Voor een crush letsel, gebruik glad-opgedoken juwelier tangen om stevig te grijpen de zenuw en comprimeren9. Breng constante en reproduceerbare druk op de zenuw gedurende een periode van 30 s om een passende crush letsel te garanderen.</li>
		<li>Voor een eenvoudige transsectie, pak de fascia boven de zenuw, of de onmiddellijke epineurium, met fijn getande tangen, en gebruik scherpe microschaar om de zenuw schoon transect op het gewenste punt met een enkele snede. Zorg ervoor dat overtollige tractie op de zenuw met de tangen te voorkomen.</li>
		<li>Voor een zenuwkloof model, maak de gewenste zenuwkloof met behulp van een soortgelijke methode om de eenvoudige transection letsel. Gebruik de gesteriliseerde schacht van een applicator met katoenpunt tot de gewenste zenuwkloof om de gelijkenis van het letselpatroon tussen dieren te garanderen.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Wondsluiting
<ol><li>Irrigeren de wond met steriele zoutlijn en droog het met steriel gaas.</li>
	<li>Benaderen de huidranden op een eenvoudige, onderhuidse manier met opneembare hechtingen, of gebruik huidlijm of wondklemmen, die ook aanvaardbaar zijn voor wondsluiting. Plaats een begraven steek door het nemen van een diep-tot-oppervlakkige beet van een huidrand en vervolgens een daaropvolgende oppervlakkige-tot-diepe beet van de tegenovergestelde huidrand.</li>
</ol>6. Postoperatieve terugwinning
<ol><li>Toedienisch een onderhuidse injectie van niet-steroïde ontstekingsremmende pijnstillende pijn (zoals 0,05 mg/kg buprenorfine en 0,5 mg /kg Carprofen) voor postoperatieve pijnbestrijding. Plaats de injectie langs de rug van het dier.</li>
	<li>Stop met de toediening van het verdovingsmiddel en laat het dier nog eens 1 min zuurstof inademen.</li>
	<li>Plaats het dier in een opgewarmde (via een warmtelamp), aseptische kooi verstoken van strooisel om onbedoelde inname te voorkomen. Merk op dat het dier meestal tekenen van herstel binnen 1-2 min zal vertonen en gedesoriënteerd kan lijken, met een vertraagd herstel van de achterbeenfunctie.</li>
	<li>Breng de dieren terug naar hun kooien in de juiste huisvestingseenheid en beheer postoperatieve pijnstillers op de postoperatieve dag #1 om aanhoudende profylaxe tegen pijn te garanderen.</li>
	<li>Controleer de dieren 2x per dag om te evalueren op tekenen van ondervoeding, hoornvliesirritatie of chirurgische plaatsinfectie, en houd de juiste chirurgische logboeken bij.<ol>
<li>Toedienen 0,9% steriele zoutoplossing in een onderhuidse manier als er significant gewichtsverlies.</li>
		<li>Breng dagelijks smeeroogzalf aan totdat de knipperreflex van het dier is hersteld.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

Het model van de zenuwletsel van de rattengezichtsweg is naar voren gekomen als het meest veelzijdige systeem voor de evaluatie van neurotrofe factoren vanwege de chirurgische toegankelijkheid, het vertakkingspatroon en de fysiologische betekenis27,29,33,34,35,36. De combinatie van videodemonstratie en toepassing van transgen...

Craniale zenuwletsel in het hoofd- en nekgebied kan ondergeschikt zijn aan aangeboren, infectieuze, idiopathische, iatroggeene, traumatische, neurologische, oncologische of systemische etiologieën1. Craniale zenuw VII, of de gezichtszenuw, wordt vaak beïnvloed. De incidentie van gezichtszenuw disfunctie kan aanzienlijk zijn, omdat het 20 tot 30 per 100.000 mensen per jaar2beïnvloedt. De belangrijkste motorische takken van de gezichtszenuw zijn de temporele, zygomatische, buccale, marginale mandibulaire en cervicale takken; afhankelijk van de betrokken tak, kunnen de gevolgen bestaan uit orale incompetentie of kwijlen, hoornvliesdroogheid, visuele veldobstructie secundair aan ptose, dysartrie of gezichtsasymmetrie2,3. Langdurige morbiditeit omvat het fenomeen van synkinese, of onwillekeurige beweging van een gezichtsspiergroep, met poging tot vrijwillige samentrekking van een afzonderlijke gezichtsspiergroep. Oculair-orale synkinese is de meest voorkomende van de afwijkende regeneratie als een sequela van gezichtszenuw letsel en veroorzaakt functionele stoornissen, verlegenheid, verminderd gevoel van eigenwaarde, en slechte kwaliteit van leven3. Letsel aan individuele takken dicteert de functies die selectief worden aangetast.
De klinische behandeling van letsel aan de gezichtszenuw is niet goed gestandaardiseerd en heeft behoefte aan verder onderzoek om de resultaten te verbeteren. Steroïden kunnen verlichten acute zwelling van de gezichtszenuw, terwijl Botox is nuttig voor het temporizing synkinetische bewegingen; maar, de primaire reconstructieve opties in het bewapeningvan de beoefenaar arium te betrekken chirurgische interventie door middel van zenuwreparatie, substitutie, of reanimatie3,4,5,6. Afhankelijk van het type van gezichtszenuw letsel opgelopen, de gezichtszenuw chirurg kan gebruik maken van een aantal opties. Voor eenvoudige transsectie, zenuw reanastomose is nuttig, terwijl kabel-graft reparatie is beter geschikt voor een zenuwdefect; voor een herstel van de functie kan de chirurg kiezen voor statische of dynamische reanimatieprocedures voor het gezicht. In veel gevallen van gezichtszenuwletsel en daaropvolgende reparatie, zelfs in de handen van ervaren gezichtszenuwchirurgen, resulteert het beste resultaat nog steeds in aanhoudende gezichtsasymmetrie en functioneel compromis7.
Deze suboptimale resultaten hebben aangespoord uitgebreid onderzoek naar gezichtszenuw regeneratie. Brede onderwerpen van belang zijn het perfectioneren en innoveren van zenuwreparatietechnieken, het bepalen van het effect van verschillende zenuwregeneratiefactoren en het beoordelen van het potentieel van specifieke neurale remmers om de langetermijnuitkomst van synkinese8,9,10,11te helpen bestrijden.11 Terwijl in vitro modellen kunnen worden gebruikt om bepaalde kenmerken van pro-groei of remmende factoren te beoordelen, kan echt translationeel onderzoek over dit onderwerp het best worden uitgevoerd via vertaalbare diermodellen.
De beslissing van welk dier model te gebruiken kan een uitdaging zijn, als onderzoekers hebben gebruik gemaakt van zowel grote dieren, zoals schapen en kleine dier modellen, zoals muizen12,13. Terwijl de grote dierlijke modellen ideale anatomische visualisatie aanbieden, vereist het gebruik ervan gespecialiseerde apparatuur en personeel niet gemakkelijk of gemakkelijk beschikbaar. Bovendien kan het aandrijven van een studie om effect aan te tonen zeer kostenonbetaalbaar zijn en mogelijk niet binnen het haalbare bereik van veel wetenschappelijke centra vallen. Zo wordt het kleine diermodel het meest gebruikt. De muis model kan worden gebruikt voor de beoordeling van een aantal resultaten in verband met gezichtszenuwchirurgie; echter, de beperkte lengte van de zenuw kan beperken van de wetenschapper het vermogen om bepaalde patronen te modelleren, zoals large-gap letsel14.
Zo is de rat murine prototype is ontstaan als het werkpaard model waardoor de wetenschapper kan innovatieve chirurgische ingrepen uit te voeren of gebruik maken van remmende of pro-groei factoren en beoordelen effect over een breed scala van uitkomst parameters. De rat gezichtszenuw anatomie is voorspelbaar en gemakkelijk benaderd in een reproduceerbare manier. De grotere schaal, in vergelijking met het muismodel, maakt het mogelijk om een breed scala aan chirurgische defecten te modelleren, variërend van eenvoudige transsectie tot 5 mm hiaten15,16. Dit maakt het verder mogelijk om complexe interventies op de plaats van het defect toe te voeren, met inbegrip van de actuele plaatsing van factor, intraneurale injecties van factor, en de plaatsing van isografts of bruggen17,18,19,20,21,22,23.
De volgzame aard van de rat, de betrouwbare anatomie, en de neiging tot effectieve zenuwregeneratie maakt het mogelijk voor het verzamelen van vele uitkomst maatregelen in reactie op de bovengenoemde chirurgische patronen van letsel24. Via het ratmodel is de gezichtszenuwwetenschapper in staat om elektrofysiologische reacties op letsel-, zenuw- en spierhistologische uitkomsten te beoordelen via immunohistochemie, functionele uitkomsten via het volgen van beweging van het vibrissale pad en het beoordelen van oogsluiting, en micro- en macroscopische veranderingen via onder andere11,22,23,25,26,27,28,29. Zo zal het volgende protocol een chirurgische benadering van de rattengezichtszenuw en de letselpatronen schetsen die kunnen worden geïnduceerd.

```html
<table><tbody><tr><td>1.8% isofluraan</td><td>VetOne</td><td>13985-030-40</td><td></td></tr><tr><td>11-0 nylon microsutures</td><td>AROSuture</td><td>TK-117038</td><td></td></tr><tr><td>4-0 monocryl naald</td><td>VWR</td><td>75982-084</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfine SR</td><td>ZooPharm</td><td>MIF 900-006</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MFCD00079028</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhexidine</td><td>VWR</td><td>IC19135805</td><td></td></tr><tr><td>Juwelierstang</td><td>VWR</td><td>21909-458</td><td></td></tr><tr><td>Micro Weitlaner retractor</td><td>VWR</td><td>82030-146</td><td></td></tr><tr><td>Micro-schaar</td><td>VWR</td><td>100492-348</td><td></td></tr><tr><td>Mini tenotomie schaar</td><td>VWR</td><td>89023-522</td><td></td></tr><tr><td>Nr. 15 scalpelmesje</td><td>VWR</td><td>102097-834</td><td></td></tr><tr><td>Operatiemicroscoop</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petrolatum ooggel</td><td>Pharmaderm</td><td>B002LUWBEK</td><td></td></tr><tr><td>Steriele water</td><td>VWR</td><td>89125-834</td><td></td></tr><tr><td>Weefselkleefstof</td><td>Vetbond, 3M</td><td>NC9259532</td><td></td></tr><tr><td>Watergeleiderpad</td><td>Aqua Relief System</td><td>ARS2000B</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaïne</td><td></td><td></td><td>Gebruik als lokaal analgeticum</td></tr></tbody></table>
```

facial nerve surgery in the rat model to study axonal inhibition and regeneration

Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration

Dit protocol beschrijft consistente en reproduceerbare methoden om axonale regeneratie en remming te bestuderen in een rat gezichtszenuwletsel model. De gezichtszenuw kan over de gehele lengte worden gemanipuleerd, van zijn intracraniale segment tot zijn extratemporere koers. Er zijn drie primaire soorten zenuwletsel gebruikt voor de experimentele studie van regeneratieve eigenschappen: zenuwverplettering, transsectie, en zenuwkloof. Het bereik van mogelijke interventies is enorm, met inbegrip van chirurgische manipulatie van de zenuw, levering van neuroactieve reagentia of cellen, en ofwel centrale of eind-orgaan manipulaties. Voordelen van dit model voor het bestuderen van zenuwregeneratie zijn eenvoud, reproduceerbaarheid, interspecies consistentie, betrouwbare overlevingskansen van de rat, en een verhoogde anatomische grootte ten opzichte van murine modellen. De beperkingen omvatten een meer beperkte genetische manipulatie ten opzichte van het muismodel en het superieure regeneratieve vermogen van de rat, zodanig dat de gezichtszenuwwetenschapper zorgvuldig tijdspunten voor herstel moet beoordelen en of de resultaten moeten worden vertaald naar hogere dieren en menselijke studies. Het ratmodel voor letsel aan het gezicht zenuw kan functionele, elektrofysiologische, en histomorfometrische parameters voor de interpretatie en vergelijking van zenuwregeneratie. Het biedt daardoor een enorm potentieel in de richting van het bevorderen van het begrip en de behandeling van de verwoestende gevolgen van gezichtszenuw letsel bij menselijke patiënten.

Na de eerste chirurgische ingreep zijn er twee belangrijke soorten uitkomstmetingen: seriële metingen in het levende dier en metingen die het offeren van het dier vereisen. Voorbeelden van seriële metingen zijn elektrofysiologische tests, zoals een samengestelde spierwerkingspotentieelmeting30, beoordelingen van gezichtsspierbewegingen via laser-assisted of videografie betekent9, of zelfs repetitieve live beeldvorming van hergroei van de gez...

Dit protocol beschrijft een reproduceerbare benadering van gezichtszenuwchirurgie in het rattenmodel, inclusief beschrijvingen van verschillende induceerbare patronen van letsel.

This protocol describes consistent and reproducible methods to study axonal regeneration and inhibition in a rat facial nerve injury model. The facial ...

Dit protocol kan wetenschappers helpen bij het bestuderen van resultaten na gezichtszenuwletsel en methoden om regeneratie over veel verschillende parameters te verbeteren. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat de rat anatomie maakt gemakkelijke toegang tot de gezichtszenuw, en de grote schaal stelt ons in staat om alle relevante letselpatronen te bestuderen. De toepassingen van deze techniek breiden zich uit tot de revalidatie van de patiënten na gezichtszenuwletsel.Als regeneratief potentieel biedt de rat een reproduceerbaar en beknopt experimenteel model. En deze methode kan inzicht geven in chirurgische en medische therapieën voor gezichtszenuwparese of verlamming. En het is te vertalen naar andere hoofd-halsmodellen of andere perifere zenuwen.Opereren onder een microscoop met beide handen kan een uitdaging zijn. Ik adviseer het beoefenen van het gebruik van verrekijker versie onder de microscoop voor een poging tot een gezichtszenuw dissectie. Na bevestiging van een gebrek aan respons op teensnuifje, breng zalf aan op de ogen van de rat en scheer het chirurgische gebied.Stel een methode voor de identificatie van ratten vast en plaats een rol gaas onder de nek. Desinfecteer de blootgestelde huid met drie afwisselende chloorhexidine en 70% ethanol scrubs en plaats de rat onder een stereomicroscoop. Manipuleer het ipsilaterale oor in een voorste achterste richting om de natuurlijke vouwen van de postauriculaire huid te bepalen.Gebruik een nummer 15 mes om een incisie van twee tot drie millimeter in de postauriculaire vouw te maken. De planning en de plaatsing van de incisie zijn de meest kritieke stappen voor het waarborgen van een betrouwbare identificatie van de gezichtszenuw terwijl het minimaliseren van de wondgrootte. Ontleden botweg door de directe onderhuidse fascia en plaats een micro-Weitlaner oprolmechanisme om de blootstelling aan het weefsel te verbeteren.Identificeer de voorste digastric spier als het reist in een inferieure-naar-superieure richting in de richting van de invoeging langs de schedelbasis. Verspreid zachtjes door de spierbuik langs de spierinvoegpositie om de pees van de voorste digazitrische buik te onthullen. De pees zal verschijnen als een filmachtig wit proces afkomstig van de spier met een stevige invoeging op de schedelbasis.Na identificatie van de voorste digastric spier en zijn pees, pas de Weitlaner oprolmechanisme aan de spierbuik verder in te trekken. Het blootgestelde gebied is de driedimensionale ruimte waarin de hoofdstam van de gezichtszenuw ligt. Ontleden langs de zenuw in een inferieure richting distally van de uitgang van de stylomastoid foramen.Om een crush letsel patroon induceren, gebruik glad-surfaced juwelier tang stevig te grijpen en comprimeren van de zenuw toe te passen constante en reproduceerbare druk gedurende 30 seconden om een passende crush letsel te garanderen. Voor een eenvoudige transsectie, pak de onmiddellijke epineurium bovenlyseren van de zenuw met fijngetande tangen, en gebruik scherpe microscissors om de zenuw netjes transect op het gewenste punt met een enkele snede. Voor een zenuwspleet model, gebruik verstelbare remklauwen om de gewenste zenuwsleerlengte in te stellen om vergelijkbare verwondingspatronen tussen dieren te garanderen en de zenuw te transecteren zoals net is aangetoond.Nadat de experimentele verwonding is afgeleverd, irrigeer de wond met steriele zoutoplossing en droog het weefsel met steriel gaas. voor het sluiten van de huidincisie volgens institutionele richtlijnen. Hier wordt live beeldvorming van de hoofdstam van de gezichtszenuw met een crush-letsel van ongeveer twee tot drie millimeter distaal getoond aan het takpunt van de eerste PES in een volwassen transgene Thy1-GFP-rat.Beoordeling van de geleidelijke terugkeer van fluorescentie bij één, twee, drie en vier weken na de verwonding kan worden gebruikt als marker voor het monitoren van zenuwregeneratie bij deze transgene dieren. Histomorfometrische analyse kan worden gebruikt om transversale beelden van de marginale mandibulaire verdeling waardoor kwantificering van de axonale diameter, hoeveelheid puin, zenuwvezel, percentage van de zenuw, en dichtheid metingen te verkrijgen. Het is belangrijk om de plaatsing van het oprolmechanisme vaak aan te passen als dat nodig is om ervoor te zorgen dat de relevante anatomische zenuwen zichtbaar zijn bij het identificeren van de gezichtszenuw.Na deze procedure kunnen de relevante zenuwen en spieren worden geoogst voor immunohistochemische analyse om de mate van regeneratie ten opzichte van andere experimentele groepen te beoordelen. Na de ontwikkeling heeft deze techniek de weg vrijgemaakt voor onderzoekers bij het bestuderen van de functionele resultaten na gezichtszenuwletsel. Specifiek, hoe het fenomeen van synkinese effect.

facial-nerve-surgery-rat-model-to-study-axonal-inhibition

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

This video demonstrates a surgical protocol on a rat model, detailing steps from anesthesia preparation to facial nerve injury induction. This protocol is useful for studying nerve regeneration and surgical techniques in medical research.

Inducing a Facial Nerve Injury in a Rat Model

This video demonstrates the induction of orofacial neuropathic pain in a rat model by ligating the infraorbital nerve. This results in nerve damage and inflammation, causing abnormal pain signaling and mimicking chronic pain conditions, which can be used to study the orofacial pain assay.

Inducing Orofacial Neuropathic Pain in a Rat Model via Infraorbital Nerve Ligations

Source: Deseure, K., et al. Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve (IoN-CCI) to Study Trigeminal Neuropathic Pain. J. Vis. Exp. (2015).This video demonstrates a method to induce neuropathic pain in a rat model by constricting the infraorbital nerve. After exposing the infraorbital nerve and tying ligatures to constrict it, the immune response at the injury site increases the excitability of neighboring neurons, which transmit pain signals to the brain.

Induction of Neuropathic Pain in a Rat Model by Constriction of the Infraorbital Nerve

Source: Olmstead, D. N., et al., Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury. J. Vis. Exp. (2015).This video demonstrates the facial nerve crush procedure in a mouse, where blunt dissection through key landmarks exposes the facial nerve trunk at the stylomastoid foramen. Forceps are then used to compress the nerve trunk, inducing axonal damage and disrupting neuronal signal transmission.

Performing Crush Axotomy on the Facial Nerve in a Mouse Model

Source: Cheah, M., et al. Dorsal Root Ganglion Injection and Dorsal Root Crush Injury as a Model for Sensory Axon Regeneration. J. Vis. Exp. (2017).This video demonstrates a step-by-step procedure for injecting a viral suspension into the dorsal root ganglia (DRGs) and inducing a controlled axonal injury via a dorsal root crush in an anesthetized rat. The protocol involves exposing the DRGs, delivering a growth-promoting viral vector to facilitate axonal regeneration, and severing axonal...

Modeling Sensory Axon Regeneration in a Rat Using Dorsal Root Ganglion Injection and Dorsal Root Crush Injury

Olfactorische ensheathing cellen (OECS) zijn neurale lijst cellen die de groei van de primaire olfactorische neuronen mogelijk te maken. Deze specifieke eigenschap kan worden gebruikt voor cellulaire transplantatie. We presenteren hier een model van cellulaire transplantatie gebaseerd op het gebruik van OECS in een laryngeal zenuwletsel model.

Transplantatie van olfactorische Ensheathing Cellen tot functioneel herstel Evalueer na perifere zenuwschade

We presenteren een chirurgisch protocol dat beschrijft hoe een snij- of verpletteringsaxotomie op de aangezichtszenuw bij de muis moet worden uitgevoerd. De axotomie van de aangezichtszenuw kan worden gebruikt om de fysiologische reactie op zenuwbeschadiging te bestuderen en therapeutische technieken te testen.

Facial Nerve axotomie in Muizen: een model om motoneuron Response to Injury Study

Dit protocol presenteert het gebruik van een dorsale wortelganglion (DRG) injectie met een virale vector en een gelijktijdige dorsale wortelbeschadiging bij een volwassen rat als een model om sensorische axonregeneratie te bestuderen. Dit model is geschikt voor het onderzoeken van het gebruik van gentherapie om sensorische axonregeneratie te bevorderen.

Ganglion Injection en dorsale Root crush als een model voor Sensory Axon Regeneration

Hier presenteren we een protocol dat in vivo elektroporatie en denervatie van de craniale levator auris longus (LAL) spier combineert. Deze procedure maakt het mogelijk om de mogelijke rol van spiereiwitten bij de regeneratie van de neuromusculaire synaps te bestuderen.

Gecombineerde in vivo elektroporatie en kortdurende reïnnervatie van de skeletspier van de craniale levator Auris longus

Dit protocol laat zien hoe retrogradely label retinale ganglioncellen, en hoe nadien tot een oogzenuw crush om retinale ganglion cel overleving en apoptose te analyseren. Het is een experimenteel ziekte model voor verschillende typen van optische neuropathie, zoals glaucoom.

Een Optic Nerve Crush letsel muismodel om retinale ganglion cel Survival Study

Leer een chirurgische techniek voor aangezichtszenuwletsel bij ratten om axonale regeneratie en herstel te bestuderen. Deze methode biedt inzicht in therapeutische benaderingen voor perifere zenuwrevalidatie.

Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration

Meer video's verkennen