Name: Bloedafname door Subclavia ader punctie bij muizen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 3 s
Description: Leer een veilige en effectieve methode voor bloedafname via subclavia ader punctie bij muizen. Deze techniek verzamelt ongeveer 200 microliter bloed met minimale stress voor het dier.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd gesteund door de toelage van de nationale stichting van de natuurwetenschappen van China nr. 81670269, nr. 81500355 en nr. 81500226.

Deze studie werd goedgekeurd door de Centraal-Zuid-Universiteit ethiek Comite voor dier onderzoek van de tweede Xiangya ziekenhuis (Changsha, China). Het manuscript werd voorbereid volgens aankomst (dierlijk onderzoek: rapportering van in vivo experimenten) richtlijnen12.
1. materiaal en dier
<ol><li>Bereid de benodigde materialen: 75% ethanol, plakband, epileer agent, 2 mL Tube, 1,0 mL spuit in verband met naald (26G), elektronische weegschaal, heparine en zoutoplossing (Zie tabel van materialen).</li>
	<li>Dieren: bereid 10 Kunming muizen, 6-8 weken oud en weegt 21.6-28.3 g (Zie de lijst van materialen). Handhaaf muizen in overeenstemming met de gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren13.</li>
</ol>2. anesthesie en dieren positionering
<ol><li>Weeg de muis om de vereiste dosering van verdoving agent te berekenen.</li>
	<li>Injecteren natrium pentobarbital (60 mg/kg) door middel van intraperitoneale injectie te induceren algemene anesthesie14 (Figuur 1). Breng een steriele oog smering zalf aan het begin van de procedure om schade aan blootgestelde ogen te voorkomen. Nota: de muizen worden beschouwd als om voldoende verdoofd wanneer het tonen van geen motor reactie op het testen van de pedaal terugtrekkings reflex, staart snuifje, of buikhuid snuifje.</li>
	<li>Plaats de muis in de bewerkings tabel in een liggende positie en 2-4 cm afstand van de rand van de tafel om ader punctie te vergemakkelijken (Figuur 2). Bevestig de ledematen in een comfortabele positie zoals weergegeven in Figuur 2. In de hele procedure is geen intubatie of mechanische ventilatie nodig.</li>
	<li>Breng epileer agent rond de infraclavicular ruimte met een wattenstaafje.</li>
	<li>Drie minuten later, was de epileer agent met een natte wattenstaafje om de vacht en eventuele zichtbare vuil te verwijderen.</li>
	<li>Steriliseren van de infraclavicular ruimte met 75% ethanol en vervolgens droog met schone gaas.</li>
</ol>3. subclavia ader punctie en bloedafname
<ol><li>Identificeer de locatie van de clavicula bot en superieure sternale Fossa met een vinger.</li>
	<li>Zoek de punctie site dicht bij het midden van de clavicula bot en caudale aan. Zet de linker wijsvinger lateraal van de punctie site om de huid en het onderhuidse weefsel vast te stellen (Figuur 3).</li>
	<li>Beweeg de naald naar boven en craniale naar de superieure sternale Fossa. Zodra de naald het onderhuidse weefsel binnenkomt, beweeg de ringvinger van de rechterhand achteruit om negatieve druk te vormen (Figuur 3). Opmerking: tijdens deze stap, de positie van de exploitant ´ s rechterhand moet iets lager zijn dan de operatietafel om de naald omhoog en superieur aan het horizontale vlak te maken. Dat is de reden waarom het dier is geplaatst in de buurt van de rand van de tafel.</li>
	<li>Verplaats de spuit naar voren 3-4 mm, maar stoppen als er geen bloed afvoer in de spuit. Dan langzaam trekken terug de spuit en houd de negatieve druk in. In de meeste gevallen, het bloed zou de spuit in te voeren bij het tekenen terug.</li>
	<li>Zodra het bloed komt de spuit, bevestig de spuit en behoud van de negatieve druk totdat het vereiste volume (200 µ L) van het bloed wordt verzameld in de spuit.</li>
	<li>Na bloedafname, trek de punctie naald, en druk op de punctie site met een wattenstaafje iets voor 1-2 minuten om te stoppen met bloeden. Dan, terug muizen naar de kooi. Opmerking: af en toe, kon men niet verkrijgen van het bloed bij zijn/haar eerste poging. Pas de richting van de naald lateraal aan en herhaal stap 3.3-3.5. Als 3 pogingen niet te verkrijgen bloedmonster, overschakelen naar de andere kant.</li>
	<li>Breng het bloedmonster in een heparinized buis.</li>
</ol>4. muizen herstel
<ol><li>Terwijl de pentobarbital anesthesie is in feite, snelheid herstel door het verstrekken van warmte-ondersteuning totdat de muis weer in beweging is.</li>
</ol>

<ol><li>McCosh, R. B., Kreisman, M. J., Breen, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frequent+Tail-tip+Blood+Sampling+in+Mice+for+the+Assessment+of+Pulsatile+Luteinizing+Hormone+Secretion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Frequent Tail-tip Blood Sampling in Mice for the Assessment of Pulsatile Luteinizing Hormone Secretion.</a> Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).</li>
<li>Regan, R. D., Fenyk-Melody, J. E., Tran, S. M., Chen, G., Stocking, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Submental+Blood+Collection+with+the+Retroorbital+and+Submandibular+Methods+in+Mice+%28Mus+musculus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of Submental Blood Collection with the Retroorbital and Submandibular Methods in Mice (Mus musculus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (5), 570-576 (2016).</li>
<li>Park, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+in+unstressed%2C+conscious%2C+and+freely+moving+mice+through+implantation+of+catheters+in+the+jugular+vein%3A+a+new+simplified+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reports%22%5BJournal%5D)">Blood collection in unstressed, conscious, and freely moving mice through implantation of catheters in the jugular vein: a new simplified protocol.</a> Physiological Reports. 6 (21), e13904(2018).</li>
<li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters%3A+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Laboratory Animals. 43 (3), 255-260 (2009).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+%26+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li>
<li>van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orbital+sinus+blood+sampling+in+rats+as+performed+by+different+animal+technicians%3A+the+influence+of+technique+and+expertise%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Orbital sinus blood sampling in rats as performed by different animal technicians: the influence of technique and expertise.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 377-386 (1998).</li>
<li>Tsai, P. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+different+blood+collection+methods+on+indicators+of+welfare+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Effects of different blood collection methods on indicators of welfare in mice.</a> Lab Anim (NY). 44 (8), 301-310 (2015).</li>
<li>Holmberg, H., Kiersgaard, M. K., Mikkelsen, L. F., Tranholm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+blood+sampling+technique+on+blood+quality+and+animal+welfare+in+haemophilic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Impact of blood sampling technique on blood quality and animal welfare in haemophilic mice.</a> Laboratory Animals. 45 (2), 114-120 (2011).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+and+efficacy+of+a+modified+axillary+vein+technique+for+pacemaker+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiology+Plus%22%5BJournal%5D)">Safety and efficacy of a modified axillary vein technique for pacemaker implantation.</a> Cardiology Plus. 3, 104-107 (2018).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subclavian+Vein+Puncture+As+an+Alternative+Method+of+Blood+Sample+Collection+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), (2018).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Laboratory Animals. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>Research, I. fL. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aResearch%2C+IfLA+%22Guide+for+the+care+and+use+of+laboratory+animals%22">Guide for the care and use of laboratory animals</a>. , National Academies Press. Washington (DC). (1996).</li>
<li>Redel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+ischemia+and+reperfusion+times+on+myocardial+infarct+size+in+mice+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Biology+and+Medicine+%28Maywood%2C+N.J.%29%22%5BJournal%5D)">Impact of ischemia and reperfusion times on myocardial infarct size in mice in vivo.</a> Experimental Biology and Medicine (Maywood, N.J.). 233 (1), 84-93 (2008).</li>
<li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li>
</ol>

Geen verklaard.

Dit rapport is een uitbreiding van eerdere onderzoek naar bloedbemonstering door de subclavia ader punctie bij ratten11. Als de muis is het meest gebruikte onderzoek dier, zou het waardevol om te zien of deze techniek kan ook worden toegepast op muizen. De uitdaging komt van de relatief kleinere diameter van de subclavia ader.
In het huidige onderzoek, vonden we dat subclavia punctie in muizen is een haalbaar en betrouwbare manier om bloed te verzamelen. Vergeleken met de conventionele methoden, zoals staart ader snijden of orbitale bloedafname, zijn er geen ethische kwesties van de huidige methode. Alle dieren overleefden na deze procedure zonder vloeibare supplementen na rond 200 µ L van bloed extractie, en de dieren zouden voor verdere experimentele studies kunnen worden gebruikt. Theoretisch, de totale monstervolume extractie niet kon bereiken meer dan 10% van de totale circulerende bloedvolume elke keer en het totale volume van een volwassen dier is 55 tot 70 mL/kg lichaamsgewicht5. Voor de muizen die in dit onderzoek (21.6-28.3 g) worden gebruikt, zou de maximumvolume extractie rond 200 µ L moeten zijn. We stellen dus de bloedbemonstering bedrag rond 200 µ L voor elke muis. Het onvermogen om de bloeddruk te meten, hartslag, en andere stress parameters zijn de belangrijkste beperkingen van dit rapport.
Voldoende algemene anesthesie is een andere belangrijke kwestie om het succes van de punctie te garanderen. De muizen moeten stil blijven tijdens de punctie procedure om het risico van verwonding van het schip door de naald te voorkomen. Wij vonden dat pentobarbital natrium bij 60 mg/kg voor algemene anesthesie ideale diepte van anesthesie kon tevredenstellen. Een nadeel van deze agent is de relatief lange hersteltijd (gemiddeld ongeveer 30 minuten). In sommige instituten, Isofluraan inhalatie wordt gebruikt voor de korte hersteltijd en moet in aanmerking worden genomen als een alternatieve anesthesie keuze15.
De locatie van subclavia ader is weergegeven in Figuur 4. Vanwege de dunne wand en lage druk in de ader, de voorste en achterste wand van de subclavia ader zou hechten aan elkaar onder de druk van een naald, terwijl de naald vooruit beweegt (figuur 5a). Terwijl het terugtrekken van de plunjer langzaam achteruit, zal de aangrenzende muren spontaan scheiden, en het uiteinde van naald kon de ware holte van schip ingaan en het bloed kon in de spuit onder aanhoudende negatieve druk uitlekken (Figuur 5b). Gebruik van een vacuüm bloedafname systeem16 kan ook het voordeel van de bloedafname. Door de relatief kleine diameter van de muizen subclavia ader, kan er zelfs mislukkingen voor een ervaren exploitant. Voor een beginner, raden wij subclavia ader punctie bij ratten zoals gerapporteerd11. Na een aantal succesvolle punctie pogingen bij ratten, kan het slagingspercentage van subclavia ader punctie in muizen aanzienlijk worden verbeterd. Zorg ervoor dat de exacte punctie locatie is gewoon caudale naar het midden van de clavicula bot. De naald bewegende opwaartse en craniale naar de superieure sternale Fossa zijn andere belangrijke punten om een succesvolle punctie te garanderen.
Tot slot, subclavia ader punctie is een veilige en effectieve methode voor bloedafname bij muizen. Naast staart ader snijden en retro-orbitale plexus bloedafname, deze methode is haalbaar, veilig, en geschikt voor observationele onderzoeken op verschillende tijdstippen in muizen.

Bloedmonster verzameling van muizen is essentieel in de meeste onderzoekslaboratoria. De conventionele benaderingen voor bloedinzameling in muizen is staart knipsel wanneer minder dan 100 µ L van steekproef nodig is1. Echter, als er meer dan 100 µ L van bloed nodig zijn op een niet-terminale tijdpunt, retroorbital, submandibulaire bloeden of submentale bloedafname zijn de meest beschouwde technieken2. In sommige gevallen, de halsader ader katheterisatie door middel van een chirurgische incisie werd aangenomen als een alternatieve methode3.
Niettemin, de bovenstaande methoden zijn schadelijk voor de muizen. Om het beste van onze kennis, is de retroorbital methode niet algemeen aanvaard vanwege het potentiële risico van complicaties4,5. Operatie gerelateerde trauma niet alleen gebeurt in het zichtbare gebied6,7, maar ook diep in de baan6. Trouwens, submandibulaire bloedafname is stressvol8 en kan worden geassocieerd met overmatig bloeden van2,9. Op basis van ons voorafgaand onderzoek10,11, hier introduceren we een nieuwe strategie voor bloedafname van de subclavia ader bij muizen. De veiligheid, haalbaarheid en het verkregen bloedvolume met deze techniek worden gepresenteerd en besproken.

<table><tbody><tr><td>1.0 mL spuit</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd (Weihai, Shandong Province, China)</td><td>20163151593</td><td></td></tr><tr><td>75% ethanol</td><td>Afdeling Farmacie, Het Tweede Xiangya Ziekenhuis van de Centrale Zuid-Universiteit</td><td>gemaakt in Afdeling Farmacie, Het Tweede Xiangya Ziekenhuis van de Centrale Zuid-Universiteit</td><td></td></tr><tr><td>hechtpleister</td><td>3M Deutschland GmbH (Kamen, Duitsland)</td><td>1534-1</td><td></td></tr><tr><td>canvas handschoenen</td><td>voor anesthesie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>elektronische weegschaal</td><td>Dongguan Shengheng Electronics Co. Ltd (Dongguan, Guangdong Provincie, China)</td><td>KP-3000</td><td></td></tr><tr><td>epilatiemiddel</td><td>Frankrijk Yi Sha Cosmetics Co. Ltd (Guangzhou, Guangdong Provincie, China)</td><td>8281744</td><td></td></tr><tr><td>heparine (gebruikte concentratie 10 U/mL, 2 mL, 12500 IU)</td><td>Nanjing Xinbai Pharmaceutical Co. Limited (Nanjing, Jiangsu Provincie, China)</td><td>H32025851</td><td></td></tr><tr><td>muizen</td><td>Hunan SJA Laboratory Animal Co. Ltd (Changsha, Hunan Provincie, China)&nbsp;</td><td>Kunming soort</td><td></td></tr><tr><td>naald, 26G, 0.45 mm x 16 mm</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co. Ltd (Weihai, Shandong Provincie, China)</td><td>20163151593</td><td></td></tr><tr><td>pentobarbital natrium (gebruikte oplossing 1%)</td><td>Merck</td><td>P-010-1ML</td><td></td></tr><tr><td>fysiologische zoutoplossing, 100 mL</td><td>Hunan Kelun Pharmaceutical Co. Ltd (Yueyang, Hunan Provincie, China)</td><td>H43020454</td><td></td></tr><tr><td>statistieken software</td><td>International Business Machines</td><td>SPSS Statistics 25</td><td></td></tr><tr><td>buis, 2 mL</td><td>Hubei Jinxing Technology &amp; Development Co. Ltd (Wuhan Hubei Provincie, China)</td><td>MCT-150-C</td><td></td></tr></tbody></table>

bloedafname door subclavia ader punctie bij muizen

Blood Collection Through Subclavian Vein Puncture in Mice

De muis is het belangrijkste zoogdier model voor het bestuderen van de menselijke ziekte en de menselijke gezondheid. Echter, bloedmonster collectie van muizen is een uitdaging in het onderzoek werk. Tail Blood Collection is een populaire methode wanneer een kleine hoeveelheid bloedmonster nodig is. Orbitale slagader kan worden beschouwd als een grote hoeveelheid bloed nodig is, maar deze bloedafname methode heeft ethische kwesties. Vroeger, toonden wij de haalbaarheid en de veiligheid van de inzameling van het bloedmonster door subclavia ader punctie bij ratten, en hier onderzoeken wij of deze methode in muizen zou kunnen worden gebruikt. Wij melden dat deze methode is veilig en praktisch voor bloedafname bij muizen. Bloedafname door de subclavia ader punctie in muizen kan een handige methode in het dagelijks onderzoek werkt.

We herhaalden deze procedure in 10 Kunming muizen (mannelijk n = 5, vrouw n = 5, gewicht 25,4 ± 2,0 g). Negen procedures slaagden aan de juiste kant. Één geval ontbrak binnen 3 pogingen in de juiste kant en bloedinzameling slaagde aan de linkerkant. De tijd cursus (van punctie aan het verkrijgen van vereiste bloedvolume) varieerde tussen 35-126 seconden (gemiddeld 68,4 ± 26,4 s). De inzameling van het bloedvolume werd geplaatst aan rond 200 µ L (gemiddelde 203 ± 11,6 µ L). De inzameling van het bloed slaagde binnen 1 tot 4 pogingen. Bloedbemonstering geslaagd op de eerste poging in twee muizen en na 4 pogingen in een muis; de bemonstering nam 2-3 pogingen in de andere muizen. Alle gegevens zijn geïllustreerd in tabel 1. Alle dieren overleefden en teruggewonnen binnen 30 minuten na de bloedbemonstering. Er was geen significant verschil tussen geslachten voor alle waargenomen parameters (tabel 1).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig1.jpg"> Figuur 1 : Algemene anesthesie door intraperitoneale injectie <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig1large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig2.jpg"> Figuur 2 : De liggende positie van de muis. Let op de afstand tussen de marge en de muis is 2-4 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig2large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig3.jpg"> Figuur 3 : De punctie site en de houding van de handen van de exploitant. Merk op dat de ringvinger van rechterhand naar achteren gaat om negatieve druk te vormen. De linkerhand is geplaatst lateraal van de punctie site om de huid en onderhuidse weefsels vast te stellen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig3large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig4.jpg"> Figuur 4 : De locatie van de subclavia ader, clavicula Bone en superieure sternal Fossa. De subclavia ader cursussen onder de clavicula bot en afvoeren in de superieure Vena Cava onder de superieure sternale Fossa. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig4large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig5.jpg"> Figuur 5 : De relatie tussen de vaatwand en de naald tijdens de procedure. (A) de wanden van de subclavia ader hechten aan elkaar als de naald naar voren beweegt, zodat er geen bloed kan worden getrokken uit. (B) terwijl de naald terug te trekken, de muren gescheiden van elkaar en het bloed kan worden getrokken uit. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig5large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Variabele</td>
			<td>Totaal (n = 10)</td>
			<td>Mannelijk (n = 5)</td>
			<td>Vrouw (n = 5)</td>
			<td>P-waarde</td>
		</tr>
<tr>
<td>Lichaamsgewicht (g)</td>
			<td>25,3 ± 2,2</td>
			<td>25,3 ± 3,0</td>
			<td>25,4 ± 1,3</td>
			<td>0,926</td>
		</tr>
<tr>
<td>Bloed volume (l)</td>
			<td>203,0 ± 11,6</td>
			<td>208 ± 13,0</td>
			<td>198 ± 8,4</td>
			<td>0,187</td>
		</tr>
<tr>
<td>De cursus van time (s)</td>
			<td>68,4 ± 26,4</td>
			<td>70,6 ± 35,1</td>
			<td>66,2 ± 18,0</td>
			<td>0,809</td>
		</tr>
<tr>
<td>Opnames</td>
			<td>2,3 ± 0,9</td>
			<td>2,4 ± 1,1</td>
			<td>2,2 ± 0,8</td>
			<td>0,760</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">Er waren geen significante geslachtsverschillen voor alle waargenomen parameters, alle P waarde > 0.05.</td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>Tabel 1: waargenomen parameters tussen de geslachten

Hier presenteren we een protocol om bloedmonsters te nemen van de subclavia ader van muizen.

Bloedafname door Subclavia ader punctie bij muizen

The mouse is the foremost mammalian model for studying human disease and human health. However, blood sample collection from mice is challenging in ...

Bloedafname door subclavian ader punctie in muizen. Bloedmonster verzameling van muizen is essentieel in de meeste onderzoekslaboratoria. De conventionele benaderingen voor bloedafname bij muizen is staartsnijden, wanneer minder dan 100 microliter monster nodig is.Echter, als meer dan 100 microliter bloed nodig zijn op een niet-terminale tijdpunt, retro-orbitale, submandibulaire bloeden, of submentale bloedafname, zijn de meest voorkomende technieken. Op sommige plaatsen werden de halsaderincisie of katheterisatie als alternatieve methoden aangenomen. Niettemin zijn de bovenstaande methoden kwetsend voor muizen.Op basis van onze formele onderzoeken introduceren we hier een nieuwe economische en zachte strategie voor bloedafname van subclavian ader bij muizen. De veiligheid en haalbaarheid, en verkregen bloedvolume met deze techniek, worden gepresenteerd en besproken. Na algemene anesthesie, liggen de muis in supine positie.Reinig de infraclaviculaire ruimte met 75% ethanol. Bevestig het sleutelbeen en suprasternale fossae voor punctie. Identificeer de punctieplaats in het midden van het sleutelbeen.Beweeg de naalden superieur en omhoog in de richting van de suprasternale fossae, net achterste van het sleutelbeen. Na het verplaatsen van drie tot vier millimeter naar voren, houden negatieve druk in de spuit, en langzaam terug te trekken van de naald. Bloed zal afvoer in de spuit in de loop van de terugtrekking.Na het afhouden van het bloed, druk de punctieplaats gedurende één tot twee minuten zachtjes op om het bloeden te stoppen. Bereid benodigde materialen, waaronder 75%ethanol, plakband, epilaatmiddel, buizen, 1,0 milliliter spuit verbonden met naald, elektronische weegschaal, heparine, en zoutoplossing. Na bevredigende algemene anesthesie, plaats de muis op de operatietafel in supine positie, en twee tot vier centimeter afstand van de rand van de tafel om ader punctie te vergemakkelijken.Bevestig de ledematen in een comfortabele positie, zoals weergegeven in figuur 2. In de hele procedure was geen intubatie of mechanische ventilatie nodig. Breng epilaatmiddel rond de infraclaviculaire ruimte met wattenstaafje.Drie minuten later, was het epilating agent met natte wattenstaafje, om de vacht en eventuele zichtbare vuil te verwijderen. Steriliseer de infraclaviculaire ruimte met 75% ethanol en droog vervolgens met schoon gaas. Identificeer de locatie van sleutelbeenbot en suprasternale fossae met één vinger.Zoek de punctieplaats, dicht bij het midden van het sleutelbeen, en ving erop. Leg de linker wijsvinger laterale naar de punctieplaats om de huid en het onderhuidse weefsel te bevestigen. Beweeg de naald omhoog in een schedel lag in de richting van de suprasternale fossae.Zodra de naald in het onderhuidse weefsel komt, moet de ringvinger van de rechterhand naar achteren bewegen om negatieve druk te vormen. Beweeg de spuit drie tot vier millimeter naar voren, maar stop als er geen bloedafvoer in de spuit zit. Trek dan langzaam de spuit terug en houd er negatieve druk in.In de meeste gevallen zal het bloed in de spuit in de loop van het terugtrekken. Zodra het bloed in de spuit, bevestig de spuit, en houd negatieve druk, totdat vereist volume van het bloed verzameld in de spuit. Na het verzamelen van bloed, trek de punctie naald, en druk op de punctie site met wattenstaafje iets voor een tot twee minuten om te stoppen met bloeden, stuur muizen terug naar kooien.Breng het bloedmonster over in onze heparine buis. We herhaalden deze procedure bij 10 Quimi muizen. Negen procedures slaagden aan de rechterkant.Een geval mislukte binnen drie pogingen aan de rechterkant, en bloedafname geslaagd in de linkerkant. De tijdskoers varieerde tussen 35 en 126 seconden. Het volume van de bloedafname werd ingesteld op ongeveer 200 microliters.De bloedeentie werd geslaagd met één tot vier pogingen. Bloedafname slaagde bij de eerste poging in twee muizen, en bij vier pogingen in één muis, bij twee tot drie pogingen in andere muizen. Alle gegevens zijn geïllustreerd in tabel 1.Alle dieren overleefden, en herstelden binnen 30 minuten na de bloedafname. Er was geen significant verschil tussen seks voor alle waargenomen parameters. Tot slot is subclavian aderpunctie een veilige en effectieve methode voor bloedafname bij muizen.Naast het snijden van staartader en retro-orbitale plexusbloedafname, is deze methode haalbaar en geschikt voor observationele onderzoeken op verschillende tijdstippen bij muizen.

blood-collection-through-subclavian-vein-puncture-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

Hier presenteren we een protocol voor het verzamelen van bloedmonsters van de rat subclavian ader.

Subclavian ader punctie als een alternatieve methode van bloed monster collectie bij ratten

Deze studie meldt bloedmonsters van staart ader in muizen met behulp van een systeem van de buisjes opzuigen met lenzenvloeistof vergrootglas. Onze methode is makkelijk om te oefenen en kan worden gebruikt voor herhalen bloedmonsters in muizen.

Gemodificeerde bloedinzameling uit staart aderen van muizen niet-verdoofd met een systeem voor het verzamelen van vacuüm bloed en lenzenvloeistof Vergrootglas

Het huidige protocol beschrijft een eenvoudige en efficiënte methode voor het verzamelen van bloed uit de subclavia-ader bij ratten. Het maakt snelle, tijdige en gemakkelijk identificeerbare bemonstering zonder anesthesie mogelijk en verkrijgt bloed van hoge kwaliteit door herhaalde monsterverzameling.

Repetitieve bloedafname uit de subclavia-ader van bewuste rat

Hier presenteren we een combinatie van effectieve rattenbeperking en subclavia-aderpunctiemethoden die snelle, veilige en herhaalde bloedafname bij ratten zonder verdoving mogelijk maken.

Bloedafname van subclavia-aderen bij bewuste ratten

Hier presenteren we een protocol voor een geoptimaliseerde bloedafnametechniek bij muizen door middel van venapunctie in het gezicht met behulp van een lancet. We gebruiken deze techniek naast flowcytometrische beoordeling om cellulaire fenotypes van transgene, congenische en reporterstammen te karakteriseren. Het is ook geschikt voor serumcytokine-analyse en diabetesstudies.

Venapunctie in het gezicht voor het afnemen van bloed bij muizen

Subclavia-cardiale punctie is een eenvoudige, betrouwbare methode om terminaal bloed bij muizen af te nemen. Het is eenvoudig te bedienen en zorgt voor monsters van hoge zuiverheid.

Bloedafname van het hart via subclavia-punctie bij muizen

De muis model van cecal ligatie en lek als een waardevol instrument voor de studie van de menselijke sepsis.

Cecal Ligatie Puncture Procedure

Dit artikel legt uit twee zeer verschillende methoden voor injectie: 1) in de hersenen (intracerebroventriculaire) en 2) systemische (intraveneus) op de therapeutische middelen te introduceren in het centrale zenuwstelsel van neonatale muizen.

Levering van therapeutische middelen door intracerebroventriculaire (ICV) en intraveneuze (IV) injectie in Muizen

Biomarkers zijn direct gemeten biologische indicatoren van ziekte of gezondheid. Van de bevolking en de sociale wetenschappen, moeten biomarkers te zijn gemakkelijk te verkrijgen, het vervoer, en te analyseren. Gedroogde Blood Spot (DBS) collectie voldoet aan deze behoefte, kunnen worden verzameld in het veld met hoge respons en voor een verscheidenheid van biomarkers geanalyseerd.

Gedroogde Blood Spot Collectie van Volksgezondheid Biomarkers voor deelname aan Population Studies maximaliseren

Intravitale microscopie kan bij dieren worden gebruikt om retinale vaatdiameters, bloedstroomsnelheden en totale retinale bloedstroom te visualiseren en te meten.

Intravitale Video Microscopie Metingen van retinale bloedstroom in Muizen

Leer een veilige en effectieve methode voor bloedafname via subclavia ader punctie bij muizen. Deze techniek verzamelt ongeveer 200 microliter bloed met minimale stress voor het dier.

Bloedafname door Subclavia ader punctie bij muizen

Meer video's verkennen