Name: Rabiës necropsy technieken in grote en kleine dieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 56 s
Description: Leer veilige necropsietechnieken voor rabiëstesten bij kleine en grote dieren zonder elektrisch gereedschap. Deze methoden minimaliseren aerosolvorming en beschermen laboratoriumtechnici tijdens weefselcollectie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

We zijn dankbaar voor het New Yorkse State Department of Health Wadsworth Center voor het ondersteunen van dit project. We willen ook de steun van Amy Willsey en Frank Blaisdell van Department of Health Wadsworth Center en LL Ranch, Altamont, NY erkennen.

Alle beschreven methoden zijn goedgekeurd door het Wadsworth Center institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité (IACUC).
1. voorbereiding
<ol><li>Don PPE, bij minimale oogbescherming (bril of gelaatsscherm), chirurgisch of N-95 masker, en niet-latex handschoenen.</li>
	<li>Werkruimte voorbereiden, idealiter een bio-Safety Cabinet (BSC), met een wegwerp werkoppervlak bekleding (bijv. Kraft papier of absorberende pads) en schone obductie instrumenten (Figuur 1).</li>
	<li>Plaats het preparaat op het werkoppervlak en gebruik instrumenten om het te manipuleren om de toestand van het monster te beoordelen, met inbegrip van bewijs van ontleding, beschadiging van de schedel, mogelijke gevaren (bijv. stekelvarken Quills, scalpel bladen) en de kwaliteit van de onthoofding.</li>
</ol>2. ventrale methode
Opmerking: wanneer het preparaat op de kaaklijn goed is onthoofd, zullen de foramen magnum en de occipitale condyle worden blootgesteld. De ventrale methode is minder ingewikkeld voor het ophalen van de cerebellum en de hersenstam.
<ol><li>Plaats het preparaat met de ventrale kant omhoog en de neus geleide naar de achterkant van de BSC.</li>
	<li>Houd een orthopedische hamer/hamer in de rechterhand (als rechtshandig) en op hetzelfde moment houden een worden beitel in de linkerhand.</li>
	<li>Plaats de beitel in een hoek van 45 ° met het hoekpunt van de beitel die tussen de rechterkant van het temporale bot en het occipitale bot leidt en een "V"-opening maakt.</li>
	<li>Sla de bovenkant van de beitel met de hamer tot de twee botten scheiden. Maak de snede naast het basisfenoïde bot.</li>
	<li>Herhaal dit aan de linkerzijde van het temporale bot/occipitale bot (Figuur 2a).</li>
	<li>Buig het "V"-gebied van de schedel naar beneden met de beitel. Blootstellen van het gehele Rhombencephalon gebied van de hersenen (cerebellum en hersenstam) (Figuur 2b).</li>
	<li>Schep de hersenstam en het cerebellum uit met een schaar en een tang. Verwijder alle overgebleven stukken uit de schedel als de hersenstam en het cerebellum niet in een enkel stuk uit komen.</li>
</ol>3. dorsale methode
Opmerking: als het preparaat een slechte onthoofding heeft (foramen magnum niet zichtbaar) en de nek niet gemakkelijk kan worden verwijderd tijdens obductie of als schade aan het cerebellum wordt vermoed, moet de rugmethode worden gebruikt.
<ol><li>Plaats het preparaat dorsaal met de neus die DISTAAL naar de achterkant van BSC leidt.</li>
	<li>Met behulp van tumor tenacula, pak de linker temporele spier met tanden van tenacula en vergrendelen door het handvat te knijpen.</li>
	<li>Snijd de temporale spier tot bot met scherp snijmes.</li>
	<li>Draai het preparaat 180 ° met tenacula en mes (niet met de hand) en herhaal het proces op de tegenovergestelde temporele spier. Bloot de schedel.</li>
	<li>Plaats een beitel in een hoek van 45 ° met het hoekpunt van de beitel op het midden van de schedel op het moment van het pariëtale en het intraparietale bot.</li>
	<li>Sla de bovenkant van de beitel op met een hamer totdat er een horizontale opening wordt gemaakt op de bovenste helft van de schedel bij pariëtale botten.</li>
	<li>Draai het preparaat 180 ° en herhaal het proces aan de andere kant.</li>
	<li>Steek het punt van de beitel in het uiteinde van snede 1 (Figuur 3a) en op 90 ° van de horizontale opening. Sla met de hamer op tot de opening het occipitale bot bereikt (ongeveer 10 cm afhankelijk van de grootte van het preparaat).</li>
	<li>Rol het preparaat en herhaal aan de andere kant aan het einde van snede 2. Let op: met specimen rug en neus gepositioneerd naar de achterkant van BSC, de openingen in de schedel lijken op een ondersteboven "U".</li>
	<li>Steek de tanden van de tenacula in de schedel onderaan de "U" en wrik naar zichzelf. Bloot het caudale uiteinde van het hersenen en het cerebellum (Figuur 3b).</li>
	<li>Gebruik een schaar als schep en wrik uit hele cerebellum uit binnen de holte.</li>
	<li>Gebruik weefsel tang om de hersenstam van de foramen te plagen.</li>
</ol>4. grote dier methode
<ol><li>Plaats het preparaat zodanig dat het rugdeel van de schedel in aanraking komt met het oppervlak van de necropsie met het caudale gedeelte van de schedel en foramen magnum tegenover de technicus.</li>
	<li>Plaats het gemodificeerde stiletto-mes zo ver mogelijk in de foramen magnum tussen het ruggenmerg en de spinale hersenvliezen.</li>
	<li>Scoor rond het ruggenmerg om het cerebellum en de hersenstam van de spinale hersenvliezen te scheiden. Nadat het mes door het foramen magnum is ingebracht, moet het mes voorzichtig zo veel mogelijk langs de schedel volgen.</li>
	<li>Voeg een chemie spatel of dunne, lang behandelde lepel in de ruimte tussen het zenuwweefsel en de ruggengraat hersenvliezen.</li>
	<li>Sonde rond het ruggenmerg en de cerebellum om ervoor te zorgen dat de verbinding met de spinale hersenvliezen zijn verbroken.</li>
	<li>Houd de hersenstam met een tang. Met de andere kant, vooruit de lepel rostrally dan schrapen om te schepping van het cerebellum. Trek tegelijkertijd de hersenstam terug met de Tang en schep het cerebellum met behulp van de lepel uit. Opmerking: het kan meer dan één poging om voldoende cerebellum voor rabiës testen te herstellen.</li>
</ol>5. post obductie
<ol><li>Gooi alle wegwerp materialen (handschoenen, pads, werkruimte bekledingen) en ongebruikte weefsels in biologisch gevaarlijk afval weg.</li>
	<li>Reinig en desinfecteer alle instrumenten met de beschikbare methode (bijv. industriële vaatwasser, autoclaaf, chemisch ontsmettingsmiddel, koken).</li>
	<li>Reinig en desinfecteer alle werkoppervlakken met 20% bleekwater en/of 70% ethanol.</li>
</ol>

<ol><li>Centers for Disease Control and Prevention (CDC). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((West+Nile+virus+activity+-+United+States%2C+2009%5BTitle%5D)+AND+%22MMWR+Morbidity+and+Mortality+Weekly+Report%22%5BJournal%5D)">West Nile virus activity - United States, 2009.</a> MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).</li>
<li>McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B. Jr, Gray, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humans+and+cattle%3A+A+review+of+bovine+zoonoses%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+and+Zoonotic+Diseases%22%5BJournal%5D)">Humans and cattle: A review of bovine zoonoses.</a> Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).</li>
<li>Spickler, A. R. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases">https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases</a> (2019).</li>
<li>Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aerosol+generation+during+bone-sawing+procedures+in+veterinary+autopsies%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology%22%5BJournal%5D)">Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies.</a> Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).</li>
<li>Green, F. H. Y., Yoshida, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristics+of+aerosols+generated+during+autopsy+procedures+and+their+potential+role+as+carriers+of+infectious+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Occupational+and+Environmental+Hygiene%22%5BJournal%5D)">Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents.</a> Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).</li>
<li>Barrat, J. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarrat%2C+J+%22Laboratory+techniques+in+Rabies+4th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 4th Edition</a>. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. , World Health Organization. 425-427 (1996).</li>
<li>Ness, S. L., Bain, F. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+to+perform+an+equine+field+necropsy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Association+of+Equine+Practitioners%22%5BJournal%5D)">How to perform an equine field necropsy.</a> American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).</li>
<li>Animal & Plant Health Agency. Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf">https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf</a> (2019).</li>
<li>New York State Department of Health, Wadsworth Center. Rabies reports. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports">https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports</a> (2019).</li>
<li>CDC. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf">https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf</a> (2019).</li>
<li>Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surveillance+for+lesions+of+bovine+spongiform+encephalopathy+in+U.S.+cattle%5BTitle%5D)+AND+%22Developments+in+Biological+Standardizations%22%5BJournal%5D)">Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle.</a> Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).</li>
<li>Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eastern+equine+encephalitis+in+puppies+in+Michigan+and+New+York+states%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Veterinary+Diagnostic+Investigation%22%5BJournal%5D)">Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states.</a> Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).</li>
<li>Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clarifying+indeterminate+results+on+the+rabies+direct+fluorescent+antibody+test+using+real-time+reverse+transcriptase+polymerase+chain+reaction%5BTitle%5D)+AND+%22Public+Health+Reports%22%5BJournal%5D)">Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction.</a> Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).</li>
<li>Chapter 7. Brain removal. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+techniques+in+Rabies+5th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 5th Edition</a>. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. , World Health Organization. 67-72 (2018).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

Voor rabiës obductie ingediende specimens hebben vaak een geschiedenis van klinische symptomen die verenigbaar zijn met een neurologische aandoening. De aanwezigheid van een klinische ziekte kan gepaard gaan met een verscheidenheid aan aandoeningen, waaronder zoönoseverwekkers, waardoor het risico voor het personeel van een in het laboratorium verworven infectie toeneemt. Om deze Risico's te beperken, zijn er technieken geïmplementeerd die de hantering en manipulatie van specimens verminderen.
<p class="jove_content"...

Werken aan de obductie-vloer van een rabiës laboratorium is inherent gevaarlijk. Soms komen specimens met ingesloten stekelvarken Quills, vreemde voorwerpen met inbegrip van pijlen/kogels/pellets of blootgestelde bot scherven die de beschermende scheepvaart wrap kunnen doordringen. Onjuiste verpakking kan leiden tot lekkage, waardoor personen die specimens uitpakken, in gevaar worden gebracht. Naast lichamelijk letsel riskeren obductie technici de blootstelling aan onbekende zoönoseverwekkers uit het CZS en lichaamsvloeistoffen van de specimens. Bovendien kunnen ectoparasieten die door het specimen worden gedragen andere zoönoseverwekkers overdragen, aangezien vlooien en teken vaak voorkomen op ingediende dieren. Afhankelijk van de geografische ligging en de soorten die betrokken zijn, variëren de blootgestelde ziekten. Arbovirussen zoals Eastern Equine encefalitis virus (eeev) of West Nile Virus (WNV), door teken overgedragen ziekten zoals de ziekte van Lyme of tularemia, bacteriën die Q-koorts of tuberculose veroorzaken, en infectieuze prionen noemen een klein aantal van de mogelijke gevaren1 , 2 , 3.
Het doel van deze methoden is om te demonstreren veilige en efficiënte obductie technieken met behulp van instrumenten die het potentieel voor verstuiving in tegenstelling tot elektrisch gereedschap of zagen4,5minimaliseren. Gewoonlijk vereist de obductie van kleine dieren in het rabiës laboratorium de schedel spieren weg te knippen en een hamer en beitel te gebruiken om het caudale ruggedeelte van de calvarium6te openen. Het verwijderen van dit gebied van calvarium blootstelt de Hind hersenen, met inbegrip van de hele cerebellum en craniale hersenstam. Gemodificeerde necropsie technieken kunnen worden uitgevoerd op het ventrale deel van de schedel, waarbij de grote schedel spieren en de dikkere gebieden van de schedel worden vermeden. Deze gemodificeerde obductie technieken zijn echter alleen mogelijk wanneer het preparaat zonder halswervels is.
Evenzo kan hersenweefsel bij grote dieren worden verwijderd door de schedel spieren te scheiden en het caudal ruggedeelte van de schedel7te openen. Er is aanzienlijke inspanning nodig om het cerebellum en de hersenstam bloot te leggen, omdat de schedels van grotere dieren over het algemeen dikker zijn. Om te voorkomen dat de schedel indringt, wordt het hoofd van een groot dier gepositioneerd zodat het ventro-caudale gedeelte van de schedel naar de technicus wordt gericht. Met behulp van gemodificeerde instrumenten worden de cerebellum en de hersenstam verwijderd door het foramen magnum. Dit is vergelijkbaar met de steekproefmethode die wordt aanbevolen door het TSE-onderzoek van de Europese Unie voor onderzoeken naar overdraagbare spongiforme encefalopathie (TSE)8. Craniale wervels moeten vooraf worden verwijderd om toegang te geven tot het foramen magnum.
Toepassing van deze technieken zijn gunstig voor voldoende opgeleide technici in rabiës laboratoria. Aangezien het laboratorium van rabiës monsters van verschillende groottes ontvangt, van jonge vleermuizen tot volwassen trekpaarden9, heeft de technicus verschillende methoden om uit te kiezen op basis van de individuele omstandigheid. De methode die wordt gedemonstreerd voor een groot dier is ook geschikt voor dierenartsen die necropsies uitvoeren in het veld, omdat het verzenden van een hele grote dierlijke kop voor rabiës testen omslachtig en kostbaar is. Het implementeren van een van deze technieken zal de veiligheid verbeteren door het potentieel van Aerosol productie te verminderen, de behandeling van het preparaat te reduceren en de verwerkingstijd te besparen. Aangezien het veld echter niet dezelfde voordelen heeft als een specifiek laboratorium voor rabiës testen, is het van wezenlijk belang dat alle wijzigingen in deze procedures gericht zijn op veiligheid, in het bijzonder het gebruik van persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM).

<table><tbody><tr><td>Chemie lepel</td><td>Elk</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gebogen, scherp-botte mayo schaar</td><td>Sklar</td><td>14-2055</td><td>Sklar Operatie Schaar 5-1/2 Inch Premium OR Grade Roestvrijstalen Vingerring Handgreep Gebogen Scherp/Bots</td></tr><tr><td>Groot scherp snijmes van restaurantkwaliteit</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>8" Geschilferd gebruiksmes, wit handvat</td></tr><tr><td>Vergrendelbare tumor-tenacula</td><td>Diamond Scientific and Surgicals</td><td>N/A</td><td>Czerny Tenaculum Forceps</td></tr><tr><td>Gemodificeerd stilettomes (6,5 inch lang mesmes gemalen tot 0,5 inch breed)</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>Gemodificeerd 8" Geschilferd gebruiksmes, wit handvat</td></tr><tr><td>Orthopedische hamer-mallet</td><td>Mortech</td><td>N/A</td><td>Postmortem hamer met haak</td></tr><tr><td>Scherp raadsman orthopedisch botbeitel</td><td>Shandon</td><td>60-5</td><td>Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2,25 in standaard 7 in</td></tr><tr><td>Geschipte eetlepel of andere lange handgreep lepel</td><td>Elk</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glad-tip weefsel dressing tang zonder tanden</td><td>Shandon</td><td>63-03</td><td>Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps</td></tr><tr><td>Poedervrije niet-latex handschoenen</td><td>Elk</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Veiligheidsbril, veiligheidsbril of gezichtsscherm</td><td>Elk</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische of N-95 masker</td><td>Elk</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kraftpapier, slagerpapier, absorberend kussentje, enz.</td><td>Elk</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

rabiës necropsy technieken in grote en kleine dieren

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

Het laboratorium van de New Yorkse staat Department of Health (nysdoh) rabiës ontvangt jaarlijks tussen 6.000 en 9.000 specimens en voert rabiës testen uit voor de gehele staat, met uitzondering van New York City. Het rabiës laboratorium necropsies een verscheidenheid van dieren, variërend in grootte van vleermuizen tot bovids. De meeste van deze specimens zijn dieren die neurologische symptomen vertonen, maar minder dan 10% test in feite positief voor rabiës; veroorzaken trauma, laesies of andere infectieuze agentia als de oorzaak van deze symptomen. Vanwege het risico op het aerosolizing van niet-gediagnosticeerde infectieuze agentia gebruikt het rabiës laboratorium geen elektrisch gereedschap of zagen. Drie necropsie technieken zullen worden gepresenteerd voor dieren waarvan de schedels ondoordringbaar zijn met een schaar. Het laboratorium heeft deze technieken geïmplementeerd om mogelijke blootstelling aan infectieuze agentia te verminderen, onnodige manipulatie van het preparaat te elimineren en de verwerkingstijd te verkorten. De voordelen van een voorkeurs techniek in tegenstelling tot de andere zijn onderhevig aan de getrainde individuele verwerking van het preparaat.

Alle terrestrische monsters die met schedels werden ingediend tussen 31 januari 2019 en 28 februari 2019 hadden informatie over de aanwezigheid van een nek en de verzamelde methode van obductie. Gedurende die tijd werden 170 hoofden geobduceerd met 18 soorten vertegenwoordigd. 52% (89/170) werd goed onthoofd. De resterende had ten minste één wervel, met inbegrip van drie hele lichaam specimens. De ventrale methode werd gebruikt 75% (128/170) van de tijd, van die, nek waren aanwezig op 49....

Het doel van dit protocol is om in kleine en grote dieren veilige obductie-technieken aan te tonen voor het verkrijgen van bevredigende weefselmonsters voor rabiës testen.

Rabiës necropsy technieken in grote en kleine dieren

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

Weefselverzameling voor rabiës testen heeft zowel duidelijke als onaangekeurde gevaren. De technicus moet de veiligste beschikbare methoden gebruiken en de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen dragen. Deze protocollen bieden veilige obductietechnieken zonder gebruik te maken van elektrisch gereedschap of zagen, waardoor de productie van aerosolen wordt geminimaliseerd.Het grote dierprotocol kan ook in het veld worden uitgevoerd. Het gebruik van de grote methode voor het terughalen van diermonsters in het veld elimineert de uitdaging om een dierkop van meer dan 45 kilogram naar het laboratorium te vervoeren. De grote diermethode is vergelijkbaar met het Europese protocol voor het terughalen van spongiforme encefalopathiemonsters en kan worden gebruikt voor elk onderzoek met behulp van de hersenstam en het cerebellum.Om het cerebellum en de hersenstam op te halen door de ventrale methode, plaats je het monster ventrale zijde omhoog met de neus die distally naar de achterkant van de bioveiligheidskast wordt geleid. Met een orthopedische hamer in de dominante hand en een raadslid beitel in de andere hand, plaats de beitel in een hoek van 45 graden met het hoekpunt naar de beitel in de V-vormige opening tussen de rechterkant van de tijdelijke en occipitale botten. Sla de bovenkant van de beitel met de hamer tot de twee botten scheiden.En maak een snee naast het basisfenoïde bot. Scheid de tijdelijke en occipitale botten aan de linkerkant van het monster zoals net aangetoond. En gebruik de beitel om het V-gebied van de schedel naar beneden te buigen om het hele rhombencephalon gebied van de hersenen bloot te leggen.Gebruik vervolgens een schaar en tang om de hersenstam en cerebellum eruit te scheppen en eventuele resterende weefselstukken uit de schedel te verwijderen als dat nodig is. Als het monster niet toestaat ventrale retrieval positie van het monster dorsaal, met de neus gericht distally naar de achterkant van de biosafety kast. En gebruik een tumortenacula om de linker temporele spier te grijpen met de tanden van de tenacula.Knijp in het handvat om de tanden rond het weefsel te vergrendelen en gebruik een scherp snijmes om de tijdelijke spier tot op het bot te snijden. Draai het monster 180 graden met de tenacula en het mes en herhaal de incisie op de tegenovergestelde temporele spier om de schedel bloot te leggen. Breng het hoofd terug naar zijn oorspronkelijke oriëntatie en plaats de beitel in een hoek van 45 graden met het hoekpunt naar de beitel op het midden van de schedel op het kruispunt van de pariëtale en intraparietale botten.En sla de bovenkant van de beitel met de hamer tot een horizontale opening is gemaakt op de bovenste helft van de schedel op het pariëtale bot. Draai het monster 180 graden en maak een opening aan de andere kant van de schedel zoals net aangetoond. Plaats het hoofd indien nodig om het punt van de beitel in het einde van de eerste snede in een hoek van 90 graden in de horizontale opening te plaatsen en sla de beitel tot de opening het occipitaalbot bereikt.Rol het monster om een opening te maken op het tegenovergestelde occipitale bot op dezelfde manier. De openingen in de schedel moeten lijken op een ondersteboven U.Insert de tanden van de tenacula in de schedel aan de onderkant van de u en trek het bot naar achteren om het caudale uiteinde van de cerebrum en het cerebellum bloot te leggen. Gebruik dan een schaar als een schep om het hele cerebellum uit de holte te wrikken.En gebruik weefsel tangen om de hersenstam uit de foramen te plagen. Voor grote dierlijke cerebellum en hersenstam ophalen, plaats het monster, zodat het dorsale deel van de schedel in contact is met het obductieoppervlak. Met het caudale deel van de schedel en foramen magnum tegenover de voorkant van de bioveiligheidskast.Pak de hersenstam met tangen. Steek een gemodificeerd stilettomes zoveel mogelijk in het foramen magnum tussen het ruggenmerg en de dwarslaesie en schuur rond het ruggenmerg om het cerebellum en de hersenstam te scheiden van de dwarslaesie. Trek vervolgens de steel uit de foramen met tangen.Wanneer het mes is ingebracht door de foramen magnum, voorzichtig hoek het mes te volgen langs de schedel zo veel mogelijk en steek een metalen spatel of mes met een lang genoeg handvat te bereiken onder de hersenen in de ruimte tussen het neurale weefsel en de spinale hersenvliezen. Sonde rond het cerebellum om ervoor te zorgen dat verbindingen met de spinale hersenvliezen zijn doorgesneden. Wanneer de hersenvliezen volledig zijn doorgesneden vooraf de spatel rostrally en dorsaal te scheppen van de cerebellum.Schep vervolgens het cerebellum met de spatel eruit. Alle terrestrische monsters die tussen 31 januari 2019 en 28 februari 2019 met schedels werden ingediend, hadden informatie over de aanwezigheid van een nek en de methode van obductie verzameld. Gedurende die tijd, 170 hoofden werden necropsied met 18 soorten vertegenwoordigd.52% werd behoorlijk onthoofd. De overige had ten minste één wervel, waaronder drie hele lichaamsmonsters. De ventrale methode werd gebruikt een 75%van de tijd.Daarvan waren de nekken aanwezig op 49. Er werden drie grote dieren ingediend en in twee gevallen werd het grote dierenprotocol gebruikt. Een eekhoorn werd ingediend met een verbrijzelde schedel en gewoon wegsnijden van de huid blootgesteld het hersenweefsel, zodat geen van de aangetoonde methoden werden gebruikt.De weefsels die worden gebruikt om microscopiegdia's te maken en of uit moleculaire methoden worden geëxtraheerd bij de verwerking van meerdere dieren voorkomen kruisbesmetting met behulp van nieuwe handschoenen instrumenten en een schoon werkgebied. Wees voorzichtig bij het uitvoeren van deze protocollen als de monsters kunnen worden besmet met rabiës virus of andere zoönotische ziekten. Houd er rekening mee dat er ook scherpe voorwerpen in de specimens aanwezig kunnen zijn.

rabies-necropsy-techniques-in-large-and-small-animals

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Dit artikel beschrijft de procedures voor het uitvoeren van een elementaire post-mortem onderzoek van een muis of rat, en de verzameling van fundamentele organen, maar ook meer uitdagend soorten monsters uit voor histologische, microbiologische en PCR evaluatie.

Diagnostische autopsie en Selected Tissue en Sample Collection bij ratten en muizen

This video demonstrates immunohistochemistry staining for rabies virus antigen detection in infected mouse brain tissue. The process includes deparaffinization and alcohol treatment, followed by proteolytic treatment to enhance antigen accessibility. Immunohistochemistry staining reveals red precipitates, confirming the presence of rabies antigens in the tissue section.

An Immunohistochemistry Staining for the Detection of Rabies Virus Antigens

Dit protocol biedt een overzicht van de procedures voor de isolatie van RNA voor de profilering van de transcriptomic van de lymfeklier weefsels van grote dieren, met inbegrip van de stappen in de identificatie en de besnijdenis van lymfeklieren van vee en wilde dieren, bemonstering benaderingen te leveren consistentie in meerdere dieren, en overwegingen plus representatieve resultaten voor de post collectie bewaring en verwerking ten behoeve van RNA analyse.

Verzameling en verwerking van lymfklieren uit grote dieren RNA p.a.: lymfeklier Transcriptomic Studies van grote diersoorten voorbereiden

Roman, immunokleuring-compatibele weefsel clearing technieken zoals de ultieme 3D-beeldvorming van solvent-geclearde organen toestaan de 3D-visualisatie van rabiësvirus herseninfectie en zijn complexe cellulaire omgeving. Dikke, antilichaam gelabelde hersenweefsel segmenten zijn optisch transparant gemaakt om de beeld diepte te vergroten en 3D-analyse mogelijk te maken door confocale laser scanning microscopie.

Hoge-resolutie 3D-beeldvorming van rabiës virus infectie in solvent-geklaard hersenweefsel

De directe Rapid immunohistochemische test (DRIT) biedt een Wereldorganisatie voor diergezondheid en Wereldgezondheidsorganisatie (OIE/WHO) erkend alternatief voor de direct fluorescent antilichaam (DFA) test voor de diagnose van rabiës. Deze test maakt het mogelijk voor veld-gebaseerde toepassingen die kunnen worden uitgevoerd in ongeveer 1 h na hersen vertoningen met behulp van Lichtmicroscopie.

Verbeterde bewaking van rabiës met behulp van een directe snelle immunohistochemische test

Dit protocol introduceert een standaard laboratoriumprocedure voor diagnostische tests van Lyssavirus antigenen in vleermuizen in Taiwan.

Standaard werkings procedure voor Lyssavirus surveillance van de BBT-populatie in Taiwan

Een pan-Lyssavirus geneste omgekeerde transcriptie polymerase chain reactie is ontwikkeld om specifiek te detecteren alle bekende lyssaviruses. Validatie met behulp van rabiës hersenen monsters van verschillende diersoorten bleek dat deze methode een gevoeligheid en specificiteit gelijkwaardig is aan de gouden standaard fluorescerende antilichaam test en kan worden gebruikt voor routine hondsdolheid diagnose heeft.

Evaluatie van een universele geneste omgekeerde transcriptie polymerase chain reactie voor de opsporing van Lyssaviruses

We presenteren een compleet protocol voor postmortem diagnose van dierlijke hondsdolheid onder veldomstandigheden met behulp van een snelle immunochromatografische diagnostische test (RIDT), van hersenbiopsie bemonstering tot uiteindelijke interpretatie. We beschrijven ook verdere toepassingen met behulp van het apparaat voor moleculaire analyse en virale genotypering.

Field Postmortem Rabies Rapid Immunochromagrafische Diagnostische Test voor Resource-Limited Settings met verdere moleculaire toepassingen

Dit protocol presenteert een qRT-PCR-gebaseerde benadering voor het bepalen van het rabiësvirus nucleoproteïne (N) genkopienummer binnen verschillende anatomische structuren van runderhersenen met behulp van in vitro transcriptie.

Kwantificering van rabiësvirus in verschillende runderhersenstructuren

Dit protocol demonstreert de pan-lyssavirus LN34 real-time reverse transcriptie-polymerasekettingreactie (RT-PCR)-assay van weefselverzameling tot resultaatinterpretatie, inclusief updates van primersequenties en formuleringen om de testprestaties voor sommige niet-rabiës, lyssavirussen en lagomorfen te verbeteren. We demonstreren ook de testopstelling voor een LN34 multiplexed (LN34M) formaat met één put.

Postmortale diagnose van hondsdolheid bij dieren door de bijgewerkte, gemultiplexte LN34 real-time reverse transcriptie-polymerasekettingreactietest

Leer veilige necropsietechnieken voor rabiëstesten bij kleine en grote dieren zonder elektrisch gereedschap. Deze methoden minimaliseren aerosolvorming en beschermen laboratoriumtechnici tijdens weefselcollectie.

Rabiës necropsy technieken in grote en kleine dieren

Meer video's verkennen