Name: Oprichting van acute Pontine Infarct in Ratten door elektrische stimulatie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 2 s
Description: Leer hoe u een acuut pontien infarct induceert in ratten met elektrische stimulatie. Dit reproduceerbare model bootst humane anterolaterale infarcten na en ondersteunt onderzoek naar beroertemechanismen en neurologische functie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Deze studie werd financieel ondersteund door de National Science Foundation of China (81471181 en 81870933) aan Y. Jiang en de National Science Foundation of China (nr. 81601011), Natural Science Foundation van de provincie Jiangsu (nr. BK20160345) aan J. Zhu en door het Wetenschappelijk Programma van Guangzhou Municipal Health Commission (20191A011083) aan Z. Qiu.

Het protocol werd beoordeeld en goedgekeurd door de Institution Animal Care and Use Committee van the Second Affiliated Hospital van guangzhou Medical University, een instelling geaccrediteerd door AAALACi. De ratten werden geleverd door het Animal Center van de Southern Medical University.
1.
<ol><li>Gebruik volwassen mannelijke Sprague-Dawley ratten met een gewicht van 250 ± 10 g.</li>
	<li>Bij transport huisvesten de ratten ten minste 1 week voor de operatie onder gecontroleerde omgevingsomstandigheden met een omgevingstemperatuur van 25 °C, relatieve vochtigheid van 65%, en 12 h/12 h licht/donker cyclus.</li>
	<li>Zorg voor voedsel en water ad libitum.</li>
</ol>2. Vaststelling van een infarct in de pons
<ol><li>Weeg de ratten voorafgaand aan de operatie af en beoordeel neurologische prestaties volgens de hieronder beschreven gedragstests (sectie 3).</li>
	<li>Verwarm het verwarmingskussen onmiddellijk voor anesthesie voor.</li>
	<li>Bevestig de schedelboor aan de houder op het stereotaxic frame.</li>
	<li>Intraperitoneally injecteren de ratten met 50 mg/kg ketamine en 5 mg/kg xylazine. Controleer op het ontbreken van teen-pinch reactie.</li>
	<li>Monteer de rat in een liggende positie op het stereotaxicframe. Plaats de oorbalken boven de gehoorgang om het hoofd vast te zetten. Zorg ervoor dat de schedel horizontaal wordt gehouden om scheeftrekking van de injectie te voorkomen.</li>
	<li>Houd anesthesie door isoflurane (100% zuurstof, 2,5% isoflurane) via een stereotaxic neuskegel bevestiging voor ratten met inlaat- en uitlaatpoorten. Houd de temperatuur op 37 °C met behulp van een verwarmingskussen en controleer de temperatuur gedurende de hele procedure.</li>
	<li>Gebruik oogzalf om het drogen van hoornvlies te voorkomen. Gebruik tangen om de poten iets te knijpen om ervoor te zorgen dat er geen pijnrespons is.</li>
	<li>Scheer het haar van de schedel met een micro-scheerapparaat. Breng chloorhexidine chirurgische scrub in een cirkelvormige manier te beginnen bij de chirurgische incisie site en draaien naar buiten.</li>
	<li>Maak een 3 cm middellijn incisie met een scalpel van de lijn van de bilaterale laterale canthus tot 0,5 cm achter de achterste fontanelle, die moet worden gemarkeerd door een chirurgische marker pen.</li>
	<li>Gebruik een wattenstaafje om een bloed te verwijderen.</li>
	<li>Plaats een stuk chirurgische tape geplaatst op elke kant van de huid flap om de hoofdhuid bloot(Figuur 1).</li>
	<li>Verwijder voorzichtig de bindweefsels van het schedelbot met een wattenstaafje gedoopt in 0,9% NaCl. Als niet verwijderd, zullen de bindweefsels verstrikt raken in de boor.</li>
	<li>Identificeer de bregma. Kies het centrale punt van de bregma als oorsprongspunt en markeer het met behulp van een fijne zwarte chirurgische markerpen.</li>
	<li>Plaats een boor op 6,0 mm AP, 2,0 mm ML (bereik van 0,5–3,0 mm, figuur 2A).</li>
	<li>Voer craniotomie (1 mm diameter) uit met behulp van een automatische boor. Ga voorzichtig te werk, want dit punt is dicht bij de veneuze sinus.</li>
	<li>Verwijder de boor uit het stereotaxic-frame.</li>
	<li>Plaats een 22 G sonde met een geïsoleerde schede in het stereotaxic frame(Figuur 3A). De punt van de sonde moet 2 mm boven het proximale uiteinde van de schede worden geplaatst (figuur 3A,B; Figuur 2B).</li>
	<li>Zorg ervoor dat de schede 7 mm (7 mm DV, figuur 2B; Figuur 1C).</li>
	<li>Ga de sonde langs de schede(figuur 1D) naar het puntje van de sonde 9 mm onder het oppervlak van de hersenen(figuur 2D).</li>
	<li>Sluit de elektroden aan op een elektrische stimulator(figuur 3C). Sluit de anode aan op de sonde zoals weergegeven in figuur 1D. Sluit de kathode aan op de ratten (meestal op het oor van de ratten).</li>
	<li>Zet de elektrische stimulator aan en stel de volgende parameters in: enkele pulsbreedte = 4.050 ms; spanning = 50 V; en huidige = 4 mA (figuur 3C). Tijdens elektrische stimulatie zal de rat beven vertonen. In deze studie werd het apparaat niet ingeschakeld voor controlegroepratten die werden gebruikt voor de gedragstests, MRI en TTC.</li>
	<li>Laat de sonde 5 minuten in positie na stimulatie.</li>
	<li>Verwijder de sonde uit de hersenen(figuur 1F).</li>
	<li>Gebruik botcement om de craniotomie te bedekken. Laat het cement drogen voordat de wond hecht.</li>
	<li>Hecht de wond met 4-0 polyamide hechting filamenten. Na drie of vier stiches, gelijkspel 2-1-1 standaard chirurgische knopen.</li>
	<li>Injecteer de ratten met penicilline (0,25 mL, 80 IE verdund in 4 mL zout) intraperitoneally om infectie te voorkomen.</li>
	<li>Injecteer de ratten onderhuids met meloxicam bij een dosis van 2 mg/kg en herhaal het vervolgens om de 24 uur.</li>
	<li>Controleer de ratten om de 15 minuten tot volledig wakker en breng ze terug naar de kooi met een verwarmingskussen. Geef gratis toegang tot voedsel en water tot het offer. OPMERKING: Alle procedures moeten de aseptische chirurgische principes volgen. Vóór de operatie, op een scrub top, chirurgisch masker en steriele handschoenen na een chirurgische scrub van de handen. Houd te allen tijde steriel hechtmateriaal in het steriele veld.</li>
</ol>3. Gedragstests
<ol><li>Longa score17<ol>
<li>Plaats de ratten op het oppervlak van de tafel.</li>
		<li>Recordscores als volgt: 0 = geen neurologisch tekort; 1 = het niet volledig uitbreiden van contralaterale voorpoot, een mild focale neurologisch tekort; 2 = naar links cirkelend, een matig focale neurologisch tekort; 3 = naar links vallen, een ernstig brandpuntstekort; 4 = geen spontaan lopen en een depressief bewustzijnsniveau.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Berderson score18<ol>
<li>Houd de rat bij de staart en laat de voorpoten uit te reiken voor een tafel. Nota van de scores als volgt: 0 = beide ledematen bereikt de tafel; 1 = slechts één ledemaat bereikt de tafel.</li>
		<li>Plaats het dier op een ruw oppervlak. Nota van de scores als volgt: 0 = een sterke greep op het ruwe oppervlak met een goede weerstand wanneer geduwd; 1 = een lichte weerstand slechts gezien in een poot; 2 = geen weerstand wanneer geduwd in een richting.</li>
		<li>Plaats de rat in een afgesloten gebied (18 in × 36 inch) en laat hem vrij rondlopen. Nota van de scores als volgt: 0 = loop de gehele lengte van de behuizing zonder te cirkelen; 1 = loop over de gehele lengte van de behuizing met cirkelen; 2 = kan niet lopen de lengte van de behuizing, maar kan cirkel; 3 = kan niet veel bewegen. Gebruik de som van de beoordelingsscores van elke taak als de uiteindelijke beoordelingsscore.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Balansstraaltest19<ol>
<li>Zorg ervoor dat het apparaat bestaat uit een 3 cm brede en 70 cm lange balk en zich 20 cm boven de vloer bevindt. Plaats een verduisterde doos aan het uiteinde van de balk met een smalle toegangsweg.</li>
		<li>Plaats een witte ruisgenerator en heldere lichtbron aan het begin van de straal. Het geluid en het licht werden gebruikt om de rat te motiveren om de straal te doorkruisen en het doelvak in te voeren.</li>
		<li>Beëindig de prikkels wanneer de dieren in de verduisterde doos komen. Neem de latentie op om het doelvak (in seconden) en achterpootprestaties van de rat te bereiken bij het doorkruisen van de balk.</li>
		<li>Nota van de scores voor elke voorstelling als volgt: 0 = saldi met een stabiele houding; 1 = grijpzijde van de balk; 2 = knuffels balk en 1 ledemaat valt af van balk; 3 = knuffels balk en twee ledematen vallen van de balk, of spint op balk na >60 s; 4 = pogingen om te balanceren op balk, maar valt af na >40 s; 5 = pogingen om te balanceren op balk, maar valt af na >20 s; en 6 = valt af, geen poging om te balanceren of hangen aan balk na <20 s.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lijmverwijdering somatosensorische test20<ol>
<li>Plaats de ratten in een duidelijke plexiglas doos en laat ze de nieuwe omgeving te verkennen voor 2 of 3 min.</li>
		<li>Plaats een groen kleurkleeflabel met een diameter van 10 mm op het binnenoppervlak van elke voorpoot boven de duim en op de pols.</li>
		<li>Breng de ratten terug naar de plexiglas doos.</li>
		<li>Nota van de tijd voor de rat om het eerste etiket en alle andere labels te verwijderen, respectievelijk. Laat maximaal 3 min. De test moet 2x in training worden uitgevoerd.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ledemaat plaatsing test<ol>
<li>Houd de ratten in een horizontale positie en voorkom beweging.</li>
		<li>Zodra de rat het contact met het tafeloppervlak verliest (passieve ledemaatbeweging), breng dan tactiele en proprioceptieve stimuli aan op de poot met de tafelrand.</li>
		<li>Beoordeel de plaatsing van de poot (succes of falen) op de tafelrand.</li>
		<li>Nota van de scores als volgt: 0 = geen plaatsing; 0,5 = onvoltooide en/of vertraagde plaatsing; 1 = onmiddellijke en volledige plaatsing.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Infarct bevestiging door MRI
<ol><li>Voer de MRI-scan 24 uur na de operatie.</li>
	<li>Verdoven de rat door isoflurane (5% voor inductie, 1%-1,5% voor onderhoud).</li>
	<li>Zet de rattenkop vast in een rat brain array coil en gecombineerd met een volumespoel met alleen overbrengen.</li>
	<li>Plaats de spoel en de rat in de MRI-scanner. Zet de rat in de wieg met behulp van de tand- en oorbalken.</li>
	<li>Houd de lichaamstemperatuur op 37 °C ± 0,5 °C tijdens de MRI-scanprocedure met behulp van een gesloten thermisch jasje.</li>
	<li>Gebruik een proefreeks om de juiste geometrie te garanderen.</li>
	<li>Verzamel T2-gewogen scans met behulp van een fast-spin echo sequentie: echo tijd (TE) = 33 ms; herhalingstijd (TR) = 8.000 ms; gezichtsveld = 30 mm x 30 mm; overnamematrix = 512 × 512; 50 plakjes; 0,4 mm dik.</li>
	<li>Verzamel een vier-shot spin-echo planar imaging DWI scans: echo tijd = 30,5 ms; herhalingstijd = 8000 ms; matrix = 96 × 96; gezichtsveld = 25 mm x 25 mm; drie richtingen = x, y, z; B-waarden = 0,000 s/mm2 en 1.000 s/mm2; 50 aaneengesloten axiale plakjes; 0,4 mm dik.</li>
	<li>Breng de ratten terug naar de kooi.</li>
</ol>5. Infarct bevestiging door TTC kleuring
<ol><li>Offer de ratten op het momentpunt volgens het experimentele ontwerp. In dit experiment offerden we de ratten 24 uur na de operatie op.</li>
	<li>Bereid een 2% TTC oplossing voor het offer. Voeg 0,2 g TTC-poeder toe aan de 10 mL 0,01 M PBS (pH 7.4). Breng de verdunning over in een schaal van 10 cm bedekt met zilverpapier en voorverwarmd tot 37 °C in een waterbad.</li>
	<li>Stel de rat bloot aan 5% isoflurane tot bewustzijnsverlies. Stel de rat vervolgens bloot aan CO2 (20%-30% van het volume van de kooi per min) totdat de ademhaling is gestopt en behoudt vervolgens 2 min CO2-blootstelling.</li>
	<li>Gebruik de volgende tekenen om de dood te bevestigen: geen stijgende en dalende borst, geen voelbare hartslag, slechte slijmvlieskleur, geen reactie op teenknijpen, kleurverandering of dekking in de ogen.</li>
	<li>Voer cervicale dislocatie uit.</li>
	<li>Zet de dieren vast door de poten op een steriel platform te tappen. Maak een middellijnincisie van het sleutelbeen naar het hypogastrium en een laterale incisie van de xiphoid naar links langs de ribbenkast. Maak een snede in het middenrif ook langs de ribbenkast en een thorax middellijn incisie om het hart bloot te stellen.</li>
	<li>Sluit de punt van een naald (27 G) aan op een perfusiepomp met 0,01 M PBS bij 4 °C in de linkerventrikel. OPMERKING: Verschot de punt langs de linkerrand van de ventrikel om te voorkomen dat het atrium binnenkomt. Zet de perfusiepomp aan om ervoor te zorgen dat de punt zich in de linkerventrikel bevindt en snijd het rechteratrium door. Als de vloeistof uit het neusgat loopt, bevindt de punt zich in het atrium en moet deze worden aangepast of opnieuw worden geplaatst.</li>
	<li>Gebruik ongeveer 100 mL van 0,01 M PBS, gehandhaafd op 4 °C voor perfusie. Zet de perfusiepomp uit totdat de lever wit wordt.</li>
	<li>Onthoofd de ratten en ontleed de hele hersenen met behulp van de schaar en tangen. Verwijder alle water van het hersenoppervlak met blotting papier.</li>
	<li>Bewaar de hele hersenen op -80 °C gedurende 1 min (het snijden van hersensecties is gemakkelijker na het invriezen). LET OP: Deze stap kan worden overgeslagen als de hersensecties goed kunnen worden gesneden zonder bevriezing.</li>
	<li>Plaats de hersenen in de matrix met de rugkant omhoog.</li>
	<li>Identificeer het gat in het oppervlak van de hersenen zoals weergegeven in figuur 1G en steek een roestvrij stalen 0,21 mm dik blad in. Meestal is het grootste gebied van infarct in het vlak van de sonde; Daarom moet in deze regio één mes worden ingebracht.</li>
	<li>Plaats de andere bladen met een interval van 2 mm.</li>
	<li>Verwijder tegelijkertijd de messen, allemaal tegelijk, uit de matrix en plaats de hele hersenen met de messen in de TTC-oplossing in de schotel. Verwijder de messen voorzichtig. OPMERKING: Hier werden de hersensecties niet gemakkelijk uit de vloeistof verwijderd omdat sommige resterende pia mater in de basis cranii interfereerde met de doorsnede. Als er secties in de matrix blijven, gebruik dan een kleine spatel om ze over te brengen naar de schotel.</li>
	<li>Plaats de schotel met TTC-oplossing en hersensecties in een waterbad op 37 °C.</li>
	<li>Controleer de schotel om de 5 minuten en zorg ervoor dat er geen overlap van secties.</li>
	<li>Voeg 10 mL van 4% paraformaldehydeoplossing toe aan de schotel om de TTC-reactie te beëindigen.</li>
	<li>Oriënteer de secties van de rostral naar caudal en neem foto's.</li>
</ol>6. Statistieken
<ol><li>Gebruik statistische analysesoftware (bijvoorbeeld GraphPad Prism) om de t-testvan een student uit te voeren. OPMERKING: Alle gegevens worden uitgedrukt als gemiddelde ± SE. Verschillen tussen groepen worden bepaald met twee-tailed Student's t-tests(p < 0,05 gedefinieerd als statistische significantie).</li>
</ol>

<ol><li>Zhu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+local+inflammation+contributes+to+the+neuroprotective+effect+of+ginsenoside+Rb1+in+rats+with+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Suppression of local inflammation contributes to the neuroprotective effect of ginsenoside Rb1 in rats with cerebral ischemia.</a> Neuroscience. 202, 342-351 (2012).</li>
<li>Xu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroRNA-1906%2C+a+Novel+Regulator+of+Toll-Like+Receptor+4%2C+Ameliorates+Ischemic+Injury+after+Experimental+Stroke+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">MicroRNA-1906, a Novel Regulator of Toll-Like Receptor 4, Ameliorates Ischemic Injury after Experimental Stroke in Mice.</a> Journal of Neuroscience. 37, 10498-10515 (2017).</li>
<li>McBride, D. W., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Precision+Stroke+Animal+Models%3A+the+Permanent+MCAO+Model+Should+Be+the+Primary+Model%2C+Not+Transient+MCAO%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Stroke+Research%22%5BJournal%5D)">Precision Stroke Animal Models: the Permanent MCAO Model Should Be the Primary Model, Not Transient MCAO.</a> Translational Stroke Research. , (2017).</li>
<li>Liu, F., McCullough, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Middle+cerebral+artery+occlusion+model+in+rodents%3A+methods+and+potential+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+%26+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Middle cerebral artery occlusion model in rodents: methods and potential pitfalls.</a> Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 464701(2011).</li>
<li>Jiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+approach+with+less+damage%3A+intranasal+delivery+of+tetracycline-inducible+replication-defective+herpes+simplex+virus+type-1+vector+to+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">A new approach with less damage: intranasal delivery of tetracycline-inducible replication-defective herpes simplex virus type-1 vector to brain.</a> Neuroscience. 201, 96-104 (2012).</li>
<li>Lopez, M. S., Vemuganti, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+Transient+Focal+Ischemic+Stroke+in+Rodents+by+Intraluminal+Filament+Method+of+Middle+Cerebral+Artery+Occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Modeling Transient Focal Ischemic Stroke in Rodents by Intraluminal Filament Method of Middle Cerebral Artery Occlusion.</a> Methods in Molecular Biology. 1717, 101-113 (2018).</li>
<li>Pais-Roldan, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multimodal+assessment+of+recovery+from+coma+in+a+rat+model+of+diffuse+brainstem+tegmentum+injury%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Multimodal assessment of recovery from coma in a rat model of diffuse brainstem tegmentum injury.</a> NeuroImage. 189, 615-630 (2019).</li>
<li>Merwick, A., Werring, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Posterior+circulation+ischaemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22The+British+Medical+Journal%22%5BJournal%5D)">Posterior circulation ischaemic stroke.</a> The British Medical Journal. 348, 3175(2014).</li>
<li>Nogueira, R. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombectomy+6+to+24+Hours+after+Stroke+with+a+Mismatch+between+Deficit+and+Infarct%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Thrombectomy 6 to 24 Hours after Stroke with a Mismatch between Deficit and Infarct.</a> The New England Journal of Medicine. 378, 11-21 (2018).</li>
<li>Wilkinson, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Late+recanalization+of+basilar+artery+occlusion+in+a+previously+healthy+17-month-old+child%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurointerventional+Surgery%22%5BJournal%5D)">Late recanalization of basilar artery occlusion in a previously healthy 17-month-old child.</a> Journal of Neurointerventional Surgery. 10, 17(2018).</li>
<li>Huang, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stroke+Subtypes+and+Topographic+Locations+Associated+with+Neurological+Deterioration+in+Acute+Isolated+Pontine+Infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Stroke+and+Cerebrovascular+Diseases%3A+The+Official+Journal+of+National+Stroke+Association%22%5BJournal%5D)">Stroke Subtypes and Topographic Locations Associated with Neurological Deterioration in Acute Isolated Pontine Infarction.</a> Journal of Stroke and Cerebrovascular Diseases: The Official Journal of National Stroke Association. 25, 206-213 (2016).</li>
<li>Jiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In-stent+restenosis+after+vertebral+artery+stenting%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">In-stent restenosis after vertebral artery stenting.</a> International Journal of Cardiology. 187, 430-433 (2015).</li>
<li>Huang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topographic+location+of+unisolated+pontine+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurology%22%5BJournal%5D)">Topographic location of unisolated pontine infarction.</a> BMC Neurology. 19, 186(2019).</li>
<li>Banerjee, G., Stone, S. P., Werring, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Posterior+circulation+ischaemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22The+British+Medical+Journal%22%5BJournal%5D)">Posterior circulation ischaemic stroke.</a> The British Medical Journal. 361, 1185(2018).</li>
<li>Wojak, J. C., DeCrescito, V., Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basilar+artery+occlusion+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%3A+A+Journal+of+Cerebral+Circulation%22%5BJournal%5D)">Basilar artery occlusion in rats.</a> Stroke: A Journal of Cerebral Circulation. 22, 247-252 (1991).</li>
<li>Namioka, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+infusion+of+mesenchymal+stem+cells+for+protection+against+brainstem+infarction+in+a+persistent+basilar+artery+occlusion+model+in+the+adult+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Intravenous infusion of mesenchymal stem cells for protection against brainstem infarction in a persistent basilar artery occlusion model in the adult rat.</a> Journal of Neurosurgery. , 1-9 (2018).</li>
<li>Jiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranasal+brain-derived+neurotrophic+factor+protects+brain+from+ischemic+insult+via+modulating+local+inflammation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Intranasal brain-derived neurotrophic factor protects brain from ischemic insult via modulating local inflammation in rats.</a> Neuroscience. 172, 398-405 (2011).</li>
<li>Schaar, K. L., Brenneman, M. M., Savitz, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+assessments+in+the+rodent+stroke+model%5BTitle%5D)+AND+%22Experiments+in+Translational+and+Stroke%22%5BJournal%5D)">Functional assessments in the rodent stroke model.</a> Experiments in Translational and Stroke. 2, 13(2010).</li>
<li>Wu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Keep+warm+and+get+success%3A+The+role+of+postischemic+temperature+in+the+mouse+middle+cerebral+artery+occlusion+model%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Keep warm and get success: The role of postischemic temperature in the mouse middle cerebral artery occlusion model.</a> Brain Research Bulletin. 101, 12-17 (2014).</li>
<li>Wen, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+behavioural+tests+for+the+prediction+of+outcomes+in+mouse+models+of+focal+middle+cerebral+artery+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Optimization of behavioural tests for the prediction of outcomes in mouse models of focal middle cerebral artery occlusion.</a> Brain Research. 1665, 88-94 (2017).</li>
</ol>

Geen belangenverstrengeling.

De huidige studie biedt een protocol voor het genereren van een acute pontine infarct rat model. Dit model kan worden gebruikt voor onderzoek naar prognose en revalidatie (inclusief chronische pijn na beroerte) bij patiënten met een pausstreekstreek.
Er zijn verschillende sterke punten van deze methode. Ten eerste biedt het een ratmodel van een acuut pontïneinfarct voor toekomstige studies. Zoals hierboven vermeld, pontine infarct is een veel voorkomende beroerte subtype dat minder aandacht he...

Sinds de jaren 1980, de middelste cerebrale slagader occlusie (MCAO) model geïnduceerd door siliconen filamenten is op grote schaal gebruikt in de fundamentele slag onderzoek1. Er zijn ook andere methoden gebruikt (d.w.z. het hechten van één tak van de MCA2 en fotochemisch geïnduceerde focale infarcten). Deze modellen zijn genoemd MCA-gebaseerde slagmodellen en hebben sterk bijgedragen aan onderzoeken van de pathofysiologische mechanismen die ten grondslag liggen aan beroerte en potentiële therapieën. Hoewel er beperkingen van deze experimentele modellen3,4, deze methoden zijn gebruikt veel laboratoria5,6. Op MCA gebaseerde slagmodellen vertegenwoordigen een beroerte in de voorste circulatie; echter, weinig rapporten hebben onderzocht modellen nabootsen beroerte in de achterste circulatie7.
Er zijn significante verschillen tussen de etiologie, mechanismen, klinische manifestatie en prognose tussen voorste en achterste circulatieslagen8. Daarom kunnen de resultaten die zijn afgeleid van voorste circulatieslagmodellen niet worden toegepast op een circulatieslag achteraf. Zo is het reperfusietijdvenster voor voorste circulatie uitgebreid tot 6 uur, met een klein deel van de studies die zich uitstrekken tot 24 uur op basis van beeldvormingsbevindingen9. Echter, het tijdvenster voor achterste circulatie kan langer zijn dan 24 uur, volgens eerdere rapporten10 en onze eigen klinische ervaringen. Dit langwerpige reperfusietijdvenster moet verder worden bestudeerd en bevestigd in experimentele modellen.
Wat de achterste circulatieslagen betreft, is het pontijninfarct het meest voorkomende subtype, goed voor 7% van alle ischemische beroertegevallen11,12. Volgens infarcttopografie, pontine infarcten zijn verdeeld in geïsoleerde en niet-geïsoleerde pontine infarcten13. Geïsoleerde pontijn infarcten zijn gecategoriseerd in drie soorten op basis van de onderliggende mechanismen: grote slagaderziekte (LAD), basilarslagader tak ziekte (BABD), en kleine slagaderziekte (SAD). Kennis van de mechanismen, manifestatie en prognose van pontine infarct is afgeleid van klinische onderzoeken van gevallen14. Echter, een knaagdier model nabootsen pontine infarct is minder onderzocht.
In eerdere studies, diffuse hersenstam tegmentum letsel waarbij de pons is onderzocht7. Een groep probeerde een pontine infarct model te creëren via ligatie van de basilaire slagader (BA)15. Een andere groep gebruikte een 10-0 nylon monofilament hechting om selectief te ligate vier punten van de proximale BA selectief16. Dit model bootst LAD na, maar de meeste pontine infarcten zijn het gevolg van BABD en SAD. Bovendien is selectieve ligatie van de BA een ingewikkelde operatie en heeft een hoog sterftecijfer.
Hier is een gedetailleerd protocol voor een gemakkelijk uit te voeren, gemakkelijk gereproduceerd, en succesvolle rat model van acute pontine infarct door elektrische stimulatie.

<table><tbody><tr><td>4-0 sucture</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Chirurgische instrumenten</td></tr><tr><td>Plaster</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Chirurgische instrumenten</td></tr><tr><td>Dier anesthesie systeem</td><td>RWD</td><td></td><td>Draag een masker bij het gebruik van het systeem</td></tr><tr><td>Botcement</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Genezen klem</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Algemene weefselschaar</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>IndoPhors</td><td>Guoyao van China</td><td></td><td>Sterilisatie</td></tr><tr><td>Isofluraan</td><td>RWD</td><td>217181101</td><td></td></tr><tr><td>Lesie-aanmaakapparaat</td><td>Shanghai Yuyan</td><td></td><td>Het maken van een lesie</td></tr><tr><td>MRI-systeem</td><td>Bruker Biospin</td><td></td><td>Bevestiging van infarct in vivo</td></tr><tr><td>Naaldhaak</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Penicilline</td><td>Guoyao van China</td><td></td><td>Infectinebestrijding</td></tr><tr><td>Sondes</td><td>Anke</td><td></td><td>Enige modificatie nodig</td></tr><tr><td>Q-tips</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Schaar voor snijden</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Stereotaxisch apparaat</td><td>RWD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Naainaald</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Weefselhoudende pincetten</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>TTC</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>BCBW5177</td><td>Voor infarctbevestiging in vitro</td></tr></tbody></table>

oprichting van acute pontine infarct in ratten door elektrische stimulatie

Establishment of Acute Pontine Infarction in Rats by Electrical Stimulation

Pontine infarct is de meest voorkomende slag subtype in de achterste circulatie, terwijl er ontbreekt een knaagdier model nabootsen pontine infarct. Mits hier is een protocol voor het succesvol vaststellen van een rat model van acute pontine infarct. Ratten met een gewicht van ongeveer 250 g worden gebruikt, en een sonde met een geïsoleerde schede wordt geïnjecteerd in de pons met behulp van een stereotaxic apparaat. Een laesie wordt veroorzaakt door de elektrische stimulatie met een enkele puls. De Longa score, Berderson score, en balk balans test worden gebruikt om neurologische tekorten te beoordelen. Daarnaast wordt de kleefverwijdering somatosensorische test gebruikt om de sensorimotorische functie te bepalen, en de ledemaat plaatsing test wordt gebruikt om proprioceptie te evalueren. MRI-scans worden vervolgens gebruikt om het infarct in vivo te beoordelen, en TTC-kleuring wordt gebruikt om het infarct in vitro te bevestigen. Hier wordt een succesvol infarct geïdentificeerd dat zich in de anterolaterale basis van de rostralpons bevindt. Tot slot wordt een nieuwe methode beschreven om een acuut pontïneinfarct rat model vast te stellen.

Zes dieren werden onderworpen aan het hierboven beschreven operatieprotocol. De controlegroep zoals weergegeven in figuur 4 bestond uit zes ratten. De hersenplakjes in figuur 4 zijn afgeleid van één rat per groep.
Uit de MRI-scan bleek dat het infarct zich bevond in de basis van de pons(figuur 4A). Aangezien de sonde 2 mm aan de linkerkant van de middellijn werd geïnjecteerd, werd het infarct zijdelings g...

Hier gepresenteerd is een protocol voor het vaststellen van acute pontine infarct in een rat model via elektrische stimulatie met een enkele puls.

Oprichting van acute Pontine Infarct in Ratten door elektrische stimulatie

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided ...

Wij bieden een protocol om een infarct vast te stellen in een pons van rat. Dit pontine infarct rat model werd gemakkelijk uitgevoerd, gemakkelijk gereproduceerd, en zeer succesvol model. De elektrische stimulatie kan worden gebruikt om een infarct te maken in een ander hersengebied zoals thalamus.Mensen die dit model willen uitvoeren, moeten de pontine autonomie leren voor het experiment. Voor de operatie, weeg de ratten en beoordelen hun neurologische prestaties volgens de gedragstests zoals beschreven in de begeleidende tekst. Verwarm het verwarmingskussen vlak voor anesthesie voor op 37 graden Celsius en bevestig de schedelboor aan de houder op het stereotaxicframe.Bevestig een gebrek aan reactie op pedaalreflex in de eerste verdoofde rat en monteer de rat op het stereotaxic frame in de gevoelige positie op het verwarmingskussen. Plaats de oorbalken boven de gehoorgang om het hoofd te beveiligen, waarbij u ervoor zorgt dat de schedel horizontaal wordt gehouden om scheeftrekking van de injectie te voorkomen. Breng zalf aan op de ogen van het dier en gebruik een micro scheerapparaat om het haar uit de schedel te verwijderen.Gebruik een marker om een drie centimeter lijn langs de middellijn van de schedel te trekken van de lijn van de bilaterale laterale canthus tot 0,5 centimeter achter de achterste fontanelle en gebruik een scalpel om een middellijn incisie langs de gemarkeerde lijn te maken. Gebruik een wattenstaafje om bloed te verwijderen en plaats een stuk chirurgische tape aan elke kant van de huid flap om de schedel bloot. Gebruik een nieuw wattenstaafje gedrenkt met 0,9% natriumchloride om alle bindweefsel voorzichtig uit de schedel te verwijderen en de bregma te lokaliseren.Gebruik een fijne tip marker pen om het centrale punt van de bregma aan te geven als het oorsprongspunt, plaats de boor op zes millimeter voorste achterste, twee millimeter mediale laterale. Gebruik de boor om zorgvuldig uit te voeren een een millimeter diameter craniotomie. Vervolgens vervangen van de boor met een 22-gauge sonde met een geïsoleerde schede met de tip geplaatst twee millimeter boven de proximale einde van de schede.Steek de vellen zeven millimeter in de hersenen en vooraf de sonde langs de schede tot de bovenkant van de sonde is negen millimeter onder het oppervlak van de hersenen. Sluit de elektroden aan op een elektrische stimulator en sluit de anode aan op de sonde. Sluit vervolgens aan op de kathode op het oor van de rat.Schakel vervolgens de elektrische stimulator in en stel de enkele pulsbreedte in op 4,050 milliseconden, de spanning op 50 volt en de stroom op vier milliampère. Laat de sonde in positie gedurende vijf minuten na stimulatie voor het verwijderen van het apparaat uit de hersenen. Bedek de craniotomie met botcement en laat het cement drogen voordat u 4.0 polyamide hechtingsfilamenten gebruikt om de wond te sluiten.Na drie of vier hechtingen, stropdas 2-1-1 standaard chirurgische knopen. Injecteer de rat vervolgens intraperioonally met 250 microliters penicilline en controleer de rat elke 15 minuten tot ze volledig wakker zijn voordat het dier terugkeert naar zijn kooi. In deze analyse werden zes dieren onderworpen aan de operatie zoals aangetoond en zes dieren werden behandeld als controles.De hersensegmenten in deze beelden zijn afgeleid van één rat per groep. MRI-scan bleek dat het infarct was gelegen in de basis van de pons nabootsen anterolaterale infarcten bij menselijke patiënten. Omdat een geïsoleerde schede werd gebruikt, werd het infarct niet waargenomen in de cortex, cerebellum of midbrain.Diffusie gewogen beelden bleek ook de acute pontine infarct. TTC kleuring werd gebruikt om het infarct te bevestigen 24 uur na de operatie. Zoals verwacht was het infarctvolume aanzienlijk hoger in de operatiegroep in vergelijking met de controlegroep.Gedragsscores werden gemeten voor en na de operatie. Vergeleken met de controlegroep, ratten met een pontine infarct omcirkeld aan de linkerkant. Significante verschillen werden waargenomen in de Longa, Berderson, ledemaat plaatsing, bundel balans, en lijm verwijdering somatosensorische test scores tussen rants met pontine infarct en controle groep ratten.Elk specifiek hersengebied zal vernietigd worden door de elektrische stimulatie.

establishment-acute-pontine-infarction-rats-electrical

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Chirurgische inductie van ischemische hersenschade in de rat is een veel gebruikt model voor een beroerte onderzoek. Hier laten we zien de inductie van focale cerebrale ischemie door occlusie van de midden cerebrale slagader. Visualisatie van de resulterende infarct door histologische kleuring en magnetische resonantie beeldvorming wordt ook getoond.

Focus cerebrale ischemie Model door Endovasculaire Suture Occlusie van de midden cerebrale slagader in de Rat

This video demonstrates a procedure to induce tissue damage or infarction in the pons of an anesthetized rat using electrical stimulation.

Inducing Acute Pons Infarction in a Rat Model Using Electrical Stimulation

Source: Jang, S., et al, Electroconvulsive Seizures in Rats and Fractionation of Their Hippocampi to Examine Seizure-induced Changes in Postsynaptic Density Proteins. J. Vis. Exp. (2017)This video demonstrates the induction of an acute electroconvulsive seizure (ECS) in a rat model to study seizure-induced neuroplasticity. Researchers apply electrical stimulation via ear-clip electrodes, triggering neuronal hyperexcitability and clonus. This model helps investigate synaptic plasticity, seizure...

Inducing an Acute Electroconvulsive Seizure in a Rat Model

Hier presenteren we een protocol om permanent distale middelste cerebrale slagader occlusie bij oudere vrouwelijke ratten te produceren met gelijktijdige afsluiting van de halsslagaders om grote corticale infarcten en aanhoudende tekorten te genereren. We tonen de bevestiging van de laesie grootte met behulp van structurele MRI bij 24 uur en 8 weken na een beroerte.

Het uitvoeren van permanente distale midden cerebrale met Common occlusie van de halsslagader in oude ratten te studeren Cortical ischemie met Aanhoudende Disability

Dit gedetailleerde protocol beschrijft transcraniale stimulatie de plaatsing van de elektroden op het bot temporale te onderzoeken van de effecten op korte en lange termijn van de elektrische stimulatie transcranial in ratten vrij te verplaatsen.

Chronische Transcraniële elektrische stimulatie en Intracortical opname in ratten

Acute inbeslagneming modellen zijn belangrijk voor de studie van de mechanismen die ten grondslag liggen aan de epileptiform gebeurtenissen. Bovendien biedt de mogelijkheid om het genereren van epileptiform evenementen op afroep een zeer efficiënte methode om te bestuderen van de exacte volgorde van de gebeurtenissen ten grondslag liggen aan hun inleiding. Hier beschrijven we de acute 4-aminopyridine corticale inbeslagneming modellen gevestigd in muis en menselijk weefsel.

Generatie en On-Demand inleiding van Acute Ictale activiteit in knaagdier en menselijk weefsel

Het doel van deze studie is het vaststellen en valideren van een diermodel voor onderzoek in de herstel-en sequela stadia van hersen ischemie door het testen van herseninfarct en sensorimotorische functie na de middelste cerebrale slagader occlusion/reperfusie (MCAO/R) na 1-90 dagen bij ratten.

Een preklinisch model om hersen herstel na acute beroerte bij ratten te beoordelen

Het huidige werk beschrijft een experimenteel protocol van transesofageale atriale burst pacing voor efficiënte inductie van atriale fibrillatie (AF) bij ratten. Het protocol kan worden gebruikt bij ratten met gezonde of geremodelleerde harten, waardoor de studie van AF-pathofysiologie, identificatie van nieuwe therapeutische doelen en evaluatie van nieuwe therapeutische strategieën mogelijk is.

Transesofageale atriale burst pacing voor atriale fibrillatie inductie bij ratten

Hier presenteren we een protocol om een distaal occlusiemodel van de middelste hersenslagader (dMCAO) op te stellen door middel van transcraniële elektrocoagulatie bij C57BL/6J-muizen en evalueren we het daaropvolgende neurologische gedrag en histopathologische kenmerken.

Inductie van acute ischemische beroerte bij muizen met behulp van de distale occlusietechniek van de middelste slagader

Dit protocol beschrijft het proces voor het induceren van een cerebraal ischemisch comamodel met behulp van een aangepaste occlusiemethode met vier vaten.

Cerebraal ischemisch comamodel geïnduceerd door gemodificeerde occlusie van vier bloedvaten

In vivo modellen van ratten zijn onmisbare hulpmiddelen om de pathologische mechanismen en therapeutische doelen voor ischemische beroerte te onderzoeken. Dit werk beschrijft het uitvoeren van immunofluorescentiekleuring in hersenplakjes met een infarct na occlusie van de middelste hersenslagader (MCAO) bij ratten.

Evaluatie van celdoodsignalering door immunofluorescentie in een rattenmodel van ischemische beroerte

Leer hoe u een acuut pontien infarct induceert in ratten met elektrische stimulatie. Dit reproduceerbare model bootst humane anterolaterale infarcten na en ondersteunt onderzoek naar beroertemechanismen en neurologische functie.

Oprichting van acute Pontine Infarct in Ratten door elektrische stimulatie

Meer video's verkennen