Name: Herhaalde Orotracheale intubatie bij muizen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-03-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 26 s
Description: Leer een verfijnde, niet-invasieve orotracheale intubatiemethode voor muizen. Dit protocol maakt seriële metingen van longfunctie mogelijk zonder traumatische dissectie, wat experimentele variabiliteit vermindert en het aantal benodigde dieren reduceert.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De auteurs bedanken Lucia Rosas, Lauren Doolittle, Lisa Joseph en Lindsey Ferguson voor hun technische bijstand en het University Laboratory Animal Resources voor hun ondersteuning bij de verzorging van dieren. Dit werk wordt gefinancierd door NIH T35OD010977 en R01-HL102469.

Alle hier beschreven dierlijke activiteiten zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Ohio State University en werden uitgevoerd in AAALAC-geaccrediteerde faciliteiten.
1. Procedurevoorbereiding
<ol><li>Bouw het intubatieplatform. Gebruik een 3-ringbindmiddel van 7,6 cm om de juiste helling van het platform te bereiken. Vouw een 15−20 cm lengte van 3-0 zijde of andere draad materiaal in de helft en hecht de uiteinden van de draad aan de bovenkant van het hellende platform met tape om een ophanging lus te creëren (Figuur 1).</li>
	<li>Selecteer een canule van de juiste grootte en lengte. LET OP: Voor een 20−30 g muis kan een 1−1,5 inch (2,5−3,8 cm) lange katheter tot 18 G worden gebruikt. Voor deze studie werden 18 weken oude vrouwelijke BALB/c en 10 weken oude C57BL/6 muizen (n = 3 van elke stam) gebruikt. Een ondoorzichtige witte katheterschede zorgt voor de beste transcutane visualisatie.</li>
	<li>Snijd een schuine kant op de distale punt van de katheter en maak het snijoppervlak glad met schuurpapier om een afgeronde schuine punt te creëren. Maak voorzichtig een lichte bocht in de canule ongeveer 1 cm van de schuine kant (Figuur 2). LET OP: Voor elke muis moet een nieuwe katheter worden gebruikt.</li>
	<li>Verdoof de muis met ketamine (5,4 mg/g lichaamsgewicht) en xylazine (16 μg/g lichaamsgewicht) intraperitoneally toegediend.  Breng steriele oogheelkundige zalf aan op de ogen. LET OP: Juiste verdovingsdiepte wordt bereikt door gebrek aan reactie van de muis op een stevige teensnuif.</li>
	<li>Hang de muis in een supine positie op het intubatieplatform door het aansluiten van de bovenste incisors rond de zijden draad aan de bovenkant van het schuine oppervlak (Figuur 3). Zodra de muis vierkant is gepositioneerd in dorsale recumbency, voorzichtig grijpen de basis van de staart en trek de staart naar de tafel. Plaats een stuk tape over de basis van de staart om de muis te beveiligen.</li>
	<li>Breng ontharingscrème (Table of Materials) aan op het ventrale cervicale gebied voor 30−45 s verwijder vervolgens alle ontharingscrème uit het cervicale gebied met behulp van een droog gaas. Herhaal indien nodig een aanvraagprocedure. Spoel de huid grondig af met zout of gedestilleerd water om eventuele resten te verwijderen en veeg vervolgens droog.</li>
</ol>2. Intubatieprocedure
<ol><li>Gebruik rechte, platte tangen in de niet-dominante hand om de tong voorzichtig in te trekken op een manier die de mond voldoende opent voor de introductie van de canule. LET OP: Rattentandtangen mogen niet worden gebruikt omdat dit de tong zal beschadigen.</li>
	<li>Met de dominante hand, vooraf de canule in de mond zodanig dat het uiteinde dat distaal is aan de lichte bocht is tegen het dak van de mond van het onderwerp.</li>
	<li>Laat de tong los en schuif de vlakke rand van de gesloten tangen caudally langs de ventrale hals totdat het manubrium is bereikt. Deze beweging verdringt lateraal de speekselklieren en vlakt de spier die de luchtpijp bedekt af. De luchtpijp verschijnt transcutaneously als witte lijn (Figuur 3A). Indien nodig, draai de tangen in een craniodorsal richting met behoud van spanning op de huid in een caudal richting om de lateraal verplaatste speekselklieren te laten pieken. Deze manoeuvre zorgt voor meer contrast rond de luchtpijp (Figuur 3B). LET OP: Vermijd overmatige kracht op de ventrale nek als het kan instorten van de luchtpijp en afbreuk doen aan de ademhaling.</li>
	<li>Ga verder met de canule terwijl u tegelijkertijd de distale punt van de canule ventrally hengelt door supinatie van de dominante hand met gelijktijdige flexie van de pols.</li>
	<li>De juiste plaatsing van de canule wordt aangegeven door visualisatie van de ondoorzichtige canule in de luchtpijp (Figuur 4B,D). Als de canule is gevorderd voorbij het niveau van de oorsprong van de masseter spier en visualisatie van de canule in de luchtpijp is niet bevestigd, trek de canule en probeer de manoeuvre.</li>
	<li>Bevestig de juiste canule plaatsing door het aansluiten van een longinflatie lamp aan de canule en het observeren van thoracale expansie met gelijktijdige depressie van het apparaat.</li>
	<li>Zonder de canule te verplaatsen, sluit u de incisors van de muis voorzichtig los van het intubatieplatform. Beweeg de muis naar een horizontaal platform(Tabel van materialen)en plaats de canule op de adapter op de ventilator. Na de diepe inflatie, ventileer de muis voor 60 s en meet vervolgens de ademhalingsweerstand.</li>
</ol>3. Herstel
<ol><li>Zodra de procedure is voltooid, verplaatst u de muis naar een opgewarmd platform. Zorg voor constante stimulatie via lichte teen of staartpjes om spontane ademhaling aan te moedigen.</li>
	<li>Extubatie kan optreden wanneer de muis net begint te kauwen. Pak de canule op het niveau van de naaf en trek de buis voorzichtig craniaal en uit de buurt van de muis totdat de canule volledig uit de mond van het onderwerp is verwijderd. LET OP: Het verdient de voorkeur om de starre canule zo lang mogelijk tijdens het herstelproces te ondersteunen bij de luchtweg.</li>
	<li>Eenmaal geëstubeerd, breng de muis naar een schone herstelkooi met warmtesteun. Controleer de muis continu totdat deze volledig ambulant is en het herstel is voltooid.</li>
</ol>

<ol><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li>
<li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse%2C+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Global+Journal+of+Animal+Scientific+Research%22%5BJournal%5D)">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li>
<li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179(1999).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li>
<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li>
<li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).</li>
<li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).</li>
<li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography%5BTitle%5D)+AND+%22Lasers+in+Surgery+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li>
<li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107(2013).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

Intubatie met behulp van de transcutane tracheale visualisatie techniek biedt een verfijnde benadering van de standaard huid incisie methode. Met speciale aandacht voor verschillende belangrijke stappen kan intubatie gemakkelijk en snel worden bereikt. Het dier moet vierkant in dorsale recumbency op het intubatieplatform worden geplaatst met de muis die in zachte intrekking wordt vastgezet. Dit zal het dier in verticale uitlijning en de juiste positionering voor intubatie uit te breiden. Bovendien mag de ontharingscrème ...

De laboratoriummuis is een gemeenschappelijk diermodel voor menselijke ademhalingsziekte. Zo zijn er verschillende gepubliceerde methoden voor muisintubatie met het oog op zowel instillatie van behandelingen als meting van ademhalingsmechanica. De meeste van de beschreven procedures vereisen visualisatie van de glottis door de mondholte met gespecialiseerde apparatuur zoals een laryngoscoop of glasvezel lichtbron1,2,3,4,5,6,7. Dit kan echter moeilijk zijn wanneer een relatief grote canule nodig is, omdat het de mening van de onderzoeker kan verduisteren. Limjunyawong et al.8 hebben deze bezorgdheid aangepakt met een methode van intubatie waarbij een kleine cutane incisie wordt gemaakt langs de middellijn van de ventrale nek waardoor de luchtpijp kan worden gevisualiseerd. Na de procedure wordt de incisie afgesloten met weefsellijm.
Voor studies die frequente herhaalde intubaties vereisen, vereist opeenvolgende inbedding en sluiting van deze site debridement van de huidmarges en weefseltrauma aan de ventrale nek. Het doel van de transcutane tracheale visualisatie benadering van orale intubatie is om een verfijnde, niet-invasieve techniek te bieden die specifiek geschikt is voor herhaalde intubatiestudies en enkele intubatiegebeurtenissen bij muizen.

<table><tbody><tr><td>18 G x 1 1/4" intraveneuze katheter, Safelet</td><td>Fisher Scientific</td><td>#14-841-14</td><td>Cannula voor intubatie</td></tr><tr><td>70% ethanol, 10 L</td><td>Fisher Scientific</td><td>25467025</td><td>Reiniging van canule</td></tr><tr><td>Schuurpapier (schuurpapier)</td><td>Porter-Cable</td><td>74001201</td><td>Voorbereiding van canule</td></tr><tr><td>AnaSed (xylazine steriele oplossing) injectie (100 mg/mL)</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC# 59399-111-50</td><td>Anesthesie</td></tr><tr><td>Blauwe etikettentape (0,5 inch x 14 yards)</td><td>Fisher Scientific</td><td>15966</td><td>Fixatie op intubatieplatform</td></tr><tr><td>Gevlochten zijden hechtdraad zonder naald, niet-steriel, (3-0)</td><td>Henry Schein</td><td>Artikelnr. 1007842</td><td>Intubatieplatform</td></tr><tr><td>Deltaphase Isothermische Pad</td><td>Braintree Scientific</td><td>39DP</td><td>Thermoregulatie en herstel van muis</td></tr><tr><td>Deltaphase Operatiebord</td><td>Braintree Scientific</td><td>39OP</td><td>Herstel van muis (voorafgaand aan extubatie)</td></tr><tr><td>Gedestilleerde water</td><td>ThermoFisher</td><td>15230253</td><td>Reiniging van muis na ontharing</td></tr><tr><td>Oogschaar, hoekige, scherp/scherp</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-8437</td><td>Voorbereiding van canule</td></tr><tr><td>FlexiVent (FX Module 2)</td><td>Scireq</td><td>N/A</td><td>Gegevens van longfunctie opnemen (niet vereist om procedure uit te voeren, gebruikt in dit onderzoek om procedure te valideren)</td></tr><tr><td>Gaasjes</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-761-52</td><td>Harsen verwijderen</td></tr><tr><td>Heavy-Duty 3" 3-Ring View Binders</td><td>Staples</td><td>24690CT</td><td>Intubatieplatform</td></tr><tr><td>Instat Software</td><td>Graphpad</td><td>N/A</td><td>Statistische analyse software</td></tr><tr><td>Insulieninjectiespuit (0,5 cc, U100)</td><td>Fisher Scientific</td><td>329461</td><td>Anesthesiegebruik</td></tr><tr><td>Ketamine HCl Injectie, USP (100 mg/mL)</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>Lijstnr. 4871</td><td>Anesthesie</td></tr><tr><td>Longinflatieballon</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-9083</td><td>Bevestiging van canuleplaatsing</td></tr><tr><td>Microtang, Gebogen, Glad</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-0445</td><td>Tong terugtrekken en spanning op nek creëren voor canulevisualisatie</td></tr><tr><td>Nair (haarverwijderingslotion), 9 oz fles</td><td>Church &amp; Dwight</td><td>42010440</td><td>Harsen verwijderen</td></tr><tr><td>Steriele zoutoplossing (0,9%), 10 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9054335</td><td>Anesthesie, reiniging van huid na ontharing</td></tr></tbody></table>

herhaalde orotracheale intubatie bij muizen

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

De literatuur beschrijft verschillende methoden voor muisintubatie die ofwel visualisatie van de glottis door de mondholte of incisie in de ventrale nek vereisen voor directe bevestiging van canuleplaatsing in de luchtpijp. De relatieve moeilijkheid of het weefseltrauma dat door dergelijke procedures aan het onderwerp wordt veroorzaakt, kan een belemmering vormen voor het vermogen van een onderzoeker om longitudinale studies uit te voeren. Dit artikel illustreert een techniek waarbij fysieke manipulatie van de muis na het gebruik van een ontharingsom om haar te verwijderen uit de ventrale nek maakt transcutane visualisatie van de luchtpijp voor orotracheale intubatie ongeacht de mate van de huid Pigmentatie. Deze methode is onschadelijk voor het onderwerp en gemakkelijk bereikt met een beperkt begrip van murine anatomie. Deze verfijnde aanpak vergemakkelijkt herhaalde intubatie, wat nodig kan zijn voor het monitoren van de progressie van de ziekte of de instillatie van behandelingen. Het gebruik van deze methode kan leiden tot een vermindering van het aantal dieren en technische vaardigheden die nodig zijn om de longfunctie te meten in muismodellen van ademhalingsziekten.

Seriële bewaking van de uitgangslongfunctie Achttien weken oude vrouwelijke BALB/c en 10 weken oude C57BL/6 muizen (n = 3 van elke stam) werden geïntubeerd met behulp van de beschreven methode op dag 0, 3, 10 en 17. Na intubatie op elke dag, werd het onderwerp aangesloten op een mechanische ventilator geleverd met 100% zuurstof (Tabel van materialen). Ademhalingsweerstand (Rrs) werd gemeten met behulp van de geforceerde oscillatietechniek voor 60 s na een diepe inflatie tot 25 cm H<su...

Het doel van dit artikel is het beschrijven van een verfijnde methode van intubatie van de laboratoriummuis. De methode is niet-invasief en daarom ideaal voor studies die seriële controle van de ademhalingsfunctie en/of instillatie van behandelingen in de long vereisen.

Herhaalde Orotracheale intubatie bij muizen

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Dit protocol stelt onderzoekers in staat om herhaalde metingen van de longfunctie in individuele muizen uit te voeren, waardoor de experimentele variabiliteit afneemt en het aantal muizen dat nodig is voor elk experiment wordt verminderd. Het belangrijkste voordeel van dit protocol is dat het geen visualisatie van de luchtpijp door de mondholte of traumatische dissectie van de nek voor intubatie vereist. Deze methode zal van bijzondere waarde zijn voor onderzoekers die chronische en progressieve longziekten bestuderen, zoals astma, COPD, emfyseem en longfibrose.Visuele demonstratie van dit protocol is van cruciaal belang omdat het begrijpen van hoe de luchtpijp te identificeren door de huid van de ventrale nek centraal staat in de methode. Het aantonen van de techniek met Andrew Nelson zal Kate Nolan zijn, een dierenarts van mijn laboratorium. Om een intubatieplatform te creëren, vouwt u een lengte van 15 tot 20 centimeter van 3-0 zijde doormidden en plakt u de uiteinden van de draad naar de bovenkant van een drie-inch bindmiddel met drie ring.Selecteer een canule van de juiste grootte en lengte en snijd een schuine kant op de distale punt van de katheter. Maak het snijoppervlak glad met schuurpapier om een afgeronde punt te creëren en maak voorzichtig een lichte bocht in de canule op ongeveer een centimeter van de schuine kant. Wanneer de materialen klaar zijn, bevestig dan een gebrek aan reactie op teen knijpen in een verdoofde muis en haak de bovenste snijtanden rond de zijden draad aan de bovenkant van het schuine oppervlak van het platform om de muis op te schorten in de supine positie.Zodra de muis vierkant is geplaatst in rug recumbency, voorzichtig grijpen de basis van de staart en trek de staart in de richting van de tafel. Plaats een stuk tape over de basis van de staart om de muis te beveiligen en breng ontharingscrème aan op het ventrale cervicale gebied. Gebruik na 30 tot 45 seconden droog gaas om de room te verwijderen en spoel de huid grondig af met zout of gedestilleerd water.Met behulp van tangen in de niet-dominante hand, trek voorzichtig de tong op een manier die voldoende opent de mond voor de invoering van de canule. Met de dominante hand, vooraf de canule in de mond, zodat het einde dat distaal is voor de lichte bocht is tegen het dak van de mond van het dier. Laat de tong los en schuif de vlakke rand van de gesloten tangen caudally langs de ventrale nek totdat het manubrium wordt bereikt om de speekselklieren lateraal te verplaatsen en de spier die de luchtpijp bedekt plat te maken.De luchtpijp zal transcutanely verschijnen als een witte lijn. Draai indien nodig de tangen in craniodorsal richting terwijl de spanning op de huid in een staartrichting wordt gehandhaafd om de lateraal verplaatste speekselklieren te laten pieken en om meer contrast rond de luchtpijp te creëren. Supinating de dominante hand met gelijktijdige flexie van de pols, vooraf de canule terwijl tegelijkertijd vissen de distale punt van de cannula ventrally.Als de canule goed is geplaatst, zal het worden waargenomen in de luchtpijp. Om een goede plaatsing te bevestigen, sluit u een longinflatielamp aan de canule en observeer thoracale expansie met gelijktijdige depressie van het apparaat. Zonder de canule te verplaatsen, de snijtanden van de muis voorzichtig los te koppelen van het intubatieplatform en de muis over te brengen op een horizontaal platform, bevestig vervolgens de canule aan de adapter op de ventilator en ventileer de muis na een diepe inflatie 60 seconden voordat de ademhalingsweerstand wordt gemeten.Zodra de procedure is voltooid, breng je de muis over naar een opgewarmd platform en geef je constante stimulatie via lichte teen- of staartknijpers om spontane ademhaling aan te moedigen. Zodra spontane ademhaling is waargenomen, blijven visueel toezicht op het dier. Wanneer de ademhaling weer normaal is, grijpt u de canule op het niveau van de naaf en trekt u de buis voortdurend en weg van de muis totdat de canule volledig uit de mond van het dier is verwijderd.Breng de muis eenmaal uit naar een schone herstelkooi met warmtesteun met controle tot ze volledig ambulant zijn. In dit representatieve experiment werd de ademhalingsweerstand gemeten op dagen 0, 3, 10 en 17, met behulp van de gedwongen oscillatietechniek na een diepe inflatie tot 25 centimeter water dat gedurende vijf en 60 seconden mechanische ventilatie werd vastgehouden. Er werden geen significante verschillen in de gemeten luchtwegweerstand waargenomen tussen een van de tijdstippen binnen elke stam, wat erop wijst dat het ontbreken van een toename van de luchtwegweerstand na verloop van tijd wijst op een gebrek aan functioneel significante intubatietrauma-geassocieerde ontsteking in het ademhalingssysteem gedurende vier opeenvolgende tijdstippen.Deze intubatieprocedure kan worden gebruikt om toegang te bieden tot de luchtpijp voor de installatie van experimentele stoffen en de seriële bewaking van de ademhalingsfunctie. Deze techniek maakt de beoordeling van de longfunctie zonder invasieve tracheostomie mogelijk, waardoor de monitoring op meerdere tijdstippen bij chronische en progressieve ziekten binnen dezelfde muis wordt vergemakkelijkt.

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

Herhaalde metingen van knaagdieren respiratoire fysiologie en bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen wenselijk zijn, maar over het algemeen niet haalbaar. Hier beschrijven we een herhaalbare methode voor het mondeling intuberen muizen dat herhaalde metingen van de luchtwegen hyperreactiviteit en de bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen vergunningen.

Een reversibele, niet-invasieve methode voor Airway Resistance Metingen en bronchoalveolaire lavage Fluid Sampling in Muizen

We hebben een eenvoudige, betrouwbare en relatief goedkope methode voor endotracheale intubatie bij muizen via directe laryngoscopie behulp van een otoscoop met een 2,0 mm speculum ontwikkeld. Deze techniek is atraumatische en kan worden gebruikt voor herhaalde metingen in chronische experimenten. We vinden het superieur aan tracheostomie of eerder gerapporteerde niet-chirurgische technieken.

Luchtpijpintubatie in Muizen<em&gt; Via</em&gt; Directe laryngoscopie behulp van een otoscoop

Dit artikel beschrijft een striaghforward en efficiënte methode van intubatie muizen voor longfunctie metingen of pulmonale instillatie, die het mogelijk maakt de muizen om te herstellen en studeerde worden op latere tijdstippen. Deze procedure houdt een goedkope optische vezel lichtbron die direct verlicht de luchtpijp.

Een eenvoudige methode van de Muis van Lung intubatie

Het gebruik van een model dat de toestand van longziekten bij mensen nabootst is kritiek voor het bestuderen van de pathofysiologie en / of etiologie van een bepaalde ziekte en ontwikkelen van therapeutische interventie. Hier een niet-invasieve intratracheaal intubatie methode die direct exogene materialen kunnen leveren aan muizenlongen wordt gepresenteerd.

Niet-invasieve Intratracheaal intubatie om te studeren de Pathologie en Fysiologie van Mouse Lung

Dit artikel presenteert een snelle en eenvoudige methode voor het toedienen van bleomycine rechtstreeks in de muis luchtpijp via intubatie. Belangrijkste voordelen van deze werkwijze zijn dat het zeer reproduceerbaar, gemakkelijk onder de knie, en vereist geen gespecialiseerde apparatuur of lange hersteltijden.

Een verbeterde werkwijze voor snelle intubatie van de trachea in muizen

Hier presenteren we een protocol van Transverse aorta vernauwing (TAC) via een laterale Thoracotomie. Deze techniek is een minimaal invasieve, gesloten borst chirurgische ingreep gericht om overbelasting van de druk en hartfalen in muizen met behulp van TAC laboratorium standaardinstellingen te simuleren.

Een gesloten-borst-Model voor het opwekken van transversale aorta vernauwing in muizen

Een muischirurgisch model om reperfusie (IR) -letsel in de linkerlong te creëren met behoud van ventilatie en het vermijden van hypoxie.

Een muismodel van orotracheale intubatie en beademde longischemie reperfusiechirurgie

Hier stellen we een protocol voor intratracheale lipopolysaccharide (LPS) levering via niet-invasieve orofaryngeale endotracheale intubatie. Deze methode minimaliseert het trauma van de chirurgische procedure voor het dier en levert LPS nauwkeurig af aan de luchtpijp en vervolgens aan de longen.

Niet-invasieve intratracheale lipopolysaccharide-instillatie bij muizen

Hier introduceren we een gestandaardiseerde procedure voor endotracheale intubatie via tracheotomie gevolgd door thoracotomie bij ratten, gericht op het verbeteren van de precisie en reproduceerbaarheid van niet-overlevingstoepassingen die invasieve ventilatie en blootstelling van thoracale organen vereisen in in vivo rattenmodellen.

Endotracheale intubatie via tracheotomie en daaropvolgende thoracotomie bij ratten voor niet-overlevingstoepassingen

We beschrijven een muizenmodel van overbelasting van de rechterventrikeldruk geïnduceerd door pulmonale rompbanden. Gedetailleerde protocollen voor intubatie, chirurgie en fenotypering door middel van echocardiografie zijn opgenomen in de paper. Op maat gemaakte instrumenten worden gebruikt voor intubatie en chirurgie, waardoor het model snel en goedkoop kan worden gereproduceerd.

Een muizenmodel van door drukoverbelasting geïnduceerde rechterventrikelhypertrofie en falen door pulmonale rompbanden

Dit protocol laat zien hoe het optimaal positioneren van een muis en het transoraal inbrengen van een op camera's gebaseerde otoscoop visualisatie van de glottis, snelle intubatie met minimaal weefseltrauma en consistente vloeistofafgifte aan de longen mogelijk maakt.

Verbeterde methodologie voor vloeistofafgifte aan de muizenlong: intubatie met behulp van een consumentenotoscoop

Leer een verfijnde, niet-invasieve orotracheale intubatiemethode voor muizen. Dit protocol maakt seriële metingen van longfunctie mogelijk zonder traumatische dissectie, wat experimentele variabiliteit vermindert en het aantal benodigde dieren reduceert.

Herhaalde Orotracheale intubatie bij muizen

Meer video's verkennen