Name: Gebruik van een geïntegreerd low-flow verdovende middelen, ventilator en fysiologisch bewakingssysteem voor knaagdieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: Leer een geïntegreerd low-flow verdovingssysteem met ventilator en fysiologische monitoring voor muizen. Deze methode vermindert gasverbruik en verhoogt de veiligheid voor onderzoekspersoneel in laboratoria met beperkte ruimte.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De auteurs hebben geen erkenningen.

Alle dierstudies zijn goedgekeurd door de Purdue Animal Care and Use Committee.
1. Opstelling van de low-flow vaporizer
<ol><li>Isofluraan of sevofluraan levering<ol>
<li>Selecteer een gasbron van de vervoerder. Om de interne luchtpomp te gebruiken, verwijdert u de rode dop van de inlaatpoort aan de achterkant van het systeem, zodat het systeem lucht in de ruimte kan inlaten. Als u gecomprimeerd gas wilt gebruiken, gebruikt u een drukregelaar of drukregelaar die is ingesteld op 15 PSI en sluit u deze aan op de gecomprimeerde gaspoort aan de achterkant van het systeem.</li>
		<li>Sluit de houtskoolbus aan op de uitlaatpoort.</li>
		<li>Sluit de accessoireconnector aan op de inspiratoire en expiratiepoorten aan de voorkant van het systeem. Sluit de inductiekamer aan op takken met blauwe clips en de neuskegel op takken met witte clips (figuur 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Voor mechanische ventilatie<ol>
<li>Sluit de intubatieconnectorslang aan op de geelgecodeerde clips (afbeelding 2).</li>
		<li>Kalibreer de ventilator door een doderuimtekalibratie uit te voeren. Tik in het scherm Vent Runop Setupen vervolgens op Calib & Tests. Selecteer Deadspace Kalibratie en druk op Dial B.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Voor pulsoximetrie<ol>
<li>Sluit de sensor aan op de poort aan de achterkant van het systeem, met het label MouseSTAT.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Voor opwarming<ol>
<li>Sluit het verwarmingskussen aan op de 'Pad Power'-poort aan de voorkant van het systeem.</li>
		<li>Sluit de ene sensor aan op de poort 'Body Sensor' en de andere op de 'Pad Sensor'-poort. Bevestig de padsensor aan het verwarmingskussen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Configureer de instellingen
<ol><li>Voor anesthesie<ol>
<li>Zet het anesthesiesysteem aan. Tik in het scherm Anest Runop Instellen.</li>
		<li>Kies het verdovingsmiddel. Tik op Type Anesten draai vervolgens Dial B om Isoflurane of Sevofluranete selecteren.</li>
		<li>Stel de grootte van de spuit in. Tik op Spuitgrootteen draai vervolgens Kies B om een maat te selecteren.</li>
		<li>Tik op Terug om terug te keren naar het scherm Anest Run.</li>
		<li>Vul de spuit met behulp van de flestopadapter met verdoving.</li>
		<li>Sluit de spuit aan op het anesthesiesysteem. Tik op Verwijderen om het duwblok indien nodig naar achteren te verplaatsen.</li>
		<li>Primeer de spuit. Houd aan Prime om het duwblok naar voren te verplaatsen totdat het duwblok de bovenkant van de zuiger van de spuit raakt. Als u B draait terwijl u de Prime-knop ingedrukt houdt, wordt de snelheid van het pusherblok geregeld.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Voor mechanische ventilatie<ol>
<li>Tik op het tabblad Vent Run Screen en vervolgens op Instellen.</li>
		<li>Raak lichaamsgewicht aan en voer het gewicht van het dier in.</li>
		<li>Raak prioriteit aan om volume- of drukgestuurde ventilatie te kiezen. Met de instelling Lichaamsgewicht worden automatisch de juiste ademhalingsfrequentie en getijdenvolumes ingesteld.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Voor pulsoximetrie<ol>
<li>Tik op het tabblad Oxi Run Screen en vervolgens op Instellen.</li>
		<li>Raak HR aan en draai Dial B om de minimaal toegestane hartslagmeting in te stellen. Voorinstellingen zijn beschikbaar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Voor opwarming<ol>
<li>Tik inhet scherm Warm uitvoeren op Setup. Kies een opwarmingsmethode en doeltemperatuurinstelling.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Begin met de anesthesie
<ol><li>Verdoof de muis<ol>
<li>Tik vanuit het scherm Anest Runop Inductie starten om de luchtstroom te starten. Het standaard inductiedebiet is 500 ml/min. Draaischijf A past het debiet naar behoefte aan.</li>
		<li>Plaats de muis in de inductiekamer en sluit het deksel goed. Stel de anesthetische agentconcentratieknop in op 3% voor isofluraan.</li>
		<li>Controleer totdat de muis het gewenste verdovingsvlak heeft bereikt, bepaald door een afname van de ademhalingssnelheid en een verlies van de rechterreflex wanneer de kamer wordt getipt. Pas indien nodig de anesthetische agentconcentratieknop aan.</li>
		<li>Zodra het dier de juiste reflex heeft verloren en voldoende verdoofd is, raak je Stop Induction aan.</li>
		<li>Raak indien gewenst de spoelkamer aan om de kamer van het resterende verdovingsgas te legen.</li>
		<li>Open de klemmen die naar de neuskegel leiden en sluit de klemmen die naar de kamer leiden.</li>
		<li>Tik op Start Nose Cone. De instelling Lichaamsgewicht bepaalt het debiet van de neuskegel, hoewel deze handmatig kan worden aangepast door aan wijzerplaat A te draaien.</li>
		<li>Plaats onmiddellijk de neuskegel en centreer het dier op het infraroodopwarmingskussen.</li>
		<li>Plaats de dierensensor als rectale sonde.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Begin met mechanische ventilatie
<ol><li>Intubeer het dier.<ol>
<li>Breng het dier over naar de intubatiefase terwijl het dier verdoofd blijft.</li>
		<li>Hang het dier aan zijn bovenste snijtanden met behulp van een draad die op de verticale intubatiefase is bevestigd (figuur 3).</li>
		<li>Verplaats de tong van het dier voorzichtig naar de zijkant en visualiseer de luchtpijp met behulp van de lampjes in de intubatiekit.</li>
		<li>Plaats zorgvuldig de buis en controleer de juiste plaatsing door een kleine luchtblaas op de buis aan te sluiten en te controleren of de longen opblazen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sluit de endotracheale buis aan op de ventilatieslang.</li>
	<li>Tik op Stop Nose Coneen raak startventilator aan. OPMERKING: De instelling Lichaamsgewicht bepaalt automatisch de juiste ademhalingssnelheid en getijdenvolumes. Om drukgestuurde ventilatie uit te voeren, stelt u de doelinspiratoire druk in tussen 15-18 cm H2O. Breng indien nodig aanpassingen aan de beademingsinstellingen volgens chirurgische protocollen.</li>
</ol>5. Begin met fysiologische monitoring
<ol><li>Plaats de sensor over de achterpoot van het dier (afbeelding 4). De Pulse Oximeter begint automatisch met het uitlezen van HR en SpO2. Raak het tabblad Oxi Run Screen aan om pulsoximetriegegevens weer te geven.</li>
</ol>

<ol><li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li>
<li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li>
<li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-regulated+automated+anesthesia+%28Abstract%29%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Clinical+Pharmacologyl%22%5BJournal%5D)">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> British Journal of Clinical Pharmacologyl. 12 (2), 281-282 (1971).</li>
<li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li>
<li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane%3A+a+new+dimension+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).</li>
<li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li>
<li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).</li>
<li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+%28Anaconda%29+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li>
<li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWard%2C+CS+%22Physical+principles+and+maintenance.+Anaesthetic+equipment%22">Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment</a>. , W. B. Saunders. London. (1985).</li>
<li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).</li>
<li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).</li>
<li>Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+Low-flow+Digital+Anesthesia+System+for+Mice+and+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (115), e54436(2016).</li>
<li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+P+%22Laboratory+animal+anaesthesia%22">Laboratory animal anaesthesia</a>. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).</li>
<li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).</li>
<li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modern+Anaesthesia+Vapourisers%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian Journal of Anaesthesia. 57 (5), 464-471 (2013).</li>
<li>Mullin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+anesthesia+carrier+gas+on+in+vivo+circulation+times+of+ultrasound+microbubble+contrast+agents+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Contrast+Media+%26+Molecular+Imaging%22%5BJournal%5D)">Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats.</a> Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).</li>
<li>Flores, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+anesthetic+agent+and+carrier+gas+on+blood+glucose+and+tissue+uptake+in+mice+undergoing+dynamic+FDG-PET+imaging%3A+sevoflurane+and+isoflurane+compared+in+air+and+in+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Imaging+and+Biology%22%5BJournal%5D)">The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen.</a> Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192(2008).</li>
<li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCarroll%2C+G+%22Small+Animal+Anesthesia+and+Analgesia%22">Small Animal Anesthesia and Analgesia</a>. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).</li>
<li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aThomas%2C+J+%22Anesthesia+and+Analgesia+for+Veterinary+Technicians%2C+4th+ed%22">Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed</a>. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).</li>
<li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcKelvey%2C+DH+%22Veterinary+Anesthesia+and+Analgesia%22">Veterinary Anesthesia and Analgesia</a>. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).</li>
<li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTranquilli%2C+WJ+%22Lumb+and+Jones%27+veterinary+anesthesia+and+analgesia%22">Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia</a>. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+and+Pharmaceutical+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li>
<li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGarber%2C+J+%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals.+8th+edn%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn</a>. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).</li>
<li>Zarndt, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+far-infrared+active+warming+device+in+Guinea+pigs+%28Cavia+porcellus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).</li>
<li>Wolforth, J., Dyson, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flushing+induction+chambers+used+for+rodent+anesthesia+to+reduce+waste+anesthetic+gas%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas.</a> Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).</li>
</ol>

Dit project werd ondersteund met apparatuur en financiering door Kent Scientific Corporation. De auteurs Krista Bigiarelli en Dave FitzMiller zijn werknemers van Kent Scientific Corporation die apparatuur produceert die in dit artikel wordt gebruikt. Open access publicatie van dit artikel wordt gesponsord door Kent Scientific Corporation.

Dit digitale low-flow anesthesiesysteem integreert anesthesie-, ventilatie-, opwarmings- en fysiologische bewakingssystemen in één apparaat. Bovendien bevat het systeem een interne pomp, waardoor het omgevingslucht kan opnemen voor gebruik als draaggas, waardoor er geen bron van gecomprimeerd gas nodig is.
In deze procedure wordt het systeem gebruikt als een enkel apparaat om een verdovende verdamper, mechanische ventilator, pulsoximeter en verwarmingskussen te vervangen. We demonstreerden eerder verdovingsafgifte bij een debiet van 100 ml / min2. De debietinstellingen zijn van cruciaal belang voor deze verdovende afgiftetechniek, omdat het debiet direct het volume van de gebruikte vloeibare verdoving regelt. We hebben eerder ook aangetoond hoe het gebruik van lage debieten verdovende vloeistof1,2bespaart. Wanneer een traditionele vaporizer is aangesloten op een mechanische ventilator, moet de vaporizer continu draaien terwijl de ventilator monsters uit de gasstroom inlaat. In het geval van de digitale vaporizer met geïntegreerde ventilator wordt alleen het gas dat nodig is voor ventilatie door de ventilator uitgevoerd. Dit vermindert de kosten in verband met verdovende vloeistof, dragergassen en koolstoffilters.
Hoewel er veel voordelen zijn aan het gebruik van een low-flow digitale vaporizer, zijn er ook beperkingen. Dit systeem is ontworpen om te werken met lage debieten, ideaal voor knaagdieren en andere kleine zoogdieren, maar levert geen anesthesie boven de stroomsnelheden van 1000 ml / min. Dit specifieke systeem is daarom alleen geschikt voor kleine diersoorten. De geïntegreerde pulsoximeter bevat een sensor alleen voor pootgebruik. De sensor wordt niet aanbevolen voor gebruik op de staart, wat een beperking kan zijn voor bepaalde chirurgische ingrepen. Bovendien, terwijl de ademhalingssnelheid via dit systeem via de pootsensor kan worden gecontroleerd, kan het moeilijk zijn om gedurende een langere periode consistente ademhalingsopnamen te verkrijgen. Tot slot heeft dit digitale systeem, in tegenstelling tot een traditionele vaporizer, elektriciteit nodig. Batterijen zijn beschikbaar voor gebruik in gevallen waarin elektrische stroom niet beschikbaar is of in het geval van een stroomstoring, en kunnen het systeem enkele uren van stroom voorzien.
Deze opstelling en dit protocol tonen een veilig en effectief gebruik van een digitaal anesthesiesysteem met lage stroom met geïntegreerde ventilator- en fysiologische bewakingsmodules. Deze opstelling is handig voor laboratoria met beperkte bankruimtes, of waar het niet haalbaar is om meerdere apparaten en buizen in de buurt van een chirurgisch veld te huisvesten. Er zijn tal van voordelen aan een alles-in-één systeem, waaronder de eliminatie van gecomprimeerde gastanks en afzonderlijke fysiologische bewakingsapparatuur. Over het algemeen kan dit geïntegreerde systeem worden overwogen door groepen waar het gebruik van een traditionele vaporizer niet ideaal is.

Voor onderzoek met diermodellen is vaak gespecialiseerde apparatuur voor het verzamelen van gegevens nodig. Er zijn twee veel voorkomende soorten verdovende middelen die vaak worden gebruikt voor kleine dierenchirurgie. Traditionele verdovende middelen vertrouwen op de passieve verdamping van vluchtige anesthetica op basis van atmosferische druk en gasstroom1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Ze zijn ontworpen om te werken met debieten van 0,5 L / min tot 10 L / min, waardoor ze ideaal zijn voor grote diermodellen11.
We hebben onlangs de effecten van een low-flow digitale vaporizer gedemonstreerd in vergelijking met een traditionele vaporizer12,13. Het low-flow digitale anesthesiesysteem kan worden gebruikt om een dier op een neuskegel te houden met een zeer laag debiet van 1,5-2,2 keer het minuutvolume van het dier14,15,16.
Er zijn tal van voordelen aan het gebruik van een digitaal anesthesiesysteem. Het bevat een ingebouwde pomp, die omgevingslucht aanzuigt om als draaggas te gebruiken. Hierdoor kan de gebruiker anesthesie toedienen zonder het gebruik van gecomprimeerd gas. Recente studies17,18 hebben gesuggereerd dat het gebruik van lucht in plaats van zuurstof als draaggas gunstig kan zijn voor veel procedures.
Fysiologische bewakings- en opwarmingsmogelijkheden kunnen ook worden geïnstalleerd in het digitale low-flow anesthesiesysteem. In de meeste instellingen zijn dieropwarming en fysiologische monitoring vereist door institutional animal care and use committees19,20,21,22. Studies waarin de fysiologische effecten van verdovingsmiddelen worden vergeleken, hebben een drastische depressie van de lichaamstemperatuur, de hartfunctie en de ademhalingsfunctie aangetoond23,24,25. Het is vaak nodig om het dier op een verwarmingskussen te plaatsen om een normale lichaamstemperatuur te controleren en te behouden. Er zijn veel methoden voor het verwarmen van dieren beschikbaar, zoals warmwaterverwarmers, elektrische verwarmingskussens en warmtelampen, maar elk van deze heeft aanzienlijke nadelen. In studies die verschillende methoden van dierlijke opwarming vergelijken, is gebleken dat verre infraroodverwarming de meest gunstigeis 26. De digitale vaporizer bevat ingebouwde homeothermische ver infraroodverwarming om een specifieke lichaamstemperatuur van dieren te behouden. Dit elimineert de behoefte aan extra verwarmingskussencontrollers.
Naast het monitoren van de lichaamstemperatuur, is pulsoximetrie een populaire methode om de hartslag en zuurstofverzadiging van het dier te controleren. Deze niet-invasieve methode is eenvoudig, nauwkeurig en biedt een algemene beoordeling van het vermogen van het dier om het zuurstofgehalte in het bloed te reguleren. Een pootsensor voor pulsoximetrie kan worden aangesloten op het anesthesiesysteem, zoals we eerder hebben aangetoond2.
Mechanische ventilatie is vaak nodig wanneer het dier onder langere periodes van anesthesie is, of wanneer het ademhalingspatroon van het dier moet worden gecontroleerd. De low-flow digitale vaporizer heeft de mogelijkheid om gecontroleerde ademhalingen te leveren in druk- of volumeregeling. Een geïntegreerde ventilator elimineert de noodzaak van een externe ventilator en overtollige vereisten voor het instellen van slangen.
Omdat al deze gangbare monitoren en functies worden gecombineerd tot één apparaat, is de buizenopstelling aanzienlijk vereenvoudigd. Het doel van dit protocol is om de installatie en het gebruik van een alles-in-één digitaal anesthesiesysteem aan te tonen.

<table><tbody><tr><td>Intubatieset</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>ETM-MSE</td><td>Bevat intubatiefase, intubatiebuis, LED-licht</td></tr><tr><td>Isofluraannelvloeistof 99,9%</td><td>Henry Schein, Inc.</td><td>1182097</td><td>Glazen fles 250mL</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulsoximeter</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-03</td><td>Geïntegreerd in SomnoSuite</td></tr><tr><td>Zuurstoftank</td><td>Indiana Oxygen Company</td><td>23-160246</td><td>Medische kwaliteit O2 99%</td></tr><tr><td>RoVent Automatische Ventilator</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-04</td><td>Geïntegreerd in SomnoSuite</td></tr><tr><td>SomnoSuite Laagdebiet Digitaal Anesthesiesysteem</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-01</td><td>Bevat RightTemp Homeothermische Opwarmingscontrole, pad en temperatuursensoren</td></tr><tr><td>SomnoSuite Muis Startset</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-MSEKIT</td><td>Bevat neuskoker, spuiten, inductiekamer en koolstoffilter</td></tr></tbody></table>

gebruik van een geïntegreerd low-flow verdovende middelen, ventilator en fysiologisch bewakingssysteem voor knaagdieren

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digitale vaporizers gebruiken vaak een spuitpomp om vluchtige verdovingsmiddelen rechtstreeks toe te dienen in een stroom draaggas. Volgens aanbevelingen voor dierenwelzijn worden dieren opgewarmd en gecontroleerd tijdens procedures die anesthesie vereisen. Gemeenschappelijke anesthesie- en fysiologische bewakingsapparatuur zijn gastanks, verdovende verdampers en standaards, verwarmingsregelaars en pads, mechanische ventilatoren en pulsoximeters. Een computer is ook nodig voor het verzamelen van gegevens en het uitvoeren van apparatuursoftware. In kleinere ruimtes of bij het uitvoeren van veldwerk kan het een uitdaging zijn om al deze apparatuur in beperkte ruimte te configureren.
Het doel van dit protocol is om best practices te demonstreren voor het gebruik van een low-flow digitale vaporizer met behulp van zowel perszuurstof als kamerlucht, samen met een geïntegreerde mechanische ventilator, pulsoximeter en ver infraroodverwarming als een all-inclusive anesthesie- en fysiologische bewakingssuite die ideaal is voor knaagdieren.

Tien weken oude, mannelijke, wilde type C57Bl6j muizen met een gewicht van 25,41 ± 0,8 g werden gebruikt voor deze studie. De muizen werden verdoofd en onderhouden op een neuskegel of geïntubeerd en onderhouden op een geïntegreerde mechanische ventilator met 1,5-2,5% isofluraan terwijl de hartslag en zuurstofverzadiging werden gecontroleerd. De dieren waren gegroepeerd in micro-isolatiekoppen en boden gratis toegang tot standaard knaagdier chow en water per fles.
Hartslag en SpO2 werden tijdens het onderhoud gecontroleerd via pulsoximetrie(figuur 5, figuur 6en figuur 7).). De lichaamstemperatuur werd gehandhaafd op 36,5-37,5 °C via een infrarood verwarmingskussen en warmtelamp. Geventileerde dieren kregen continue levering van isofluraan tijdens de intubatieprocedure via intubatiestandaard met geïntegreerde neuskegel. Elke muis werd gedurende 15 minuten met succes geventileerd of op een neuskegel gehouden bij lage debieten van niet meer dan 141 ml/min kamerlucht (RA) of zuurstof (O2). De hartslag van de dieren en de verzadiging van de zuurstof in het bloed bleven stabiel met weinig significante veranderingen in beide metingen voor alle groepen. SpO2 bleef tussen 82-99% voor alle groepen, terwijl de lichaamstemperatuur tussen 36.5-37.5 °C werd gehandhaafd. We merkten op dat zowel de positie van de pulsoximeter als de lichaamstemperatuur de SpO2-metingen beïnvloedde. Als we een ongeldige meting van de pulsoximeter hebben waargenomen, hebben we de plaatsing van de sensor en het verwarmingsniveau aangepast om de kernlichaamstemperatuur stabiel te houden.
Een tweerichtings-ANOVA met een Bonferroni-correctie werd uitgevoerd om de betekenis van gegevens in figuur 5, figuur 6 en figuur 7te bepalen . Een p-waardevan minder dan 0,05 werd als significant beschouwd.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> Figuur 1: Schema van de buisopstelling voor verdovingsinductie en onderhoud van neuskegels. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> Figuur 2: Diagram van buizenopstelling voor verdovingsinductie, intubatie en ventilatie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> Figuur 3: Muizen kregen continue levering van isofluraan tijdens de intubatieprocedure via een intubatiestandaard met een geïntegreerde neuskegel. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> Figuur 4: Geïntegreerde pulsoximetersensorplaatsing over de achterpoot. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> Figuur 5: Gemiddelde hartslag gedurende 15 minuten ± SD met ruimtelucht (RA) of 100% zuurstof (O2) geleverd door neuskegel of geventileerd door luchtpijp (n=5/groep). Er werd geen significant verschil waargenomen tussen groepen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> Figuur 6: Hartslagwaarden (bpm) geregistreerd na initiële verdovingsinductie met het low flow anesthesiesysteem. Gemiddelde hartslagwaarden berekend op basis van 30 seconden tijdsintervallen over een periode van 15 minuten. Elk gegevenspunt vertegenwoordigt gemiddelde ± SD van alle dieren in elke groep (n=5). Gedurende de periode van 15 minuten werden in geen enkele groep significante veranderingen in de hartslag waargenomen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> Figuur 7: De zuurstofverzadigingsniveaus van het weefsel (%) na initiële verdovingsinductie met het low flow anesthesiesysteem. Gemiddelde SpO2-waarden berekend op basis van tijdsintervallen van 30 seconden over een periode van 15 minuten. Elk gegevenspunt vertegenwoordigt gemiddelde ± SD van alle dieren in elke groep (n=5). Gedurende de periode van 15 minuten in een groep werden geen significante veranderingen in SpO2 waargenomen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>

Hier presenteren we een protocol om veilig en effectief verdovingsgas toe te dienen aan muizen met behulp van een digitaal anesthesiesysteem met lage stroom met geïntegreerde beademings- en fysiologische monitoringmodules.

Gebruik van een geïntegreerd low-flow verdovende middelen, ventilator en fysiologisch bewakingssysteem voor knaagdieren

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

Dit protocol benadrukt de beste toepassingen voor een alles-in-één anesthesie- en fysiologische monitoringsuite die een Low-Flow Elektronische Verdamper, een geïntegreerde ventilator, een pulsoximeter en een Verwarmingspad met Verre Infrarood omvat. Deze methodologie is nuttig voor elke faciliteit met beperkte werkbank- of laboratoriumruimte. Een alles-in-één systeem elimineert ook de noodzaak voor gecomprimeerde gastanks en afzonderlijke fysiologische bewakingsapparatuur.De procedure zal worden gedemonstreerd door Luke Schepers, een PhD-student in Biomedische Techniek aan de Purdue University. Om de Low-Flow Verdamper te installeren, selecteert u een dragergasbron en verwijdert u de rode dop van de inlaatpoort aan de achterkant van het systeem om het systeem ruimtelucht te laten innemen. Als u een gecomprimeerde gasbron gebruikt, gebruikt u een drukregelaar en een drukreduceerder ingesteld op 15 pond per vierkante inch.En verbind het apparaat met de compressorgaspoort aan de achterkant van het systeem. Verbind de houtskoolcanister met de afvoerpoort. En verbind de accessoirestekker met de inspiratie- en expiratiepoorten aan de voorkant van het systeem.Verbind de inductiekamer met de takken met blauwe clips en de neuskoker met de takken met witte clips. Om de geïntegreerde ventilator in te stellen, verbindt u de intubatieconnectorslang met de takken met de gele clips. Om de dode ruimte van de ventilator op het Vent Run-scherm te kalibreren, raakt u Setup en Kalibratie en Tests aan en selecteer vervolgens Dode ruimte meten en druk op Kies B. Om de geïntegreerde pulsoximeter in te stellen, verbindt u de sensor van de muisstatpoort aan de achterkant van het systeem.Om de Verwarmingspad met Verre Infrarood in te stellen, verbindt u het verwarmingspad met de padvoedingspoort aan de voorkant van het systeem. Verbind vervolgens een sensor met de lichaamssensorpoort en de andere met de padsensorpoort en bevestig de padsensor aan het verwarmingspad. Om de systeeminstellingen voor anesthesietoediening in het Anest Run-scherm te configureren, raakt u Setup aan en selecteert u het anesthesiemiddel.Raak Aan, Typ anest en draai Kies B om isofluraan of sevofluraan te selecteren. Om de spuitgrootte in te stellen, raakt u Spuitgrootte aan en draai Kies B om een grootte te selecteren. Raak Terug aan om terug te gaan naar het Anest Run-scherm en gebruik de flesdopadapter om de spuit met anesthesie te vullen.Verbind de spuit met het anesthesiesysteem en raak Verwijderen aan om de duwerblok naar achteren te verplaatsen zoals nodig. Om de spuit te voorbereiden, drukt en houdt u prime in om de duwerblok naar voren te verplaatsen totdat de blok net de bovenkant van de spuitkolf raakt. Om de mechanische ventilatie in te stellen, opent u het Vent Run-schermtabblad en drukt u op Instellen.Druk op Lichaamsgewicht en voer het gewicht van het dier in. Druk vervolgens op Prioriteit om volume- of drukgecontroleerde ventilatie te selecteren. De juiste ademhalingssnelheid en tijdelijk volumes worden automatisch ingesteld.Om de pulsoximetrieparameters in te stellen, opent u het Oxy run-schermtabblad en drukt u op Instellen. druk op Minimale HR en draai Kies B om de minimaal toegestane hartslagwaarde in te stellen. Om de verwarmingsparameters in het warme run-scherm in te stellen, drukt u op Instellen en selecteert u een verwarmingsmethode en een doeltemperatuurinstelling.Om de muis te anesthetiseren vanuit het Anest Run-scherm, raakt u Inductie aan om de luchtstroom te beginnen. De standaard inductiestroomsnelheid is 500 milliliter per minuut. Draai Kies A om de stroomsnelheid indien nodig aan te passen.Plaats de muis in de inductiekamer en sluit het deksel stevig. Stel de anesthesiemiddelconcentratie-instelling in op 3%voor isofluraan. De standaard inductiestroomsnelheid is 500 milliliter per minuut.Draai Kies A om de stroomsnelheid indien nodig aan te passen. Druk op Leveren om met anesthesietoediening te beginnen. Zodra het dier voldoende is geanestheerd, raakt u opnieuw Inductie aan en vervolgens Kamer spoelen om restant anesthesiegas in de kamer te verminderen.Open de clips die naar de neuskoker leiden en sluit de clips die naar de kamer leiden. Raak Neuskoker aan om de luchtstroom te beginnen en plaats de neuskoker onmiddellijk op het dier. Plaats het dier centraal op de Infrarood Verwarmingspad en steek vervolgens de diersensor als rectale sonde om de lichaamstemperatuur te regelen.Om de mechanische ventilatie te starten, plaatst u het geanesthetiseerde dier op de intubatiefase en gebruikt u een draad die is bevestigd aan de verticale intubatiefase om het dier op te hangen aan zijn bovensnijtanden. Toont voorzichtig de tong van het dier naar de zijkant en gebruik de lampen die in het innovatiekit zijn opgenomen om de luchtpijp te visualiseren. Breng voorzichtig de endotracheale buis in.Correcte plaatsing kan worden geverifieerd door een kleine luchtblaas te verbinden met de buis en te controleren op longinflatie. Raak Neuskoker stoppen aan om de luchtstroom te stoppen, sluit de clips naar de neuskoker en open de clips naar de ventilatiebuis. Verbind de endotracheale buis met de ventilatiebuis en raak Ventilator starten aan om met de ventilatie te beginnen.Om met de fysiologische monitoring te beginnen, bevestigt u de sensor lichtjes aan een achterste poot van het dier, de pulsoximeter zal automatisch beginnen met het lezen van de hartslag en de zuurstofverzadiging in het bloed. Raak het Oxy run-schermtabblad aan om de pulsoximetriegegevens te bekijken. De hartslag en de zuurstofverzadiging in het bloed kunnen tijdens het onderhoud worden gemonitord via puls uit symmetrie.In deze representatieve analyse bleven de hartslag en zuurstofverzadiging in het bloed van het dier stabiel met weinig significante veranderingen waargenomen in beide metingen voor alle groepen. En met de zuurstofverzadiging in het bloed die tussen 82 tot 99% bleef. Deze techniek stelt onderzoekers in staat om anesthesie te toedienen met lagere stroomsnelheden en zonder de noodzaak voor gecomprimeerd gas. Lagere stroomsnelheden leiden tot minder gasverspilling en minder blootstelling voor onderzoekspersoneel.

use-an-integrated-low-flow-anesthetic-vaporizer-ventilator

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

Herhaalde metingen van knaagdieren respiratoire fysiologie en bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen wenselijk zijn, maar over het algemeen niet haalbaar. Hier beschrijven we een herhaalbare methode voor het mondeling intuberen muizen dat herhaalde metingen van de luchtwegen hyperreactiviteit en de bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen vergunningen.

Een reversibele, niet-invasieve methode voor Airway Resistance Metingen en bronchoalveolaire lavage Fluid Sampling in Muizen

Het huidige protocol bevat een gedetailleerde stap-voor-stap beschrijving van de vereiste om metingen van de ademhalingswegen mechanica, alsmede de beoordeling van de luchtwegen voor geïnhaleerde methacholine in muizen met behulp van de geforceerde oscillatie techniek (flexiVent voeren procedures; SCIREQ Inc, Montreal, Qc , Canada).

Evaluatie van Respiratory System Mechanics in Muizen met behulp van de Gedwongen Oscillatie techniek

Verlies van de oprichtende reflex heeft lang gediend als een standaard gedrags surrogaat voor bewusteloosheid, ook wel hypnose, bij proefdieren. Veranderingen in vluchtige anesthetische gevoeligheid door farmacologische middelen kunnen worden gedetecteerd met een zorgvuldig geregelde high-throughput beoordelingssysteem, dat kan worden aangepast voor levering van elke geïnhaleerde therapeutische.

Het beoordelen van Veranderingen in Volatile narcose gevoeligheid van muizen na lokale of systemische farmacologische interventie

Ex-Vivo longperfusie (EVLP) heeft toegestaan ​​longtransplantatie bij de mens om meer direct beschikbaar doordat de mogelijkheid om organen te beoordelen en uit te breiden het donorpool geworden. We beschrijven hier de ontwikkeling van een rat EVLP programma en verfijningen die zorgen voor een reproduceerbaar model voor toekomstige uitbreiding.

WERKWIJZE Geïsoleerde<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Longperfusie in een Rat Model: Lessen uit het ontwikkelen van een Rat EVLP Program

Dit manuscript beschrijft een gedetailleerd protocol voor het verzamelen van de druk-volume data van de muis.

Het meten van druk Volume Loops in de muis

Hier presenteren we een protocol om anesthetisch gas veiliger en efficiënter toe te dienen aan muizen met behulp van een digitaal, laag stroomverbruik anesthesiesysteem dat gebruikmaakt van een door een spuit aangedreven directe injectieverdamper.

Toepassing van een lage stroom digitale anesthesiesysteem voor muizen en ratten

We beschrijven een model van zoutzuur-geïnduceerd acute respiratory distress syndrome (ARDS) bij biggen die sedatie krijgen met gehalogeneerde middelen, isofluraan en sevofluraan, via een apparaat dat wordt gebruikt voor geïnhaleerde intensive care-sedatie. Dit model kan worden gebruikt om de biologische mechanismen van gehalogeneerde middelen op longletsel en -herstel te onderzoeken.

Levering van gehalogeneerde agent in varkensmodel van acuut respiratoir distress-syndroom via een apparaat van het type intensive care-afdeling

Het doel is om een nieuw ex vivo longperfusie (EVLP) model bij ratten te ontwikkelen dat 4 uur lang een consistente longfunctie kan handhaven gedurende EVLP en de industrie te voorzien van implementatiedetails die een stevige methode bieden voor het toepassen van EVLP op knaagdiermodellen.

Oprichting van een nieuw Ex Vivo longperfusiesysteem voor rattenlongen na circulatoire dood

De voorgestelde opstelling maakt gecontroleerde mechanische ventilatie en magnetische resonantiebeeldvorming van 3D-thoraxbewegingen bij muizen en ratten mogelijk. We hebben deze opstelling gebruikt om de pathofysiologie te bestuderen die ten grondslag ligt aan door mechanische ventilatie geïnduceerde ademhalingsspierdisfunctie.

3D Cine magnetische resonantie beeldvorming van ademhalingsbeweging bij mechanisch geventileerde muizen en ratten

Deze studie stelt een gestructureerde extubatiebenadering voor die is afgestemd op rattenmodellen van mechanische ventilatie (MV). De aanpak vergemakkelijkt een soepele overgang van MV naar spontane ademhaling, terwijl extubatiegerelateerde complicaties worden geminimaliseerd. Standaardisatie van spenen, luchtwegbeheer en zorg na extubatie verbetert de betrouwbaarheid en reproduceerbaarheid van experimentele studies.

Een gestructureerde aanpak van extubatie bij mechanisch beademde ratten

Leer een geïntegreerd low-flow verdovingssysteem met ventilator en fysiologische monitoring voor muizen. Deze methode vermindert gasverbruik en verhoogt de veiligheid voor onderzoekspersoneel in laboratoria met beperkte ruimte.

Gebruik van een geïntegreerd low-flow verdovende middelen, ventilator en fysiologisch bewakingssysteem voor knaagdieren

Meer video's verkennen