Name: Een capsule-gebaseerd model voor onrijpe Harde Tik Stadia Besmetting op Laboratoriummuizen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Leer een capsule-gebaseerde voedingsmethode voor onrijpe harde teken op laboratoriummuizen. Dit systeem maakt efficiënte monitoring en hergebruik van dieren mogelijk voor onderzoek naar tekenbiologie en ziekteoverdracht.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wij erkennen de technische bijstand van Alain Bernier French National Institute of Agricultural Research (INRAE) en Océane Le Bidel (ANSES). De studie werd ondersteund door de DIM One Health - Région Île-de-France (Acroniem van het project: NeuroPaTick). De muizen werden gekocht door ANSES. Dr. Jeffrey L. Blair wordt erkend voor het herzien van de eerdere versie van het manuscript.

Houd er rekening mee dat dit protocol alleen kan worden toegepast wanneer alle welzijns- en veiligheidsmaatregelen in het laboratorium zijn genomen. Dit protocol kreeg toestemming om muizen te gebruiken voor het voeden van teek door de Ethics Committee for Animal ExperimentsComEth Anses/ENVA/UPEC, Permit Numbers E 94 046 08. Voor het eindpunt werden de dieren gedurende 9 minuten blootgesteld aan CO2 in twee fasen van elk 4 en 5 min.
1. Voorbereiding van de capsule
<ol><li>Plak 2 mm dik EVA-schuim en het lijmdubbel plakkerig schuim aan elkaar(figuur 1A).</li>
	<li>Snijd met behulp van een 20 mm diameter lederen gat punch, snijd een cirkel van de geplakte schuimstukken. Vervolgens, met behulp van een 12 mm diameter gat punch, snijd het interieur om de dubbele schuim cirkel(Figuur 1B)te creëren. OPMERKING: De framedikte van de capsule moet groter zijn dan 3 mm om voldoende oppervlak te garanderen voor het lijmproces op de gastheerhuid (zie hieronder).</li>
	<li>Pel de beschermpapierstrook van het lijmdubbel plakschuim(figuur 1C)en bevestig een transparant rond plastic met een diameter van 20 mm (figuur 1D). OPMERKING: Als larven worden gevoed, moet u de beschermpapierstrook niet uit het kleefschuim verwijderen en direct naar stap 2 in het protocol gaan. Lijm de dubbele schuimring, inclusief beschermpapierstrook, op de muis.</li>
	<li>Maak een ~ 1 cm spleet in het transparante plastic(figuur 1E).</li>
	<li>Maak ten minste 10 kleine gaatjes met een entomologische pin(figuur 1F)om overmatige vochtverdamping tijdens het experiment mogelijk te maken. OPMERKING: De capsule (Figuur 1G) heeft een totale hoogte van 4 mm (2 mm EVA-schuim samen met 2 mm kleefschuim) en kan worden gebruikt om nimfen en larven van alle harde tekensoorten te voeden. De capsulegrootte (figuur 1H) van 20 mm buitendiameter is geschikt voor de meeste muisstammen, maar kan indien nodig worden aangepast.</li>
</ol>2. Voorbereiding van de muizen vóór tekenbesmetting
OPMERKING: In deze studie werden 10 - 12 weken oude vrouwelijke experimentele muizen (stam C57BL/6 en BALB/cByJ) onderhouden in standaardkooien met voedsel en water aangeboden ad libitum (Groene lijn geventileerde rekken op -20 Pa) bij het Franse Agentschap voor Voedsel, Milieu en Gezondheid & Veiligheid (ANSES) geaccrediteerde dierlijke faciliteiten in Maisons-Alfort, Frankrijk. Dieren werden twee keer per dag gecontroleerd door ervaren technici op abnormale huidreacties, gezondheidsproblemen of complicaties.
<ol><li>Verdoof de muis met isoflurane in de inductiekamer. Eenmaal verdoofd, plaats de muis aan de manipulatiemat en bevestig aan een neuskegel voor de continue isoflurane-toevoer(figuur 2A). Controleer de ademhaling en verlaag het isofluraneniveau om ervoor te zorgen dat het minder dan 80 ademhalingen per minuut is. OPMERKING: Voorafgaand aan de manipulatie, label de individuele muis door het tatoeëren of radio-frequentie identificatie chip indien nodig. Het wordt aanbevolen om de individuele muizen in aparte kooien te houden om capsuleschade te voorkomen door te bijten.</li>
	<li>Scheer het voorste deel van de muis van achter de schouderbladen tot aan het gebied net achter de oren(figuur 2A). LET OP: Het geschoren gebied moet groter zijn dan het oppervlak van de capsule.</li>
	<li>Breng niet-irriterende latexlijm aan op de gehele EVA-schuimplaats van de voorbereide capsule en wacht 1 min(figuur 2B).</li>
	<li>Lijm de capsule aan de muis terug door lichte 3 min constante druk met de vinger(en) (Figuur 2C),vooral aan de linker- en rechterkant van de capsule. Til de capsule iets op om de bevestiging aan de huid visueel te controleren. Als niet-aangesloten gebieden worden gevonden, breng meer lijm met behulp van een spatel en druk nog 3 minuten.</li>
</ol>3. Tekenbesmetting
<ol><li>Voor nimfbesmetting, introduceer de individuele nimfen in de capsule via de snede gemaakt in stap 1.4 (Figuur 2D). LET OP: Voor Ixodes tekensoorten wordt een maximum van 20 nimfen per capsule aanbevolen.</li>
	<li>Knijp de capsule iets van twee kanten om het transparante plastic te laten buigen voor een gemakkelijkere introductie van individuele nimfen met behulp van fijne dissectie-tangen(figuur 2D). Duw de individuele nimfen via de snede in de capsule. Eenmaal binnen, draai de tang in 90° en trek de tangen te storten teken in de capsule.</li>
	<li>Voor larven besmetting verwijder de papier slip uit de bijgevoegde capsule (Figuur 2E). Plaats de spuit, met larven (Figuur 2F),direct in de capsule en deponeert teken door de spuitzuiger te duwen. Draai de zuiger voorzichtig naar de huid om de resterende larven te verwijderen. OPMERKING: Plaats larven in een spuit van 1 mL met gesneden uiteinde dat is aangesloten op een stuk katoen voorafgaand aan het experiment.</li>
	<li>Zodra de larven op de huid worden afgezet, sluit u de capsule door het transparante plastic(Figuur 2G)te bevestigen.</li>
	<li>Breng de beschermende plastic band rond de capsule(figuur 2H). OPMERKING: De beschermende plastic band heeft de duurzaamheid van de capsule gedurende de gehele duur van het experiment aanzienlijk verbeterd(figuur 2I,J). Het is mogelijk om twee capsules aan één individuele muis te bevestigen(figuur 2K). In dit geval is minimaal 3 mm ruimte tussen de capsules vereist en moet het geschoren gebied op de juiste manier worden vergroot.</li>
	<li>Breng de muizen terug naar de kooi.</li>
</ol>4. Verzameling teken
<ol><li>Verdoven de muis zoals in stap 2.1 hierboven.</li>
	<li>Maak een kruisvormige snede(Figuur 3A) aan het plastic met een scalpel. LET OP: Deze kruisvormige snede maakt het gemakkelijk verzamelen van engorged teken of loslating van de voeding teken indien nodig.</li>
	<li>Sluit indien nodig de capsule opnieuw af door een lijmplastic patch aan het transparante plastic (20 mm diameter, figuur 3B)te plakken. LET OP: Als het verzamelen van teken op meerdere tijdstippen gewenst is, kan dezelfde kleverige plastic patch worden gebruikt. Als het protocol vereist, kan men ook euthanasie op de muis, verwijder de capsule, en verzamelen / los te maken van de teken(Figuur 3C).</li>
</ol>5. Herstel van de muizen
<ol><li>Houd de muizen in kooi voor een extra week.</li>
	<li>Laat de capsule op natuurlijke wijze losmaken. OPMERKING: In dit geval duurt het ongeveer 8-9 dagen voordat capsules eraf vallen. Wanneer de capsule wordt verwijderd, is het belangrijk om te controleren op abnormale reacties op de huid van de muizen. In geval van irritatie een verzachtende lotion aanbrengen, hoewel normaal gesproken geen behandeling nodig is. Als het ethische protocol het toelaat, kunnen de herstelde muizen(figuur 3D)worden hergebruikt voor een andere tekenbesmetting of verschillende experimenten.</li>
</ol>

<ol><li>Sonenshine, D. E., Roe, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSonenshine%2C+DE+%22Biology+of+Ticks%22">Biology of Ticks</a>. , Oxford University Press. (2014).</li>
<li>Kröber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Parasitology%22%5BJournal%5D)">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).</li>
<li>Bonnet, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transstadial+and+transovarial+persistence+of+Babesia+divergens+DNA+in+Ixodes+ricinus+ticks+fed+on+infected+blood+in+a+new+skin-feeding+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitology%22%5BJournal%5D)">Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique.</a> Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).</li>
<li>Bonnet, S., Liu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+artificial+infection+of+hard+ticks%3A+A+tool+for+the+analysis+of+tick-borne+pathogen+transmission%5BTitle%5D)+AND+%22Acarologia%22%5BJournal%5D)">Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission.</a> Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).</li>
<li>Kohls, G. M. Tick rearing methods with special reference to the Rocky Mountain wood tick, Dermacentor andersoni. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKohls%2C+GM+%22Culture+methods+for+invertebrate+animals%22">Culture methods for invertebrate animals</a>. Galtsoff, P. S., Lutz, F. E., Welch, P. S., Needham, J. G. , Comstock Publishing Co. Ithaca, N.Y. 246-256 (1937).</li>
<li>Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rabbits+%28Oryctolagus+cuniculus%29+as+experimental+hosts+for+Amblyomma+dubitatum.+Neumann+%28Acari%3A+Ixodidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Arquivo+Brasileiro+de+Medicina+Veterin%C3%A1ria+e+Zootecnia%22%5BJournal%5D)">Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum. Neumann (Acari: Ixodidae).</a> Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).</li>
<li>Chacon, S. C., Freitas, L. H. T., Barbieri, F. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+between+weight+and+number+of+engorged+Amblyomma+cooperi.+Nuttal+%28sic.%29+and+Warburton%2C+1908+%28Acari%3A+Ixodidae%29+larvae+and+nymphs+and+eggs+from+experimental+infestations+on+domestic+rabbit%5BTitle%5D)+AND+%22Brazilian+Journal+of+Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Relationship between weight and number of engorged Amblyomma cooperi. Nuttal (sic.) and Warburton, 1908 (Acari: Ixodidae) larvae and nymphs and eggs from experimental infestations on domestic rabbit.</a> Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 13, 6-12 (2004).</li>
<li>Sonenshine, D. E. Maintenance of ticks in the laboratory. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSonenshine%2C+DE+%22Maintenance+of+Human%2C+Animal%2C+and+Plant+Pathogen+Vectors%22">Maintenance of Human, Animal, and Plant Pathogen Vectors</a>. Maramorsch, K., Mahmood, F. , Science Publishers Inc. Enfield NH. 57-82 (1999).</li>
<li>Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manual+for+maintenance+of+multi-host+ixodid+ticks+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory.</a> Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).</li>
<li>Almazán, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+protective+antigens+for+the+control+of+Ixodes+scapularis+infestations+using+cDNA+expression+library+immunization%5BTitle%5D)+AND+%22Vaccine%22%5BJournal%5D)">Identification of protective antigens for the control of Ixodes scapularis infestations using cDNA expression library immunization.</a> Vaccine. 21 (13-14), 1492-1501 (2003).</li>
<li>Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+life+cycle+of+Ixodes+woodi.+%28Acari%3AIxodidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Laboratory life cycle of Ixodes woodi. (Acari:Ixodidae).</a> Journal of Medical Entomology. 35, 177-179 (1998).</li>
<li>Almazán, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+three+Ixodes+scapularis+cDNAs+protective+against+tick+infestations%5BTitle%5D)+AND+%22Vaccine%22%5BJournal%5D)">Characterization of three Ixodes scapularis cDNAs protective against tick infestations.</a> Vaccine. 23 (35), 4403-4416 (2005).</li>
<li>Levin, M. L., Ross, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acquisition+of+different+isolates+of+Anaplasma+phagocytophilum+by+Ixodes+scapularis+from+a+model+animal%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+Zoonotic+Diseases%22%5BJournal%5D)">Acquisition of different isolates of Anaplasma phagocytophilum by Ixodes scapularis from a model animal.</a> Vector Borne Zoonotic Diseases. 4 (1), 53-59 (2004).</li>
<li>Heinze, D. M., Wikel, S. K., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcriptional+profiling+of+the+murine+cutaneous+response+during+initial+and+subsequent+infestations+with+Ixodes+scapularis+nymphs%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26+Vectors%22%5BJournal%5D)">Transcriptional profiling of the murine cutaneous response during initial and subsequent infestations with Ixodes scapularis nymphs.</a> Parasites & Vectors. 6 (5), 26(2012).</li>
<li>Nuss, A. B., Mathew, M. G., Gulia-Nuss, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rearing%2C+Ixodes+scapularis%2C+the+Black-legged+Tick%3A+Feeding+Immature+Stages+on+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Rearing, Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (123), e55286(2017).</li>
<li>Wada, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+ablation+of+basophils+in+mice+reveals+their+nonredundant+role+in+acquired+immunity+against+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Selective ablation of basophils in mice reveals their nonredundant role in acquired immunity against ticks.</a> Journal of Clinical Investigation. 120 (8), 2867-2875 (2010).</li>
<li>Saito, T. B., Walker, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Tick+Vector+Transmission+Model+of+Monocytotropic+Ehrlichiosis%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">A Tick Vector Transmission Model of Monocytotropic Ehrlichiosis.</a> The Journal of Infectious Diseases. 212 (6), 968-977 (2015).</li>
<li>Boppana, V. D., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J., Adler, A. J., Wikel, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+feeding+by+the+Rocky+Mountain+spotted+fever+vector%2C+Dermacentor+andersoni%2C+induces+interleukin-4+expression+by+cognate+antigen+responding+CD4%2B+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26+Vectors%22%5BJournal%5D)">Blood feeding by the Rocky Mountain spotted fever vector, Dermacentor andersoni, induces interleukin-4 expression by cognate antigen responding CD4+ T cells.</a> Parasites & Vectors. 2 (1), 47(2009).</li>
<li>Gargili, A., Thangamani, S., Bente, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+laboratory+animal+hosts+on+the+life+cycle+of+Hyalomma+marginatum+and+implications+for+an+in+vivo+transmission+model+for+Crimean-Congo+hemorrhagic+fever+virus%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cell+and+Infection+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Influence of laboratory animal hosts on the life cycle of Hyalomma marginatum and implications for an in vivo transmission model for Crimean-Congo hemorrhagic fever virus.</a> Frontiers in Cell and Infection Microbiology. 20 (3), 39(2013).</li>
<li>Almazán, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Versatile+Model+of+Hard+Tick+Infestation+on+Laboratory+Rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits.</a> Journal of Visualized Experiments. (140), e57994(2018).</li>
<li>Zhijun, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+life+cycle+and+biological+characteristics+of+Dermacentor+silvarum+Olenev+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+field+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">The life cycle and biological characteristics of Dermacentor silvarum Olenev (Acari: Ixodidae) under field conditions.</a> Veterinary Parasitology. 168 (3-4), 323-328 (2010).</li>
<li>Ahmed, B. M., Taha, K. M., El Hussein, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Hyalomma+anatolicum+Koch%2C+1844+%28Acari%3A+Ixodidae%29+fed+on+rabbits%2C+sheep+and+goats%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Hyalomma anatolicum Koch, 1844 (Acari: Ixodidae) fed on rabbits, sheep and goats.</a> Veterinary Parasitology. 177 (3-4), 353-358 (2011).</li>
<li>Široký, P., Erhart, J., Petrželková, K. J., Kamler, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+tortoise+tick+Hyalomma+aegyptium+under+laboratory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of tortoise tick Hyalomma aegyptium under laboratory conditions.</a> Experimental and Applied Acarology. 54, 277-284 (2011).</li>
<li>Chen, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Haemaphysalis+doenitzi+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+laboratory+conditions+and+its+phylogeny+based+on+mitochondrial+16S+rDNA%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA.</a> Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).</li>
<li>Jin, S. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+Cycle+of+Dermacentor+everestianus+Hirst%2C+1926+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+Laboratory+Conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+Journal+of+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Life Cycle of Dermacentor everestianus Hirst, 1926 (Acari: Ixodidae) under Laboratory Conditions.</a> Korean Journal of Parasitology. 55 (2), 193-196 (2017).</li>
<li>Labruna, M. B., Fugisaki, E. Y., Pinter, A., Duarte, J. M., Szabó, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+and+host+specificity+of+Amblyomma+triste+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+laboratory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle and host specificity of Amblyomma triste (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions.</a> Experimental and Applied Acarology. 30 (4), 305-316 (2003).</li>
<li>Breuner, N. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failure+of+the+Asian+longhorned+tick%2C+Haemaphysalis+longicornis%2C+to+serve+as+an+experimental+vector+of+the+Lyme+disease+spirochete%2C+Borrelia+burgdorferi+sensu+stricto%5BTitle%5D)+AND+%22Ticks+Tick+Borne+Diseases%22%5BJournal%5D)">Failure of the Asian longhorned tick, Haemaphysalis longicornis, to serve as an experimental vector of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi sensu stricto.</a> Ticks Tick Borne Diseases. 11 (1), 101311(2020).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

De meest kritieke stap in het protocol is stevig lijmen van de capsule op de muishuid. Daarom moet de latexlijm homogeen worden aangebracht op het gehele EVA-schuimoppervlak van de capsule en moet constante druk gedurende 3 minuten worden uitgeoefend, vooral aan de linker- en rechterkant van de capsule. We raden ook aan om de capsule zo ver mogelijk naar voren te plaatsen op de rug om te voorkomen dat de muis met de achterste poten wordt verwijderd. In onze experimenten is alleen de hechting van het EVA-schuim en latex l...

Teken zijn belangrijke vectoren van verschillende ziekteverwekkers en vormen een ernstig risico voor de gezondheid van mens en dier1. Het opzetten van een effectief voedingssysteem is cruciaal bij het bestuderen van hun biologie, tick-host-pathogen interacties, of het vaststellen van effectieve controlemaatregelen. Momenteel zijn verschillende kunstmatige voedersystemen, die het gebruik van levende dieren vermijden, beschikbaar voor teken2,,3,4 en deze moeten worden gebruikt wanneer experimentele omstandigheden dit toelaten. In verschillende experimentele omgevingen slagen deze systemen er echter niet in om de specifieke fysiologische kenmerken op de juiste manier na te bootsen en het gebruik van levende dieren is noodzakelijk om relevante resultaten te bereiken.
Laboratoriummuizen worden vaak gebruikt voor de studie van vele biologische systemen en worden routinematig gebruikt als gastheren voor het voeden van teken5,6,7,8,9. De twee meest voorkomende methoden voor het voeden van onvolwassen teken op muizen zijn gratis besmettingen en het gebruik van opsluitingskamers aan de muis. Gratis besmettingen worden voornamelijk gebruikt voor larve stadia en opgeslokte teken kunnen dalen naar een gebied waar ze kunnen worden hersteld. Opsluitingskamers bestaan meestal uit acryl- of polypropyleendoppen die aan de rug van de muis zijn gelijmd. De eerste techniek is een effectief natuurlijk systeem voor het voeden van teken, maar staat geen nauwe controle toe tijdens het experiment omdat de individuele teken verspreid zijn in verschillende delen van het gastlichaam. Bovendien kunnen engorged teken die naar een herstelgebied vallen, besmet raken met uitwerpselen en urine10,11,12,13,14 die de tekenconditie ernstig kunnen beïnvloeden of ze kunnen worden beschadigd of opgegeten door de muis als er geen scheiding is tussen het dier en het herstelgebied15. Kamer-gebaseerde systemen kunnen de opsluiting van teken tot een bepaald gebied, echter, het lijmproces is moeizaam en de caps zijn vaak zwak aanhangend aan de lijm en dus ze vaak los tijdens het experiment16,17,18,19. De doppen zijn ook stijf, ongemakkelijk, en leiden tot huidreacties, die het hergebruik van de muizen te voorkomen en vereist hun euthanasie na het experiment.
In onze vorige studie hebben we met succes een effectief systeem ontwikkeld met behulp van kamers gemaakt van ethyleen-vinyl acetaat (EVA) schuim voor het voeden van teken op laboratoriumkonijnen20. Hierin hebben we dit systeem aangepast aan een muismodel en een eenvoudige en schone methode voorgesteld om onrijpe harde tekenstadia te voeden in gesloten capsules gemaakt van EVA-schuim. Specifiek, ons systeem maakt gebruik van elastische EVA-schuim capsules gelijmd aan de geschoren muizen terug met snel drogen (3 min), niet-irriterende latex lijm. Deze techniek maakt stevige en langdurige bevestiging van capsules aan de experimentele muis, evenals effectieve teek besmetting / collectie tijdens de gehele loop van het experiment. De platte capsule is gemaakt van flexibele materialen en belemmert manipulatie van de muis niet voor bloedafname of andere doeleinden. Het systeem is voornamelijk geschikt voor de nimfenkiesstadia, maar met lichte modificatie kan het ook worden gebruikt voor het voeden van larven. De methode kan worden voltooid door een enkele ervaren persoon en uitgebreide training is niet vereist.

<table><tbody><tr><td>EVA-foam 2 mm dik, (lage dichtheid)</td><td>Cosplay Shop</td><td>EVA-45kg (950/450/2 mm)</td><td>Het kan ook worden besteld via Amazon (ref. nr. B07BLMJDXD)</td></tr><tr><td>Heat Shrink Tubing Electric Wire Wrap Sleeve 31mm/1.22 inch</td><td>Amazon</td><td>B0848S3S6T</td><td>Er zijn verschillende diameters van Heat Shrink Tubing verkrijgbaar via Amazon.</td></tr><tr><td>Mice BALB/cByJ</td><td>Charles River</td><td>Stamcode 627</td><td></td></tr><tr><td>Mice C57BL/6</td><td>Charles River</td><td>Stamcode 664</td><td></td></tr><tr><td>Niet-toxisch latexlijm</td><td>Scheurpleister</td><td>Lijk- en lederen kleefstof</td><td>Ook verkrijgbaar via Amazon (ref. nr. B001RQCTUU)</td></tr><tr><td>Punch Tool Hand Art Tool</td><td>Amazon</td><td>B07QPWNGBF</td><td>Verkocht door Amazon als Leather Working Tools 1-25mm Round Steel Leather Craft Cutter Working voor riemgespen</td></tr><tr><td>PVC-bindcovers doorschijnend</td><td>Amazon</td><td>B078BNLSNP</td><td>Elke doorschijnende PVC-plaat met een dikte tussen 0,150 mm en 0,180 mm is geschikt</td></tr><tr><td>Zelfklevende pad sponsapplikations dubbelzijdig schuimtape</td><td>Amazon</td><td>B07RHDZ35J</td><td>Verkocht door Amazon als 2 rollen dubbelzijdige schuimtape, super sterke witte montagetape schuim</td></tr><tr><td>Transparante zegelstickers (cirkels met een diameter van 20 mm)</td><td>Amazon</td><td>B01DAA6X66</td><td></td></tr></tbody></table>

een capsule-gebaseerd model voor onrijpe harde tik stadia besmetting op laboratoriummuizen

A Capsule-Based Model for Immature Hard Tick Stages Infestation on Laboratory Mice

Teken zijn verplichte bloedvoedingsparasieten in alle stadia van ontwikkeling (behalve eieren) en worden erkend als vectoren van verschillende ziekteverwekkers. Het gebruik van muismodellen in tekenonderzoek is van cruciaal belang voor het begrijpen van hun biologie en tick-host-pathogen interacties. Hier tonen we een niet-moeizame techniek voor het voeden van onrijpe stadia van harde teken op laboratoriummuizen. Het voordeel van de methode is de eenvoud, korte duur, en de mogelijkheid om te controleren of te verzamelen teken op verschillende tijdstippen van een experiment. Bovendien maakt de techniek het mogelijk om twee individuele capsules op dezelfde muis te bevestigen, wat gunstig is voor een verscheidenheid aan experimenten waarbij twee verschillende groepen teken nodig zijn om zich met hetzelfde dier te voeden. De niet-irriterende en flexibele capsule is gemaakt van gemakkelijk toegankelijke materialen en minimaliseert het ongemak van de proefdieren. Bovendien is euthanasie niet nodig, muizen herstellen zich volledig na het experiment en zijn beschikbaar voor hergebruik.

Wij stellen de gedetailleerde stapsgewijze methode voor voor het voeden van onrijpe harde tekenstadia in EVA-schuim capsules toegepast op de rug van een muis(figuur 2). Dit niet-moeizame protocol is geschikt voor verschillende soorten experimenten wanneer nauwkeurige tekenbewaking en -verzameling vereist is. De belangrijkste voordelen van deze methode zijn de eenvoud, gemakkelijk toegankelijke kosteneffectieve materialen, en korte duur. Bovendien zijn we erin geslaagd om twee capsules aan éé...

In deze studie werd een voedingssysteem ontwikkeld voor nimfen- en larvestadia van harde teek met behulp van een capsule die aan de laboratoriummuis is bevestigd. De voercapsule is gemaakt van flexibele materialen en blijft minstens een week stevig aan de muis vast zitten en maakt een comfortabele monitoring van het voeden van teek mogelijk.

Een capsule-gebaseerd model voor onrijpe Harde Tik Stadia Besmetting op Laboratoriummuizen

Ticks are obligatory blood feeding parasites at all stages of development (except eggs) and are recognized as vectors of various pathogens. The use of ...

Onze techniek is geschikt voor verschillende soorten experimenten, maar ons muismodel is nodig voor het voeden van teken en is noodzakelijk om de teken in afgesloten ruimte te houden voor eenvoudige inzameling en monitoring. Het voordeel van deze eenvoudige methode is het efficiëntie, korte duur, en de mogelijkheid om te controleren of te verzamelen teken op verschillende tijdstippen van een experiment. Ons systeem is geschikt voor het bestuderen van tekenbiologie, interacties met gastheer-vectorpathogen of het evalueren van verschillende controlemeting van deze medisch belangrijke geleedpotigen.Deze methode vereist nauwkeurigheid en aandacht voor detail als onrijpe teek stadia zijn klein en het voeden van hen op muizen vereist de gesloten capsule stevig worden bevestigd aan de muis voor meerdere dagen. Begin met het aan elkaar plakken van een twee millimeter EVA schuim, een lijm dubbel plakkerig schuim. Gebruik een 20 millimeter diameter lederen gat punch om een cirkel te snijden van het schuim stukken.Gebruik vervolgens een 12 millimeter gat punch om het interieur te snijden. Pel de beschermpapierstrook van het lijmdubbel plakkerig schuim en bevestig een 20 millimeter transparante plastic cirkel aan het schuim. Als u larven voedt, verwijder dan de beschermpapierstrook niet uit het kleefschuim en ga direct verder met het bevestigen van de capsule.Maak een 1 centimeter spleet in het transparante plastic en gebruik vervolgens een entomologische pin om ten minste 10 kleine gaatjes te maken voor vochtverdamping tijdens het experiment. Nadat de muis is verdoofd plaats deze op het manipulatiepad en bevestig een neuskegel voor continue isofluranetoevoer. Zorg ervoor dat de ademhaling minder dan 80 ademhalingen per minuut door het aanpassen van het isoflurane niveau.Scheer het voorste deel van de muis van achter de schouderbladen tot aan het gebied net achter de oren en creëer een geschoren gebied dat groter is dan het capsuleoppervlak. Breng niet-irriterende latexlijm aan op de gehele EVA-schuimplaats van de capsule en wacht een minuut. Plaats de capsule op de rug van de muis en druk gedurende drie minuten, vooral aan de linker- en rechterkant van de capsule.Til de capsule iets op om de bevestiging aan de huid visueel te controleren. Om ervoor te zorgen dat de stevige bevestiging van de capsule een lichte constante druk van drie minuten uitoefent met de vingers, vooral aan de linker- en rechterkant van de capsule. Als niet-aangesloten gebieden worden gevonden, breng meer lijm met een spatel en druk nog eens drie minuten.Als een niet-gehecht gebied zich tijdens het experiment vormt, u dit op dezelfde manier oplossen. Introduceer individuele nimfen in de capsule via de 1 centimeter spleet. Knijp de capsule iets van twee kanten om het transparante plastic te laten buigen en duw de nimf in de capsule.Draai de tang 90 graden en trek ze eruit. Voor larvenbesmetting, verwijder de papierslip uit de bijgevoegde capsule en plaats de spuit met de larven direct binnen. Deponeren de teken door het duwen van de spuit zuiger dan voorzichtig draai de zuiger naar de huid om de resterende bijgevoegde larven te verwijderen.Zodra de larven op de huid worden afgezet, sluit u de capsule door de transparante plastic cirkel te bevestigen. Snijd een strook van 3,5 millimeter van de beschermende plastic band en breng de beschermende plastic band rond de capsule aan en breng de muis terug naar de kooi. Om de teken te verzamelen, maak je een kruisvormige snede in het plastic met een scalpel en gebruik je tangen om de teken te verzamelen.Sluit indien nodig de capsule opnieuw af door een lijmplastic patch op het transparante plastic te plakken. dezelfde plastic patch kan worden gebruikt als het verzamelen van teken op meerdere tijdstippen nodig is. Als alternatief kan de muis worden geëuthanaseerd en de teken verzameld of handmatig losgemaakt na het verwijderen van de capsule.Voor een succesvol herstel van de muizen, bewaar ze in een kooi voor een extra week en laat de capsules los op natuurlijke wijze. Zodra de capsule is uitgeschakeld, controleer op abnormale reacties op de huid. Breng een verzachtende lotion aan als er irritatie is.Dit protocol maakt het mogelijk om onrijpe harde teken te voeden in EVA schuimcapsules die op de rug van een muis worden aangebracht. Het gebruik van de sneldrogende en niet irriterende latexlijm zorgt ervoor dat de capsule binnen drie minuten stevig vastzit en minstens zeven dagen vast blijft zitten. Het bevestigen van twee capsules maakt het mogelijk om twee verschillende groepen teken op hetzelfde dier te voeden.Bovendien maakt volledig herstel van de muizen na de experimenten het mogelijk om de dieren te hergebruiken en euthanasie te voorkomen. Dit systeem is met succes gebruikt om Ixodes ricinus nimfen te voeden. Een matige tot hoge engorgement slagingspercentage werd bereikt in twee verschillende muisstammen.In beide stammen, alle nimfen klaar met de voeding binnen vier tot vijf dagen, terwijl de meerderheid afgezet op de vierde dag. Bij het proberen van dit protocol is het belangrijk om een voldoende gebied van de huid van de muis te scheren en de capsule effectief te bevestigen om te voorkomen dat het per ongeluk loslating tijdens het experiment is. Naast de studie van de basisteekbiologie, kan deze methode worden gebruikt om pathogene overdracht van teek naar gastheer of gastheer van teken te verkennen.Bovendien biedt de mogelijkheid om de muis opnieuw te gebruiken een mogelijkheid voor meerdere re-besmettingen die gunstig kunnen zijn voor immunologische studies of het onderzoeken van verschillende door teken overgedragen pathogene transmissies.

a-capsule-based-model-for-immature-hard-tick-stages-infestation-on

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

Trichuris Muris-infectie is een intestinale model van de Th2-immuniteit, waar resistente muizen genereren van een beschermende Th2 respons en vatbaar zijn muizen het genereren van een pathologische Th1 respons.

Trichuris Muris Infectie: Een model van type 2 immuniteit en ontsteking in de darm

De ziekte van Lyme is de meest gerapporteerde vector overgedragen ziekte in Noord-Amerika. De verwekker, Borrelia burgdorferi is een spirocheet bacterie overgedragen door Ixodes teken. Transmissie en detectie van infectie bij diermodellen wordt geoptimaliseerd door het gebruik van teek voeding, die hier beschreven.

Voederen van Ticks on Animals voor Transmissie en Xenodiagnosis in Lyme Disease Research

Het produceren van gezonde laboratoriumopgevoerde tegels is essentieel voor het bestuderen van bosluisbiologie en kruis-pathogeen-interacties. Hier tonen wij een simpel protocol voor onvolgroeide tikvoeding die kosteneffectief en minder stressvol is voor muizen.

Opfok<em&gt; Ixodes scapularis,</em&gt; De Black-legged Tick: Het voeden van onvolwassen stadia op muizen

We hebben een eenvoudig en veelzijdig systeem harde teken waardplanten laboratorium konijnen ontwikkeld. Ons niet-moeizame protocol gebruikt gemakkelijk toegankelijke materialen en kan worden aangepast afhankelijk van de vereisten van de verschillende experimentele instellingen. De methode kunt comfortabel toezicht en/of bemonstering van teken tijdens de gehele periode van de voeding.

Een veelzijdig Model van harde teek besmetting op laboratorium konijnen

Hier wordt een methode gepresenteerd om teken in vitro te voeden via een kunstmatig membraansysteem om gedeeltelijke of volledige stuwing van een verscheidenheid aan tekenlevensfasen mogelijk te maken.

Teken kunstmatige membraanvoeding voor Ixodes scapularis

Dit artikel presenteert de methodologie voor het blootstellen van mensen aan larvale Ixodes scapularis voor klinisch onderzoek. De techniek is relatief eenvoudig, acceptabel voor de onderzoeksvrijwilligers en kan worden aangepast aan de experimentele behoeften. Dergelijk onderzoek met menselijke proefpersonen moet worden uitgevoerd volgens protocollen voor klinisch onderzoek die zijn goedgekeurd door de bevoegde regelgevende instanties.

Een model voor experimentele blootstelling van mensen aan larvale Ixodes scapularis-teken

Strongyloides ratti is een parasitaire nematode die voorbijgaande infecties veroorzaakt bij laboratoriummuizen, die weefselmigrerende en darmlevensstadia vertonen. Hier presenteren we een protocol voor het in stand houden van de parasietcyclus bij ratten en experimentele infectie van muizen, inclusief kwantificering van parasieten in het hoofd, de longen en de darmen.

Experimentele infectie van muizen met de parasitaire nematode Strongyloides ratti

Deze methode schetst de ontwikkeling van een in vitro teken bloedvoedingssysteem met een 3D-geprinte kamer en een in het laboratorium vervaardigd siliconenmembraan. Het systeem maakt kunstmatige voeding van teken mogelijk, waardoor bemonstering in verschillende voedingsfasen eenvoudig is en er weinig bloed wordt gebruikt, wat een onschatbaar hulpmiddel biedt voor het bestuderen van ixodidteken.

Tekenbloed dat via een kunstmatig membraan op een 3D-geprinte kamer in Ixodid Tick Research wordt gevoed

Genetische studies in gist kan worden gebruikt om de moleculaire en cellulaire functies van de menselijke genen te onderzoeken in de cellulaire DNA metabolisme. Methoden beschreven voor de genetische karakterisering van het...

Genetische studies van het menselijk DNA Repair eiwitten met behulp van gist als een model-systeem

Controle van eiwitsynthese vindt voornamelijk plaats tijdens de initiatiefase van translatie, waarvan tekortkomingen zijn gekoppeld aan verschillende aandoeningen. Om de etiologie beter te begrijpen, beschreven we hier een protocol met Xenopus laevis eicellen dat de translatie van het mos-transcript beoordeelt in aanwezigheid van een mutant van translatie-initiatiefactor eIF4G1.

Xenopus laevis als een model te identificeren Vertaling Impairment

Leer een capsule-gebaseerde voedingsmethode voor onrijpe harde teken op laboratoriummuizen. Dit systeem maakt efficiënte monitoring en hergebruik van dieren mogelijk voor onderzoek naar tekenbiologie en ziekteoverdracht.

Een capsule-gebaseerd model voor onrijpe Harde Tik Stadia Besmetting op Laboratoriummuizen

Meer video's verkennen