27 mei 2021
We presenteren protocollen voor het genereren van acute en chronische experimentele modellen van tic expressie bij vrijdragende ratten. De modellen zijn gebaseerd op striatale canule implantatie en daaropvolgende GABAA antagonist toepassing. Het acute model maakt gebruik van voorbijgaande injecties, terwijl het chronische model langdurige infusies gebruikt via een subcutane geïmplanteerde mini-osmotische pomp.
Dit protocol beschrijft een uniek experimenteel model van tic-stoornissen door de methode voor het induceren van motorische tics in een vrijdragende rat, hetzij op een voorbijgaande of chronische manier, uit te leggen. Het belangrijkste voordeel van deze methode is dat het het enige beschikbare model van tic-expressie beschrijft, dat veel wordt gebruikt om het Tourette-syndroom en andere tic-stoornissen te bestuderen. Visuele demonstratie verduidelijkt het complexe proces van op maat gemaakte apparaatvoorbereiding en implantatiechirurgie.
De demonstranten van de procedure zijn Esther Vinner, een afgestudeerde student van mijn lab, en Katya Belelovsky, de labmanager. Om te beginnen bereidt u een implantaatkanule voor door een 25 gauge roestvrijstalen hypotube en een 0,013 inch dummy verwijderbare interne draad te snijden. Steek deze dummydraad in de implantaatkanule totdat deze het uiteinde bereikt en buig de overtollige draad.
Snijd vervolgens een flexibele polymeer microbore buis van 70 centimeter om de injector voor te bereiden. Bereid een injectiekanule voor door een 30 gauge roestvrijstalen hypotube te snijden met een roterend gereedschap. Steek drie millimeter van deze injectie canule in een flexibele buis en lijm de verbinding ertussen om een injector te verkrijgen.
Schuif bij het uitvoeren van de operatie de implantaat canule op de canulehouder en laat deze zakken tot het implantatiedoel in de hersenen van de rat. Bevestig de geïmplanteerde canule aan de schedel van de rat door tandcement aan te brengen. Steek de voorbereide dummy in deze implantaatkanule en bedek alle implantaten door tandcement op de rest van het schedelgebied aan te brengen.
Om de micro-injection uit te voeren, bevestigt u de injector aan de precisieglasmicrosyringe gevuld met bicuculline en configureert u de instellingen tot een snelheid van 0,35 microliter per minuut en een totaal volume van 0,35 microliter. Plaats de rat in de experimentele kooi. Verwijder de dummy en steek de injector door het uiteinde in de geïmplanteerde canule.
Start de infuuspompmachine en houd de initiatie- en beëindigingstijden bij met behulp van een stopwatch. Verwijder na één minuut injectie de injector en plaats de dummy langzaam opnieuw. Bereid een canulegeleider voor door een 12 millimeter 25 gauge rvs hypotube en een infusion canule te snijden door een 30 gauge RVS hypotube te snijden.
Steek een draad met een diameter van 0,005 inch in de infusiekannula en buig deze in L-vorm op de beoogde locatie. Bereid vervolgens flexibele katheterbuizen voor door een polyethyleen PE10-buis van acht centimeter te snijden. Verwijder de binnendraad van de infusiekanule, lijm de canulegeleider op de drie millimeter overlap in de buurt van het gebogen deel van de infusiekanule met behulp van cyanoacrylaatlijm en versneller.
Plaats vervolgens het horizontale deel van de infuuskan op de katheterslang. Verwijder de doorschijnende dop van de pompstroommoderator. Dompel de slangadapter onder in 70% alcohol en bevestig deze aan het korte canulegedeelte van de flowmoderator totdat deze de witte flens raakt.
Steek de flexibele katheterslang in de slangadapter en houd het lange canulegedeelte vast met behulp van een clipstandaard terwijl u alle aansluitingen lijmt. Wikkel de mini osmotische pomp in met een papieren doekje en bevestig deze verticaal met de opening naar boven met behulp van een cliphouderstandaard. Vul de pomp met aCSF met een spuit met een stompe naald van 27 gauge, waarbij u ervoor zorgt dat er geen lucht in de pomp kan komen.
Vul het lange canulegedeelte van de infusiebuis met aCSF met een spuit met een stompe naald van 27 gauge. En steek het in de pomp. Plaats de pomp minstens vier tot zes uur in een zoutbeker bij 37 graden Celsius.
Maak een onderhuidse zak in de rug van de rat door als alternatief een met alcohol gesteriliseerde hemostase onder de huid te openen en te sluiten via de middenscapulaire lijn. Haal de pomp uit het waterbad en plaats deze op de rug van de ratten, bedekt met een papieren doekje. Schuif die canulegeleider van de infuusbuis op de canulehouder.
Houd de pomp vast met de hemostase en steek deze voorzichtig in de onderhuidse zak. Implanteert de infusie canule in het doel en lijm het aan de schedel met behulp van gellijm. Bevestig de infuuskanule, zorg ervoor dat de katheter knikvrij is om nekbeweging mogelijk te maken en bedek alle implantaten met tandcement.
Om pompvervangingsoperaties uit te voeren, begint u met het injecteren van bicuculline in de pomp met behulp van een spuit met een stompe naald van 27 gauge. Blijf bicuculline injecteren terwijl u de spuit verwijdert om te voorkomen dat er lucht binnenkomt. Plaats de flowmoderator in de pomp en plaats de pomp minstens vier tot zes uur in een zoutbeker in een waterbad van 37 graden Celsius.
Maak een incisie op de huid boven de geïmplanteerde pomp. Was de zak met aCSF op kamertemperatuur en droog deze af met gaasjes. Maak de met aCSF gevulde pomp los van de flowmoderator met behulp van een hemostase en gooi deze weg.
Maak ook de stroommoderator los en gooi deze weg van de met bicuculline gevulde pomp. Bevestig de met bicuculline gevulde pomp voorzichtig aan de geïmplanteerde flowmoderator en lijm de incisielijn met een tissuelijm. In het acute model beginnen tics enkele minuten na de bicucullinemicro-injectie te verschijnen en duren tientallen minuten en vervallen uiteindelijk en stoppen.
In het chronische model beginnen tics meestal te verschijnen op de eerste dag na de met bicuculline gevulde pompimplantatie, die overdag fluctueert en het duidelijkst waarneembaar is tijdens de rustige waaktoestand. Motorische tics hebben een stereotiepe kinematische signatuur die kan worden gedetecteerd in de versnellingsmeter en gyroscoopsignalen. Evenzo kan de tic-timing ook worden beoordeeld met behulp van het potentiële signaal van de lokale velden in de cortico-basale ganglia-route vanwege het verschijnen van grote amplitude LFP-transiënte spikes.
Deze modellen maakten de studie van tic expressie mogelijk na verschillende gedrags-, omgevings- en farmacologische interventies gedurende langere tijd.
Bekijk het volledige transcript en krijg toegang tot duizenden wetenschappelijke video's
Dit protocol beschrijft een uniek experimenteel model van tic-stoornissen door de methode uit te werken voor het induceren van motorische tics bij vrij bewegende ratten, hetzij op een tijdelijke of chronische manier. Het belangrijkste voordeel van deze methode is dat het het enige beschikbare model van tic-expressie beschrijft, dat veel wordt gebruikt om het syndroom van Tourette en andere tic-stoornissen te bestuderen.
Establishing reliable animal models of motor tic expression enables mechanistic de-risking in early discovery for neuropsychiatric targets. These acute and chronic rat models support target validation by linking striatal GABAA modulation to behavioral phenotypes relevant to Tourette syndrome and related disorders. The ability to study tic dynamics over varying timescales enhances predictive confidence in pathway modulation strategies.
The method integrates into discovery biology for hypothesis testing, screening for assay readiness, and translational research for preclinical continuity.