Een reproduceerbaar intensive care-unit-georiënteerd endotoxinemodel bij ratten

Dit protocol is een robuust en reproduceerbaar model van endotoxemie waarin fysiologische en moleculaire parameters herhaaldelijk kunnen worden beoordeeld. Deze aanpak kan helpen om vragen in sepsisonderzoek te beantwoorden. Hoewel ons model geen dierproeven vervangt, verfijnt het sepsismodellen door continue sedatie en vermindert het het aantal dieren door herhaalde bemonstering.

Beginners kunnen moeite hebben met het inbrengen van arteriële en veneuze katheters, maar er is slechts beperkte training vereist om deze technieken onder de knie te krijgen. Visualisatie van de volledige experimentele opstelling vergemakkelijkt onderzoekers om hun modellen op te zetten of aan te passen om een situatie op de IC beter na te bootsen. Begin met het overbrengen van het verdoofde dier naar een verwarmingsmat.

Houd de lichaamstemperatuur tussen de 36,5 en 37 graden Celsius. Zorg ervoor dat het dier spontaan ademt door zuurstof te voorzien van een neuskegel. Bevestig het niveau van anesthesie door de afwezigheid van de teenknijperreflex voorafgaand aan de installatie van tracheostoma en arteriële en veneuze katheters.

Gebruik een zalf om de ogen te beschermen. Bereid steriele chirurgische instrumenten en katheters voor, samen met druk- en zuurstofverzadigingscontrole voor voldoende oxygenatie. Breng een tourniquet aan op de proximale staart van de rat om veneuze toegang te vergemakkelijken en desinfecteer de staart drie keer met alcohol.

Introduceer een 26-gauge intraveneuze katheter in een van de twee laterale staartaders om luchtinjectie te voorkomen. Maak de tourniquet los na het plaatsen van de intraveneuze katheter en bevestig de intraveneuze katheter op zijn plaats met plakband. Sluit spuitpompen met driewegstopkranen aan op de intraveneuze toegang voor continue vloeistof- en medicijntoepassing.

Begin de tracheostoma door het voorste nekgebied van het dier te scheren en desinfecteer vervolgens de geschoren huid drie keer met povidonjodiumoplossing. Voer een longitudinale incisie van twee centimeter uit met behulp van een scalpelblad nummer 10. Trek de huid terug met 2-0 zijden hechtingen.

Bereidde vervolgens botweg het strottenhoofd en de luchtpijp voor om te worden geopend met een chirurgische schaar. Plaats een steriele tracheale canule in de luchtpijp en zorg ervoor dat u niet te diep doordringt om eenzijdige ventilatie te voorkomen. Bevestig de canule op zijn plaats met behulp van een 2-O zijden hechtdraad en sluit de canule vervolgens aan op een ventilator voor druk- of volumegestuurde ventilatie.

Definieer vloeistofvervangingsprotocollen, vasoconstrictortoepassingsprotocollen en abortuscriteria voordat u het experiment opzet. Desinfecteer de rattenstaart drie keer met povidon jodiumoplossing en snijd vervolgens de huidcirkel een centimeter in de lengterichting aan de ventrale kant met behulp van een scalpel, waarbij u ervoor zorgt dat u niet te diep snijdt om een verwonding van de staartslagader te voorkomen. Gebruik een chirurgische microscoop om de slagader zorgvuldig bloot te leggen.

Knip de fascia rond de slagader af met een chirurgische microschaar. Los vervolgens het distale deel van de slagader door proximale 6-0 zijdenaad uit te voeren, maar span de zijde niet aan. Breng een 26-gauge katheter in de slagader tussen de distale en proximale zijdenaad en span vervolgens de proximale zijdehechting aan om de katheter op zijn plaats te bevestigen.

Sluit de katheter aan op een drukomvormer voor een continue arteriële drukmeting. Plaats bovendien een driewegstopkraan tussen de katheter die is aangesloten op de drukomvormer en de 26-gauge katheter voor arteriële bloedafname. Nadat het dier een stabiele toestand heeft bereikt, geïnduceerde sepsis door LPS te injecteren en bloedmonsters te verzamelen.

Vervang vochtverlies uit de bloedmonsters door ringer's oplossing in een verhouding van één tot vier, waarbij te allen tijde luchtinjectie wordt vermeden om luchtembolie te voorkomen. De gemiddelde arteriële druk blijft stabiel bij dieren met en zonder LPS-stimulatie. LPS-behandelde dieren ontwikkelen kenmerken van sepsis, zoals een negatief basenoverschot.

Lps-behandelde dieren ontwikkelden ook een sterke ontstekingsreactie, die werd gemeten door plasmacytokinen, zoals chemoattractant eiwit-1, monocyt chemoattractant eiwit-1 en interleukine-6. Vergeet bij het proberen van dit protocol niet om vloeistof- en vasopressorregimes vooraf te definiëren en om beëindigingscriteria te definiëren om solide en reproduceerbare onderzoeksgegevens te verkrijgen. Dit protocol kan worden aangepast aan andere sepsismodellen.

Zo wordt een onderzoeksvraag beantwoord met de meest geschikte aanpak en in overeenstemming met de principes van verminderen, verfijnen, vervangen van dierenwelzijn.