21 maart 2021
Gecombineerde ozon- en bacteriële endotoxine blootgestelde muizen vertonen wijdverspreide celdood, waaronder die van neutrofielen. We zagen cellulaire aanpassingen zoals verstoring van cytoskelet lamellipodie, verhoogde cellulaire expressie van complexe V ATP synthase subeenheid β en angiostatine in broncho-alveolaire lavage, onderdrukking van de immuunrespons van de longen en vertraagde neutrofiele rekrutering.
Hallo, mijn naam is Gurpreet. Ons lab onderzoekt mechanismen van longontsteking en herstel. Hallo, mijn naam is Jessica en ik onderzoek ozon-geïnduceerde lab rat alveoli met behulp van fluorescerende microscopische methoden.
Hallo allemaal, mijn naam is Manpreet. En ik bestudeer longontsteking met dierbeeldvormingsmethoden. Longen worden voortdurend geconfronteerd met directe en indirecte beledigingen, die voortvloeien uit steriele, zoals ozon, en microbiële componenten, zoals de bacteriële lipopolysaccharide of LPS.
Een overweldigende gastheerreactie kan leiden tot gecompromitteerde ademhaling en acuut longletsel zoals gekenmerkt door long neutrofiele rekrutering, als gevolg van ongereguleerd gastheerimmuun, coagulatie en weefselremodellering. We beschrijven een uitgebreide analyse van verschillende compartimenten, namelijk de broncho-alveolaire lavagevloeistof, dat is BAL, het long vasculaire perfusaat, dat wil doen, linker long cryo secties, perifeer bloed en het sternale en dijbeen beenmerg. Plaats voor ozonblootstelling voorzichtig muizen in de aangepaste inductiebox en stel de muizen gedurende twee uur continu bloot aan 0,05 PPM ozon.
Voor LPS-blootstellingen verdooft u de muizen onder lichte intraperitoneale ketamine- en xylazinemix. Steek nu 50 microliters van de LPS-oplossing in de externe nares van de muizen. Instill controlemuizen met 50 microliter steriele zoutoplossing.
Verdoof de muizen op bepaalde tijdstippen met de volledige dosis ketamine en xylazinemix. Reinig vervolgens de muizen en controleer op pedaalreflexen, dat wil doen, knijp in een van de cijfers van de achterste ledematen en observeer voor het terugtrekken van het ledemaat. Geen reflex betekent diepe anesthesie.
Maak nu een snee onder het borstbeen en stel het hart bloot. Plaats een 25 gauge naald bevestigd aan gepariniseerde spuit in de rechter ventrikel en neem bloed af door een hartpunctie. Verzamel het bloed in geïpariniseerde spuiten en laat het uitlekken in microfugebuizen voor verdere verwerking.
Gebruik voorzichtig een pincet of stompe tang om het luchtpijpgebied vrij te maken van overtolkelijk weefsel. Snijd nu door de ribbenkast om de longen bloot te leggen. Geef een katoenen ligatuur onder de luchtpijp door en laat deze voorlopig zo.
Knip de luchtpijp, verdeeld op ongeveer een derde van zijn lengte van de longen voor tracheostomie. Steek een 28 gauge polyethyleen canule in de luchtpijp. Bind de katoenen ligatuur stevig vast om de canule op zijn plaats te houden.
Zorg ervoor dat je de canule niet instort. Injecteer nu geleidelijk 0,5 ml PBS in de canule met behulp van een spuit van één ml. Na het injecteren van PBS aspireren uit de spuit zolang het niet bestand is tegen de zuigkracht.
Verzamel de aangezogen vloeistof in een gelabelde microfaagbuis en herhaal deze procedure nog twee keer. Snijd de dalende thoracale aorta op de plaats tussen de borst- en buikhelften om back-up tijdens longperfusie te voorkomen. Vlek de holte in de buurt van het gesneden aorta-uiteinde vrij van bloed.
Doordrenkt vervolgens de longen met 0,5 ML geïpariniseerde zoutoplossing op kamertemperatuur, injecteer het door de rechterventrikel. Verzamel het vasculaire perfusaat uit de holte aan het snijeinde van de dalende thoracale aorta. Laat de linkerlong na het ligeren van de rechter bronchus gedurende vijf minuten opblazen met 0,5 ML paraformaldehyde.
Reinig nu het buikgedeelte. Snijd het buikgedeelte en het bureau in het van het bekken bot. Verzamel het bekkenbeen en isoleer de linker- en rechter dijbeenderen in een met zoutoplossing gevulde petrischaal die op ijs wordt bewaard.
Verzamel de ventrale ribbenkast en het borstbeen in een met zoutoplossing gevulde Petrischaal, die ook op ijs wordt bewaard. Doordrenk de snijuiteinden van de botten vier keer met 0,5 ML zoutoplossing met goed aangebrachte naalden op spuiten van 1 ML. Verzamel de fracties van elk bot in gelabelde Falcon-buizen, uitgerust met filters en op ijs geplaatst.
Centrifugeer alle monsters gedurende 10 minuten bij 3000 RPM. Verzamel de supernatanten en flash freeze ze. Reconstitueren van de cellen in minimaal 200 microliter PBS.
Voer totale leukocytentellingen uit. Beits een andere vloeistof BAL met een mix van calceïnegroen en het rode ethidium homodimeer één vlek. Analyseer het supernatant op chemokinen en totale eiwitconcentratie.
Centrifugeer de cellen om twee cytospins op elke dia en vlek te bereiden voor biochemische en immuuneiwitten. Voer aangepaste H- en E-kleuring uit op long cryosecties voor alle groepen. Schets handmatig 150 tot 200 cellen in het samengevoegde afbeeldingspaneel.
Kopieer de geschetste regio's die van belang zijn naar alle kanalen. Meet de vooraf ingestelde parameters voor alle kanalen. Deel de fluorescerende intensiteit van het bevlekte molecuul door die van DAPI of CD61.
Deze worden DAPI of CD 61 genormaliseerde fluorescerende intensiteitsverhoudingen genoemd. Plot vervolgens de parameters om eventuele wijzigingen na blootstelling te evalueren. Hoewel gecombineerde blootstellingen geen veranderingen in het totale aantal BAL-, LVP- of sternale beenmergcellen veroorzaakten, vertoonden de muizen systemische leukocytose na 24 uur, gevolgd door leukopenie na 72 uur na blootstelling.
Deze worden weergegeven in het aantal perifere bloedcellen. Het aantal beenmergcellen van het dijbeen toont de late piek op 72 uur in vergelijking met alle tijdspunten. Let op de afwezigheid van Siglec-F en CX3CRI-kleuring in polymorfonucleaire cellen na 24 uur in het beeld van BAL-cytospin.
BAL- en LVP-cytospinen vertoonden de aanwezigheid van grote CD11b- en GR1-positieve mononucleaire cellen op nul uur. Polymorfonucleaire cellen gepresenteerd als een overheersend celtype in alle compartimenten na blootstelling. Het totale eiwitgehalte van BAL was het hoogst na 36 uur na gecombineerde blootstelling.
Het LVP-eiwit bleef echter ongewijzigd na blootstelling. Niveaus van eotaxin-2 en interleukine-2 waren het hoogst op de vier uur in LVP. Deze chemokinen werden verminderd in de BAL-fractie.
Interessant is dat de neutrofiel alarmerende IL-16 en vele aangeboren chemokinen werden gewijzigd in de LVP, maar niet in de BAL-fractie. Bij aanvang was meer dan 95% van de BAL-cellen mono-nucleair met corticale actine, lamellipodie, stress en tubulinevezels, en ze waren sterk positief voor verminderde mitotrackerkleuring. Na vier uur zagen we cirkelvormige BAL-cellen, die actine hadden verloren, maar een verspreid microtubulinetwerk vertoonden, zoals te zien was in rode en lagere verminderde mitotracker-kleuring.
Vroeg na de gecombineerde blootstelling bleken BAL-cellen dubbel positief voor calceïne en ethidium homodimeer-1, wat wijst op gedeeltelijk aangetaste cellen. Na 36 uur waren de BAL-cellen grotendeels levensvatbaar, dat is groen. We hebben discrete ATP-alfa- en Ly6G-kleuring waargenomen in BAL-alveolaire macrofagen en neutrofielen.
We zagen een afname van DAPI genormaliseerde ATP-alfa en een toename van het intracellulaire Ly6G-eiwitgehalte. De gecombineerde blootstellingen veroorzaakten voorbijgaande expressies van Bal, natural killer cell en K1.1, neutrofiele ATP, subeenheid PETA, proliferatiefactor, Ki-67 en aanhoudende expressies van neutrofiel GR1, bloedplaatjes CX3CRI en het anti-angiogene angiostatine-eiwit in BAL-cellen na blootstelling. Hoewel bronchiolaire en alveolaire septale schade werd verwacht, was het verrassend om cellulaire aggregaten in grotere vaten te observeren na 36 uur na blootstelling.
Tot slot hebben we in deze tabel een overzicht van de resultaten. We hopen dat ons muriene model dient als een gemakkelijk toegankelijk prototype dat kan worden gereproduceerd in insluitingslaboratoria van niveau twee voor het bestuderen van de mechanismen van invasieve celdood en infecties. Bedankt.
Bekijk het volledige transcript en krijg toegang tot duizenden wetenschappelijke video's
Deze studie onderzoekt de effecten van gecombineerde blootstelling aan ozon en bacteriële endotoxine op longontsteking en cellulaire reacties bij muizen. Belangrijke bevindingen omvatten wijdverspreide celdood, met name in neutrofielen, en opmerkelijke cellulaire aanpassingen.
This murine model of combined ozone and LPS-induced acute lung injury provides a controlled system to interrogate inflammatory pathways and cellular stress responses relevant to environmental toxicology and immunomodulator screening. The approach enables quantitative visualization of neutrophil dynamics, chemokine gradients, and cytoskeletal remodeling across multiple compartments, supporting mechanistic de-risking of pulmonary-targeted candidates. By capturing delayed immune responses and biomarker co-localization (e.g., ATP synthase subunits, angiostatin, Ly6G), the method offers predictive value for target engagement and pathway modulation in preclinical safety assessment.
The method fits within the discovery continuum from early target hypothesis testing to preclinical efficacy screening, particularly for modifiers of neutrophil-driven lung injury and stromal-immune crosstalk.