Name: Vaststelling van een rattenmodel van superieure sagittale-sinus occlusie via een draad-emboliemethode (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 7 s
Description: Leer een betrouwbaar rattenmodel voor cerebrale veneuze sinustrombose opzetten met behulp van een draad-embolisatiemethode. Dit model biedt stabiele en reproduceerbare resultaten voor onderzoek naar CVST-pathofysiologie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Deze studie werd ondersteund door grant Scientific Research Foundation for the High-level Talents, Fujian University of Traditional Chinese Medicine (X2019002-talents).

Procedures met betrekking tot dierproeven zijn goedgekeurd door de Medical Norms and Ethics Committee van de Wenzhou Medical University en zijn in overeenstemming met de Chinese wetgeving inzake het gebruik en de verzorging van proefdieren.
1. Voorbereiding van de draadstekker, SD-ratten en experimentele apparatuur
<ol><li>Gebruik een nylon draad met een diameter van 0,28 mm als hoofdbehuizing van de draadstekker. OPMERKING: De zachtheid en hardheid van de nylondraad moeten matig zijn.</li>
	<li>Bedek het ene uiteinde van de nylon draad met siliconenmateriaal. De lengte van het siliconen gedeelte van de draadplug is ongeveer 1,2 cm en de diameter is ongeveer 1,2 mm. Het hoofdeinde is taps toelopend en het siliconengedeelte is cilindrisch. Reserveer nog eens 5-7 cm. De nylon draad is eenvoudig te klemmen en kan na de operatie volgens specifieke behoeften worden gesneden.</li>
	<li>Gebruik 75% ethanol om de draadstekker 3 minuten voor gebruik te weken en spoel eventuele resterende ethanol af met normale zoutoplossing voordat u de stekker in het stopcontact steekt.</li>
	<li>Selecteer 12 mannelijke SD-ratten met een gewicht tussen 280 en 320 g en verdeel ze willekeurig in een schijngroep en experimentele groep (n = 6 per groep). Na een week van aanpassing aan het milieu, snel de ratten gedurende 12 uur en water-ontnemen ze gedurende 4 uur voor de operatie.</li>
	<li>Bereid de volgende experimentele apparatuur voor die nodig is voor het experiment: een kleine anesthesiemachine voor dieren, een stereotaxisch instrument in de hersenen, een ontleedmicroscoop, een snelle schedelboor, een schaar, een pincet, een vasculaire tang, een naaldhouder, een naalddraad, een spuit van 2 ml, een laservlekbloedstroombeeldvormingssysteem en een MRI-scanner voor kleine dieren.</li>
</ol>2. Bouw van SD-Rat SSS-Embolization Model via Thread Embolization
<ol><li>Plaats de SD-rat in een anesthesie-inductiebox en gebruik een verdovingsmachine voor kleine dieren om 4% isofluraan af te leveren om anesthesie te induceren. Gebruik daarna een tang om te bevestigen dat de achterpoten en tenen van de SD-rat niet reageren op matig knijpen.</li>
	<li>Repareer de SD-rat snel met geschoren bovenhaar in de gevoelige positie op een stereotaxic-apparaat in de hersenen. Handhaaf anesthesie met 1,5-2,0% isofluraan (met een snelheid van 0,5 L/min) en stabiliseer de ademhalingsfrequentie bij 40-60 ademhalingen/min. Stabiliseer de lichaamstemperatuur van de rat via een verwarmingskussen op 37±0,2 °C.<ol>
<li>Breng steriel oogsmeermiddel aan nadat de rat op het stereotaxic frame is geplaatst om de hoornvliezen te beschermen tegen uitdroging tijdens anesthesie.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Steriliseer het oppervlak op de bovenkant van het hoofd van de rat met 5% povidonjodium, driemaal afgewisseld met 75% ethanol. Maak een huidincisie (2,0 cm lang) in het midden van het hoofd en pel vervolgens voorzichtig de bovenste fascia en periosteum af om de schedel volledig bloot te leggen.<ol>
<li>Bevestig de posities van de voorste fontanelle, posterieure fontanelle, coronale hechting, sagittale hechting en visgraat hechtdraad.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Gebruik het gebied tussen de coronale hechting en de visgraat hechtdraad als het bloedstroomobservatiegebied. Om te voorkomen dat de schedel de waarneming beïnvloedt tijdens laser-spikkel bloedstroom beeldvorming, dun de schedel in het observatiegebied totdat de bloedvaten duidelijk zichtbaar zijn. De grootte van de uitgedunde schedel moet ongeveer 1,0 cm × 1,0 cm zijn. Deze stap en het volgende worden allemaal uitgevoerd onder een ontledende microscoop.<ol>
<li>Gebruik tijdens het slijpen van de schedel zoutoplossing op normale temperatuur om de boor herhaaldelijk te spoelen om brandwonden op hoge temperatuur aan de hersenschors te voorkomen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Gebruik een snelle boor om de schedel te slijpen binnen een botvenster van 6,0 mm x 4,0 mm gecentreerd bij bregma om de SSS van het bregmagebied bloot te leggen.<ol>
<li>Gebruik normale zoutoplossing om de schedel te koelen tijdens het slijpen. Wanneer de schedel dun wordt, gebruik dan een pincet om de resterende botstukken voorzichtig te verwijderen om te voorkomen dat de SSS scheurt.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Kies een geschikte draadstekker, gebruik het SSS bregmapunt als stoppunt, prik het voorzichtig door met een spuitnaald van 2 ml en steek de draadstekkerkop snel in het plugpunt.<ol>
<li>Op dit moment moet de hoek tussen het uiteinde van de draadplugkop en de SSS ongeveer 30-45° zijn; stel vervolgens de hoek tussen het uiteinde van de draadstekker en de SSS in op 0-10 graden en plaats de SSS langzaam in het midden totdat de kop de achterste rand van de sinusconfluentie bereikt. Snijd daarna het overtollige deel van de staart af. OPMERKING: Er kan een snelle bloeding optreden wanneer de SSS wordt doorboord. Als het uiteinde van de draadstekker niet snel in het stekkerpunt kan worden gestoken, gebruik dan een klein gaasje of een wattenbolletje om het plugpunt voorzichtig in te drukken terwijl u langzaam naar beneden glijdt om het stekkerpunt voorzichtig bloot te leggen en steek vervolgens snel het uiteinde van de draadbout in de SSS. Nadat de draadstekker is ingebracht, kunnen hemostatische materialen zoals een gelatinespons worden gebruikt om het bloeden te stoppen als er bloedingen zijn op het plugpunt.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Detectie van de bloedstroom op het hersenoppervlak van SD-ratten
<ol><li>Gebruik een laserlichtbron om het bloedstroomobservatiegebied gelijkmatig te verlichten. Het gereflecteerde licht wordt verzameld door een camera en wordt naar een computer verzonden voor analyse. Gebruik de volgende parameterinstellingen voor het laser-spikkel bloedstroombeeldvormingssysteem: golflengte: λ = 785 nm; en beeldbelichtingstijd: T = 10 ms.</li>
	<li>Centreer het SD-rat bloedstroomobservatiegebied in het gezichtsveld van het laser-spikkel bloedstroombeeldvormingssysteem en voer gedurende 2 minuten continue monitoring van de bloedstroom op het hersenoppervlak uit. Verzamel en verwerk de bloedstroomgegevens voor en na embolisatie voor elke SD-rat en verkrijg de laser-spikkelbloedstroomkaart van het waargenomen gebied.</li>
	<li>Spoel het geopereerde gebied herhaaldelijk af met een normale zoutoplossing om botresten en residu weg te spoelen. Hecht de huid (0# draad) en desinfecteer met iodophor.</li>
	<li>Houd de lichaamstemperatuur aan totdat de rat na de operatie ontwaakt en huisvest vervolgens in een enkele kooi met voedsel en water ad libitum. De schijngroep kan niet worden aangesloten.</li>
	<li>Nadat de gegevensverzameling is voltooid, voert u nabewerking uit.<ol>
<li>Volledige selectie van de regio van belang (ROI) via de tools die worden geleverd door de laser-spikkel bloedstroom imaging systeem software. De verkregen waarden zijn de gemiddelde bloedstroomwaarde in de ROI en de lokale cerebrale-bloedstroomwaarden voor en na embolisatie. Gebruik de bloedstroomwaarde vóór embolisatie als basiswaarde.</li>
		<li>Selecteer vier URI's en meet de relatieve verandering in cerebrale bloedstroom in elke ROI, uitgedrukt als de procentuele verandering ten opzichte van de basiswaarde.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Detectie van draadpositie op kleine dieren MRI
<ol><li>Gebruik de volgende T2-gewogen beeldvormingsparameters (T2WI) voor MRI-beeldvormingssysteem: tijd van echo (TE) = 33 ms, tijd van herhaling (TR) = 3000 ms, aantal excitatie (NEX) = 4, Plakken = 28, plakdikte = 0,8 mm, matrixgrootte = 256*256 mm2, draaihoek = 80°, gezichtsveld (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) magnetische resonantie angiografie (MRA) parameters werden als volgt ingesteld: TE = 4,4 ms, TR = 12 ms, NEX = 4, plakken = 80, plakdikte = 0,4 mm, matrixgrootte = 256*256 mm2, fliphoek = 80°, FOV = 30*30 mm2, scantijd = 16 min 23 sec 40 ms.</li>
	<li>Bevestig het dier op de MRI-scantafel, kalibreer de hersenpositie door het scannen te positioneren en voer T2WI- en MRA-sequentiescans uit nadat de positie is bevestigd.</li>
	<li>Gebruik tijdens de detectie continue anesthesie via de dierenanesthesemachine. Euthanaseer vervolgens de SD-ratten door intraperitoneale injectie van overmatig pentobarbital.</li>
	<li>Beeldverwerving en nabewerking: gebruik na het verzamelen van de beeldgegevens, om de toestand van de draadstekker in de SSS duidelijker te observeren, de pseudo-kleurverbeteringsmethode om het T2WI-beeld van het rattenbrein weer te geven.</li>
</ol>

<ol><li>Bousser, M. G., Ferro, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+venous+thrombosis%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurology%22%5BJournal%5D)">Cerebral venous thrombosis: an update.</a> Lancet Neurology. 6 (2), 162-170 (2007).</li>
<li>Guenther, G., Arauz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+venous+thrombosis%3A+A+diagnostic+and+treatment+update%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologia%22%5BJournal%5D)">Cerebral venous thrombosis: A diagnostic and treatment update.</a> Neurologia. 26 (8), 488-498 (2011).</li>
<li>Stam, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombosis+of+the+cerebral+veins+and+sinuses%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Thrombosis of the cerebral veins and sinuses.</a> New England Journal of Medicine. 352 (17), 1791-1798 (2005).</li>
<li>Einhäupl, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EFNS+guideline+on+the+treatment+of+cerebral+venous+and+sinus+thrombosis+in+adult+patients%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">EFNS guideline on the treatment of cerebral venous and sinus thrombosis in adult patients.</a> European Journal of Neurology. 17 (10), 1229-1235 (2010).</li>
<li>Coutinho, J. M., Zuurbier, S. M., Stam, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Declining+mortality+in+cerebral+venous+thrombosis%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Declining mortality in cerebral venous thrombosis: a systematic review.</a> Stroke. 45 (5), 1338-1341 (2014).</li>
<li>Gotoh, M., Ohmoto, T., Kuyama, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+study+of+venous+circulatory+disturbance+by+dural+sinus+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochir+%28Wien%29%22%5BJournal%5D)">Experimental study of venous circulatory disturbance by dural sinus occlusion.</a> Acta Neurochir (Wien). 124 (2-4), 120-126 (1993).</li>
<li>Miyamoto, K., Heimann, A., Kempski, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcirculatory+alterations+in+a+mongolian+gerbil+sinus-vein+thrombosis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Microcirculatory alterations in a mongolian gerbil sinus-vein thrombosis model.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 8 (4), (2001).</li>
<li>Ungersböck, K., Heimann, A., Kempski, aO. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+Blood+Flow+Alterations+in+a+Rat+Model+of+Cerebral+Sinus+Thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cerebral Blood Flow Alterations in a Rat Model of Cerebral Sinus Thrombosis.</a> Stroke. 24 (4), (1993).</li>
<li>Röttger, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+reversible+sinus+sagittalis+superior+thrombosis+in+the+rat%3A+magnetic+resonance+imaging+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A new model of reversible sinus sagittalis superior thrombosis in the rat: magnetic resonance imaging changes.</a> Neurosurgery. 57 (3), 573-580 (2005).</li>
<li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photothrombosis+combined+with+thrombin+injection+establishes+a+rat+model+of+cerebral+venous+sinus+thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Photothrombosis combined with thrombin injection establishes a rat model of cerebral venous sinus thrombosis.</a> Neuroscience. 306, 39-49 (2015).</li>
<li>Yang, H., Meng, Z., Zhang, C., Zhang, P., Wang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+a+new+rat+model+of+central+venous+sinus+thrombosis+and+analyzing+its+pathophysiological+and+apoptotic+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Establishing a new rat model of central venous sinus thrombosis and analyzing its pathophysiological and apoptotic changes.</a> Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 130-135 (2012).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).</li>
<li>Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ischemic+stroke+and+their+application+in+clinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Design%2C+Development+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research.</a> Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).</li>
<li>Wang, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+tissue+pH+in+an+experimental+model+of+acute+stroke+-+Determination+of+graded+regional+tissue+pH+changes+with+non-invasive+quantitative+amide+proton+transfer+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Mapping tissue pH in an experimental model of acute stroke - Determination of graded regional tissue pH changes with non-invasive quantitative amide proton transfer MRI.</a> Neuroimage. 191, (2019).</li>
<li>Liu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Vigilin+as+a+Potential+Ischemia+Biomarker+by+Brain+Slice-Based+Systematic+Evolution+of+Ligands+by+Exponential+Enrichment%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Identification of Vigilin as a Potential Ischemia Biomarker by Brain Slice-Based Systematic Evolution of Ligands by Exponential Enrichment.</a> Analytical Chemistry. 91 (10), 6675-6681 (2019).</li>
</ol>

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen hebben.

In deze studie werd met succes een nieuw type CVST-model vastgesteld door een zelfgemaakte draadplug in het SSS van SD-ratten te plaatsen. Bovendien werden laser-spikkelbloedstroombeeldvorming en MRI bij kleine dieren gecombineerd om veranderingen in de bloedstroom op het hersenoppervlak van SD-ratten voor en na de embolisatie te controleren om ischemische timing en locatie te standaardiseren.
In 1989 maakten Longa et al. een omkeerbaar MCA-occlusiemodel door retrograde een zelfgemaakte nylon ...

Cerebrale veneuze sinustrombose (CVST) is een zeldzame ziekte van het cerebrale veneuze systeem die slechts 0,5-1,0% van alle oorzaken van een beroerte vertegenwoordigt, maar een relatief hoog voorvalpercentage heeft bij kinderen en jongvolwassenen1. Tijdens autopsie bleek CVST de oorzaak te zijn van 10% van de sterfgevallen door cerebrovasculaire ziekten2. Trombose kan optreden in elk deel van het intracraniële veneuze systeem. De superieure sagittale sinus (SSS) is een van de meest getroffen gebieden in CVST en kan meerdere bloedvaten omvatten. Als gevolg van stenose of occlusie van de veneuze sinussen wordt de intracraniële veneuze terugkeer geblokkeerd, wat vaak gepaard gaat met verhoogde intracraniale druk3. De klinische manifestaties van CVST zijn complex en variëren in de loop van de tijd; hoewel er een gebrek aan specificiteit van symptomen is, zijn de meest voorkomende symptomen hoofdpijn (77,2%), epileptische aanvallen (42,7%) en neurologische tekorten (39,9%). In ernstige gevallen kunnen coma en zelfs de dood optreden4,5. In de afgelopen jaren is het aandeel van gerelateerde risicofactoren veranderd, is het aandeel trauma's en infecties afgenomen als gevolg van de algehele verbetering van de medische en gezondheidsnormen en het bewustzijn van de volksgezondheid, en is het aandeel CVST veroorzaakt door zwangerschap, puerperium, orale anticonceptiva en andere redenen geleidelijktoegenomen 5.
Op dit moment is de pathogenese van CVST nog steeds niet goed begrepen. Om CVST diepgaand te onderzoeken, is verder pathofysiologisch onderzoek nodig. De meeste van deze onderzoeksmethoden zijn echter invasief en daarom moeilijk klinisch te implementeren. Door de vele beperkingen van klinisch onderzoek hebben diermodellen onvervangbare voordelen op het gebied van fundamenteel en translationeel onderzoek.
De oorzaak van CVST is complex, omdat het begin ervan vaak niet wordt herkend en de locatie van trombusvorming zeer variabel is. Gelukkig kunnen diermodellen deze factoren beter beheersen. In de afgelopen decennia zijn verschillende CVST-diermodellen vastgesteld en elk model heeft zijn eigen nadelen. Volgens verschillende productiemethoden kunnen ze grofweg worden onderverdeeld in de volgende categorieën: het eenvoudige SSS-ligatiemodel6,7; het SSS interne-injectieversnellermodel8; het door ijzerchloride geïnduceerde SSS-trombosemodel9; het fotochemisch geïnduceerde SSS trombosemodel10; en het zelfgemaakte embolie-occlusie SSS model11. De meeste van deze modellen zijn echter niet in staat om invasieve schade aan de hersenschors van het dier te omzeilen en zijn niet in staat om de ischemische tijd en locatie nauwkeurig te controleren. In sommige modellen zal de trombus spontaan recanaliseren; in andere modellen wordt de SSS permanent afgesloten. Bovendien kunnen gecompliceerde operaties en/of ernstige verwondingen van invloed zijn op latere pathofysiologische bevindingen in deze modellen.
In de huidige studie werd een draadplug in het SSS van Sprague-Dawley (SD) ratten gestoken om met succes een CVST-model vast te stellen dat schade minimaliseerde, nauwkeurige controleerbaarheid mogelijk maakte en een goede stabiliteit opleverde. Bovendien werden mri-beeldvorming (small-animal magnetic resonance imaging) en laser-speckle bloedstroombeeldvorming gecombineerd om de effectiviteit van het model te verifiëren. We evalueerden veranderingen in de cerebrale bloedstroom voor en na de vaststelling van ons model, en evalueerden de stabiliteit van ons model, en legden een basis voor verdere studies naar het voorkomen, de ontwikkeling en gerelateerde pathofysiologische mechanismen van CVST.

<table><tbody><tr><td>2 mL-spuit</td><td>Becton,Dickinson and Company</td><td>301940</td><td></td></tr><tr><td>stereotactisch breininstrument</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>68025</td><td></td></tr><tr><td>dissectiemicroscoop</td><td>Wuhan SIM Opto-technology Co.</td><td>SIM BFI-HR PRO</td><td></td></tr><tr><td>snelle schedelboor</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>78046</td><td></td></tr><tr><td>laser-speckel bloedstroom beeldvormingssysteem</td><td>Wuhan SIM Opto-technology Co.</td><td>SIM BFI-HR PRO</td><td></td></tr><tr><td>naaldhouder</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F31022-12</td><td></td></tr><tr><td>naalddraad</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F33303-08</td><td></td></tr><tr><td>schaartjes</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>S13029-14</td><td></td></tr><tr><td>silicagel</td><td>Heraeus Kulzer</td><td>302785</td><td></td></tr><tr><td>kleine dier-anesthesiemachine</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>R540</td><td></td></tr><tr><td>kleine dier-MRI</td><td>Bruker Medical GmbH</td><td>Biospec 94/30 USR</td><td></td></tr><tr><td>pincet</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F11029-11</td><td></td></tr><tr><td>vaattang</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F22003-09</td><td></td></tr></tbody></table>

vaststelling van een rattenmodel van superieure sagittale-sinus occlusie via een draad-emboliemethode

Establishment of a Rat Model of Superior Sagittal-Sinus Occlusion via a Thread-Embolism Method

De mechanismen die bijdragen aan het natuurlijke begin van cerebrale veneuze sinustrombose (CVST) zijn meestal onbekend en een verscheidenheid aan oncontroleerbare factoren zijn betrokken bij het verloop van de ziekte, wat resulteert in grote beperkingen in klinisch onderzoek. Daarom heeft de vaststelling van stabiele CVST-diermodellen die een verscheidenheid aan oncontroleerbare verstorende factoren kunnen standaardiseren, bijgedragen aan het omzeilen van tekortkomingen in klinisch onderzoek. In de afgelopen decennia zijn verschillende CVST-diermodellen gebouwd, maar de resultaten op basis van deze modellen zijn inconsistent en onvolledig. Om de pathofysiologische mechanismen van CVST verder te onderzoeken, is het daarom noodzakelijk om een nieuw en zeer compatibel diermodel vast te stellen, dat een belangrijke praktische waarde en wetenschappelijke betekenis heeft voor de diagnose en behandeling van CVST. In deze studie werd een nieuw Sprague-Dawley (SD) ratmodel van superieure sagittale sinus (SSS) trombose vastgesteld via een draademboliemethode en werden de stabiliteit en betrouwbaarheid van het model geverifieerd. Daarnaast evalueerden we veranderingen in cerebrale veneuze bloedstroom bij ratten na de vorming van CVST. Gezamenlijk vertegenwoordigt het SD-rat SSS-trombosemodel een nieuw CVST-diermodel dat gemakkelijk kan worden vastgesteld, trauma's minimaliseert, goede stabiliteit oplevert en een nauwkeurige controle van de ischemische timing en locatie mogelijk maakt.

Om het SD-rat SSS-trombosemodel via de hechtmethode vast te stellen, moet de hechtdraad van tevoren worden voorbereid (figuur 1A) en moet de apparatuur worden voorbereid die nodig is voor het experiment (figuur 1B). Vanwege de delicate aard van de operatie moet de voorbereiding van het model worden voltooid onder een ontledende microscoop. De belangrijkste stappen worden weergegeven in figuur 2. Om de beschrijving van de specifieke ...

Hier stellen we een nieuw Sprague-Dawley (SD) rattenmodel van superieure sagittale sinus (SSS) trombose vast via een draademboliemethode, en de stabiliteit en betrouwbaarheid van het model werden geverifieerd.

Vaststelling van een rattenmodel van superieure sagittale-sinus occlusie via een draad-emboliemethode

The mechanisms contributing to the natural onset of cerebral venous sinus thrombosis (CVST) are mostly unknown, and a variety of uncontrollable factors ...

Door het ontbreken van een ideaal diermodel is de studie van CVST sterk beperkt. Nu werd met succes een nieuw type SD-Rat CVST-model vastgesteld door zelfgemaakte draadembolie centripetally in te voegen op de oorspronkelijke locatie van SSS, die verschillende of oncontroleerbare interferentiefactoren in klinische toestand standaardiseerde. Nadat de rat met succes is verdoofd door intra-peritoneale injectie, brengt u gel oftalmisch oogsmeermiddel aan nadat de rat op stereotaxic frame is geplaatst om de hoornvliezen te beschermen tegen uitdroging tijdens anesthesie.Verwijder het haar op de bovenkant van het hoofd van de rat. Om dit proces effectiever uit te voeren kan de eerdere stap eerder in de voorbereidingsruimte worden uitgevoerd. Nadat de rat met succes is verdoofd door een verdovingsmachine, breng ook steriel oogsmeermiddel aan.Steriliseer het oppervlak bovenop het hoofd van de rat met 5% povidonjodium. Wissel dit drie keer af met 75% ethanol. Maak een huidincisie van ongeveer twee centimeter lang in het midden van het hoofd.De fascia wordt opengesneden met een scalpel. En verwijder dan voorzichtig de bovenste fascia en het periosteum om de schedel volledig bloot te leggen. Bevestig de positie van de voorste fontanelle, A en de achterste fontanelle, B.Gebruik het gebied tussen de coronale hechting en de elleboog hechtdraad, als het bloedstroomobservatiegebied.Om te voorkomen dat de schedel de waarneming beïnvloedt tijdens laser-spikkelbloedstroombeeldvorming, verdunt u de schedel in het observatiegebied totdat de bloedvaten duidelijk zichtbaar zijn. Gebruik tijdens het slijpen van de schedel een spuit met normale temperatuur om de dura herhaaldelijk te spoelen, om een uitbarsting op hoge temperatuur naar de hersenschors te voorkomen. Deze stap en het volgende worden allemaal uitgevoerd onder een ontledende microscoop.In deze figuur is het rood omzoomde rechthoekige gebied het bloedstroomobservatiegebied. De grootte van de uitgedunde schedel moet ongeveer een centimeter vermenigvuldigd zijn met een centimeter. En het blauw gevoerde rechthoekige gebied is het botvenster.Ongeveer zes millimeter vermenigvuldigd met vier millimeter. Het rode cirkelvormige gebied is het pariëtale gewricht en de pijl wijst naar de SSS. Wanneer de schedel te zien is, gebruik dan een pincet om voorzichtig de resterende botstukken van het botvenster te maken.Kies een geschikte schroefdraadsonde, gebruik het voorste punt of als stekkerpunt. Prik het voorzichtig door met een spuitnaald van 2 millimeter en steek snel een draadsonde in het voorbereidingspunt. Op dit moment moet de hoek tussen het uiteinde van het uiteinde van de schroefdraadsonde en de SSS ongeveer 30 tot 45 graden zijn.Stel vervolgens de hoek tussen het uiteinde van de schroefdraadsonde en de SS in op nul tot 10 graden. En steek de SSS langzaam in de structuur totdat het hoofd het posteria-uiteinde van de sinusconfluentie bereikt. Snelle ademhaling kan optreden wanneer de SSS wordt doorboord.Als het uiteinde van de draadsonde niet snel in het voorbereidingspunt kan worden gestoken, gebruik dan een klein gaasje of een wattenbolletje om het sondepunt voorzichtig in te drukken terwijl u langzaam naar beneden glijdt om het voorbereidingspunt voorzichtig bloot te leggen. Dat is gebeurd, snel invoegen aan het einde van de draad die in de SSS wordt gebracht. De blauwe pijl toont de status van het sonde-inzetstuk in de SSS vanaf het plugpunt.Witte pijl toont het lichaam van de sonde en de rode pijl toont dat het hoofd is. Snijd daarna het overtollige deel van de staart af. Hecht de huid van de rat.Desinfecteer de huid drie keer en verwijder de rat uit het stereotaxic frame. Gebruik de laserlichtbron om het observatiegebied van de bloedstroom gelijkmatig te verlichten. De afbeelding registreert het dynamische proces van de threadsonde in de SSS.In deze figuur A en B toont een vergelijking van de bloedstroom voor en na draad embolisatie insertie. C toont aan dat de bloedstroom in de SSS en hersenaders aanzienlijk is afgenomen in vergelijking met zowel in de middelste cerebrale slagader als in de haarvaten. Bevestig het dier op de MRI-scantafel.Kalibreer de hersenpositie door het scannen te positioneren en voer T2WI- en MRI-sequentiescans uit nadat de positie is bevestigd. Om de toestand van de draadsonde in de SSS duidelijker te observeren, werd de C2-kop gemonteerde methode gebruikt om het T2WI-beeld van het rattenbrein weer te geven. In deze afbeelding tonen A, B en C de draadsonde in de SSS vanuit de horizontale positie, sagittale positie en de schedelpositie.De afbeelding laat zien dat de draadsonde op zijn plaats zit, wat de embolisatie van de SSS bevestigt. Omdat het SSS-trombosemodel van ratten gemakkelijk kan worden vastgesteld om het trauma te minimaliseren, goede stabiliteit biedt en de chemische timing en de locatie nauwkeurig kan regelen, is het een ideaal nieuw type CVST-model.

establishment-rat-model-superior-sagittal-sinus-occlusion-via-thread

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

This video demonstrates the procedure for establishing a subarachnoid hemorrhage rat model. An anesthetized rat is implanted with probes to measure intracranial pressure and cerebral blood flow. The target site is identified, and the needle is inserted at a pre-chiasmatic position. Autologous blood is then injected into the subarachnoid space, increasing intracranial pressure and decreasing cerebral blood flow, establishing the model.

Establishing a Subarachnoid Hemorrhage Rat Model Induced by Autologous Blood Injection

This video demonstrates the process of inducing ischemic stroke in a rat model by occluding the middle cerebral artery (MCA) using a thread bolt. The procedure involves ligating the carotid arteries, inserting a thread bolt into the external carotid artery, and blocking blood flow from the MCA to the brain, leading to neuronal death and mimicking an ischemic stroke.

Inducing Ischemic Stroke via Middle Cerebral Artery Occlusion Using a Thread Bolt

Source: Tang, X. et. al., Massive Pontine Hemorrhage by Dual Injection of Autologous Blood. J. Vis. Exp. (2021)This protocol describes the controlled infusion of autologous blood into the pontine region of a rat's brain to model massive pontine hemorrhage. The purpose is to simulate a localized brain bleed by increasing localized pressure.

Inducing Massive Pontine Hemorrhage in a Rat Model by Autologous Blood Injection

Verschillende diermodellen van cerebrale ischemie zijn ontwikkeld om de menselijke toestand van beroerte simuleren. Dit protocol beschrijft de endotheline-1 (ET-1) geïnduceerde middelste cerebrale slagader occlusie (mCaO) model voor ischemische beroerte in ratten. Daarnaast zijn belangrijke overwegingen, voordelen en nadelen van dit model besproken.

Endotheline-1 geïnduceerde midden cerebrale slagader occlusie Model voor ischemische beroerte met Laser Doppler flowmetrie Begeleiding in Rat

Dit artikel beschrijft een werkwijze voor het visualiseren van rat cerebrale slagaders door een craniaal venster met tijdelijke craniectomie om proximale delen van de middelste cerebrale slagader weergeven...

Met behulp van een Craniale venster om de midden cerebrale slagader Visualiseer Tijdens Endotheline-1 geïnduceerde midden cerebrale slagader occlusie

Chronische oculaire hypertensie wordt geïnduceerd door het toepassen van een circumlimbal hechtdraad bij ratten en muizen, wat leidt tot functionele en structurele verslechtering van de retinale peesknoopcellen overeenstemming met glaucoom.

Een Model van glaucoom veroorzaakt door Circumlimbal hechtdraad bij ratten en muizen

Subarachnoïdale bloeding blijft een hoge last van mortaliteit en morbiditeit bij de mens met zich meebrengen. Om verder onderzoek naar de aandoening en de pathofysiologie ervan te vergemakkelijken, wordt een pre-chiasmatisch, enkelvoudig injectiemodel gepresenteerd.

Pre-chiasmatische, enkele injectie van autoloog bloed om experimentele subarachnoïdale bloeding in een rattenmodel te induceren

Het huidige protocol beschrijft een ratmodel van occlusie/reperfusie van de middelste hersenslagader dat de anatomische structuur van hersenvaten behoudt zonder schade te veroorzaken.

Een rattenmodel van middelste cerebrale arteriële occlusie/reperfusie zonder de anatomische structuur van cerebrale vaten te beschadigen

Deze studie presenteert een protocol voor het opzetten van een reproduceerbaar, minimaal invasief rattenmodel van superieure sagittale sinustrombose, geïnduceerd door ferrichloride, waarbij een zijde-hechtingsmethode wordt gebruikt in combinatie met laserspeckle-contrastbeeldvorming en hoogresolutie-echografie voor evaluatie.

Vestiging van een gemodificeerde door ferrichloride geïnduceerde superior sagittale sinus-trombose

Chirurgische inductie van ischemische hersenschade in de rat is een veel gebruikt model voor een beroerte onderzoek. Hier laten we zien de inductie van focale cerebrale ischemie door occlusie van de midden cerebrale slagader. Visualisatie van de resulterende infarct door histologische kleuring en magnetische resonantie beeldvorming wordt ook getoond.

Focus cerebrale ischemie Model door Endovasculaire Suture Occlusie van de midden cerebrale slagader in de Rat

Leer een betrouwbaar rattenmodel voor cerebrale veneuze sinustrombose opzetten met behulp van een draad-embolisatiemethode. Dit model biedt stabiele en reproduceerbare resultaten voor onderzoek naar CVST-pathofysiologie.

Vaststelling van een rattenmodel van superieure sagittale-sinus occlusie via een draad-emboliemethode

Meer video's verkennen