Name: Dissectie en immunohistochemie van het Drosophila adult been om veranderingen op de neuromusculaire overgang voor een geïdentificeerd motorneuron te detecteren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-12T13:30:00.000+00:00
Duration: 11 min 2 s
Description: Leer dissectie en immunohistochemie van het volwassen Drosophila been om neuromusculaire overgangen te bestuderen. Deze methode behoudt neuronale en spierarchitectuur voor gedetailleerde analyse van motorneuronen en degeneratieve veranderingen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Wij danken Eric Roberts voor haar advies over beeldvorming. We willen ook Information Technology Services aan het Rhode Island College bedanken en in het bijzonder Michael Caine en Jake Douglas voor videografie. Monoklonale antilichamen anti-dlg en anti-brp werden ontwikkeld door respectievelijk UC-Berkeley en Universitaetsklinikim Wuerzburg, en werden verkregen van de Developmental Studies Hybridoma Bank, gecreëerd door de NICHD van de NIH en onderhouden aan de Universiteit van Iowa, Department of Biology, Iowa City, IA 52242, VS. Het hier gerapporteerde onderzoek werd volledig ondersteund door het Rhode Island Institutional Development Award (IDeA) Network of Biomedical Research Excellence van het National Institute of General Medical Sciences van de National Institutes of Health onder subsidienummer [P20GM103430].

De procedures voor het opstellen van werkoplossingen die in combinatie met dit protocol worden gebruikt, worden beschreven in tabel 1.
<table border="1"><tbody>
<tr>
<td>Reagens</td>
			<td colspan="3">Voorbereiding</td>
			<td colspan="2">Opslag</td>
		</tr>
<tr>
<td>PBS</td>
			<td colspan="3">Maak een werkvoorraad van 1x PBS uit een 10x PBS-stamoplossing door te verdunnen in gedestilleerd water.  De pH van de werkende PBS-voorraad moet 7,2- 7,4 zijn</td>
			<td colspan="2">4 °C gedurende 1+ maanden totdat bacteriële besmetting zichtbaar is.</td>
		</tr>
<tr>
<td>PBT</td>
			<td colspan="3">1x PBS-oplossing met 0,1% niet-ionische oppervlakteactieve stof.</td>
			<td colspan="2">4 °C gedurende 1+ maanden totdat bacteriële besmetting zichtbaar is.</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">FA</td>
			<td colspan="3">3,7% formaldehyde-oplossing gemaakt van een 37% formaldehyde-voorraad en verdund in 1x PBS.</td>
			<td colspan="2" rowspan="2">Kamertemperatuur. Maak elke dag van de dissectie vers</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="3">LET OP: Formaldehyde geleverd als 37% stockoplossing is een potentieel carcinogeen en moet worden verdund in een zuurkast.</td>
		</tr>
<tr>
<td>5% aardgas</td>
			<td colspan="3">5% normaal geitenserum verdund in PBT.  Het gebruikte serum moet overeenkomen met de soort van het secundaire antilichaam dat moet worden gebruikt.</td>
			<td colspan="2">4 °C gedurende enkele weken totdat bacteriële besmetting zichtbaar is</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabel 1. Oplossingen voor het uitvoeren van immunocytochemie van het volwassen Drosophila-been . 
1. Initiële fixatie van weefsels
<ol><li>Selecteer ongeveer 10 vliegen voor elk genotype en elke leeftijd. Verdoving op een vliegenkussen onder koolstofdioxide (figuur 1A, B). OPMERKING: Begin met meer vliegen dan nodig is om te zorgen voor een voldoende grote steekproefgrootte na dissectie.</li>
	<li>Breng met een kwast vliegen over op koude methanol in een glazen put of schaal gedurende ongeveer 30 seconden tot 1 minuut (figuur 1C). De methanol lost de cuticulaire koolwaterstoffen op en vliegen kunnen nu worden ondergedompeld in plaats van te drijven in waterige oplossingen.</li>
	<li>Breng met een tang voorzichtig vliegen over naar PBS. Spoel 3x in ijskoude PBS om overtollige methanol te verwijderen en houd vliegen in PBS op ijs tot dissectie en fixatie. Ontleed op dit punt vliegen en fixeer binnen de kortst mogelijke tijd (<30 minuten).</li>
	<li>Om de benen te isoleren, breng je vliegen over naar een siliconen elastomeerdissectieschotel gevuld met koude PBS, verwijder je de metathoracale poten bij de coxa met twee paar # 5 Dumont-tang of knip je de poten met een Vanna-schaar (figuur 1D). Breng de poten over naar een put in een plastic 24 putplaat gevuld met 1 ml PBS en houd de plaat op ijs totdat alle poten zijn verwijderd en overgebracht naar putten. OPMERKING: Elke put kan minstens 20 poten bevatten.</li>
	<li>Vervang de PBS-oplossing door 1 ml FA-oplossing en draai gedurende 30 minuten op een nutator (figuur 1E). De instelling van de nutator moet op een gemiddelde snelheid (17 rpm) worden ingesteld. Zorg ervoor dat de poten gedurende deze tijd volledig ondergedompeld zijn in FA-oplossing voor voldoende fixatie.</li>
	<li>Om de FA-oplossing te verwijderen, wast u 3x snel 1 ml PBS, gevolgd door nog eens 3 wasbeurten gedurende 5 minuten elk in 1 ml PBS. Houd weefsels in 1 ml PBS op ijs voorafgaand aan en tijdens de hieronder beschreven dissectiestappen.</li>
</ol>2. Het verwijderen van de beenschubben en antilichaamkleuring
<ol><li>De nagelriem verwijderen<ol>
<li>De ontleedtang is cruciaal voor succes. Introduceer lichte parallelle bochten in beide tanden aan het einde van # 5 superfijne tang om een schuine kant te bieden waarmee de cuticula oppervlakkig kan worden vastgepakt in plaats van te worden geprikt, wat het weefsel kan ruïneren (figuur 1F, G). OPMERKING: Parallel gebogen tanden moeten in gesloten toestand nog steeds contact met elkaar maken over de gehele lengte van de pen (figuur 2).</li>
		<li>Breng de poten over naar een siliconen elastomeerschaal in PBS voor dissectie. Oriënteer een been zodat de voorste zijde naar boven is gericht (zie figuur 3 voor de anatomie en oriëntatie van het been). Houd met één tang het tibia-segment tegen de siliconen elastomeerschaal. Gebruik de andere tang die met de schuine kant naar beneden wordt gehouden, pak een stuk nagelriem aan het distale uiteinde van het dijbeen en trek in de proximale richting naar de trochanter.</li>
		<li>Blijf methodisch de nagelriem verwijderen totdat de naakte spier zichtbaar is in het proximale uiteinde van het dijbeen (figuur 1F, G, H). OPMERKING: Maak alleen oppervlakkig contact met de benen met behulp van de afgeschuinde kant van de tang om te voorkomen dat de spieren worden getrokken.</li>
		<li>Zodra alle poten zijn ontleed, vervangt u PBS door FA om de poten gedurende 30 minuten te bevestigen met schudden op een moerator op gemiddelde snelheid (figuur 1I). Was monsters in 1 ml PBS gedurende 3 keer snel en vervolgens 3 keer gedurende 5 minuten elk in PBT (figuur 1J). OPMERKING: Als kleuring met monoklonaal antilichaam NC82 (anti-bruchpilot) om actieve zones te labelen, post-fix dan gedurende 20 minuten omdat dit antigeen gevoelig is voor langere fixaties.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62844/62844fig02v2.jpg"> Figuur 2. Aangepaste tang gebruikt voor het ontleden van volwassen benen. (A) De uiteinden van de tang worden gebogen en vervolgens aan de onderkant afgeplat (pijl) waardoor een schuine kant ontstaat door op een slijpsteen te vijlen. (B) De tanden van ongewijzigde tangen zijn daarentegen niet gebogen. Schaalbalk = 1 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62844/62844fig02large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<ol start="2"><li>Antilichaamkleuring<ol>
<li>Om weefsels te blokkeren voor antilichaamkleuring, vervangt u 1 ml PBT door blokkerende oplossing bestaande uit 1 ml 5% NGS verdund in PBT. Incubeer ontlede poten gedurende 4 uur bij kamertemperatuur of 's nachts bij 4 °C terwijl u schommelt op een moerator bij gemiddelde snelheid (17 tpm). Bedek tijdens alle incubaties putten met afdichtingstape naast de plastic afdekking (figuur 1J). OPMERKING: 24 putplaten worden gebruikt voor immunocytochemie in plaats van 1,5 ml of 2 ml microcentrifuge omdat eerdere pogingen om microcentrifugebuizen te gebruiken resulteerden in gebroken benen en beschadigd weefsel.</li>
		<li>Verwijder de blokkerende oplossing en voeg 300 ml primaire antilichamen toe die zijn verdund in een verse blokkerende oplossing. Het kleine volume antilichaam dat wordt gebruikt, moet voldoende zijn om de weefsels te bedekken. Sluit putten opnieuw af met laboratoriumafdichtingstape en plastic deksel en incubeer een nacht bij 4 °C met schudden op een moeraar op gemiddelde snelheid (figuur 1J). De informatie over het werkende antilichaamreagens en de concentraties die voor deze onderzoeken zijn gebruikt, zijn beschreven in tabel 2.</li>
		<li>Was primaire antilichamen in 1 ml PBT gedurende 3 keer kort en vervolgens 3 keer gedurende 15 minuten elk (figuur 1J). OPMERKING: Verdunde primaire antilichamen kunnen worden opgeslagen en hergebruikt als ze gedurende maximaal 2 weken bij 4 °C worden bewaard.</li>
		<li>Blokkeer weefsels opnieuw in 1 ml van 5% NGS gedurende ten minste 2 uur bij kamertemperatuur of 's nachts bij 4 C (figuur 1J).</li>
		<li>Verwijder de 5% NGS-blokkerende oplossing en voeg 300 μL van de juiste verdunde fluorescerende geconjugeerde secundaire antilichamen toe. Voeg bovendien 1:2000 verdunning van fluorescentie-geconjugeerde falloïdine toe om spieren te labelen (figuur 1J).</li>
		<li>Voor secundaire antilichaamincubaties sluit u putten af met laboratoriumafdichtingstape en deksel. Wikkelplaten ook in aluminiumfolie om fluoroforen tegen licht te beschermen. Incubeer gedurende 6-8 uur bij kamertemperatuur of 's nachts bij 4 °C.</li>
		<li>Was secundaire antilichamen en falloïdine zoals beschreven in stap 2.2.3 hierboven. Afdekplaten met aluminiumfolie tussen de wasbeurten om fluoroforen tegen licht te beschermen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Montagepoten
<ol><li>Breng de benen over naar een glijbaan met behulp van een tang en oriënteer de voorste kant naar boven. Bedek de poten met bevestigingsmedia (figuur 1K, L). OPMERKING: De ontlede poten kunnen worden aangezogen met een P1000 pipetpunt als de bodemboring wordt verbreed door te snijden met een scheermesje.</li>
	<li>Voeg kleiafstandhouders toe aan een afdekplaat van 22x22 mm2 (# 1,5 dikte) door de afdekplaathoeken over een klein bolletje modelleerklei te schrapen. Elke hoek moet een kleine hoeveelheid klei hebben van 1-2 mm dik (figuur 1K).</li>
	<li>Om de dia te bedekken, voegt u de coverslip toe met de kleiafstandhouders naar de glijbaan gericht en duwt u voorzichtig op de hoeken totdat de coverslip net het oppervlak van het dijbeen raakt.</li>
	<li>Om verdamping te voorkomen, sluit u de randen van de deklip af met nagellak en laat u drogen op een donkere plaats (ongeveer 10 minuten) voordat u deze bij 4 °C bewaart totdat u ze afbeeldt.</li>
</ol>4. Beeldvorming
<ol><li>Afbeelding met een confocale microscoop (figuur 1M). Neem een doorgelaten lichtkanaal op om de kwaliteit van de dissectie beter te beoordelen en monsters met zichtbaar verstoorde spiervezels in het interessegebied moeten worden weggegooid.<ol>
<li>Begin met het afbeelden van z-stacks met 20x vergroting met 2x zoom en een totale beelddiepte van ~ 40 mm die overeenkomt met de dikte van het dijbeen. Voor fluorescerende signaaldetectie kunt u beelden vastleggen met resoluties die consistent zijn met Nyquist-bemonstering (we gebruiken 1024 x 1024 pixels met een verblijfsinstelling van 8-10 μs / pixel). De signaalintensiteit moet zich in het lineaire bereik bevinden dat wordt bereikt door de instellingen voor hoogspanningsversterking aan te passen. Zodra de versterkingsinstellingen zijn ingesteld voor een reeks monsters binnen een experiment, mogen ze niet worden gewijzigd zodat signaalintensiteiten tussen monsters kunnen worden vergeleken.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Voor het afbeelden van synaptische boutons en andere subcellulaire structuren, leg confocale beelden vast met ≥ 60x vergroting. De detectorinstellingen moeten zich in het lineaire bereik bevinden, terwijl de pixeldichtheid, verblijfsinstellingen en z-diepte vergelijkbaar moeten zijn voor afbeeldingen die zijn vastgelegd met een lagere vergroting (stap 4.1).</li>
</ol>

<ol><li>McDermott, C. J., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diagnosis+and+management+of+motor+neurone+disease%5BTitle%5D)+AND+%22BMJ%22%5BJournal%5D)">Diagnosis and management of motor neurone disease.</a> BMJ. 336 (7645), 658-662 (2008).</li>
<li>Global Collaborators, G. B. D. M. N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global%2C+regional%2C+and+national+burden+of+motor+neuron+diseases+1990-2016%3A+a+systematic+analysis+for+the+Global+Burden+of+Disease+Study+2016%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurology%22%5BJournal%5D)">Global, regional, and national burden of motor neuron diseases 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016.</a> Lancet Neurology. 17 (12), 1083-1097 (2018).</li>
<li>Foster, L. A., Salajegheh, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+Neuron+Disease%3A+Pathophysiology%2C+Diagnosis%2C+and+Management%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Motor Neuron Disease: Pathophysiology, Diagnosis, and Management.</a> American Journal of Medicine. 132 (1), 32-37 (2019).</li>
<li>Bede, P., Pradat, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Editorial%3A+Biomarkers+and+Clinical+Indicators+in+Motor+Neuron+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neurology%22%5BJournal%5D)">Editorial: Biomarkers and Clinical Indicators in Motor Neuron Disease.</a> Frontiers in Neurology. 10, 1318(2019).</li>
<li>Clark, J. A., Southam, K. A., Blizzard, C. A., King, A. E., Dickson, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+degeneration%2C+distal+collateral+branching+and+neuromuscular+junction+architecture+alterations+occur+prior+to+symptom+onset+in+the+SOD1%28G93A%29+mouse+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chemical+Neuroanatomy%22%5BJournal%5D)">Axonal degeneration, distal collateral branching and neuromuscular junction architecture alterations occur prior to symptom onset in the SOD1(G93A) mouse model of amyotrophic lateral sclerosis.</a> Journal of Chemical Neuroanatomy. 76, 35-47 (2016).</li>
<li>Martineau, E., Di Polo, A., Van de Velde, C., Robitaille, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+neuromuscular+remodeling+precedes+motor-unit+loss+in+a+mouse+model+of+ALS%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Dynamic neuromuscular remodeling precedes motor-unit loss in a mouse model of ALS.</a> Elife. 7, (2018).</li>
<li>Shahidullah, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defects+in+synapse+structure+and+function+precede+motor+neuron+degeneration+in+Drosophila+models+of+FUS-related+ALS%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Defects in synapse structure and function precede motor neuron degeneration in Drosophila models of FUS-related ALS.</a> Journal of Neuroscience. 33 (50), 19590-19598 (2013).</li>
<li>Tremblay, E., Martineau, E., Robitaille, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Opposite+Synaptic+Alterations+at+the+Neuromuscular+Junction+in+an+ALS+Mouse+Model%3A+When+Motor+Units+Matter%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Opposite Synaptic Alterations at the Neuromuscular Junction in an ALS Mouse Model: When Motor Units Matter.</a> Journal of Neuroscience. 37 (37), 8901-8918 (2017).</li>
<li>Harris, K. P., Littleton, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transmission%2C+Development%2C+and+Plasticity+of+Synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Transmission, Development, and Plasticity of Synapses.</a> Genetics. 201 (2), 345-375 (2015).</li>
<li>Beramendi, A., Peron, S., Casanova, G., Reggiani, C., Cantera, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuromuscular+junction+in+abdominal+muscles+of+Drosophila+melanogaster+during+adulthood+and+aging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Neuromuscular junction in abdominal muscles of Drosophila melanogaster during adulthood and aging.</a> Journal of Comparative Neurology. 501 (4), 498-508 (2007).</li>
<li>Banerjee, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Miniature+neurotransmission+is+required+to+maintain+Drosophila+synaptic+structures+during+ageing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Miniature neurotransmission is required to maintain Drosophila synaptic structures during ageing.</a> Nature Communications. 12 (1), 4399(2021).</li>
<li>Liao, S., Broughton, S., Nassel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+Senescence+and+Aging-Related+Changes+in+Motor+Neurons+and+Brain+Neuromodulator+Levels+Are+Ameliorated+by+Lifespan-Extending+Reproductive+Dormancy+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cellular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Behavioral Senescence and Aging-Related Changes in Motor Neurons and Brain Neuromodulator Levels Are Ameliorated by Lifespan-Extending Reproductive Dormancy in Drosophila.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 111(2017).</li>
<li>Mahoney, R. E., Rawson, J. M., Eaton, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+age-dependent+change+in+the+set+point+of+synaptic+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">An age-dependent change in the set point of synaptic homeostasis.</a> Journal of Neuroscience. 34 (6), 2111-2119 (2014).</li>
<li>Fernandes, J. J., Keshishian, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+adult+neuromuscular+system%5BTitle%5D)+AND+%22International+Review+of+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Development of the adult neuromuscular system.</a> International Review of Neurobiology. 43, 221-239 (1999).</li>
<li>Truman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metamorphosis+of+the+central+nervous+system+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Metamorphosis of the central nervous system of Drosophila.</a> Journal of Neurobiology. 21 (7), 1072-1084 (1990).</li>
<li>Baek, M., Mann, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lineage+and+birth+date+specify+motor+neuron+targeting+and+dendritic+architecture+in+adult+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Lineage and birth date specify motor neuron targeting and dendritic architecture in adult Drosophila.</a> Journal of Neuroscience. 29 (21), 6904-6916 (2009).</li>
<li>Enriquez, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specification+of+individual+adult+motor+neuron+morphologies+by+combinatorial+transcription+factor+codes%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Specification of individual adult motor neuron morphologies by combinatorial transcription factor codes.</a> Neuron. 86 (4), 955-970 (2015).</li>
<li>Soler, C., Daczewska, M., Da Ponte, J. P., Dastugue, B., Jagla, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordinated+development+of+muscles+and+tendons+of+the+Drosophila+leg%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Coordinated development of muscles and tendons of the Drosophila leg.</a> Development. 131 (24), 6041-6051 (2004).</li>
<li>Guan, W., Venkatasubramanian, L., Baek, M., Mann, R. S., Enriquez, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualize+Drosophila+Leg+Motor+Neuron+Axons+Through+the+Adult+Cuticle%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle.</a> Journal of Visualized Experiments. (140), e58365(2018).</li>
<li>Agudelo, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-dependent+degeneration+of+an+identified+adult+leg+motor+neuron+in+a+Drosophila+SOD1+model+of+ALS%5BTitle%5D)+AND+%22Biology+Open%22%5BJournal%5D)">Age-dependent degeneration of an identified adult leg motor neuron in a Drosophila SOD1 model of ALS.</a> Biology Open. 9 (10), (2020).</li>
<li>Fernius, J., Starkenberg, A., Thor, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bar-coding+neurodegeneration%3A+identifying+subcellular+effects+of+human+neurodegenerative+disease+proteins+using+Drosophila+leg+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Disease+Models+%26+Mechanisms%22%5BJournal%5D)">Bar-coding neurodegeneration: identifying subcellular effects of human neurodegenerative disease proteins using Drosophila leg neurons.</a> Disease Models & Mechanisms. 10 (8), 1027-1038 (2017).</li>
<li>Sreedharan, J., Neukomm, L. J., Brown, R. H., Freeman, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-Dependent+TDP-43-Mediated+Motor+Neuron+Degeneration+Requires+GSK3%2C+hat-trick%2C+and+xmas-2%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Age-Dependent TDP-43-Mediated Motor Neuron Degeneration Requires GSK3, hat-trick, and xmas-2.</a> Current Biology. 25 (16), 2130-2136 (2015).</li>
<li>Patel, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+neuronal+subsets+and+other+cell+types+in+whole-mount+Drosophila+embryos+and+larvae+using+antibody+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Imaging neuronal subsets and other cell types in whole-mount Drosophila embryos and larvae using antibody probes.</a> Methods in Cell Biology. 44, 445-487 (1994).</li>
<li>Guirado, R., Carceller, H., Castillo-Gomez, E., Castren, E., Nacher, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+analysis+of+images+for+molecular+quantification+in+immunohistochemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Heliyon%22%5BJournal%5D)">Automated analysis of images for molecular quantification in immunohistochemistry.</a> Heliyon. 4 (6), 00669(2018).</li>
<li>Castells-Nobau, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+Algorithms+for+High-throughput+and+Multi-parametric+Quantification+of+Drosophila+Neuromuscular+Junction+Morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Two Algorithms for High-throughput and Multi-parametric Quantification of Drosophila Neuromuscular Junction Morphology.</a> Journal of Visualized Experiments. (123), e55395(2017).</li>
<li>Brown, J. R., Phongthachit, C., Sulkowski, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunofluorescence+and+image+analysis+pipeline+for+Drosophila+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Biology+Methods+and+Protocols%22%5BJournal%5D)">Immunofluorescence and image analysis pipeline for Drosophila motor neurons.</a> Biology Methods and Protocols. 4 (1), (2019).</li>
</ol>

De auteurs verklaren geen belangenconflicten te hebben.

Het Drosophila volwassen been is een ideaal model om neurodegeneratie te bestuderen gezien de relatieve eenvoud met goed gekarakteriseerde MN's in kaart gebracht uit neuroblastlijnen en stereotiepe arborisatiepatronen. Verschillende rapporten hebben eerder been-MN's gebruikt voor de studie van neurodegeneratieve ziekten21,22. Deze studies maakten gebruik van GFP-expresserende lijnen in combinatie met mozaïekanalyse met een repressible cell marker (MARCM) om door de cuticula te beeldlen en documenteerden een reeks morfologische veranderingen. Beeldvorming van volwassen NMJ's door immunocytochemie met gereseceerde cuticula maakt verdere karakterisering mogelijk met de mogelijkheid om complexe moleculaire veranderingen te volgen met behulp van een toolbox van beschikbare antilichamen.
Het immunocytochemische gedeelte van dit protocol is relatief standaard en kan onafhankelijk van het genotype worden geïmplementeerd (zie23 voor een uitstekende beschrijving van algemene antilichaamkleuringsmethoden voor gebruik met Drosophila). Bovendien kunnen parameters zoals fluorescentie-intensiteit, axontaklengte en boutonaantallen en -grootte worden bepaald met behulp van een verscheidenheid aan beschikbare ImageJ-macro's zodra afbeeldingen zijn vastgelegd en gedetailleerde methoden voor kwantitatieve analyse zijn gepubliceerd (zie bijvoorbeeld 24,25,26). De dissectietechniek is dus de belangrijkste innovatie die hier wordt beschreven. Voorafgaand aan dissectie worden vliegen ondergedompeld in een alcohol om cuticulaire koolwaterstoffen te strippen. Zowel ethanol als methanol worden vaak voor dit doel gebruikt; we hebben echter alleen methanol gebruikt. Cruciaal voor het succes van de dissectie zijn verschillende factoren: ten eerste zorgt het gebruik van een aangepaste tang met een schuine kant voor zeer oppervlakkig contact met de cuticula. Ten tweede, met behulp van een ontleedmicroscoop die in staat is tot 60-100x totale vergroting, zodat het oppervlak van de cuticula duidelijk zichtbaar is. Voor microscopen met een lagere maximale vergroting zijn 2x objectieven beschikbaar voor de meest voorkomende merken en zouden voldoende moeten zijn in combinatie met bestaande lenzen. Ten derde maakt de eerste fixatiestap de nagelriem broos en gemakkelijker weg te trekken zonder de spieren eronder te beschadigen. Overfixatie bij deze stap maakt het hele been te stijf voor een effectieve dissectie. Daarom moet de initiële fixatie worden beperkt tot 30 minuten. Het formaldehydefixatiemiddel zal gedurende deze korte periode niet voldoende doordringen om het onderliggende weefsel effectief te kruisen en daarom is een tweede fixatiestap noodzakelijk. Voorafgaand aan de tweede fixatie moeten weefsels op ijs worden gehouden om afbraak en veranderingen in morfologie te voorkomen. Ten vierde hebben we ontdekt dat het ontleden van monsters terwijl kou ook belangrijk is, waarschijnlijk om vergelijkbare redenen omdat de nagelriem broos is en een klein stukje gemakkelijker kan worden verwijderd.
Met oefening vinden we dat ~ 50% van de dissecties bruikbaar zal zijn binnen geen waarneembare weefselschade. Hoewel dit percentage laag lijkt in vergelijking met sommige andere weefsels, is de dissectieprocedure snel en kunnen veel benen in 30- 60 minuten worden verwerkt. Daarom, zelfs als de slagingspercentages in eerste instantie laag zijn, is het haalbaar om 4-5 goede monsters te verkrijgen voor elke experimentele groep. Een beperking kan echter het aantal vliegen zijn dat op een bepaald moment beschikbaar is als genotypen en /of leeftijd resulteren in aanzienlijke letaliteit.
Een andere beperking is dat we andere delen van het been buiten het proximale gebied van het dijbeen niet hebben kunnen ontleden vanwege de grootte. Zo kunnen we geïdentificeerde MN-prieeltjes bestuderen die de TILM betrouwbaar innerveren en is het mogelijk om de cuticula boven de tibia-depressorspier te ontleden met kleine veranderingen in de manier waarop het been is georiënteerd bij het ontleden. De toegang tot andere delen van het been is echter moeilijker gebleken zonder de axonale architectuur tijdens de dissectie te verstoren.
Hier presenteren we dissectiemethoden om veranderingen bij de volwassen NMJ te detecteren voor gedefinieerde MN's die de tilm innerveren met behulp van immunocytochemie. Het been is nuttig als een eenvoudig systeem, geïnnerveerd door slechts ~ 50 MNs en bevat 14 spieren met een goed beschreven anatomie. Het ontleedde beenpreparaat kan worden gebruikt voor alle genotypen en een reeks antilichamen is beschikbaar voor NMJ-visualisatie zonder de noodzaak om genotypisch complexe voorraden reportergenconstructen in mutante achtergronden te bouwen. Deze aanpak zal een meer gedetailleerde karakterisering van veranderingen bij de NMJ voor MN-ziekten en andere leeftijdsgerelateerde aandoeningen mogelijk maken.

Motorneuron (MN) ziekten omvatten een groep heterogene aandoeningen die progressieve degeneratie omvatten die leidt tot spierafbraak en verlamming als een primair klinisch fenotype1. Hoewel zeldzaam met een wereldwijde prevalentie van 4,5 per 100.000, wordt verwacht dat deze prevalentie zal toenemen met een vergrijzende bevolking2. Amyotrofische laterale sclerose (ALS) is de meest voorkomende MN-ziekte (MND) en is meestal fataal binnen een korte tijd na diagnose zonder dat er bestaande ziektemodificerende behandelingen beschikbaar zijn3. MND's delen een langdurige presymptomatische fase met vroege moleculaire biomarkerveranderingen en functionele beeldvormingsveranderingen bij patiënten4. Vroege presymptomatische cellulaire pathologie wordt ook waargenomen in niet-menselijke ziektemodellen5,6,7,8. De studie van vroege veranderingen op de neuromusculaire kruising is belangrijk voor het begrijpen van de pathogenese van MN-ziekte en kan helpen bij het ontwikkelen van vroege diagnostiek en potentiële therapieën.
Een schat aan genetische en moleculaire hulpmiddelen bestaat in Drosophila om de structuur en functie van de neuromusculaire junctie te ontleden (NMJ, zie9 voor een overzicht van de goed gekarakteriseerde larvale NMJ). Deze hulpmiddelen in combinatie met een korte levensduur maken Drosophila een uitstekend model om neurodegeneratieve veranderingen bij de NMJ te bestuderen. In het bijzonder zijn MNs die volwassen spieren innerveren aanwezig gedurende de ~ 90-daagse volwassen levensduur en zijn ze onderhevig aan normale verouderingsprocessen10,11,12,13. De volwassen MN's bieden daarom de mogelijkheid om langzame degeneratieve veranderingen te bestuderen in tegenstelling tot larvale NMJ's die slechts gedurende een korte periode van ~ 1 week voorafgaand aan de metamorfose bestaan14,15.
Hier beschrijven we een dissectieprocedure waarmee we immunocytochemische analyse van MN's in het volwassen been kunnen uitvoeren. Elk volwassen been wordt geïnnerveerd door ~ 50 MNs, die synapsen op de bijbehorende beenspier om de voortbeweging te stimuleren. De beenanatomie, mechanische fysiologie en neurobiologie is goed beschreven16,17,18. Axon-prieeltjes van been-MNs zijn eerder gekenmerkt door beeldvorming door cuticula in met rug gevulde of genetisch gelabelde celpopulaties met behulp van het bipartiete Gal4 / UAS-systeem en beeldvormingsmethoden zijn eerder gepubliceerd19. De hier gepresenteerde dissectiemethoden behouden de axonvertakkingsmorfologie en stellen ons in staat om een breed scala aan antilichamen te gebruiken om verschillende moleculaire componenten van de NMJ te labelen. Ons eerdere werk heeft zich gericht op projecties van een gedefinieerd MN in het metathoracale (3e) been, dat de tibia levatorspier (tilm) innerveert en consistente arborisatiepatronen en boutongetallen vertoont. Aanvankelijk bestudeerden we leeftijdsafhankelijke veranderingen in Drosophila superoxide dismutase 1 (dsod1) mutanten en vonden veranderingen die consistent waren met de ontmanteling van de NMJ20. Deze dissectiemethoden bieden de mogelijkheid om langzame degeneratieve veranderingen bij de NMJ beter te karakteriseren voor andere ALS-modellen, basisstudies van veroudering en andere MN-geassocieerde ziekten.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62844/62844fig01.jpg"> Figuur 1. Werkstroomoverzicht voor het ontleden van benen. Zie protocol voor gedetailleerde stappen. (A,B) Vliegen worden geselecteerd en verdoofd. (C) Vliegen worden overgebracht op methanol en gewassen met PBS. (D) De metathoracale benen worden verwijderd aan de basis van de coxa terwijl ze worden gevisualiseerd met een ontleedmicroscoop (~ 30x vergroting); schaalbalk = 500 μm. (E) De poten worden vervolgens gedurende 30 minuten in 3,7% formaldehyde/PBS (FA) oplossing gefixeerd in putten van 24-putplaten en vervolgens wordt FA verwijderd door wasbeurten met PBS. (F, G, H) Benen worden overgebracht naar siliconen elastomeer ontleedbakken en een stuk cuticula wordt verwijderd van het proximale dijbeen met behulp van afgeschuinde tang terwijl gevisualiseerd onder een ontleedmicroscoop op 80x; schaalbalk = 50 μm. (I) Poten worden na dissectie gefixeerd in FA en gewassen in PBS en vervolgens PBT (PBS+ 0,1% niet-ionische oppervlakteactieve stof). (J) Benen worden onderworpen aan immunocytochemische kleuring. (K,L) Poten worden overgebracht naar een glazen dia, gewist in montagemedia en bedekt met een dekplaat met kleiafstandhouders; schaalstaven = 2 mm en 500 μm. (M) Benen worden in beeld gebracht door confocale microscopie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62844/62844fig01large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>

<table><tbody><tr><td>10x Phosphate Buffered Saline</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP3991</td><td></td></tr><tr><td>24 well plates</td><td>Corning</td><td>3473</td><td>Hydrofoob, ultra-lage hechtingsoppervlak</td></tr><tr><td>2x objectief accessoire</td><td>Olympus</td><td>110AL2X</td><td>Schroefbevestiging</td></tr><tr><td>Anti-ATP5A primaire antistof</td><td>Abcam</td><td>ab14748</td><td>Muis monoklonaal</td></tr><tr><td>Anti-bruchpilot primaire antistof</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td>nc82</td><td>Muis monoklonaal</td></tr><tr><td>Anti-discs large primaire antistof</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td>4F3</td><td>Muis monoklonaal</td></tr><tr><td>Anti-hrp primaire antistof</td><td>Jackson Immuno Research</td><td>123-605-021</td><td>Alexa Fluor 647 geconjugeerd polyklonaal</td></tr><tr><td>Anti-polyubiquitine (FK2) primaire antistof</td><td>Millipore Sigma</td><td>04-263</td><td>Muis monoklonaal</td></tr><tr><td>Confocale microscoop</td><td>Olympus</td><td>FV1000</td><td>Objectieven (NA):&nbsp; 10x (0.4), 20x (0.85), 40x (1.20), 60x (1.42), 100x (1.40)</td></tr><tr><td>Dekglasjes</td><td>Corning</td><td>285022</td><td>160-190 mm dikte</td></tr><tr><td>Dissectiepincet</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-00</td><td>Dumont #5SF</td></tr><tr><td>Dissectiemicroscoop</td><td>Olympus</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>Formaldehyde</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP531-500</td><td>37% stock gestabiliseerd met methanol</td></tr><tr><td>Geit anti-muis secundaire antistof</td><td>Jackson Immuno Research</td><td>115-545-146</td><td>Alexa Fluor 488 geconjugeerd</td></tr><tr><td>Geitenserum</td><td>Novus Biologicals</td><td>NB036768</td><td>0.2 mm gefilterd</td></tr><tr><td>Laboratoriumsealingtape</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-448-254</td><td>Parafilm M</td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A413</td><td></td></tr><tr><td>Microscoopglaasjes</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-123</td><td>76mm x 25mm</td></tr><tr><td>Montagemedia</td><td>Molecular Probes</td><td>S36972</td><td>Slowfade Diamond montagemedia</td></tr><tr><td>Nonionische oppervlakteactieve stof</td><td>Acros Organics</td><td>215680010</td><td>Triton-X 100</td></tr><tr><td>Nutator</td><td>Fisher Scientific</td><td>S06622</td><td></td></tr><tr><td>Phalloidin</td><td>Invitrogen</td><td>A34055</td><td>Alexa Fluor 555- geconjugeerd</td></tr><tr><td>Slijpsteen</td><td>Fine Science Tools</td><td>29008-01</td><td></td></tr><tr><td>Siliconen elastomeer</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>2423610</td><td>Sylgard 184</td></tr></tbody></table>

dissectie en immunohistochemie van het drosophila adult been om veranderingen op de neuromusculaire overgang voor een geïdentificeerd motorneuron te detecteren

Dissection and Immunohistochemistry of the Drosophila Adult Leg to Detect Changes at the Neuromuscular Junction for an Identified Motor Neuron

Drosophila melanogaster vertegenwoordigt een genetisch handelbaar model om neuronale structuur en functie te bestuderen, en daaropvolgende veranderingen in ziektetoestanden. De goed gekarakteriseerde larvale neuromusculaire overgang wordt vaak gebruikt voor dergelijke studies. Snelle larvale ontwikkeling gevolgd door spierhitolyse en remodellering van het zenuwstelsel tijdens metamorfose maakt dit model echter problematisch voor de studie van langzame leeftijdsafhankelijke degeneratieve veranderingen zoals die optreden bij amyotrofische laterale sclerose. Als alternatief leven volwassen vliegen 90 dagen en kan het volwassen been worden gebruikt om motorneuronveranderingen in de loop van de volwassen levensduur te bestuderen met behulp van in vivo fluorescerende beeldvorming door de cuticula. Hier beschrijven we een beendissectietechniek in combinatie met immunocytochemie, die de studie van moleculaire veranderingen op de neuromusculaire kruising van geïdentificeerde volwassen beenmotorneuronen mogelijk maakt. Deze technieken kunnen worden gekoppeld aan een groot aantal antilichamen die zowel pre- als post-synaptische structuren labelen. Samen maken deze procedures een completere karakterisering van langzame leeftijdsafhankelijke veranderingen bij volwassen vliegen mogelijk en kunnen ze worden toegepast op meerdere motorneuronziektemodellen.

Figuur 4 toont een representatief voorbeeld van een metathoracaal been gekleurd met anti-hrp, anti-dlg en falloïdine. Voor dissecties die de nagelriem uit het proximale deel van het dijbeen verwijderen, zullen stereotiepe priëlen zichtbaar zijn in de buurt van de pees die gemakkelijk wordt gedetecteerd door autofluorescentie. Merk op dat antilichaampenetratie in het been plaatsvindt over een korte afstand buiten het gebied waarin de cuticula is verwijderd (figuur 4A). Deze gebieden kunnen effectief in beeld worden gebracht wanneer een sterk fluorescentiesignaal aanwezig is. Beeldvorming bij lage vergroting (20x met een 2x zoom) maakt het mogelijk om eenvoudig te bepalen hoeveel cuticula wordt verwijderd en 2) of er schade is opgetreden tijdens dissectie. Verhoogde vergroting (60x) toont stereotiepe projecties op de tilm (figuur 4B). Ons werk heeft zich gericht op één MN, waarschijnlijk afgeleid van de I-MN-afstamming die de tilm in het proximale dijbeen innerveert (doos, figuur 4B en figuur 4C). Het verder vergroten van de vergroting (100x met 2x zoom) zorgt voor een effectieve visualisatie van synaptische boutons (Figuur 4D).
Om morfologische veranderingen bij de volwassen NMJ in de loop van de tijd te bestuderen, hebben we eerder dsod1-mutanten gebruikt als een model van ALS. Bouton-zwelling treedt op bij oude dsod1H71Y-mutanten ten opzichte van dsod1null en dsod1+ (figuur 5A, B). Bij de larvale NMJ wordt vaak monoklonaal antilichaam NC82 gebruikt om actieve zones te labelen en dit kunnen deze structuren gemakkelijk worden gevisualiseerd bij de volwassen NMJ (figuur 5C). Zwak-positieve HRP axon takken zijn overvloedig aanwezig in dsod1H71Y mutanten en deze takken vertonen vaak zwakke en diffuse BRP lokalisatie (pijlen).
Belangrijk voor neurodegeneratie, commercieel verkrijgbare antilichamen kunnen ubiquitinated eiwitten detecteren die vaak worden aangetroffen in aggregaten, en we hebben ubiquitinated aggregaten gedetecteerd in terminale axonen van MNs in verouderde gemuteerde dsod1-vliegen en in spieren (figuur 6A). Ook antilichamen die mitochondriën labelen, kunnen ook morfologische veranderingen met de leeftijd detecteren (figuur 6B).
Voor sommige preparaten maakt spierbeschadiging tijdens de dissectie het monster onbruikbaar. In het begin kan dergelijke schade een veel voorkomende gebeurtenis zijn, maar verbetering treedt op met de praktijk. Voorbeelden van goede dissecties zijn figuur 7A, C, terwijl slechte dissecties worden weergegeven in figuur 7B, D. Slechte dissecties veroorzaken desorganisatie van spiervezels zoals gedetecteerd door fasecontrastmicroscopie (figuur 7B) of ontbrekende spiervezels gevisualiseerd door fluorescerend geconjugeerd falloïdine (figuur 7D, pijl). De combinatie van het gebruik van falloïdine om spieren te labelen en doorgegeven lichtbeelden kan helpen om dergelijke spierschade te detecteren die mogelijk niet duidelijk is bij het bekijken onder een ontleedmicroscoop.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62844/62844fig03.jpg"> Figuur 3. Anatomie van het Drosophila-been . (A) Diagram van de voorste zijde van een metathoracaal been, gekenmerkt door de aanwezigheid van borstelharen in tegenstelling tot de prominente naakte cuticula die aan de achterste zijde aanwezig is. Het gesegmenteerde been bestaat uit de coxa (Cx), trochanter (Tr), femur (Fe), tibia (Ti), 5 tarsale segmenten (Ta1-5) en klauw (Cl) in volgorde van proximaal (Pr) tot distaal (Di). Dorsale (D) en ventrale (V) zijden van het dijbeen zijn ook geïndiceerd. Schaalbalk = 100 μm. (B) Diagram van het dijbeen met de tibia levator (tilm), tibia depressor (tidm), lange peesspier 2 (ltm2) en tibia reductor (tirm) spieren en axon projecties in het proximale femur die de tilm innerveren. Deze stereotiepe axonale projecties worden verondersteld te zijn afgeleid van I-lineage neuroblasten16, en de tweede arborisatie is het gemakkelijkst toegankelijk door dissectie (boxed). Schaalbalk = 100 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62844/62844fig03large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62844/62844fig04.jpg"> Figuur 4. Ontleed metathoracaal femur onthulde stereotiepe MN-architectuur die de tilm innerverde. Immunocytochemie werd gebruikt om neuronen (HRP), schijven-groot (DLG) en spieren (falloïdine) te markeren. Z-stacks werden vastgelegd door confocale microscopie beeldvorming door het hele dijbeen en getoond als een maximale serieprojectie. (A) Een doorgelaten lichtkanaal werd ook opgenomen om te illustreren dat er geen detecteerbare spierschade optrad tijdens de dissectie. Beeld werd vastgelegd bij 20x vergroting, schaalbalk = 50 μm. (B) Geïdentificeerde prieeltjes geassocieerd met de tilm (boxed area, center), scale bar = 20 μm; en (C) bij 60x vergroting, schaalbalk = 20 μm. (D) DLG rond boutons was zichtbaar bij wilde dieren wanneer ze werden afgebeeld bij 100x vergroting met 2x zoom; schaalbalk = 2 μm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62844/62844fig04large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62844/62844fig05.jpg"> Figuur 5. Voorbeeld van leeftijdsafhankelijke veranderingen in boutonmorfologie die kunnen worden gedetecteerd met behulp van de beendissectietechniek. Bouton zwelling wordt gezien bij oude dsod1H71Y mutanten. (A) Representatieve beelden van HRP-gekleurde boutons van jonge (nieuw gesloten, dag 0 volwassenen) en oude (dag 10) vliegen, schaalbalk = 1 μm. (B) Bouton-maten werden gekwantificeerd uit respectievelijke genotypen met behulp van de meetfunctie binnen ImageJ. p<0,0001 (2-weg ANOVA met post-hoc Tukey test). (C) Actieve zones in synaptische boutons gelabeld met monoklonaal antilichaam NC82 (anti-bruchpilot); schaalbalk = 1 μm. Figuur gewijzigd van20Klik <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62844/62844fig05large.jpg" target="_blank">hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62844/62844fig06.jpg"> Figuur 6. Gemeenschappelijke markers geassocieerd met neurodegeneratieve ziekte gebruikt in Drosophila beenpreparaten. (A) Subcellulaire polyubiquitinated aggregaten worden gedetecteerd in terminale axonen en spieren van verouderde dsod1H71Y-vliegen. Immunocytochemie met behulp van anti-polyubiquitine (FK2) detecteert puncta (pijlen) in verouderde dsod1H71Y/H71Y, schaalbalk = 20 μm (links) en 5 μm (rechts). (B) Gezwollen mitochondriën kunnen worden gedetecteerd met behulp van anti-ATP5A, schaalbalk = 1 μm. Figuur gewijzigd van20Klik <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62844/62844fig06large.jpg" target="_blank">hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62844/62844fig07v2.jpg"> Figuur 7. Voorbeelden van goede en slechte dissecties. (A) Dissectie die de onderliggende spierarchitectuur niet verstoorde. (B) Een voorbeeld van een slechte dissectie die gerafelde spiervezels (pijl) vertoonde en niet voor analyse kon worden gebruikt. Beide monsters werden in beeld gebracht door middel van fasecontrastmicroscopie. Schaalbalk = 50 μm. (C) Voorbeeld van een goede dissectie afgebeeld door confocale microscopie met HRP (groen) en falloïdine (blauw). (D) Een slechte dissectie waarbij dorsale spiervezels van de TILM ontbreken (pijl). Schaalbalk = 50 μm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62844/62844fig07large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Antilichaam/Kleuring</td>
			<td>Verdunning*</td>
		</tr>
<tr>
<td>Anti-ATP5A</td>
			<td>1:500</td>
		</tr>
<tr>
<td>Anti-bruchpilot (nc82)</td>
			<td>1:20</td>
		</tr>
<tr>
<td>Anti-cysteïne string eiwit (ab49)</td>
			<td>1:50</td>
		</tr>
<tr>
<td>Anti-schijven groot (4F3)</td>
			<td>1:200</td>
		</tr>
<tr>
<td>Anti-HRP</td>
			<td>1:550</td>
		</tr>
<tr>
<td>Anti-polyubiquitine (FK2)</td>
			<td>1:1000</td>
		</tr>
<tr>
<td>Anti-repo (8D12)</td>
			<td>1:5</td>
		</tr>
<tr>
<td>Geit anti-muis secundair antilichaam</td>
			<td>1:800</td>
		</tr>
<tr>
<td>Falloidine</td>
			<td>1:2000</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>*Verdunnen in 5% NGS</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabel 2. Antilichamen en verdunningen. De commerciële leveranciers van de antilichamen die in deze onderzoeken worden gebruikt, zijn opgenomen in de materialenlijst.

We beschrijven een dissectietechniek die de architectuur van de neuromusculaire overgang behoudt en een gedetailleerde immunocytochemische studie van motorneuronen in het volwassen Drosophila-been mogelijk maakt.

Dissectie en immunohistochemie van het Drosophila adult been om veranderingen op de neuromusculaire overgang voor een geïdentificeerd motorneuron te detecteren

Drosophila melanogaster represents a genetically tractable model to study neuronal structure and function, and subsequent changes in disease states. The ...

Het algemene doel van deze procedure is om dissectiemethoden voor het volwassen been van Drosophila aan te tonen. Deze techniek verwijdert een deel van de cuticula en legt het onderliggende weefsel bloot op een manier die de neuronale en spierarchitectuur behoudt. Deze procedure stelt ons in staat om de neuromusculaire overgang voor geïdentificeerde motorneuronprieeltjes te karakteriseren, met behulp van standaard immunocytische chemische technieken.De dissectie is vooral nuttig voor de studie van langzame degeneratieve veranderingen die zich over relatief lange perioden voordoen. Het tijdsaspect is een belangrijke overweging, omdat de goed gekarakteriseerde neuromusculaire overgang van Drosophila-larven ongeveer vijf tot zeven dagen stabiel is voorafgaand aan het begin van de metamorfose. Omgekeerd zijn de volwassen neuronen aanwezig gedurende het hele leven van een volwassen vlieg, ongeveer 90 dagen voor een wild-type, in het laboratorium gekweekte Drosophila melanogaster.De techniek is flexibel en kan worden toegepast op een reeks genotypen voor verschillende ziektemodellen en maakt gebruik van een reeks antilichamen die beschikbaar zijn voor Drosophila als een modelsysteem. Het algemene doel van deze procedure is om dissectiemethoden voor het volwassen been van Drosophila aan te tonen. Deze techniek verwijdert een deel van de cuticula en legt het onderliggende weefsel bloot op een manier die de neuronale en spierarchitectuur behoudt.Breng met een verfkwast vliegen over op koude methanol in een glazen put of schaal gedurende ongeveer 30 seconden tot één minuut. De methanol lost de cuticulaire koolwaterstoffen op en vliegen kunnen nu worden ondergedompeld in plaats van te drijven in waterige oplossingen. Breng met een tang voorzichtig vliegen over naar PBS.Spoel drie keer in ijskoude PBS om overtollige methanol te verwijderen en houd vliegen in PBS op ijs tot dissectie en fixatie. Op dit punt moeten vliegen binnen de kortst mogelijke tijd worden ontleed en gefixeerd, bij voorkeur minder dan 30 minuten. Breng vliegen over in een siliconen elastomeer dissectie schaal gevuld met koude PBS.Verwijder de metathoracale poten bij de coxa met behulp van twee paar dumonttangen met nummer vijf, of knip de poten af met een Vannas-schaar. Breng de poten over naar een put in een plastic, 24 putplaat gevuld met één mil PBS, en houd de plaat op ijs totdat alle poten zijn verwijderd en overgebracht naar putten. We gebruiken meestal 20 poten per put.Vervang de PBS-oplossing door één milliliter FA-oplossing en draai gedurende 30 minuten op een nutator. De nutatorinstelling moet op een gemiddelde snelheid worden ingesteld. Zorg ervoor dat de poten gedurende deze tijd volledig ondergedompeld zijn in de oplossing.Om fa-oplossing te verwijderen, wast u drie keer snel in één mil PBS, gevolgd door nog eens drie wasbeurten gedurende vijf minuten elk in één mil PBS. Houd weefsels in één mil PBS op ijs, voorafgaand aan en tijdens de dissectiestappen. Om een kort overzicht te geven van de beenanatomie van Drosophila, zijn de beensegmenten geïndiceerd, waaronder de coxa, trochanter, femur, tibia en vijf tarsale segmenten.Hier zien we een vooraanzicht van het been, te herkennen aan de aanwezigheid van zintuiglijke borstelharen in tegenstelling tot de naakte nagelriem die aan de achterste kant aanwezig is. De oriëntatie van de proximaal-distale as en de dorsaal-ventrale as zijn ook aangegeven. Deze dissectieprocedure verwijdert een klein stukje cuticula uit het proximale dijbeen, zodat axonprieel, die dorsaal projecteren en de tibia-levatorspier innerveren, kunnen worden bestudeerd.Ons eerdere werk heeft zich gericht op het aangegeven prieel, afkomstig van vermoedelijke neuroblast ooglijn. In dit deel van de procedure verwijderen we de nagelriem van de voorste kant van het dijbeen. De ontleedtang is van cruciaal belang voor succes, en we hebben ontdekt dat het introduceren van een lichte bocht aan het einde van nummer vijf superfijne tang een schuine kant biedt waardoor de cuticula oppervlakkig kan worden vastgepakt, in plaats van te worden geprikt, wat het weefsel kan ruïneren.Breng de poten over naar een siliconen elastomeerschaal in PBS voor dissectie. Pin met één tang het tibia-segment vast aan de siliconen elastomeerschaal zoals hier aan de rechterkant te zien is. Gebruik de andere tang die met de schuine kant naar beneden wordt gehouden, pak een stuk nagelriem aan het distale uiteinde van het dijbeen en trek in de proximale richting naar de trochanter.Blijf methodisch de nagelriem verwijderen totdat de naakte spier zichtbaar is in het proximale uiteinde van het dijbeen. Zodra alle poten zijn ontleed, vervangt u PBS door FA-oplossing om de poten gedurende 30 minuten te plaatsen met schudden op een moerator op gemiddelde snelheid. Daarna wast u de monsters drie keer snel in één mil PBS en vervolgens drie keer gedurende vijf minuten elk in PBT-oplossing.Om weefsels te blokkeren, vervangt u één mil PBT door een blokkerende oplossing bestaande uit één mil 5% normaal geitenserum verdund in PBT. Incubeer ontlede benen gedurende vier uur bij kamertemperatuur, of 's nachts bij vier graden Celsius. Verwijder de blokkerende oplossing en vervang deze door het primaire antilichaam dat wordt verdund in een blokkerende oplossing.Hier gebruiken we antischijven groot bij één tot 200 verdunning. Zet borden terug op een shaker en incubeer 's nachts op vier graden. Na de incubatie van primaire antilichamen, was primaire antilichamen in één mil PBT gedurende drie keer kort en vervolgens drie keer gedurende 15 minuten elk.Blokkeer weefsels opnieuw in één molen 5% normaal geitenserum gedurende ten minste twee uur bij kamertemperatuur, of 's nachts bij vier graden Celsius. Verwijder de blokkerende oplossing en voeg 300 microliter van de juiste verdunde fluorescerende geconjugeerde secundaire antilichamen toe. Voeg bovendien één aan 2000 verdunning van fluorescentie geconjugeerd falloïdine toe om spieren te labelen.Om te incuberen, sluit putten af met laboratoriumafdichtingstape en deksel. Wikkelplaten ook in aluminiumfolie om fluoroforen tegen licht te beschermen. Incubeer gedurende zes tot acht uur bij kamertemperatuur, of 's nachts bij vier graden Celsius.Om ongebonden secundaire antilichamen te verwijderen, voert u wasbeurten met PBT uit op een vergelijkbare manier die eerder is beschreven bij het wassen van primaire antilichamen. Na deze stap zijn de monsters nu klaar om te worden gemonteerd en afgebeeld. Schik de voorste poten naar boven en dek indien nodig af met extra bevestigingsmedia.Schraap voorzichtig de hoeken van een afdekzeil over een kleibal. De resulterende klei zal dienen als een afstandshouder tussen de dia en de afdekslip, zodat de weefsels niet worden geplet. Druk op de hoesslip totdat deze de bovenkant van de benen raakt.Sluit de randen af met nagellak en bewaar op vier graden tot de beeldvorming. Afbeelding door confocale microscopie met behulp van beeldvormingsparameters beschreven in sectie vier van het geschreven protocol. Om het dissectieprotocol te helpen valideren, stellen we eerst benen in beeld door fasecontrastmicroscopie bij lage vergroting.Hier is een voorbeeld op paneel A van een goede dissectie aan de linkerkant en een slechte dissectie aan de rechterkant waarbij spiervezels werden verstoord. Paneel C toont een confocaal beeld van een goede dissectie waarbij de spier niet is verstoord. Paneel D daarentegen toont een been dat beschadigd is tijdens de dissectie, waarbij spiervezels ontbreken, zoals aangegeven door de pijl.Hier hebben we een afgebeelde poten gekleurd met anti-mierikswortelperoxidase om neuronale processen te detecteren, hier weergegeven in groen, antischijven groot, wat postsynaptische glutamaatreceptorclustering vergemakkelijkt, weergegeven in rood, en falloïdine om spieren te labelen, weergegeven in blauw. Wanneer vastgelegd bij 20X vergroting met een doorgelaten lichtkanaal, is het gemakkelijk om het ontleedde gebied te zien. Merk op dat antilichamen gedeeltelijk doordringen in niet-gedisisseerde gebieden en kunnen worden gezien door de cuticula zoals aangegeven door de witte pijl.Elk van de beenmotorneuronen maakt stereotiepe projecties bij het innerveren van spieren. Ons werk is gericht op motorneuronen die de tibia-levatorspier innerveren, hier weergegeven als het ingepakte gebied en aangegeven door de witte pijl. Bij een hogere vergroting van 60X met 2X zoom rechtsboven, kunnen we effectief boutons weergeven, weergegeven in groen, en omringende DLG weergegeven in rood.Door de zoom verder te vergroten of naar een 100X-objectief te stappen, kunnen boutongrootte en morfologie worden gekwantificeerd, zoals rechtsonder wordt weergegeven. Met behulp van deze dissectietechniek in combinatie met immunocytochemie, ontdekten we dat er H-afhankelijke boutonzwelling is in een zode1-mutantmodel van ALS, hier weergegeven in verouderde H71Y-benen, vergeleken met wildtypecontroles zoals aangegeven door de pijlen. Boutongroottes worden gekwantificeerd in het bijenzwermperceel aan de rechterkant.We vonden verder een vermindering van de actieve zonemarkering Bruchpilot, weergegeven in rood, binnen zwak gekleurde HRP-axonen, weergegeven in groen, van H71Y-mutanten. Om neurodegeneratie te bestuderen, worden ubiquitinated eiwitaggregaten vaak gedetecteerd door het antilichaam FK2, en hier weergegeven als FK2-positieve puncta, in de axonen en spieren van verouderde zode H71 vliegt aan de rechterkant, aangegeven door de pijlen. Ten slotte kunnen mitochondriën worden gevisualiseerd door immunocytochemie met behulp van een anti-ATP5a monoklonaal antilichaam, zoals hier in rood in de tibia-levatorspier wordt getoond.We ontdekten dat mitochondriën met de leeftijd vergroot worden in H71Y-mutanten. Eenmaal onder de knie, zullen de ontleedde beenvoorbereiding en bijbehorende antilichaamkleuring u in staat stellen om moleculaire veranderingen op de volwassen neuromusculaire overgang voor uw favoriete mutant op verschillende tijdstippen te analyseren.

dissection-immunohistochemistry-drosophila-adult-leg-to-detect

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Drosophila larven NMJ Dissection

Dit protocol wordt beschreven hoe u immunohistochemie uit te voeren op ontleed Drosophila larve.

Drosophila larven NMJ Immunohistochemie

Dissectie en Imaging van Active Zones in de Drosophila Neuromusculaire Junction

This video demonstrates a protocol for assessing the structural integrity of neuromuscular junctions in the dorsal longitudinal muscles of Drosophila. The procedure involves staining neurons and muscles with two distinct antibodies and comparing fluorescence patterns between mutant and wild-type flies. A reduction in neuronal staining in mutant flies indicates neurodegeneration, while the muscle structure remains intact.

Assessing the Structural Integrity of the Dorsal Longitudinal Muscle Neuromuscular Junctions in Drosophila

Studies van neuronale morfogenese met behulp van Drosophila larvale dendritische arborization (bis) neuronen profiteren van in situ visualisatie van neuronale en epidermale eiwitten door immunofluorescentie. We beschrijven een werkwijze die immunofluorescentie analyse van da neuronen en omliggende epidermale cellen verbetert door het verwijderen spierweefsel van de larvale lichaamswand.

Verwijdering van<em&gt; Drosophila</em&gt; Spier Weefsel van Larvale Filets voor Immunofluorescentie Analyse van sensorische neuronen en opperhuidcellen

Dit werk bevat een standaard immunohistochemie methode om motorische neuron projecties van late-16 Drosophila melanogaster embryo's te visualiseren . De gefiltreerde bereiding van vaste embryo's die gekleurd zijn met FasII antilichaam, biedt een krachtig instrument om de genen die nodig zijn voor motor axon pathfinding en target recognition tijdens neurale ontwikkeling te karakteriseren.

Visualisatie van het Axonal Projectiepatroon van Embryonische Motor Neuronen in<em&gt; Drosophila</em

Hier beschrijven we een eenvoudige en breed toegankelijke methode om segmentale zenuwen in Drosophila larven te beschadigen om neurodegeneratie van motorische neuronen bij de neuromusculaire verbinding (NMJ) van derde instar larven te visualiseren en te kwantificeren.

Een eenvoudige neurologische mechanische letselmethode om te bestuderen<em&gt; Drosophila</em&gt; Motor Neuron Degeneration

Hier beschrijven we een protocol om te visualiseren de axonale richt met een TL proteïne in volwassen benen van Drosophila door fixatie, montage, imaging en na imaging stappen.

Visualiseren van Drosophila been Motor Neuron axonen via de volwassen cuticula

We beschrijven een methode voor het retrograde traceren van de Drosophila embryonale motorneuronen met behulp van lipofiele fluorescerende kleurstoffen.

Retrograde tracing van Drosophila embryonale motor neuronen met behulp van lipofiele fluorescerende kleurstoffen

Het doel van deze procedure is om het dorsale longitudinale spierweefsel (DLM) te ontleden om de structurele integriteit van DLM neuromusculaire knooppunten (NMJs) in neurodegeneratieve ziektemodellen te beoordelen met behulp van Drosophila melanogaster.

Synaptische degeneratie visualiseren bij volwassen drosofie in combinatie met neurodegeneratie

Hier presenteren we een gedetailleerd protocol om de microtubuli-netwerken in neuromusculaire knooppunten en spiercellen te visualiseren. In combinatie met de krachtige genetische hulpmiddelen van Drosophila melanogaster, vergemakkelijkt dit protocol de genetische screening en de analyse van de microtubuli-dynamiek aanzienlijk voor de rol van regulerende eiwitten van het microtubuli-netwerk in het zenuwstelsel.

Drosophila-larvale neuromusculaire junctie en spiercellen gebruiken om het netwerk van microtubuli te visualiseren

Leer dissectie en immunohistochemie van het volwassen Drosophila been om neuromusculaire overgangen te bestuderen. Deze methode behoudt neuronale en spierarchitectuur voor gedetailleerde analyse van motorneuronen en degeneratieve veranderingen.

Dissectie en immunohistochemie van het Drosophila adult been om veranderingen op de neuromusculaire overgang voor een geïdentificeerd motorneuron te detecteren (Video) | JoVE Journal

Dissectie en immunohistochemie van het Drosophila adult been om veranderingen op de neuromusculaire overgang voor een geïdentificeerd motorneuron te detecteren

Meer video's verkennen