Name: Snelle isolatie van wilde nematoden door Baermann Funnel (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-01-31T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 55 s
Description: Leer de Baermann-trechtermethode om levende nematoden uit natuurlijke substraten te isoleren voor ecologisch en populatiegenetisch onderzoek. Deze eenvoudige techniek is ook geschikt voor beginnende veldonderzoekers.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd ondersteund door NIH-beurzen R35GM141906 en R21ES031364 en Damon Runyon Fellowship DRG-2371-19.

1. Bereiding van gezaaide NGM-platen in het veld
<ol><li>Weeg voor vertrek 23,005 g Nematode Growth Medium (NGM) (zie Tabel met materialen) poeder en verpak deze voor in een afsluitbare plastic zak. Maak één zak voor elke liter media die gewenst is. OPMERKING: Voorverpakking voor op reis omzeilt de noodzaak van een functionele balans in het veld.</li>
	<li>Bereid voorafgaand aan de reis 1 ml 1M MgSO4, 1 ml 1M CaCl2 en 25 ml 1M kaliumfosfaatbuffer voor elke liter gewenste media. Om 1 l kaliumfosfaatbuffer te maken, lost u 108,3 g KH2PO4 en 35,6 g K2HPO4 op in water, zoals beschreven in WormBook20.</li>
	<li>Maak voor de reis een nachtcultuur van OP50 (zie Tabel met materialen) gekweekt in LB bij 37 °C, zoals beschreven in WormBook20. Vul de cultuur in conische buizen van 50 ml en wikkel de toppen met paraffinefilm om lekkage te voorkomen.</li>
	<li>Los in het veld de inhoud van het NGM-pakket op in 973 ml dubbel gedestilleerd water (ddH20) of het zuiverste, meest steriele water dat beschikbaar is in een kolf of fles van 1 L.</li>
	<li>Plaats de mediafles of fles, met een losse dop of deksel van aluminiumfolie, in een kokend heetwaterbad op een kookplaat of fornuis. Roer af en toe totdat al het poeder is opgelost en helder is (dit duurt ~ 30 min). OPMERKING: Als er een magnetische kookplaat beschikbaar is, is een roerstaaf een uitstekende optie om de hoeveelheid handmatig roeren te beperken.</li>
	<li>Haal de media uit het waterbad en laat afkoelen tot ~58 °C met af en toe schudden of met een roerstaaf. Zodra de media zijn afgekoeld tot 58 ° C, gebruikt u serologische of standaardpipetten om 25 ml 1M kaliumfosfaatbuffer, 1 ml 1M MgSO4 en 1 ml 1M CaCl2 toe te voegen, waarbij goed wordt gemengd tussen elke stap.</li>
	<li>Pipetteer of giet de media in de meest steriele omgeving die beschikbaar is in platen van de gewenste grootte en laat 's nachts afkoelen en stollen. Giet één plaat van 60 mm (~ 10 ml) voor elk substraatmonster. Giet een plaat van 35 mm (~ 3,5 ml) voor elke isomembraanlijn; het aantal benodigde kleine platen is vooraf moeilijk te voorspellen.</li>
	<li>Pipetteer 50 μL OP50-cultuur op elke plaat en laat deze een nacht drogen en groeien voor gebruik.</li>
</ol>2. Verzameling van de nematodensubstraten
<ol><li>Identificeer een bacterierijk substraat in het veld. Enkele voorbeelden zijn rottend fruit, bloemen, schimmels en stengels van kruidachtige planten. Grond en bladstrooisel zijn ook geschikt, hoewel ze zelden Caenorhabditis bevatten.</li>
	<li>Plaats met een gehandschoende hand een monster van dit substraat (1-15 cm3) in een afsluitbare plastic zak (zie Tabel met materialen) gelabeld met een unieke monster-ID (figuur 1A).</li>
	<li>Noteer de monster-ID, breedtegraad, lengtegraad, datum, beschrijving van het substraat en alle andere lokale omgevingsmetingen die relevant zijn voor het experiment, inclusief omgevings- en substraattemperatuur, tijdstip van verzameling, toestand van substraat, aanwezigheid van substraat-geassocieerde macro-ongewervelde dieren, enzovoort. Er is een smartphone-app beschikbaar om dit proces te stroomlijnen21.</li>
</ol>3. Voorbereiding van een reeks Baermann-trechters
<ol><li>Gebruik voor elke trechter een schaar om een segment rubberen buizen (zie Materialentabel) van ~ 3 cm lang te knippen.</li>
	<li>Plaats het buissegment over het uiteinde van een plastic trechter (zie Tabel met materialen). Dit kan enige moeite kosten omdat de pasvorm erg strak is.</li>
	<li>Schuif een buisklem over de rubberen buis en klem deze dicht.</li>
	<li>Om een trechterhouder te maken, gebruikt u een scalpel om cirkelvormige gaten met een diameter van 35 mm te snijden in de bodem van een kartonnen fly-flaconbak (zie Tabel met materialen) die niet is samengevouwen vanuit de vlakke verzendrichting. Een standaard tray biedt plaats aan 12 van deze gaten in een 3 x 4 array.</li>
	<li>Keer het karton om, vouw de zijkanten één keer naar beneden (niet twee keer, zoals men zou doen om een vliegenflaconbak te maken) en plak de zijkanten aan elkaar om de omgekeerde kartonnen lade te verheffen (figuur 2).</li>
	<li>Plaats trechters in de gaten en zorg er eerst voor dat de buisklemmen in de gesloten positie staan.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63287/63287fig02.jpg"> Figuur 2: Hergebruikte kartonnen vliegenflaconbakken, gevouwen en gesneden om elk 12 Baermann-trechters te ondersteunen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63287/63287fig02large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
4. Overdracht van monsters in de trechters
<ol><li>Giet water (zo steriel als beschikbaar) in elke trechter en vul het ongeveer 3 cm onder de rand. Als er luchtbellen in de buis zitten, tikt u op de trechter om ze los te laten.</li>
	<li>Plaats met gehandschoende handen een pluisvrij doekje of specifiek een Kimwipe (doormidden gevouwen om een vierkant te maken) over de trechter en druk op het midden zodat het in het water wordt ondergedompeld.</li>
	<li>Breek handmatig grote vaste stukken natuurlijke substraten (fruit, bloem, aarde, bladstrooisel, enz.) in kleinere fragmenten om de afstand te minimaliseren die wormen moeten afleggen om uit het substraat te vallen. OPMERKING: Bladstrooisel en onhandig gevormde monsters kunnen worden voorbewerkt in een keukenmachine of blender.</li>
	<li>Plaats voorzichtig een monster van het natuurlijke substraat (1-15 cm3) op het weefsel/ pluisvrije doekje in een trechter zonder het weefsel te doorboren en zonder dat het monster boven de rand uitsteekt.</li>
	<li>Label de trechter, of het karton naast de trechter, met de voorbeeld-ID die overeenkomt met veldverzamelingsnotities.</li>
	<li>Vouw de hoeken van het weefsel/pluisvrije doekje over het monster (figuur 1B). Zorg ervoor dat het monster zich in het weefsel / pluisvrije doekje bevindt, zodat er geen vuil of vuil naar de bodem van de trechter kan gaan. OPMERKING: Deze stap is om te voorkomen dat de hoeken over de rand van de trechter draperen, waar ze het water uit de trechter over de zijkanten zouden afvoeren.</li>
	<li>Kies met handen, een spatel of een pipetpunt alle actieve insecten, duizendpoten of andere dieren die van trechter naar trechter kunnen reizen en monsters kruisbesmetten. Wikkel het weefsel/pluisvrije doekje volledig rond het monster of leg een tweede weefsel over de bovenkant van het monster om kruisbesmetting te voorkomen.</li>
	<li>Voeg meer water toe aan trechters zodat het hele monster onder water komt te staan (figuur 3).</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63287/63287fig03.jpg"> Figuur 3: Geassembleerde Baermann trechters. Elk monster wordt gewikkeld in weefsel / pluisvrij doekje en ondergedompeld onder water in de trechter, die wordt dichtgeklemd. Gedurende een periode van ~ 12 uur migreren de nematoden door het weefsel en naar de bodem van de trechter. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63287/63287fig03large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
5. Extractie van nematoden uit de trechters
<ol><li>Wacht tot ~ 12 uur of 's nachts. Gedurende deze tijd zullen actieve wormen uit het substraat wringen, door het weefsel / pluisvrije doekje en naar de bodem van de geklemde trechter. OPMERKING: Veel langer dan 12 uur wachten riskeert wormsterfte als gevolg van hypoxie of pathogene infectie, wat ook een risico kan zijn bij kortere duur voor monsters die bijzonder vol zitten met wormen en bacteriën.</li>
	<li>Schrijf de monster-ID van een trechter op de bodem van een 60 mm NGM-wormplaat gezaaid met een vlek van OP50 E. coli-bacteriën . Haal het deksel van de plaat.</li>
	<li>Verwijder de trechter met dat monster uit de trechterstandaard. Gebruik met één hand om de trechter rechtop boven de open wormplaat te houden en gebruik de andere hand om druk op de buisklem los te laten, waardoor één druppel water uit de buis op de wormplaat kan vallen (figuur 1C). Zodra er water uit de trechter valt, klemt u deze snel weer dicht om overstroming van de NGM-plaat te voorkomen. OPMERKING: Om wormen te selecteren die worden aangetrokken door OP50, waaronder Caenorhabditis-soorten , laat u de druppel los van het bacteriële gazon. Wanneer het water in de plaat trekt of verdampt, zullen Caenorhabditis-nematoden in het bacteriële gazon kruipen.</li>
	<li>Opruimen: Gooi de inhoud van de trechters weg. Was de trechters met heet water voor later hergebruik.</li>
</ol>6. Vaststelling van de culturen
<ol><li>Observeer de geïsoleerde nematoden onder de stereomicroscoop bij een vergroting van 5x-50x. De platen moeten nematoden bevatten, en bij veel lagere frequenties, kleine oligochaete anneliden, beerdiertjes, raderdiertjes en kleine schaaldieren (figuur 4). OPMERKING: Als de trechter correct is ingesteld, zullen er geen mijten, insecten of zichtbaar niet-levend materiaal door de trechter zijn gekomen.</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63287/63287fig04.jpg"> Figuur 4: Inhoud van de eerste druppel die uit een Baermann-trechter op een NGM-plaat wordt vrijgegeven. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63287/63287fig04large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van deze figuur.</a>
<ol start="2"><li>Om isohermafrodiet- of isoofemalelijnen vast te stellen, gebruikt u een wormenplectrum om elke L4-hermafrodiet of gedekte volwassen vrouw (herkenbaar aan hun grotere lichaamsgrootte en gebrek aan de verschillende mannelijke staart22) over te brengen naar een afzonderlijke 35 mm NGM-plaat gezaaid met OP50 (figuur 1D). Gebruik een aansteker om de wormenpluk te steriliseren voor en na het overbrengen van wormen.</li>
	<li>Gebruik paraffinefolie om platen grondig in te pakken voor op reis.</li>
</ol>

<ol><li>Frezal, L., Felix, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C.+elegans+outside+the+Petri+dish%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">C. elegans outside the Petri dish.</a> Elife. 4, 05849(2015).</li>
<li>Greene, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Balancing+selection+shapes+density-dependent+foraging+behaviour%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Balancing selection shapes density-dependent foraging behaviour.</a> Nature. 539 (7628), 254-258 (2016).</li>
<li>Reddy, K. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antagonistic+paralogs+control+a+switch+between+growth+and+pathogen+resistance+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+Pathogens%22%5BJournal%5D)">Antagonistic paralogs control a switch between growth and pathogen resistance in C. elegans.</a> PLOS Pathogens. 15 (1), 1007528(2019).</li>
<li>Schulenburg, H., Felix, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+natural+biotic+environment+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">The natural biotic environment of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 206 (1), 55-86 (2017).</li>
<li>Zhang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caenorhabditis+elegans+as+a+model+for+microbiome+research%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Caenorhabditis elegans as a model for microbiome research.</a> Frontiers in Microbiology. 8, 485(2017).</li>
<li>Andersen, E. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chromosome-scale+selective+sweeps+shape+Caenorhabditis+elegans+genomic+diversity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Genetics%22%5BJournal%5D)">Chromosome-scale selective sweeps shape Caenorhabditis elegans genomic diversity.</a> Nature Genetics. 44 (3), 285-290 (2012).</li>
<li>Cook, D. E., Zdraljevic, S., Roberts, J. P., Andersen, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CeNDR%2C+the+Caenorhabditis+elegans+natural+diversity+resource%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Research%22%5BJournal%5D)">CeNDR, the Caenorhabditis elegans natural diversity resource.</a> Nucleic Acids Research. 45, 650-657 (2017).</li>
<li>Crombie, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+sampling+of+Hawaiian+Caenorhabditis+elegans+reveals+high+genetic+diversity+and+admixture+with+global+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Deep sampling of Hawaiian Caenorhabditis elegans reveals high genetic diversity and admixture with global populations.</a> Elife. 8, 50465(2019).</li>
<li>Lee, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Balancing+selection+maintains+hyper-divergent+haplotypes+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Ecology+%26+Evolution%22%5BJournal%5D)">Balancing selection maintains hyper-divergent haplotypes in Caenorhabditis elegans.</a> Nature Ecology & Evolution. 5 (6), 794-807 (2021).</li>
<li>Rockman, M. V., Kruglyak, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recombinational+landscape+and+population+genomics+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+Genetics%22%5BJournal%5D)">Recombinational landscape and population genomics of Caenorhabditis elegans.</a> PLOS Genetics. 5 (3), 1000419(2009).</li>
<li>Evans, K. S., van Wijk, M. H., McGrath, P. T., Andersen, E. C., Sterken, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+QTL+to+gene%3A+C.+elegans+facilitates+discoveries+of+the+genetic+mechanisms+underlying+natural+variation%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Genetics%22%5BJournal%5D)">From QTL to gene: C. elegans facilitates discoveries of the genetic mechanisms underlying natural variation.</a> Trends in Genetics. 37, 933-947 (2021).</li>
<li>Gaertner, B. E., Phillips, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caenorhabditis+elegans+as+a+platform+for+molecular+quantitative+genetics+and+the+systems+biology+of+natural+variation%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics+Research+%28Cambridge+Core%29%22%5BJournal%5D)">Caenorhabditis elegans as a platform for molecular quantitative genetics and the systems biology of natural variation.</a> Genetics Research (Cambridge Core). 92 (5-6), 331-348 (2010).</li>
<li>Noble, L. M., Rockman, M. V., Teotonio, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene-level+quantitative+trait+mapping+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22G3+Genes%7CGenomes%7CGenetics%22%5BJournal%5D)">Gene-level quantitative trait mapping in Caenorhabditis elegans.</a> G3 Genes|Genomes|Genetics. 11 (2), 061(2021).</li>
<li>Van Bezooijen, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVan+Bezooijen%2C+J+%22Methods+and+techniques+for+nematology%22">Methods and techniques for nematology</a>. , Wageningen University. (2006).</li>
<li>Barrièrre, A., Félix, M. -A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+C.+elegans.+and+related+nematodes%5BTitle%5D)+AND+%22Wormbook%22%5BJournal%5D)">Isolation of C. elegans. and related nematodes.</a> Wormbook. , wormbook.1.115.2 (2014).</li>
<li>Baermann, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eine+einfache+Methode+zur+Auffindung+von+Anklostomum+%28Nematoden%29+Larven+in+Erdproben%5BTitle%5D)+AND+%22Geneeskundig+tijdschrift+voor+Nederlandsch-Indi%C3%AB%22%5BJournal%5D)">Eine einfache Methode zur Auffindung von Anklostomum (Nematoden) Larven in Erdproben.</a> Geneeskundig tijdschrift voor Nederlandsch-Indië. 57, 131-137 (1917).</li>
<li>Gray, N. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecology+of+nematophagous+fungi+Panagrellus+redivivus+as+the+target+organism%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+and+Soil%22%5BJournal%5D)">Ecology of nematophagous fungi Panagrellus redivivus as the target organism.</a> Plant and Soil. 297, 293-297 (1983).</li>
<li>Mallez, S., Castagnone, C., Espada, M., Viera, P., Eisenback, J., Mota, M., Guillemaud, T., Castagnone-Sereno, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+insights+into+the+genetic+diversity+of+the+pinewood+nematode+in+its+native+area+using+new+polymorphic+microsatellite+loci%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+ONE%22%5BJournal%5D)">First insights into the genetic diversity of the pinewood nematode in its native area using new polymorphic microsatellite loci.</a> PLOS ONE. 8 (3), 4-11 (2013).</li>
<li>Kerfahi, D., Tripathi, M. B., Porazinska, L. D., Park, J., Go, R., Adams, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Do+tropical+rain+forest+soils+have+greater+nematode+diversity+than+High+Arctic+tundra%3F+A+metagenetic+comparison+of+Malaysia+and+Svalbard%5BTitle%5D)+AND+%22Global+Ecology+and+Biogeography%22%5BJournal%5D)">Do tropical rain forest soils have greater nematode diversity than High Arctic tundra? A metagenetic comparison of Malaysia and Svalbard.</a> Global Ecology and Biogeography. 25, 716-728 (2016).</li>
<li>Stiernagle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maintenance+of+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22WormBook%22%5BJournal%5D)">Maintenance of C. elegans.</a> WormBook. , 1-11 (2006).</li>
<li>Di Bernardo, M., Crombie, T. A., Cook, D. E., Andersen, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((easyFulcrum%3A+An+R+package+to+process+and+analyze+ecological+sampling+data+generated+using+the+Fulcrum+mobile+application%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+ONE%22%5BJournal%5D)">easyFulcrum: An R package to process and analyze ecological sampling data generated using the Fulcrum mobile application.</a> PLOS ONE. 16, 0254293(2021).</li>
<li>Lints, R., Hall, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Handbook+of+C.+elegans+male+anatomy%5BTitle%5D)+AND+%22WormAtlas%22%5BJournal%5D)">Handbook of C. elegans male anatomy.</a> WormAtlas. , (2005).</li>
<li>Kiontke, K., Félix, M. -A., Ailion, M., Rockman, M. V., Braendle, C., Pénigault, J. -B., Fitch, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+phylogeny+and+molecular+barcodes+for+Caenorhabditis%2C+with+numerous+new+species+from+rotting+fruits%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Evolutionary+Biology%22%5BJournal%5D)">A phylogeny and molecular barcodes for Caenorhabditis, with numerous new species from rotting fruits.</a> BMC Evolutionary Biology. 11, 339(2011).</li>
</ol>

De auteurs verklaren geen belangenconflicten te hebben.

Het centrale principe van deze methode is dat nematoden door het weefsel gaan dat ondergedompeld is in water, terwijl hun substraat en grotere ongewervelde verontreinigingen dat niet zullen doen. De kritieke stappen van het protocol zijn (1) het verzamelen van een geschikt substraat, (2) het onderdompelen van het substraat, gewikkeld in een filtermateriaal, in water, (3) het verzamelen van wormen die door het filter zijn gegaan en naar de bodem van het water zijn gezonken, en (4) het isoleren van individuele wormen om isoofemale- of isohermafrodietlijnen te creëren. Alle andere delen van de methode kunnen indien nodig worden aangepast aan de beschikbare middelen, de aard van de substraten of de veldwerkdoelen. Enkele wijzigingen die het overwegen waard zijn, zijn als volgt.
De wormen lokken door fruit te planten Als er op de veldplaats niet voldoende bacterierijk rottend materiaal te vinden is, kan men een monster, zoals een stuk appel of tomaat, meenemen om te laten rotten. Pin het aas goed vast met een paar staken zodat grotere dieren ze niet verwijderen en het later gemakkelijk kan worden gevonden om te verzamelen. Vermijd direct zonlicht, waar het aas kan drogen voordat het gaat rotten.
Het bouwen van trechterapparatuur uit alle beschikbare materialen Elke structuur met gaten die groot genoeg zijn om de buisklem te huisvesten en stabiel genoeg om een topzware trechter te ondersteunen, zal werken. Voor een enkele trechter is een drinkglas een geschikte houder. Elk soort tissue - gezichtsdoekjes, toiletpapier of papieren handdoeken - kan worden gebruikt.
Minder materiaal in trechters stoppen, of de wachttijd aanpassen, om hypoxie of infectie te voorkomen Als het monster een zeer hoge concentratie wormen of bacteriën heeft, kunnen nematoden beginnen te sterven aan hypoxie of infectie voordat de incubatie van 12 uur is voltooid. Als dit een probleem is, kan de onderzoeker trechters eerder controleren of een extra trechter voorbereiden met een zeer kleine substeekproef van het dichtbevolkte substraat.
De NGM-plaatvoorbereiding aanpassen aan experimentele behoeften en beperkingen NGM-platen kunnen worden bereid met alle media en voedselbronnen die geschikt zijn voor het experiment. Het hierboven beschreven veldprotocol is ontworpen om het bagagegewicht te minimaliseren. Afhankelijk van de bagagebeperkingen en de timing van het veldwerk, kan het brengen van reeds gegoten NGM-platen - voorbereid in het laboratorium of commercieel gekocht - de voorkeur hebben in plaats van platen in het veld te gieten.
Het uitvoeren van de trechterisolaties in het laboratorium Het protocol beschrijft het uitvoeren van de volledige procedure onder veldomstandigheden om de aaltjespopulatie te vangen zoals deze in de natuur voorkomt. Voor sommige onderzoeksdoelen kan het voldoende zijn om nematoden later te isoleren, nadat ze terug naar het laboratorium zijn gereisd met monsters in verzegelde zakken. Zelfs dan biedt de Baermann-trechtermethode een schoner en completer monster van de overlevende nematoden dan andere isolatiemethoden. Monsters in verzegelde zakken kunnen echter tijdens het reizen worden geselecteerd, omdat ze worden blootgesteld aan mogelijke extreme temperaturen en hypoxie. Dit kan worden geminimaliseerd door isolaties zo snel mogelijk na monsterverzameling uit te voeren.
Een veelgebruikte alternatieve methode voor de Baermann-trechter is het plaatsen van het substraat rechtstreeks op een NGM-plaat en wachten tot wormen eruit kruipen, wat ofwel zeer arbeidsintensief is of resulteert in de onvolledige verzameling van de populatie. Het levert ook platen op die besmet zijn met mijten en insectenlarven. De Baermann-trechtermethode is een goedkope, low-tech, low-labor strategie om snel de hele populatie actieve wormen van hun substraat te scheiden.
De Baermann trechtermethode is niet universeel toepasbaar voor het verzamelen van alle soorten wilde nematoden. Sommige plantenbewonende nematoden doen er veel langer dan 12 uur over om uit hun substraat te komen en zullen afwezig zijn van een druppel die te vroeg wordt vrijgegeven, terwijl sommige insectenparasieten naar de bovenkant van de trechter kruipen in plaats van naar de bodem, waardoor ook de verzameling wordt ontweken14. Alternatieven voor de Baermann-trechter vereisen meer gespecialiseerde apparatuur of meer arbeid om de wormen te herstellen. Ze kunnen echter nog steeds de voorkeur hebben als de bovenstaande kanttekeningen een probleem zijn voor het experiment. Alternatieve opties, beoordeeld door van Bezooijen14, omvatten de trechtersproeimethode, die een constante nevel van water aan trechters biedt, zuurstof toevoegt en de overloop van bacteriën in suspensie mogelijk maakt. Dit zorgt voor een langere extractieperiode van nematoden uit planten. De blender centrifugaal flotatie methode herstelt langzaam bewegende, inactieve of opwaarts kruipende nematoden door ze te scheiden door hun soortelijk gewicht, de Oostenbrink elutriator past een onderstroom toe om bezinkend sediment te scheiden van gesuspendeerde nematoden, en Cobb's Methode gebruikt een reeks zeven om nematoden te isoleren op basis van hun grootte, vorm en sedimentatiesnelheid14. Om rhabditiden te verzamelen, produceert de Baermann-trechter echter snel en met minimale inspanning schone monsters.

Waardevolle biologische inzichten komen naar voren als onderzoekers die C. elegans in het laboratorium bestuderen hun focus uitbreiden naar C. elegans en gerelateerde rhabditid-nematoden in het wild. Studies van wilde nematoden plaatsen genen en genomen in hun natuurlijke context en onthullen functies die mogelijk worden verduisterd door laboratoriumomstandigheden1,2,3,4,5. Deze studies genereren inzicht in de voorwaarde voor evolutie zelf, genetische variatie6,7,8,9,10. De natuurlijke genetische variatie die door wilde monsters wordt vastgelegd, biedt ook ingangen in de genetische basis van veel complexe eigenschappen11,12,13.
Bij het ontwerpen van studies die de isolatie van natuurlijke populaties van nematoden vereisen, met name bij het uitvoeren van veldwerk op afstand, komen praktische overwegingen naar voren. Dit protocol is bedoeld om hele populaties actieve nematoden die op OP50 kunnen worden gekweekt, netjes te isoleren van aas of wilde substraten. De methode is zeer geschikt voor het extraheren van vrijlevende rhabditid en diplogasterid nematoden, waaronder Caenorhabditis, Oscheius en Pristionchus.
Er zijn veel technieken om nematoden te isoleren van hun substraten14,15. De meest basale benadering is om het substraat direct op een nematode-medium plaat te plaatsen en dieren te plukken terwijl ze eruit kruipen8,15. Deze methode vereist grote hoeveelheden tijd en arbeid als het doel is om alle nematoden uit een monster te isoleren. Meer geavanceerde technieken maken gebruik van het gewicht, de grootte, de mobiliteit of een combinatie van deze dieren14. Elke methode heeft zijn voor- en nadelen op het gebied van installatie en doorvoer. Ze verschillen ook in hun bemonsteringsbias en kunnen voor bepaalde nematoden kiezen als de dieren in het monster variëren langs de as van het scheidingsprincipe van de methode.
De Baermann-trechtermethode werd voor het eerst beschreven in 1917 door de Nederlandse arts G. K. T. F. Baermann, die het apparaat op Java uitvond tijdens het bestuderen van bodembewonende nematoden, waaronder de parasitaire haakworm16. De Baermann trechter functioneert op basis van het principe van mobiliteit. Het substraat wordt in een trechter geplaatst die is bekleed met een doek of papieren filter (voor deze studie wordt een "Kimwipe" gebruikt, in het huidige protocol "pluisvrij doekje" genoemd) en aan de onderkant dichtgedicht. De trechter wordt vervolgens gevuld met water, waardoor het monster wordt ondergedompeld terwijl het filter het scheidt van de afgesloten uitlaat. Actieve nematoden in het monster laten zich los in het water en zwemmen door het filter en bezinken uiteindelijk op de bodem van de trechter. De trechteruitlaat wordt geopend en een druppel nematoden wordt op een plaat uitgestoten (figuur 1).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63287/63287fig01.jpg"> Figuur 1: Samenvatting van de Baermann-trechtertechniek. (A) Het verzamelen van een bacterierijk monster van een interessante locatie. (B) Het monster onderdompelen in een Baermann-trechter en wachten tot de wormen eruit wringen en zinken. (C) Het vrijgeven van een enkele druppel uit de trechter. (D) Het verplaatsen van enkele hermafrodieten of gepaarde vrouwtjes naar afzonderlijke platen. Illustratie gemaakt door Ramin Rahni. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63287/63287fig01large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
De Baermann-trechter werkt niet voor elk soort nematode (zie het gedeelte Discussie voor specifieke alternatieven) en is het meest geschikt voor die actieve vormen in het groottebereik van Caenorhabditis of kleiner14. Als een studie echter de Baermann-trechter kan gebruiken, zijn er veel voordelen. De methode is praktisch in het veld en vereist beperkte installatie, hands-on tijd en kosten. De onderzoeker blijft achter met een schoon monster zonder de obstructie van het substraat op de plaat, wat het plukken gemakkelijk maakt. Het gebruik van een filter voorkomt ook besmetting van de plaat door insectenlarven of mijten, die borden kauwen of jagen op nematoden in het monster. Het belangrijkste is dat de Baermann-trechter bijna de hele populatie efficiënt uit het substraat haalt14, wat nodig kan zijn afhankelijk van het ontwerp van de studie. Onderzoekers die bijvoorbeeld geïnteresseerd zijn in het tellen van het stadium of de geslachtsverdeling van wilde populaties, het vinden van langzaam groeiende of zeldzame genotypen of het bemonsteren van nematoden die niet worden aangetrokken door OP50, kunnen baat hebben bij deze methode. Dit is geschikt voor onderzoekers die ecologische17, populatiegenetische18 of metagenetische19 vragen bestuderen, omdat het bemonsteringsschema een momentopname maakt van de populatie op het bemonsteringstijdstip.
Het huidige manuscript beschrijft een compleet protocol voor het isoleren van populaties van nematoden met behulp van de Baermann-trechter en het vaststellen van isofemale- en isohermafrodietlijnen in het veld, met behulp van apparatuur die is gekozen voor eenvoudig transport. Voor onderzoekers die veldwerk uitvoeren in de buurt van hun laboratoria, kunnen veel van deze stappen worden weggelaten of vereenvoudigd.

<table><tbody><tr><td>1 L glazen fles</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Stap 1 - vat voor het maken van plaatmedia</td></tr><tr><td>1 mL pipettentips</td><td>alle</td><td>NA</td><td>Stap 1 - wormmedia additieven doseren en platen zaaien</td></tr><tr><td>1 mL pipet</td><td>alle</td><td>NA</td><td>Stap 1 - wormmedia additieven doseren en platen zaaien</td></tr><tr><td>35 mm wormplaten</td><td>Tritech</td><td>T3500</td><td>Stap 1 - wormplaten</td></tr><tr><td>4mm ID rubberen slang</td><td>Fisher</td><td>14178A</td><td>Stap 3 - deel van de trechter</td></tr><tr><td>60 mm wormplaten</td><td>Greiner</td><td>628161</td><td>Stap 1 - wormplaten</td></tr><tr><td>65 mm trechter</td><td>Fisher</td><td>22170156</td><td>Stap 3 - deel van de trechter</td></tr><tr><td>Calciumchloride</td><td>Fisher</td><td>C79-500</td><td>Stap 1 - wormplaatmedium</td></tr><tr><td>Kookpot</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Stap 1 - een waterbad voor het smelten van de agar om platen te gieten</td></tr><tr><td>E. coli stam OP50</td><td>Caenorhabditis Genetics Center</td><td>OP50</td><td>Stap 1 - wormvoeding</td></tr><tr><td>Veldmicroscoop</td><td>OMAX</td><td>G223CS</td><td>Stap 6 - om wormen in het veld te bekijken</td></tr><tr><td>Vliegglasjes opslaglade</td><td>Azer Scientific</td><td>ES-260T</td><td>Stap 3 - om een platform te bouwen om 12 trechters te houden</td></tr><tr><td>Hetelamine of kachel</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Stap 1 - om het waterbad te verwarmen</td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>KimberlyClark</td><td>34120</td><td>Stap 4 - filter voor de trechters</td></tr><tr><td>LB media</td><td>Gibco</td><td>10855021</td><td>Stap 1 - voor het kweken van OP50</td></tr><tr><td>Aansteker</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Stap 6 - de wormpick steriliseren</td></tr><tr><td>Magnesiumsulfaat</td><td>Fisher</td><td>M63-500</td><td>Stap 1 - wormplaatmedium</td></tr><tr><td>NGM-lite agar</td><td>USBiological</td><td>N1000</td><td>Stap 1 - wormplaatmedium</td></tr><tr><td>Parafilm M inpakfolie</td><td>Fisher</td><td>13-374-10</td><td>Stap 6 - wormplaten verpakken voor transport</td></tr><tr><td>Kaliumfosfaat dibasisch</td><td>Fisher</td><td>BP363-500</td><td>Stap 1 - wormplaatmedium</td></tr><tr><td>Kaliumfosfaat monobasisch</td><td>Fisher</td><td>P285-3</td><td>Stap 1 - wormplaatmedium</td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Stap 3 - gaten snijden voor de trechters</td></tr><tr><td>Schaar</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Stap 3 - de rubberen slang doorsnijden</td></tr><tr><td>Plaster</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Stap 3 - de trechterhouder samentapen</td></tr><tr><td>Slangklemmen</td><td>Fisher</td><td>5869</td><td>Stap 3 - deel van de trechter</td></tr><tr><td>Wormpick</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Stap 6 - voor het isoleren van individuele wormen</td></tr><tr><td>Opbergzakken met Ziplock-sluiting</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Stap 2 - om een substraatmonster in een zak te doen</td></tr></tbody></table>

snelle isolatie van wilde nematoden door baermann funnel

Rapid Isolation of Wild Nematodes by Baermann Funnel

Naast robuuste experimentele modelorganismen zijn Caenorhabditis elegans en zijn verwanten ook echte dieren die in de natuur leven. Studies van wilde nematoden in hun natuurlijke omgeving zijn waardevol voor het begrijpen van vele aspecten van de biologie, waaronder de selectieve regimes waarin onderscheidende genomische en fenotypische karakters evolueren, de genetische basis voor complexe variatie in eigenschappen en de natuurlijke genetische diversiteit die fundamenteel is voor alle dierpopulaties. Dit manuscript beschrijft een eenvoudige en efficiënte methode voor het extraheren van nematoden uit hun natuurlijke substraten, waaronder rottende vruchten, bloemen, schimmels, bladafval en grond. De Baermann trechtermethode, een klassieke nematologietechniek, isoleert selectief actieve nematoden uit hun substraten. Omdat het bijna alle actieve wormen uit het monster herstelt, maakt de Baermann-trechtertechniek het herstel mogelijk van zeldzame en langzaam groeiende genotypen die samen voorkomen met overvloedige en snelgroeiende genotypen, die kunnen worden gemist in extractiemethoden waarbij meerdere generaties reproductie betrokken zijn. De techniek is ook zeer geschikt om metagenetische, populatie-genetische en ecologische vragen aan te pakken. Het vangt de hele populatie tegelijkertijd in een steekproef, waardoor een onbevooroordeeld beeld ontstaat van de natuurlijke verdeling van leeftijden, geslachten en genotypen. Het protocol maakt inzet op schaal in het veld mogelijk, waarbij substraten snel worden omgezet in wormplaten, en de auteurs hebben het gevalideerd door veldwerk op meerdere continenten.

Dit protocol werd gebruikt om nematoden te isoleren van fruit, bloemen, schimmels, grond en stengels op Barro Colorado Island, Panamá, in het veldstation van het Smithsonian Tropical Research Institute in augustus 2018. Van de 131 substraten die gedurende vier dagen door een enkele onderzoeker werden verwerkt, leverden 130 substraten (99,2%) nematoden op. Vierenveertig van de substraten (33,6%) leverde Caenorhabditis nematoden op (figuur 5). Latere analyse van culturen die uit deze vierenveertig substraten zijn vastgesteld, door PCR en paringstests23, onthulde de aanwezigheid van zes verschillende Caenorhabditis-soorten - C. becei, C. tropicalis, C. briggsae, C. sp. 24, C. sp. 57 en C. panamensis.
Dit protocol werd opnieuw gebruikt om nematoden te isoleren van verschillende substraten in de uitsluitingszone van Tsjernobyl, Oekraïne, gedurende vier dagen in augustus 2019. Levende wormen werden teruggevonden uit 62 van de 63 bodemmonsters, 1 op de 17 ongewervelde monsters, 31 van de 75 fruitmonsters, 1 op de 12 aasmonsters (zie discussiesectie) en er werden geen wormen teruggevonden uit monsters van paddenstoelen, rivierriet of wolven (één monster verzameld van elk). Daaropvolgende sequencing van 18S ribosomaal DNA15 identificeerde deze nematoden als Oscheius, Panagrolaimus, Acrobeloides, Mesorhabditis, Panagrellus, Pristionchus en Pelodera, maar er werd geen Caenorhabditis geïdentificeerd (figuur 5).
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63287/63287fig05.jpg"> Figuur 5: Slagingspercentages van twee ophaalreizen. Panama in 2018 (links) en Oekraïne in 2019 (rechts). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63287/63287fig05large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>

Dit protocol schetst een methode voor het efficiënt extraheren van levende nematoden uit natuurlijke substraten in het veld.

Snelle isolatie van wilde nematoden door Baermann Funnel

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild ...

Caenorhabditis nematoden zijn echte dieren, die in de natuur leven. Het verzamelen van wilde nematoden stelt ons in staat om genen en genomen in hun natuurlijke context te bestuderen die functies onthullen, die kunnen worden verduisterd door de kunstmatige omstandigheden van het laboratorium. Deze techniek, extraheert wormen, uit bacterierijke organische substraten in het veld, en creëert schone culturen op petrischalen, waarbij een momentopname van elke populatie wordt vastgelegd, op het moment dat deze werd verzameld.Deze populaties zijn zeer geschikt voor vragen over ecologie, populatiegenetica of metagenetica. Wilde stamculturen zijn ook waardevol voor kwantitatieve genetische studies. Deze techniek is eenvoudig en gemakkelijk uit te voeren, zelfs voor een beginner in veldonderzoek.Een succesvolle verzamelreis vereist echter een doordachte voorbereiding van materialen voordat u op reis gaat. Identificeer een bacterierijk substraat in het veld, zoals rottend fruit, bloemen, schimmels, stengels van kruidachtige planten, aarde of bladstrooisel. Plaats een klein volume van het substraat in een gelabelde plastic zak.Als rottend materiaal zeldzaam is in de veldkant van belang, plaats dan wat fruit als aas. Laat het schommelen en haal het dan op en eventuele wormen die het hebben gekoloniseerd. Noteer de monster-ID, breedtegraad, lengtegraad, datum en beschrijving van het substraat.Noteer alle andere lokale omgevingsmetingen die relevant zijn voor het experiment, zoals omgevings- en substraattemperatuur, substraatconditie, tijdstip van verzameling en aanwezigheid van substraatgerelateerde macro-ongewervelde dieren. Gebruik een schaar om een segment van drie centimeter van rubberen buizen uit elke trechter te knippen. Plaats de slang over het uiteinde van een plastic trechter.Schuif een buisklem over de rubberen buis en klem deze dicht. Om een trechterhouder te maken, snijdt u cirkelvormige gaten, in het midden van een uitgevouwen kartonnen vliegenvuilbak. Keer het karton om, vouw de zijkanten een keer op en plak ze aan elkaar.Hierdoor ontstaan poten, die de gaten boven de bank verheffen. Zorg ervoor dat de buisklemmen in de gesloten positie staan en plaats trechters in de gaten. Giet steriel water in elke trechter en vul het ongeveer drie centimeter onder de rand.Tik op de trechter om eventuele opgesloten luchtbellen in de buis los te laten. Vouw een pluisvrij doekje doormidden om een vierkant te maken en plaats het over de trechter. Druk vervolgens op het doekje om het onder te dompelen in het water.Breek handmatig grote vaste stukken van het natuurlijke substraat. Plaats voorzichtig een deel van het monster op het doekje in de trechter. Zorg ervoor dat u het doekje niet doorboort of een monster boven de rand laat uitsteken.Vouw de hoeken van het doekje voorzichtig over het monster om te voorkomen dat water naar buiten komt, over de rand van de trechter. Label de trechter met de voorbeeld-id, die overeenkomt met veldverzamelingsnotities. Kies alle actieve insecten of andere dieren uit die kunnen reizen en monsters kunnen kruisvervuilen.Voeg meer water toe aan elke trechter om het hele monster onder te dompelen. Tijdens het broeden bij kamertemperatuur 's nachts, zullen actieve nematoden door het weefsel wiebelen en naar de bodem van de trechter zinken. Schrijf de monster-ID van een trechter, op de bodem van een zes centimeter grote NGM-wormplaat, zittend met een vlek van OP50 E.coli-bacteriën.Verwijder het deksel van de plaat, verwijder de trechter met het monster van de trechterstandaard en houd het met één hand rechtop, boven de open wormplaat. Laat met de andere hand de druk op de buisklem los en laat een of twee druppels water uit de buis vallen op de wormplaat naast het bacteriële gazon. Zodra het water uit de trechter valt, klemt u het snel weer dicht, om overstroming van de NGM-plaat te voorkomen.Om op te ruimen, gooit u de inhoud van de trechters weg en wast u ze met heet water voor later hergebruik. Observeer de geïsoleerde nematoden onder de stereomicroscoop. Naast aaltjes zullen er af en toe kleine, Oligo kit anneliden, Beerdiertjes, raderdiertjes en kleine schaaldieren zijn.Om ISO-hermafrodiet of ISO-vrouwelijke lijnen vast te stellen, brengt u elke L4-hermafrodiet of gedekte volwassen vrouw over naar een afzonderlijke NGM-plaat van 3,5 centimeter, gezeten met OP50. Steriliseer de wormenprik, voor en na elke overdracht. Tot slot, wikkel platen grondig voor op reis, met een paraffinefilm.Op Barro Colorado eiland Panama werden in 2018 131 substraten volgens deze methode verwerkt. 99% daarvan leverde aaltjes op. 34% leverde Caenorhabditis nematoden op.In de uitsluitingszone van Tsjernobyl Oekraïne werden in 2019 170 substraten met deze methode verwerkt. 56% daarvan leverde nematoden op, waarvan geen enkele Caenorhabditis was. Deze methode werkt omdat de aaltjes door het doekje zwemmen.maar het substraat en andere dieren blijven aan de top. Veel aspecten van een protocol kunnen worden aangepast, om gebruik te maken van alle middelen die beschikbaar zijn in het veld. Monsters verzameld met behulp van deze methode, stellen onderzoekers in staat om een breed scala aan populatiebiologische vragen in gevestigde culturen aan te pakken voor latere laboratoriumstudies.

rapid-isolation-of-wild-nematodes-by-baermann-funnel

Research

JoVE Journal

Genetics

Genetica

Het visualiseren van Bacteriën in Nematoden met behulp van fluorescentie microscopie

Source: Morgan, E., et al. Selective Cleaning of Wild Caenorhabditis Nematodes to Enrich for Intestinal Microbiome Bacteria. J. Vis. Exp. (2021)This video demonstrates a protocol for isolating intestinal bacteria of interest from wild Caenorhabditis worms. The worms are first starved and washed to eliminate residual feeding bacteria from their surface and intestinal lumen while preserving the target microbes. After surface cleaning and multiple crawling steps, the worms are dissected to extract...

Selective Cleaning of Caenorhabditis Worms for Enrichment of Intestinal Microbiota

Wilde dieren worden vaak geparasiteerd door een breed scala aan wormen.  De vier belangrijkste soorten wormen zijn “rondwormen” (nematoden), “stekelhoofdige wormen” (acanthocephala), “suikers (trematoden), en “lintwormen” (cestoden).  Hier beschrijven we hoe wormen worden verzameld van een gewerveld dier en hoe ze worden bewaard en taxonomisch...

Helminth-verzameling en -identificatie uit wilde dieren

Entomopathogene aaltjes-grondbewonende rondwormen die een brede waaier van insecten parasiteren. We tonen bemonsteringsmethoden voor de isolatie van deze nematoden uit de bodem met behulp van twee technieken: de insecten lokken en de gewijzigde White val, voor het herstel van nematoden uit bodemmonsters en geïnfecteerde insecten kadavers, respectievelijk.

Grondmonstername en isolatie van Entomopathogene Nematoden (Steinernematidae, Heterorhabditidea)

Het doel van deze presentatie is in vivo en in vitro technieken voor het opfokken van entomopathogene nematoden aan te tonen. In vivo methoden beschouwen het fokken van deze nematoden met een insect host, terwijl de in-vitro-methoden maken gebruik van rich media-agar.

In vivo en in vitro kweken van Entomopathogene Nematoden (Steinernematidae en Heterorhabditidea)

Heligmosomoides polygyrus is een muizen nematode met krachtige immunomodulerende mogelijkheden die sterk lijken op die van zeer voorkomende menselijke worminfecties. Hier beschrijven we een protocol voor het onderhoud van de H. langdurige polygyrus levenscyclus.

Teelt van<em&gt; Heligmosomoides Polygyrus:</em&gt; Een Immunomodulatory Nematode Parasite en haar uitgescheiden producten

Een protocol voor het onderzoeken van het paringsgedrag van de dennennematode, Bursaphelenchus xylophilus, wordt gepresenteerd. Gedragskenmerken van B. xylophilus worden beschreven in het paringsproces.

Observatie en kwantificering van paargedrag in het dennenaaltje, Bursaphelenchus xylophilus

Wilde Caenorhabditis-nematoden worden geassocieerd met veel microben, vaak in het darmlumen of infecteren de darm. Dit protocol beschrijft een methode om niet-tecultureerbare microben te verrijken die de darm koloniseren, gebruikmakend van de weerstand van de dauer cuticula.

Selectieve reiniging van wilde caenorhabditis nematoden om te verrijken voor intestinale microbioombacteriën

De functionele genomische toolkit voor de parasitaire nematoden Strongyloides stercoralis en Strongyloides ratti omvat transgenese, CRISPR/Cas9-gemedieerde mutagenese en RNAi. Dit protocol zal demonstreren hoe intragonadale micro-injectie kan worden gebruikt om transgenen en CRISPR-componenten in S. stercoralis en S. ratti te introduceren.

Het genereren van transgenen en knock-outs in strongyloides soorten door micro-injectie

Dit protocol kan worden gebruikt om grootschalige ecologische onderzoeken uit te voeren van zelfrijdende Caenorhabditis-nematoden . Het belangrijkste voordeel van deze methode is de efficiënte organisatie en analyse van ecologische en moleculaire gegevens die verband houden met de nematoden die uit de natuur zijn verzameld.

Een zeer schaalbare aanpak om ecologische onderzoeken van zelfrijdende Caenorhabditis-nematoden uit te voeren

Caenorhabditis elegans is een van de belangrijkste modelsoorten in de biologie, maar bijna al het onderzoek wordt uitgevoerd in afwezigheid van de natuurlijk geassocieerde microben. De hier beschreven methoden zullen helpen om ons begrip van de diversiteit van geassocieerde microben te verbeteren als basis voor toekomstig functioneel C. elegans-onderzoek .

Isolatie en karakterisering van de natuurlijke microbiota van het modelnematode Caenorhabditis elegans

Leer de Baermann-trechtermethode om levende nematoden uit natuurlijke substraten te isoleren voor ecologisch en populatiegenetisch onderzoek. Deze eenvoudige techniek is ook geschikt voor beginnende veldonderzoekers.

Snelle isolatie van wilde nematoden door Baermann Funnel

Meer video's verkennen