Name: Een muismodel van orotracheale intubatie en beademde longischemie reperfusiechirurgie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 7 s
Description: Leer een muismodel van beademde longischemie-reperfusiechirurgie om longspecifieke pathofysiologie te bestuderen. Deze methode minimaliseert ontstekingsreacties en behoudt het intacte circulerende immuunsysteem voor langetermijnstudies.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd gefinancierd door afdelingsondersteuning van de afdeling Anesthesie en Perioperatieve Zorg, University of California San Francisco en San Francisco General Hospital, evenals door een NIH R01-prijs (aan AP): 1R01HL146753.

Alle hieronder beschreven procedures en stappen zijn goedgekeurd door de institutional animal care and use committee (IACUC) van de University of California San Francisco. Elke muizenstam kan worden gebruikt, hoewel sommige stammen een robuustere ir-ontstekingsreactie van de longen hebben in vergelijking met andere12. Muizen die ongeveer 12-15 weken oud (30-40 g) of ouder zijn, verdragen en overleven de LONG IR-operatie beter dan jongere muizen. Zowel mannelijke als vrouwelijke muizen kunnen voor deze operaties worden gebruikt.
1. Muis Intubatie Protocol
<ol><li>Anesthesie en voorbereiding op intubatie<ol><li>Veeg de buik van de muis af met een ethanoldoekje. Verdoof de muis met een intraperitoneale injectie van tribroomethanol (250-400 mg/kg). Beoordeel de juiste diepte van de anesthesie door het ontbreken van een pedaalonttrekkingsreflex. Plaats nu of later oogsmeerzalf (stap 2.1.4). OPMERKING: Voor deze procedure biedt tribroomethanol (en etomidaat als alternatieve optie) een stabiel anesthetisch vlak zonder de hemodynamische omstandigheden te beïnvloeden die nodig zijn voor deze operatie. Dit verdovingsmiddel wordt slechts eenmaal gebruikt om het risico op peritoneale verklevingen te voorkomen. Isofluraan zou ook gebruikt kunnen worden, maar dat gebruiken we hier niet. De behandelaar is vrij om elk verdovingsrecept te gebruiken dat hij geschikt acht.</li>
		<li>Plaats de verdoofde muis op een intubatiestandaard of plastic steun in rugligging, opgehangen door de bovenste snijtanden op lusvormige 4-0 hechtingen (zijde of andere) over twee steunankers.</li>
		<li>Om de muis geïmmobiliseerd te houden tijdens de intubatieprocedure, plakt u het onderste deel van de borst (of beide bovenste ledematen) losjes op het platform.</li>
		<li>Plaats het fiberoptische flexibele licht voorzichtig op de luchtpijp van de muis, iets onder de stembanden. Pas het verlichtingsniveau zo aan dat alleen een donker veld zichtbaar is wanneer u in de orofarynx van de muis kijkt, behalve rood licht dat van onder de stembanden komt, wat het doel voor de uiteindelijke plaatsing van de endotracheale buis aantoont. Merk op dat stembandbewegingen zichtbaar moeten zijn met het blote oog of, indien nodig, onder vergroting.</li>
	</ol></li>
	<li>Intubatieprocedure<ol><li>Houd het pincet vast met de dominante hand en gebruik ze om de tong voorzichtig vast te pakken en uit de mondholte te trekken.</li>
		<li>Open de onderkaak met behulp van een tang die door de niet-dominante hand wordt vastgehouden en duw vervolgens de tang in het strottenhoofd om de epiglottis voorzichtig op te tillen. Laat op dit moment de tong los van het pincet.</li>
		<li>Zoek naar de stembanden. Ze moeten openen en sluiten volgens elke ademhaling. Houd de canule vast met de geleidingsdraad vooraf geladen en steek de punt van de draad door de stembanden.</li>
		<li>Wees heel voorzichtig om de draad niet te verplaatsen door een deel ervan vast te houden dat zich buiten de canule bevindt, maar net boven de stembanden, trek de canule terug en laat alleen de draad op zijn plaats met het distale uiteinde in de luchtpijp.</li>
		<li>Voer op dit punt een tweede visualisatie van de stembanden uit om te bevestigen dat de distaalpunt van de draad door de verlichte stembanden en in de luchtpijp blijft en zich niet in de onverlichte slokdarm bevindt.</li>
		<li>Houd de draad buiten de mond met de gebogen tang in de linkerhand, gestabiliseerd tegen een hard oppervlak, en beweeg de 20G-katheter voorzichtig met tapevleugels over de draad.</li>
		<li>Zodra het distale uiteinde van de draad uit het achterste uiteinde van de 20G-katheter of endotracheale buis komt, houdt u dat uiteinde vast met de gebogen tang en brengt u de 20G-katheter soepel in de luchtpijp.</li>
		<li>Verwijder voorzichtig de draad van het distale uiteinde van de 20G-katheter met de gebogen tang zonder de plaatsing van de katheter te ontwrichten.</li>
		<li>Sluit de katheter kort aan op de ventilator voordat u deze vastzet om de juiste plaatsing in de luchtpijp en niet in de slokdarm te bevestigen. Bevestig tracheale plaatsing door observatie van mechanische ventilatie-afhankelijke bilaterale borstwandbewegingen en de afwezigheid van inflatie van de maag.</li>
	</ol></li>
	<li>Post-intubatie<ol><li>Koppel de katheter los van de ventilator. Bevestig de tapevleugels (bevestigd aan de katheter) door de onderlip van de muis met behulp van een 4-0 vicryl hechtdraad om de endotracheale buis (ETT) stevig aan de muis vast te zetten tijdens alle volgende procedures / manipulaties. OPMERKING: Als alternatief kan zijdetape of andere tape worden gebruikt om de ETT vast te zetten, maar er moet voor worden gezorgd dat de ETT niet losraakt tijdens de verplaatsing van het dier van de intubatieslee naar het chirurgische oppervlak.</li>
		<li>Verwijder de muis voorzichtig uit de intubatieslee. Sluit de katheter kort aan op de ventilatorset met een getijdenvolume van 0,2-0,225 ml en een ademhalingsfrequentie van 120-150 ademhalingen per minuut om de juiste tracheale plaatsing van de orotracheale buis te bevestigen en verbreek vervolgens de verbinding met de muis die spontaan door de orotracheale buis ademt.</li>
		<li>Laat het dier vanaf dit punt niet onbeheerd achter totdat het weer voldoende bij bewustzijn is gekomen om aan het einde van de procedure de strengale lighouding te behouden.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Long ischemie en reperfusie (IR) chirurgie protocol
<ol><li>Analgesie en voorbereiding van de chirurgische site<ol><li>Veeg de buik van de muis af met een ethanoldoekje en injecteer buprenorfine (0,05-0,1 mg/kg) intraperitoneaal.</li>
		<li>Scheer het haar over het linker thoraxgebied tot aan het linker schouderblad. Verwijder overtollig geschoren haar met behulp van alcoholdoekjes. OPMERKING: Stappen 2.1.1 en 2.1.2 kunnen ook vóór de intubatie worden uitgevoerd als er bezorgdheid bestaat over het losraken van de ETT wanneer deze met zijdetape is bevestigd.</li>
		<li>Plaats de muis op een opwarmpad in een linker laterale of 3/4 gedraaide positie en sluit de tracheale buis op de ventilator aan met een getijdenvolume van 0,2-0,225 ml (~ 8 mg / kg) en een ademhalingsfrequentie van 120-150 ademhalingen per minuut. Gebruik geen extra zuurstof voor deze procedure.</li>
		<li>Breng oogsmeermiddel aan met een steriel wattenstaafje. Draai de muis naar 3/4 linkerkant naar boven en immobiliseer alle vier de ledematen en de staart met laboratoriumtape.</li>
		<li>Desinfecteer het geschoren huidgebied en de omliggende vacht met povidon-jodium en wacht tot de oplossing droog is. Bedek vervolgens het operatieveld met een steriele drape of doorzichtige plastic film en maak een rechthoekige opening in het gordijn of de plastic film voor het chirurgische veld.</li>
	</ol></li>
	<li>Chirurgische ingreep<ol><li>Bevestig het juiste niveau van anesthesie (geleverd door de toediening van tribroomethanol en buprenorfine zoals eerder beschreven) door de respons op teenknijpen te testen.</li>
		<li>Maak met een scherpe schaar en een grotere tang (smalle patroontang of iets dergelijks) een dwarsdoorsnede van 2 cm onder de inferieure hoek van de schoudervat in de linker laterale thorax. Gebruik de schaar en een fijnere tang (extra fijne graefe tang of iets dergelijks) om in de spierlaag te snijden en tot aan de ribben te ontleden.</li>
		<li>Identificeer de tweede intercostale ruimte en houd de tweede rib vast met de extra fijne tang. Trek de rib omhoog en gebruik een steriel # 11 of # 12 (gebogen) scalpelblad (geen handvat nodig) om de pleurale ruimte te betreden door de intercostale spieren van de2e-3e ruimte te scheiden en te snijden. Overweeg het pauzeren van de ventilatie om letsel aan de linker longtop te verminderen.</li>
		<li>Plaats drie gesteriliseerde retractors. Gebruik het kleinste/smalste retractorcephalad langs de oriëntatie van de ribben, het middelgrote retractor links langs de2e rib en het grootste retractor rechts langs het oppervlak van de3e rib.</li>
		<li>Open de borst met langzame en progressieve terugtrekking met behulp van de elastische retractorkoorden. Stel de linker longslagader (PA) bloot en identificeer deze door de linker longtop weg te bewegen met een steriel wattenstaafje.</li>
		<li>Gebruik de microtang, ultrafijne tang in de rechterhand en PA- of vatverwijdende tang in de linkerhand om voorzichtig het veld bloot te leggen en te creëren waarin de linker PA en bronchus beide zichtbaar zijn.</li>
		<li>Pak met behulp van de PA-tang de linker PA op en trek voorzichtig maar stevig omhoog en cefalad om de transparante bronchus hieronder te visualiseren. Verhoog de vergroting op de dissectiemicroscoop (zie de apparatuurlijst voor meer details) op dit punt tot maximaal (2x). OPMERKING: Steriliseer alle apparatuur voor gebruik. Bovendien, om de steriliteit te behouden, mogen alleen de uiteinden van chirurgische instrumenten het steriele chirurgische veld betreden.</li>
		<li>Terwijl u de PA wegtrekt van de bronchus, passeert u voorzichtig de gesloten ultrafijne tang door de ruimte tussen de linker PA en bronchus. Gebruik vervolgens deze tang om een 7-0 of 8-0 vast te houden en te trekken prolene hechting door de ruimte tussen de linker longslagader (boven) en bronchus (onder).</li>
		<li>Omcirkel de linker PA door een slipknot te binden om een occlusie in de PA te creëren. Onderbreking van de bloedstroom kan eenvoudig onder de microscoop worden gevisualiseerd. Dit markeert het begin van de ischemische periode.</li>
		<li>Externaliseer het vrije uiteinde van de knoop via een ander toegangspunt in de voorste linker thorax met behulp van een 24G-28G naald en bevestig het uiteinde van de hechting met een klein stukje tape voor gemakkelijkere identificatie later.</li>
		<li>Blaas de long opnieuw op om zoveel mogelijk lucht uit de borstholte te verdrijven met behulp van een PEEP-klep / slang op de knaagdierventilator. Sluit vervolgens de ribbenkast met twee onderbroken 4-0 nylon hechtingen.</li>
		<li>Sluit de spier en de onderhuidse laag met een lopende 4-0 nylon hechting. Breng vervolgens twee of drie druppels topische bupivacaïne (0,5%) aan op de incisie. Gebruik een 4-0 nylon hechting om de huidlaag te sluiten met een lopende hechting.</li>
	</ol></li>
	<li>Postoperatieve zorg<ol><li>Wanneer de spontane ventilatie is hervat, koppelt u de endotracheale buis los van de ventilator en extubatubateert u de muis.</li>
		<li>Plaats de muis op het opwarmkussen om de lichaamstemperatuur te handhaven tijdens het vroege herstel na de anesthesie.</li>
		<li>Controleer de muis zorgvuldig terwijl u herstelt van algemene anesthesie. Trek de geëxternaliseerde slipknot voorzichtig aan het einde van de ischemische periode (30 min of 1 uur).</li>
		<li>Verplaats de muis van het opwarmkussen naar een kooi zodra deze tekenen van herstel heeft vertoond: zelfcorrectie en / of beweging.</li>
		<li>Na de periode van reperfusie (1 uur of 3 uur), euthanaseer het dier en verzamel bloed door hartpunctie en longweefsel voor verdere analyse. Verzamel voor 1 uur reperfusie plasma voor ELISA, weefsel voor RNA en eiwitanalyse; voor 3 uur reperfusie, verzamel bovendien weefsel voor histologie.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Processes+of+sterile+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Processes of sterile inflammation.</a> Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).</li>
<li>Fiser, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+transplant+reperfusion+injury+involves+pulmonary+macrophages+and+circulating+leukocytes+in+a+biphasic+response%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).</li>
<li>Lama, V. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+of+lung+transplant+research%3A+A+consensus+statement+from+the+National+Heart%2C+Lung%2C+and+Blood+Institute+workshop%5BTitle%5D)+AND+%22JCI+Insight%22%5BJournal%5D)">Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop.</a> JCI Insight. 2 (9), 93121(2017).</li>
<li>Miao, R., Liu, J., Wang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overview+of+mouse+pulmonary+embolism+models%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Discovery+Today%3A+Disease+Models%22%5BJournal%5D)">Overview of mouse pulmonary embolism models.</a> Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).</li>
<li>Mira, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+injury+model+of+polytrauma+and+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Mouse injury model of polytrauma and shock.</a> Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).</li>
<li>Krupnick, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+mouse+lung+transplantation+as+experimental+methodology+to+study+transplant+and+tumor+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology.</a> Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).</li>
<li>Gielis, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+lung+ischemia+and+reperfusion+injury%3A+Tricks+of+the+trade%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade.</a> The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).</li>
<li>Nelson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ex+vivo+lung+perfusion+as+a+platform+for+transplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research.</a> World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).</li>
<li>Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+ischemia+and+reperfusion+without+airway+occlusion+on+vascular+barrier+function+in+the+in+vivo+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung.</a> Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).</li>
<li>Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intubation-mediated+intratracheal+%28IMIT%29+instillation%3A+a+noninvasive%2C+lung-specific+delivery+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system.</a> Journal of Visualized Experiments. (93), e52261(2014).</li>
<li>Rayamajhi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-surgical+intratracheal+instillation+of+mice+with+analysis+of+lungs+and+lung+draining+lymph+nodes+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry.</a> Journal of Visualized Experiments. (51), e2702(2011).</li>
<li>Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strain-specific+differences+in+sensitivity+to+ischemia-reperfusion+lung+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).</li>
<li>Prakash, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+ischemia+reperfusion+%28IR%29+is+a+sterile+inflammatory+process+influenced+by+commensal+microbiota+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice.</a> Shock. 44 (3), 272-279 (2015).</li>
<li>Prakash, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alveolar+macrophages+and+toll-like+receptor+4+mediate+ventilated+lung+ischemia+reperfusion+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice.</a> Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).</li>
<li>Dodd-o, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+natriuretic+peptide+receptor-A+signaling+in+unilateral+lung+ischemia-reperfusion+injury+in+the+intact+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse.</a> American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).</li>
<li>Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ferroptosis+mediates+inflammation+in+lung+ischemia-reperfusion+%28IR%29+sterile+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Respiratory+and+Critical+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice.</a> American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).</li>
<li>Tian, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NLRP3+inflammasome+mediates+dormant+neutrophil+recruitment+following+sterile+lung+injury+and+protects+against+subsequent+bacterial+pneumonia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice.</a> Frontiers in Immunology. 8, 1337(2017).</li>
<li>Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elevated+gut+microbiome-derived+propionate+levels+are+associated+with+reduced+sterile+lung+inflammation+and+bacterial+immunity+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice.</a> Frontiers in Microbiology. 10, 159(2019).</li>
<li>Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+immune+tone+via+gut-lung+axis%3A+Gut-derived+LPS+and+short-chain+fatty+acids%27+immunometabolic+regulation+of+lung+IL-1%CE%B2%2C+FFAR2%2C+and+FFAR3+expression%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids' immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression.</a> American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).</li>
<li>Dodd-o, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactive+effects+of+mechanical+ventilation+and+kidney+health+on+lung+function+in+an+in+vivo+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model.</a> American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).</li>
</ol>

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dit manuscript beschrijft de stappen die betrokken zijn bij het uitvoeren van het geventileerde long IR-model ontwikkeld door Dodd-o et al.9. Dit model heeft geholpen bij het identificeren van moleculaire routes die betrokken zijn bij het genereren en oplossen van ontstekingen van long IR in isolatie 14,15,16,17, long IR in combinatie met co-bestaande infectie18, en long IR in relatie tot de darm-longas e...

Ischemie reperfusie (IR) letsel kan optreden wanneer de bloedstroom wordt hersteld naar een orgaan of weefselbed na een periode van onderbreking. In de longen kan IR geïsoleerd optreden of in combinatie met andere schadelijke processen zoals infectie, hypoxie, atelectase, volutrauma (van hoge getijdenvolumes tijdens mechanische beademing), barotrauma (hoge piek of aanhoudende druk tijdens mechanische ventilatie) of stomp (niet-penetrerend) longkneuzingsletsel 1,2,3 . Er blijven verschillende hiaten in onze kennis over de mechanismen van LIRI en de impact van gelijktijdige processen (bijvoorbeeld infectie) op LIRI-uitkomsten, en ook de behandelingsopties voor LIRI zijn beperkt. Een in vivo model van pure LIRI is nodig om de pathofysiologie van long-IR-letsel in isolatie te identificeren en om de bijdrage ervan aan elk multi-hit proces waarvan longletsel een onderdeel is, te bestuderen.
Murine lung IR-modellen kunnen worden gebruikt om de longspecifieke pathofysiologie van meerdere processen te bestuderen, waaronder longtransplantatie3, longembolie4 en longletsel na hemorragisch trauma met reanimatie5. Momenteel gebruikte modellen omvatten chirurgische longtransplantatie6, hilar clamping7, ex vivo longperfusie8 en geventileerde long IR9. Hier bieden we een gedetailleerd protocol voor een murine geventileerd long IR-model van steriel longletsel. Er zijn meerdere voordelen van deze aanpak (figuur 2), waaronder dat het minimale hypoxie en minimale atelectase induceert, en het is een overlevingschirurgiemodel dat langetermijnstudies mogelijk maakt.
Redenen om dit model van LIRI te kiezen boven andere modellen zoals de hilar clamping en ex vivo perfusiemodellen zijn de volgende: dit model minimaliseert de inflammatoire bijdragen van atelectase, mechanische ventilatie en hypoxie; het behoudt cyclische ventilatie; het onderhoudt een intact in vivo bloedsomloop immuunsysteem dat kan reageren op de IR-verwonding; en ten slotte, als overlevingsprocedure, maakt het de analyse op langere termijn mogelijk van de mechanismen van secundaire letselgeneratie (2-hitmodellen) en letseloplossing. Over het algemeen geloven we dat dit geventileerde long IR-model de "zuiverste" vorm van IR-letsel biedt die experimenteel kan worden bestudeerd.
Andere publicaties hebben het gebruik van orotracheale intubatie van muizen beschreven om IT-injecties of installaties uit te voeren10,11, maar niet als uitgangspunt voor een overlevingsoperatie zoals in dit model. De plaatsing van een orotracheale buis maakt het mogelijk om longchirurgie uit te voeren door de instorting van de operatieve long mogelijk te maken. Het maakt ook de herflatie van de long aan het einde van de procedure mogelijk, wat van cruciaal belang is voor de pneumothorax en voor het vermogen van de muis om terug te keren naar spontane ventilatie aan het einde van de procedures. Ten slotte is het verwijderen van de beveiligde orotracheale buis een eenvoudige procedure die, in tegenstelling tot een invasieve tracheotomie, compatibel is met een overlevingsoperatie. Dit maakt onderzoek op langere termijn mogelijk dat gericht is op het begrijpen van de progressie en oplossing van LIRI en bijbehorende aandoeningen, evenals het creëren van chronische letselmodellen.

<table><tbody><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiber Optic Light Pipe</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-41720-65</td><td>Fiberoptic light pipe</td></tr><tr><td>Fiber Optic Light Source</td><td>AmScope</td><td>SKU: CL-HL250-B</td><td>Light source for fiberoptic lights</td></tr><tr><td>Germinator 500</td><td>Cell Point Scientific, Inc.</td><td>No.5-1450</td><td>Bead Sterilizer</td></tr><tr><td>Heating Pad</td><td>AIMS</td><td>14-370-223</td><td>Alternatieve optie</td></tr><tr><td>Lithium.Ion Grooming Kits(hair clipper)</td><td>WAHL home products</td><td>SKU 09854-600B</td><td>Om muishaar op chirurgische plaats te verwijderen</td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Nikon</td><td>SMZ-10</td><td>Andere nieuwere opties beschikbaar op de bedrijfswebsite</td></tr><tr><td>MiniVent Ventilator</td><td>Havard Apparatus</td><td>Model 845</td><td>Muizenventilator</td></tr><tr><td>Ultrasonic Cleaner</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-08895-05</td><td>Gebruikte gereedschappen schoonmaken</td></tr><tr><td>Warming Pad</td><td>Kent Scientific</td><td>RT-0501</td><td>Om muis warm te houden tijdens herstel na operatie</td></tr><tr><td>Weighing Scale</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-11003-41</td><td>Weegschaal</td></tr><tr><td>Chirurgische gereedschappen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 Silk Suture</td><td>Ethicon</td><td>683G</td><td>Voor het sluiten van spierlaag</td></tr><tr><td>7-0 Prolene Suture</td><td>Ethicon Industry</td><td>EP8734H</td><td>Gebruikt voor het maken van een slipknoop van de linker longslagader</td></tr><tr><td>Bard-Parker (11) Scalpel (Rib-Back Carbon Steel Surgical Blade, steriele, eenmalig gebruik)</td><td>Aspen Surgical</td><td>372611</td><td>Voor het binnengaan van de borstholte (optie 1)</td></tr><tr><td>Bard-Parker (12) Scalpel</td><td>Aspen Surgical</td><td>372612</td><td>Voor het binnengaan van de borstholte (optie 2)</td></tr><tr><td>Extra Fine Graefe Forceps</td><td>FST</td><td>11150-10</td><td>Spier-/ribbenhouder</td></tr><tr><td>Magnetic Fixator Retraction System</td><td>FST</td><td>1. Basisplaat (Nos. 18200-03) 2. Fixators (Nos. 18200-01) 3. Retractors (Nos. 18200-05 tot 18200-12) 4. Elastomer (Nos.18200-07) 5. Retractor(No.18200-08)</td><td>Retractiesysteem voor kleine dieren</td></tr><tr><td>Monoject Standard Hypodermic Needle</td><td>COVIDIEN</td><td>05-561-20</td><td>Voor medicatiebezorging IP</td></tr><tr><td>Narrow Pattern Forceps</td><td>FST</td><td>11002-12</td><td>Huidniveau pincet</td></tr><tr><td>Needle holder/Needle driver</td><td>FST</td><td>12565-14</td><td>voor het vasthouden van naalden</td></tr><tr><td>Needles</td><td>BD</td><td>305110</td><td>26 gauge naald voor het externeren van een slipknoop (24 of 26 gauge naald ook oké)</td></tr><tr><td>PA/Vessel Dilating forceps</td><td>FST</td><td>00125-11</td><td>Om PA vast te houden; niet-beschadigend grijper</td></tr><tr><td>Scissors</td><td>FST</td><td>14060-09</td><td>Gebruikt voor insnijden en snijden in de spierlaag tijdens operatie</td></tr><tr><td>Ultra Fine Dumont micro forceps</td><td>FST</td><td>11295-10 (Dumont #5 forceps, Biologie tip, tipafmeting: 0,05 * 0,02 mm, 11 cm)</td><td>Om door de ruimte tussen de linker longslagader en de bronchus te passeren</td></tr><tr><td>Reagentia</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.25% Bupivacaine</td><td>Hospira, Inc.</td><td>0409-1159-02</td><td>Topische analgetica gebruikt tijdens chirurgische wondsluiting</td></tr><tr><td>Avertin (2,2,2-Tribromoethanol)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T48402-25G</td><td>Verdovingsmiddel, gebruikt voor het verdoven van de muis voor IR-chirurgie, de concentratie gebruikt in IR-chirurgie is 250-400 mg/kg.</td></tr><tr><td>Buprenorfine</td><td>Covetrus North America</td><td>59122</td><td>Analgeticum: concentratie gebruikt voor chirurgie is 0,05-0,1 mg/kg</td></tr><tr><td>Eye Lubricant</td><td>BAUSCH+LOMB</td><td>Soothe Lubricant Eye Ointment</td><td>Verlicht droogheid van het oog</td></tr><tr><td>Povidon-jood 10% oplossing</td><td>MEDLINE INDUSTRIES INC</td><td>SKU MDS093944H (2 FL OZ, topische antisepticum)</td><td>Topische vloeistof aangebracht voor een effectief eerstehulp-antisepticum aan het begin van de operatie</td></tr><tr><td>Materialen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alcoholdoekje</td><td>BD merk</td><td>&nbsp;BD 326895</td><td>voor het steriliseren van injectie- en operatiegebied</td></tr><tr><td>Kunststoffolie</td><td>KIRKLAND</td><td>Stretch-Tite premium</td><td>Alternatief voor het afdekken van het gesteriliseerde chirurgische veld (kosteneffectiever)</td></tr><tr><td>Rodent Surgical Drapes</td><td>Stoelting</td><td>50981</td><td>Steriele veld of draagdoek voor chirurgisch veld</td></tr><tr><td>Steriele katoenen applicatie</td><td>Pwi-Wnaps</td><td>703033</td><td>gebruikt voor het aanbrengen van oogsmeer</td></tr><tr><td>Top Sponges</td><td>Dukal Corporaton</td><td>Reorder # 5360</td><td>Bloeden stoppen van huid/spier</td></tr></tbody></table>

een muismodel van orotracheale intubatie en beademde longischemie reperfusiechirurgie

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemie reperfusie (IR) letsel is vaak het gevolg van processen die een voorbijgaande periode van onderbroken bloedstroom met zich meebrengen. In de long maakt geïsoleerde IR de experimentele studie van dit specifieke proces mogelijk met voortgezette alveolaire beademing, waardoor de samengestelde schadelijke processen van hypoxie en atelectase worden vermeden. In de klinische context wordt longischemie reperfusieletsel (ook bekend als long IRI of LIRI) veroorzaakt door tal van processen, waaronder maar niet beperkt tot longembolie, gereanimeerd hemorragisch trauma en longtransplantatie. Er zijn momenteel beperkte effectieve behandelingsopties voor LIRI. Hier presenteren we een omkeerbaar chirurgisch model van long-IR met eerst orotracheale intubatie gevolgd door unilaterale linkerlongischemie en reperfusie met geconserveerde alveolaire ventilatie of gasuitwisseling. Muizen ondergaan een linker thoracotomie, waarbij de linker longslagader wordt blootgesteld, gevisualiseerd, geïsoleerd en gecomprimeerd met behulp van een omkeerbare slipknot. De chirurgische incisie wordt vervolgens gesloten tijdens de ischemische periode en het dier wordt gewekt en geëxtubeerd. Met de muis die spontaan ademt, wordt reperfusie tot stand gebracht door de slipknot rond de longslagader vrij te maken. Dit klinisch relevante overlevingsmodel maakt de evaluatie mogelijk van long-IR-letsel, de resolutiefase, stroomafwaartse effecten op de longfunctie, evenals twee-hit modellen met experimentele pneumonie. Hoewel technisch uitdagend, kan dit model in de loop van een paar weken tot maanden onder de knie worden gehouden met een uiteindelijke overleving of succespercentage van 80% -90%.

Ontsteking gegenereerd door eenzijdig geventileerd steriel longisch ischemie reperfusie (IR) letsel: Na 1 uur ischemie zagen we verhoogde niveaus van cytokines in het serum en in het longweefsel door zowel ELISA als qRT-PCR die piekten op 1 uur na reperfusie en snel terugkeerden naar baseline binnen 12-24 uur na reperfusie13. Voor monsters verzameld op 3 uur na reperfusie, zagen we intense neutrofiele infiltratie in het linker longweefsel en merkten op dat de intensiteit van de ontsteking afhankel...

Een muischirurgisch model om reperfusie (IR) -letsel in de linkerlong te creëren met behoud van ventilatie en het vermijden van hypoxie.

Een muismodel van orotracheale intubatie en beademde longischemie reperfusiechirurgie

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

Beademde longischemie-reperfusiechirurgie kan worden gebruikt om de longspecifieke pathofysiologie van meerdere processen te bestuderen, waaronder longtransplantatie, longembolie en longletsel na hemorragisch trauma met reanimatie. Dit model minimaliseert de inflammatoire bijdragen van atelectase, mechanische ventilatie en hypoxie. Het handhaaft een intact in vivo bloedsomloop immuunsysteem en maakt de studies op langere termijn mogelijk.Dit model zou inzicht kunnen geven in hoe steriele ontstekingen in de longen worden gecontroleerd en gereguleerd. De microchirurgische techniek vereist eerst uren oefenen. Een zorgvuldige organisatie en planning zijn belangrijk voordat u begint.Ook kan het in eerste instantie worden beoefend door de geëuthanaseerde muis zonder de afleiding van hartactiviteit en de beweging die het veroorzaakt. De bloedstasis in de linker PA maakt het mogelijk om het gemakkelijker te visualiseren en te manipuleren. Plaats om te beginnen voorzichtig het flexibele glasvezellicht op de luchtpijp van een verdoofde muis, iets onder de stembanden.Pas de verlichtingsniveaus zodanig aan dat alleen een donker veld zichtbaar is wanneer u in de mondholte van de muis kijkt, met uitzondering van rood licht dat van onder de stembanden komt. Houd voor intubatie het pincet vast met de dominante hand en gebruik ze om de tong voorzichtig vast te pakken en uit de mondholte te trekken. Open de onderkaak met behulp van een tang die door de niet-dominante hand wordt vastgehouden en duw de tang in het strottenhoofd om de epiglottis op te tillen.Laat op dit punt de tong los van het pincet. Let op de stembanden. Ze moeten openen en sluiten volgens elke ademhaling.Houd de canule vast met de geleidingsdraad vooraf geladen en steek de punt van de draad door de stembanden. Wees vervolgens heel voorzichtig om de draad niet te verplaatsen door een deel ervan vast te houden dat zich buiten de canule bevindt maar net boven de stembanden, trek de canule terug en laat alleen de draad op zijn plaats met het distale uiteinde in de luchtpijp. Voer op dit punt een tweede visualisatie van de stembanden uit om te bevestigen dat de distaalpunt van de draad door de verlichte stembanden en in de luchtpijp blijft en zich niet in de onverlichte slokdarm bevindt.Houd vervolgens de draad buiten de mond met de gebogen tang in de linkerhand gestabiliseerd tegen een hard oppervlak en beweeg de 20 gauge katheter voorzichtig met tapevleugels over de draad. Zodra het distale uiteinde van de draad uit het achterste uiteinde van de katheter of endotracheale buis komt, houdt u dat uiteinde vast met de gebogen tang en brengt u de katheter soepel in de luchtpijp. Verwijder vervolgens voorzichtig de draad van het distale uiteinde van de katheter met de gebogen tang zonder de plaatsing van de katheter te ontwrichten.Sluit vervolgens de katheter kort aan op de ventilator voordat u deze vastzet om de juiste plaatsing in de luchtpijp en niet in de slokdarm te bevestigen. Bevestig tracheale plaatsing door observatie van mechanische ventilatieafhankelijke bilaterale borstwandbewegingen en de afwezigheid van inflatie van de maag. Sluit na intubatie de katheter aan op de ventilatorset met een titelvolume van 0,2 tot 0,225 milliliter en een ademhalingsfrequentie van 120 tot 150 ademhalingen per minuut om de juiste tracheale plaatsing van de orotracheale buis te bevestigen.Koppel vervolgens los met de muis die spontaan door de orotracheale buis ademt. Scheer het muizenhaar over het linker thoraxgebied tot aan het linker schouderblad. Verwijder overtollig geschoren haar met behulp van alcoholdoekjes en desinfecteer het operatiegebied.Plaats de muis vervolgens op een opwarmpad in een linkse laterale of driekwart gedraaide positie. Sluit de tracheale buis aan op de ventilator. Plaats na het maken van de huidincisie drie gesteriliseerde retractors onder de spierlaag.Identificeer vervolgens de tweede intercostale ruimte en houd de tweede rib vast met de extra fijne tang. Trek vervolgens de rib omhoog en gebruik een steriel gebogen scalpelmes met nummer 12 om de meervoudsruimte binnen te gaan door de intercostale spieren van de tweede tot en met de derde ruimte te scheiden en te snijden. Overweeg het pauzeren van de ventilatie om letsel aan de linker longtop te verminderen.Gebruik het kleinste, smalste retractorcephalad langs de oriëntatie van de ribben en het middelgrote retractor links langs de derde rib en het grootste retractor rechts langs het oppervlak van de tweede rib. Open de borst met langzame en progressieve terugtrekking met behulp van de elastische retractorkoorden. Blootstellen en identificeren van de linker longslagader, of PA door de linker longtop weg te bewegen met een steriel wattenstaafje of een chirurgische spons.Gebruik de microtang ultrafijne tang in de rechterhand en de PA- of vatverwijdende tang in de linkerhand om voorzichtig het veld bloot te leggen en te creëren waarin de linker PA en bronchus beide zichtbaar zijn. Pak met behulp van de PA-tang de linker PA op en trek voorzichtig maar stevig omhoog en cefalad om de transparante bronchus hieronder te visualiseren. Verhoog de vergroting op de dissectiemicroscoop tot vier X.Terwijl u de PA wegtrekt van de bronchus, passeert u voorzichtig de gesloten ultrafijne tang door de ruimte tussen de linker PA en bronchus.Gebruik vervolgens deze tang om een 7-0 of 8-0 vast te houden en te trekken prolene hechting door de ruimte tussen de linker longslagader boven en de bronchus eronder. Omcirkel vervolgens de linker PA door een slipknoop te binden om een occlusie in de PA te creëren. Onderbreking van de bloedstroom kan op dit punt gemakkelijk worden gevisualiseerd en markeert de initiatie van de ischemische periode. Externaliseer het vrije uiteinde van de knoop via een ander toegangspunt in de voorste linker thorax met behulp van een naald van 24 tot 28 gauge en bevestig het uiteinde van de hechting met een klein stukje tape voor gemakkelijkere identificatie later.Gebruik vervolgens een positieve en expiratoire drukklep of slang op de knaagdierventilator om de long opnieuw op te blazen om zoveel mogelijk lucht uit de borstholte te verdrijven. Sluit vervolgens de ribbenkast met twee onderbroken 4-0 nylon hechtingen, gevolgd door het sluiten van de spier- en huidlaag en het aanbrengen van lokale anesthesie. Koppel de muis los van de ventilator en plaats deze voorzichtig op het opwarmkussen voor postoperatieve zorg om de lichaamstemperatuur tijdens het herstel te handhaven.Zorg ervoor dat de geëxternaliseerde slipknoop wordt gecontroleerd en duidelijk wordt gevisualiseerd tijdens de beweging van de muis. Trek de geëxternaliseerde slipknoop voorzichtig aan het einde van de ischemische periode. De histologie van longsecties bij wildtype muizen van stammen C3H en C57 black six wordt hier getoond.Na een uur ischemie en drie uur reperfusie werd bij beide stammen intense neutrofiele infiltratie in het linker longweefsel waargenomen. De C3H-stam vertoonde echter aanzienlijk grotere ontstekingsniveaus in vergelijking met C57 black six. Fouten tijdens de passage van het monofilament tussen de linker PA en de linker bronchus kunnen leiden tot een niet-versnelde operatie met catastrofale bloedingen van de linker PA of onomkeerbaar letsel aan de linker bronchus.Dit is de stap die technisch het meest uitdagend is en vereist dat u opnieuw oefent wanneer u deze procedure voor het eerst leert. Na het herstel van de muis van longischemie-reperfusiechirurgie ongeveer een uur of minder na reperfusie, kan een intratracheale instillatie van levende bacteriën drie uur of 24 tot 48 uur later worden toegediend om een infectie te simuleren die volgt op steriel longletsel veroorzaakt door ischemie-reperfusie. Intratracheale installatie van andere middelen die de steriele ontsteking kunnen moduleren, kan ook na ischemie-reperfusie op een vergelijkbare manier worden gedaan.Deze techniek hielp bij het ontdekken en bevestigen van de stapsgewijze handel en activering van neutrofielen als reactie op steriel letsel en infectie in de long.

a-mouse-model-orotracheal-intubation-ventilated-lung-ischemia

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie en Infectie

Een muismodel voor de ventilator geïnduceerde longschade is een belangrijk instrument om een ​​acute longbeschadiging...

Druk gecontroleerde ventilatie te Acute Lung Injury in Muizen Braken

Een krachtige model voor de peri-operatieve en intensive care gerelateerde acute nierschade wordt gepresenteerd. Met behulp van het hele lichaam hypoperfusie veroorzaakt door een hartstilstand is het mogelijk om bijna een kopie van de histologische en functionele veranderingen van de klinische AKI.

Normotherme hartstilstand en cardiopulmonale reanimatie: een muismodel van ischemie-reperfusie schade

Chirurgisch trauma veroorzaakt een ontstekingsreactie. Cytokines en endogene liganden zijn bekend voor het moduleren van een myocard infarct grootte na ischemie en reperfusie. We presenteren een aangepaste gesloten kist model van muizen ischemie en reperfusie met behulp van gewichten opknoping om de effecten van thoracotomie te minimaliseren.

Een murine Closed-borst Model van myocardiale ischemie en reperfusie

We introduceren een chirurgische methode experimentele ischemie / reperfusie (I / R) letsel veroorzaken simuleren myocardiaal infarct (MI) in muismodellen die zorgt voor meer duidelijkheid in positionering van de ligatie van de LAD (LAD) om de reproduceerbaarheid te verhogen MI van experimenten in muizen.

Een muizenmodel van myocard ischemie-reperfusie schade door de eileiders van de LAD

Muizen pneumonectomie is een veel gebruikt model van compenserende longgroei. Deze procedure kan worden gebruikt in combinatie met lijn tracing of transgene muismodellen om de onderliggende mechanismen te verduidelijken.

Muis Pneumonectomie Model van Compenserende Lung Groei

Hier beschrijven we de gedetailleerde procedure van intestinale ischemie-reperfusie bij muizen waardoor reproduceerbaar letsel zonder sterfte aan de standaardisatie van deze techniek in het veld bevorderen. Dit model van intestinale ischemie-reperfusieschade kan worden gebruikt om de cellulaire en moleculaire mechanismen van schade en regeneratie te bestuderen.

Muizenmodel van Intestinale ischemie-reperfusie schade

Hier beschrijven we een eenvoudige en reproduceerbare methode die myocardinfarct of myocardischemie-reperfusieletsel bij muizen kan induceren door precisieligatie van de linker voorste dalende kransslagader door middel van micromanipulatie.

Inductie van myocardinfarct en myocardischemie-reperfusieletsel bij muizen

Dit protocol demonstreert een uniek muismodel van verstikking van hartstilstand waarbij geen borstcompressie nodig is voor reanimatie. Dit model is nuttig voor het monitoren en in beeld brengen van de dynamiek van de hersenfysiologie tijdens een hartstilstand en reanimatie.

Muismodel voor hartstilstand voor beeldvorming van de hersenen en monitoring van de hersenfysiologie tijdens ischemie en reanimatie

Het muizen intrapulmonale tracheale transplantatie (IPTT) model is waardevol voor het bestuderen van obliteratieve luchtwegaandoeningen (OAD) na longtransplantatie. Het biedt inzicht in longspecifiek immunologisch en angiogeen gedrag bij luchtwegvernietiging na allotransplantatie met een hoge reproduceerbaarheid. Hier beschrijven we de IPTT-procedure en de verwachte resultaten.

Intrapulmonale tracheale transplantatie bij muizen: een model voor het onderzoeken van obliteratieve luchtwegaandoeningen na longtransplantatie

Het protocol schetst een haalbare, betrouwbare en reproduceerbare methode van linker pulmonale hilarische klemming die kan worden gebruikt om longischemie-reperfusieletsel in muismodellen te bestuderen.

Muizen linker pulmonale hilarische klemmodel van longischemie reperfusieletsel

Leer een muismodel van beademde longischemie-reperfusiechirurgie om longspecifieke pathofysiologie te bestuderen. Deze methode minimaliseert ontstekingsreacties en behoudt het intacte circulerende immuunsysteem voor langetermijnstudies.

Een muismodel van orotracheale intubatie en beademde longischemie reperfusiechirurgie

Meer video's verkennen