Name: Autofluorescentie beeldvorming om de fysiologie van rode algen te evalueren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-02-17T13:25:00.000+00:00
Duration: 5 min 54 s
Description: Verken autofluorescentiebeeldvorming om de fysiologie van rode algen te evalueren met confocale microscopie. Deze niet-invasieve methode analyseert pigmentveranderingen zonder chemische labels.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit onderzoek werd uitgevoerd in het kader van de projecten TIN2015-68454-R en 20961/PI/18, gefinancierd door het Spaanse ministerie van Economie en Concurrentievermogen en de Séneca Foundation van de regio Murcia. Irene Hernández Martínez en Francisco Javier Ibáñez López van de afdeling Statistische Ondersteuning van het Wetenschappelijk en Onderzoeksgebied van de Universiteit van Murcia (Sección de Apoyo Estadístico (SAE), Área Científica y de Investigación (ACTI), Universidad de Murcia, (Figuur 1 werd getekend met behulp van afbeeldingen van Servier Medical Art. Servier Medical Art by Servier is gelicentieerd met een Creative Commons Attribution 3.0 Unported License (https://creativecommons.org/licenses/by/3.0/)

Voor deze studie werd de algensoort Chroothece mobilis gebruikt. De soort is verkregen uit de Microalgen Edaphic SE Spain, MAESE 20.29 cultuurcollectie. Een overzicht van het protocol is weergegeven in figuur 1.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64533/64533fig01.jpg"> Figuur 1: Overzicht van het onderzoek. Chroothece mobilis wordt gedurende 2 weken geïncubeerd onder extreme habitatomstandigheden, zoals verschillende monochromatische lichten. Het effect op de fysiologie van Chroothece wordt geëvalueerd door autofluorescentie van de eiwitten in fycobilisoom- en fotosystemen met behulp van een confocale laserscanmicroscoop. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64533/64533fig01large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
1. Monstervoorbereiding
<ol><li>Bereid het entmateriaal van Chroothece mobilis uit de agarcultuur van de verzameling door het over te brengen naar het vloeibare SWES-medium (tabel 2). NOOT: ZWEE "Seewasser + Erddekokt + Salze" = zeewatermedium23.</li>
	<li>Houd alle culturen gedurende 2 weken met een 16:8 licht/donker fotoperiode bij 20 °C onder lage witlichtintensiteit (LL: 80 μM/m2/s) omstandigheden en zonder schudden, totdat de gewenste celdichtheid is verkregen (zie stap 1.3). OPMERKING: De groeilichtomstandigheden zijn 80 μM/m2/s lichtintensiteit (actieve fotosynthetische straling, PAR). Deze omstandigheden worden gebruikt als de omstandigheden met weinig licht (controle). De samenstelling van het SWES-medium is weergegeven in tabel 2.</li>
	<li>Voer inentingen uit voor de verschillende experimenten in de exponentiële kweekfase met een celdichtheid van 5 x 103 cellen / ml in een 24-putplaat, met 1 ml per put. OPMERKING: Voer celtelling uit met een Neubauer-kamer24 en verdun de cultuur met SWES wanneer dat nodig is.</li>
</ol>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td colspan="2">SWES medium samenstelling</td>
		</tr><tr><td>Bestanddeel</td>
			<td>Concentratie</td>
		</tr><tr><td>Kno3</td>
			<td>1,98 mM</td>
		</tr><tr><td>K2HPO4</td>
			<td>115 μm</td>
		</tr><tr><td>Mgso4</td>
			<td>81 μm</td>
		</tr><tr><td>ZnSO4, 7U2O</td>
			<td>17 nM</td>
		</tr><tr><td>MnSO4, 7H2O</td>
			<td>45 NM</td>
		</tr><tr><td>H3 BO3, 4H2O</td>
			<td>3,1 mM</td>
		</tr><tr><td>CO(NR.3)2</td>
			<td>17 mM</td>
		</tr><tr><td>Na 2 MoO4, 6H2O</td>
			<td>21 nM</td>
		</tr><tr><td>CuSO4, 2H2O</td>
			<td>0,1 nM</td>
		</tr><tr><td>FeSO4, 5H2O</td>
			<td>13 μm</td>
		</tr><tr><td>EDTA, 7H2O</td>
			<td>11 μM</td>
		</tr><tr><td>Vit B12</td>
			<td>5 μg</td>
		</tr><tr><td>Bodemextract</td>
			<td>30 ml</td>
		</tr><tr><td>Gefilterd rivierwater</td>
			<td>455 ml</td>
		</tr></tbody></table>Tabel 2: SWES medium samenstelling.
2. Reproductie van extreme algenhabitatomstandigheden: groen en rood monochroom lichteffect
<ol><li>Voeg 1 ml van de celcultuur uit de stamcultuur bereid met de bovengenoemde celdichtheid (stap 1.2) toe om elk putje van een 24-putplaat te enten.</li>
	<li>Houd de celkweek gedurende 2 weken afgedekt om het monochromatische lichteffect te reproduceren.<ol><li>Gebruik het groene filter dat groen licht doorlaat van 470 tot 570 nm met een piek op de golflengte van 506 nm (volgens de specificaties van de fabrikant; zie Materiaaltabel) en stel het bloot aan de cultuur25.</li>
		<li>Gebruik het rode filter dat rood licht tussen 590 en 720 nm toelaat en piekt bij 678 nm (volgens de specificaties van de fabrikant; zie Materiaaltabel) om het bloot te stellen aan de cultuur25. OPMERKING: De lage witlichtintensiteit (LL: 80 μM/m2/s; zie Materiaaltabel) wordt gebruikt als lichtintensiteitsregeling om de verkregen effecten te vergelijken. De gebruikte lichtintensiteitseenheden zijn micromol per seconde en vierkante meter (μmol m-2 s-1) of fotosynthetische fotonenfluxdichtheid (PPFD).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Autofluorescentie beeldvorming
OPMERKING: De installatie van de beeldvormingssoftware (zie materiaaltabel) wordt geïllustreerd in figuur 2.
<ol><li>Schakel alle componenten van de omgekeerde confocale laserscanmicroscoop (CLSM; zie materiaaltabel) in, inclusief de laser.</li>
	<li>Monteer de cellen van elke experimentele put van de 24-putplaat in SWES-groeimedium op een schaal met glazen bodem van 35 mm (zie materiaaltabel) voor beeldvorming.</li>
	<li>Kies het 63x/1.30 NA glycerol onderdompelingsobjectief en plaats glycerol over de lens (zie Materiaaltabel).</li>
	<li>Plaats de putplaat op het microscoopstadium en zorg ervoor dat het monster niet beweegt tijdens de beeldacquisitie.</li>
	<li>Centreer het monster in het lichtpad en focus op het midden van de cel door het vlak met de hoogste fluorescentie-intensiteit te selecteren.</li>
	<li>Open de beeldacquisitiesoftware en kies xyλ in de vervolgkeuzelijst in de acquisitiemodus26.</li>
	<li>Selecteer de excitatielijn van de laser tot 561 nm DPSS, 8 bits dynamisch bereik en 1024 x 1024 pixels. OPMERKING: Zorg ervoor dat de confocale microscoop een 561 nm DPSS-laser of een witlichtlaser (WLL) heeft.</li>
	<li>Verzamel de fluorescentie-emissiespectra in de bandbreedte van 10 nm en de lambdastapgrootte van 4 nm binnen het bereik van 570-760 nm.</li>
	<li>Stel het gaatje in op 1 Airy-eenheid en voer de lambdasscanacquisitie uit.</li>
	<li>Herhaal dit proces zo vaak mogelijk in verschillende gezichtsvelden om een acceptabele hoeveelheid gegevens te verzamelen voor statistische analyse (meestal een standaarddeviatie lager dan 10%22).</li>
	<li>Herhaal de laatste stap onder de verschillende omstandigheden (onder rode en groene lichten) en sla de gegevens op. OPMERKING: Gebruik dezelfde acquisitie-instellingen voor de verschillende steekproeven en voorwaarden om de statistische analyse te vergelijken en uit te voeren.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64533/64533fig02.jpg"> Figuur 2: Software instellen. Imaging software gebruikersinterface om de lambda scan parameters in te stellen. (A) Van links naar rechts, om de acquisitiemodus xyλ te selecteren in de vervolgkeuzelijst, die overeenkomt met stap 3.6 in het protocol, en om het juiste type onderdompelingslens te selecteren, overeenkomend met stap 3.3 in het protocol. Zorg ervoor dat u een filter uit het lichtpad verwijdert in stap 3.9. (B) Het paneel voor het instellen van de lambdasscanparameters komt overeen met stap 3.8 in het protocol. (C) Voer de lambdascan uit in stap 3.10. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64533/64533fig02large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
4. Parameters om de fysiologie van Chroothece te evalueren
<ol><li>Zodra de lambdascan is verkregen, klikt u op het kwantificeervenster bovenaan de software (zoals weergegeven in figuur 3) om de verzamelde fluorescentie-emissiespectra te evalueren. Ga naar het venster Project openen en selecteer één xyλ-bestand (Afbeelding 3).</li>
	<li>Selecteer Stack-profielanalyse in de beeldbewerkingssoftware.</li>
	<li>Definieer een interessegebied (ROI) van 4 μm2 in het midden van een cel om de gemiddelde fluorescentie-intensiteit (MFI) te analyseren. Exporteer de gegevens in CSV-indeling. OPMERKING: Het is belangrijk om de aanwezigheid van zwarte pixels te vermijden (om ervoor te zorgen dat de geselecteerde pixels positieve waarden bevatten) en altijd een ROI van dezelfde grootte te behouden.</li>
	<li>Herhaal dit proces met verschillende cellen onder verschillende omstandigheden om voldoende gegevens te produceren om statistische analyses uit te voeren.</li>
	<li>Open de CSV-bestanden om de verschillende fluorescentie-emissiepieken te selecteren uit de fycobiliproteïnen en chlorofylen van alle gemeten ROI's.<ol><li>Selecteer de fluorescentiegegevens van respectievelijk fycoerytrine-fycocyanobilin (PE-PCB; 620 nm), C-phycocyanine (CPC; 648 nm), allofycocyanine (APC; 660 nm) en chlorofyl a (Chl a; 680 nm) in het csv-bestand.</li>
	</ol></li>
	<li>Maak een nieuwe tabel met alle maximale fluorescentiewaarden verkregen uit elke fycobiliproteïne- en chlorofylpiek en plot de gegevens in een grafiek.</li>
	<li>Voer statistische analyses uit.<ol><li>Analyseer of de verkregen gegevens voldoen aan normaliteit en homoscedasticiteit27.</li>
		<li>Ga verder met de t-test analyse27,28 als de eerste voorwaarde waar is. Zo niet, voer dan een Mann-Whitney U-test29 uit.</li>
		<li>Beschouw de verschillen significant bij p-waarden <0,05.</li>
	</ol></li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64533/64533fig03.jpg"> Figuur 3: Evaluatie van Chroothece's autofluorescentie. Om de autofluorescentieanalyse uit te voeren, moet u het kwantificeervenster en één xyλ-bestand selecteren in het geopende projectvenster (stap 4.1); Selecteer Stack Profile Visualization (stap 4.2); selecteer een ROI van 4 μm2 in het midden van een cel en klik op de knop Rapporteren om de lambda-scangegevens in CSV-indeling te exporteren (stap 4.3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64533/64533fig03large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>

<ol><li>Vis, M. L., Necchi, O. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVis%2C+ML+%22Freshwater+Red+Algae%3A+Phylogeny%2C+Taxonomy+and+Biogeography%22">Freshwater Red Algae: Phylogeny, Taxonomy and Biogeography</a>. , Springer Nature. (2021).</li>
<li>Aboal, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diversity+of+Chroothece+%28Rhodophyta%2C+Stylonematales%29+including+two+new+species%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Phycology%22%5BJournal%5D)">Diversity of Chroothece (Rhodophyta, Stylonematales) including two new species.</a> European Journal of Phycology. 53 (2), 189-197 (2018).</li>
<li>Millach, L., Obiol, A., Solé, A., Esteve, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+to+analyse+in+vivo+the+physiological+state+and+cell+viability+of+phototrophic+microorganisms+by+confocal+laser+scanning+microscopy+using+a+dual+laser%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Microscopy%22%5BJournal%5D)">A novel method to analyse in vivo the physiological state and cell viability of phototrophic microorganisms by confocal laser scanning microscopy using a dual laser.</a> Journal of Microscopy. 268 (1), 53-65 (2017).</li>
<li>Millach, L., Villagrasa, E., Solé, A., Esteve, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+confocal+laser+scanning+microscopy+techniques+for+a+rapid+assessment+of+the+effect+and+cell+viability+of+Scenedesmus+sp.+DE2009+under+metal+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Microscopy+and+Microanalysis%22%5BJournal%5D)">Combined confocal laser scanning microscopy techniques for a rapid assessment of the effect and cell viability of Scenedesmus sp. DE2009 under metal stress.</a> Microscopy and Microanalysis. 25 (4), 998-1003 (2019).</li>
<li>Poryvkina, L., Babichenko, S., Leeben, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+phytoplankton+pigments+by+excitation+spectra+of+fluorescence%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+EARSeL-SIG-Workshop+LIDAR%22%5BJournal%5D)">Analysis of phytoplankton pigments by excitation spectra of fluorescence.</a> Proceedings of EARSeL-SIG-Workshop LIDAR. , Dresden. (2000).</li>
<li>Beutler, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+fluorometric+method+for+the+differentiation+of+algal+populations+in+vivo+and+in+situ%5BTitle%5D)+AND+%22Photosynthesis+Research%22%5BJournal%5D)">A fluorometric method for the differentiation of algal populations in vivo and in situ.</a> Photosynthesis Research. 72 (1), 39-53 (2002).</li>
<li>Grigoryeva, N., Chistyakova, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+microscopic+spectroscopy+for+investigation+and+monitoring+of+biological+diversity+and+physiological+state+of+cyanobacterial+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22Cyanobacteria%22%5BJournal%5D)">Fluorescence microscopic spectroscopy for investigation and monitoring of biological diversity and physiological state of cyanobacterial cultures.</a> Cyanobacteria. , (2018).</li>
<li>Grigoryeva, N. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGrigoryeva%2C+N+%22Fluorescence+Methods+for+Investigation+of+Living+Cells+and+Microorganisms%22">Fluorescence Methods for Investigation of Living Cells and Microorganisms</a>. , (2020).</li>
<li>Roshchina, V. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+autofluorescence%3A+application+to+the+study+of+plant+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Spectroscopy%22%5BJournal%5D)">Vital autofluorescence: application to the study of plant living cells.</a> International Journal of Spectroscopy. 2012, 5-18 (2012).</li>
<li>Roldán, M., Thomas, F., Castel, S., Quesada, A., Hernández-Mariné, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+pigment+identification+in+single+cells+from+living+phototrophic+biofilms+by+confocal+imaging+spectrofluorometry%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Noninvasive pigment identification in single cells from living phototrophic biofilms by confocal imaging spectrofluorometry.</a> Applied and Environmental Microbiology. 70 (6), 3745-3750 (2004).</li>
<li>Hense, B. A., Gais, P., Jütting, U., Scherb, H., Rodenacker, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+fluorescence+information+for+automated+phytoplankton+investigation+by+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plankton+Research%22%5BJournal%5D)">Use of fluorescence information for automated phytoplankton investigation by image analysis.</a> Journal of Plankton Research. 30 (5), 587-606 (2008).</li>
<li>Millie, D. F., Schofield, O. M., Kirkpatrick, G. J., Johnsen, G., Evens, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+absorbance+and+fluorescence+spectra+to+discriminate+microalgae%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Phycology%22%5BJournal%5D)">Using absorbance and fluorescence spectra to discriminate microalgae.</a> European Journal of Phycology. 37 (3), 313-322 (2002).</li>
<li>Richardson, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+fluorometric+characterization+of+phytoplankton+community+composition+using+the+Algae+Online+Analyser%5BTitle%5D)+AND+%22Water+Research%22%5BJournal%5D)">Spectral fluorometric characterization of phytoplankton community composition using the Algae Online Analyser.</a> Water Research. 44 (8), 2461-2472 (2010).</li>
<li>Kieleck, C., Bousquet, B., Le Brun, G., Cariou, J., Lotrian, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+induced+fluorescence+imaging%3A+application+to+groups+of+macroalgae+identification%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physics+D%3A+Applied+Physics%22%5BJournal%5D)">Laser induced fluorescence imaging: application to groups of macroalgae identification.</a> Journal of Physics D: Applied Physics. 34 (16), 2561-2571 (2001).</li>
<li>Coronado-Parra, T., Roldán, M., Aboal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confocal+microscopy+in+ecophysiological+studies+of+algae%3A+a+door+to+understanding+autofluorescence+in+red+algae%5BTitle%5D)+AND+%22Microscopy+and+Microanalysis%22%5BJournal%5D)">Confocal microscopy in ecophysiological studies of algae: a door to understanding autofluorescence in red algae.</a> Microscopy and Microanalysis. 28 (1), 218-226 (2022).</li>
<li>Mulec, J., Kosi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lampenflora+algae+and+methods+of+growth+control%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cave+and+Karst+Studies%22%5BJournal%5D)">Lampenflora algae and methods of growth control.</a> Journal of Cave and Karst Studies. 71 (2), 109-115 (2009).</li>
<li>Nelissen, B., De Baere, R., Wilmotte, A., De Wachter, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenetic+relationships+of+nonaxenic+filamentous+cyanobacterial+strains+based+on+16S+rRNA+sequence+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+Evolution%22%5BJournal%5D)">Phylogenetic relationships of nonaxenic filamentous cyanobacterial strains based on 16S rRNA sequence analysis.</a> Journal of Molecular Evolution. 42 (2), 194-200 (1996).</li>
<li>Roldán, M., Oliva, F., Gónzalez Del Valle, M. A., Saiz-Jimenez, C., Hernández-Mariné, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Does+green+light+influence+the+fluorescence+properties+and+structure+of+phototrophic+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Does green light influence the fluorescence properties and structure of phototrophic biofilms.</a> Applied and Environmental Microbiology. 72 (4), 3026-3031 (2006).</li>
<li>Topinka, J. A., Bellows, W. K., Yentsch, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+marine+macroalgae+by+fluorescence+signatures%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Remote+Sensing%22%5BJournal%5D)">Characterization of marine macroalgae by fluorescence signatures.</a> International Journal of Remote Sensing. 11 (12), 2329-2335 (1990).</li>
<li>Roldán, M., Ascaso, C., Wierzchos, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+fingerprints+of+endolithic+phototrophic+cyanobacteria+living+within+halite+rocks+in+the+atacama+desert%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Fluorescent fingerprints of endolithic phototrophic cyanobacteria living within halite rocks in the atacama desert.</a> Applied and Environmental Microbiology. 80 (10), 2998-3006 (2014).</li>
<li>Solé, A., Diestra, E., Esteve, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confocal+laser+scanning+microscopy+image+analysis+for+cyanobacterial+biomass+determined+at+microscale+level+in+different+microbial+mats%5BTitle%5D)+AND+%22Microbial+Ecology%22%5BJournal%5D)">Confocal laser scanning microscopy image analysis for cyanobacterial biomass determined at microscale level in different microbial mats.</a> Microbial Ecology. 57 (4), 649-656 (2009).</li>
<li>Ramírez, O., García, A., Rojas, R., Couve, A., Härtel, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confined+displacement+algorithm+determines+true+and+random+colocalization+in+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Microscopy%22%5BJournal%5D)">Confined displacement algorithm determines true and random colocalization in fluorescence microscopy.</a> Journal of Microscopy. 239 (3), 173-183 (2010).</li>
<li>Universität Gottingen-Georg-August. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SAG+Culture+Collection+of+Algae%5BTitle%5D)+AND+%22Universit%C3%A4t+Gottingen-Georg-August%22%5BJournal%5D)">SAG Culture Collection of Algae.</a> Universität Gottingen-Georg-August. , www.uni-goettingen.de (2022).</li>
<li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+cell+counting+method+for+Neubauer+counting+chamber%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Laboratory+Analysis%22%5BJournal%5D)">Improvement of cell counting method for Neubauer counting chamber.</a> Journal of Clinical Laboratory Analysis. 34 (1), 23024(2020).</li>
<li>Wolf, E., Schüßler, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phycobiliprotein+fluorescence+of+Nostoc+punctiforme+changes+during+the+life+cycle+and+chromatic+adaptation%3A+Characterization+by+spectral+confocal+laser+scanning+microscopy+and+spectral+unmixing%5BTitle%5D)+AND+%22Plant%2C+Cell+and+Environment%22%5BJournal%5D)">Phycobiliprotein fluorescence of Nostoc punctiforme changes during the life cycle and chromatic adaptation: Characterization by spectral confocal laser scanning microscopy and spectral unmixing.</a> Plant, Cell and Environment. 28 (4), 480-491 (2005).</li>
<li>Zucker, R. M., Rigby, P., Clements, I., Salmon, W., Chua, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reliability+of+confocal+microscopy+spectral+imaging+systems%3A+Use+of+multispectral+beads%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+Part+A%22%5BJournal%5D)">Reliability of confocal microscopy spectral imaging systems: Use of multispectral beads.</a> Cytometry Part A. 71 (3), 174-189 (2007).</li>
<li>Field, A. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aField%2C+AM+%22Discovering+Statistics+Using+R%22">Discovering Statistics Using R</a>. , (2013).</li>
<li>Linnet, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Limitations+of+the+paired+t-test+for+evaluation+of+method+comparison+data%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Limitations of the paired t-test for evaluation of method comparison data.</a> Clinical Chemistry. 45 (2), 314-315 (1999).</li>
<li>Rosner, B., Grove, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+the+Mann-Whitney+U-test+for+clustered+data%5BTitle%5D)+AND+%22Statistics+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Use of the Mann-Whitney U-test for clustered data.</a> Statistics in Medicine. 18 (11), 1387-1400 (1999).</li>
<li>Colin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+the+living+plant+cell%3A+from+probes+to+quantification%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Imaging the living plant cell: from probes to quantification.</a> The Plant Cell. 34 (1), 247-272 (2022).</li>
<li>Borlinghaus, R. The white confical: continuous spectral tuning in excitation and emission. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBorlinghaus%2C+R+%22Optical+Fluorescence+Microscopy%22">Optical Fluorescence Microscopy</a>. , Springer. Berlin, Heidelberg. (2011).</li>
</ol>

De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.

Sommige eencellige of koloniale rode algen, zoals Chroothece, groeien langzaam in vitro, maar bevatten meerdere autofluorescente verbindingen die kunnen worden geanalyseerd door spectrale analyse onder een confocale microscoop, waar verschillen in pigmentemissiepieken kunnen worden gedetecteerd. Spectrale confocale fluorescentiemicroscopie heeft ons in staat gesteld om in vivo studies uit te voeren om de aanpassing of acclimatisatie van fotosynthetische organismen te evalueren 8,10,17,18,19,20....

Rode algen, zoals het geslacht Chroothece, kunnen groeien in extreme habitats, waar ze vaak te maken hebben met duidelijke veranderingen in het milieu1. Overstromingen en droogtes komen vaak voor in semi-aride gebieden waar dit geslacht te vinden is, en sommige soorten zijn gemeld in kreken, kliffen, grotten of zelfs thermaal water2. Meestal degraderen biologische variabelen, zoals competitie of begrazing, soorten echter naar niet-optimale omstandigheden voor hun groei. Omdat deze organismen vaak moeilijk te kweken zijn en niet of zeer langzaam groeien onder laboratoriumomstandigheden, is een belangrijke beperking de beschikbare steekproefgrootte. Daarom is het erg belangrijk om niet-destructieve methoden of methoden te volgen die minimale monstermanipulatie inhouden 3,4.
De fysiologische vaardigheden die nodig zijn om te overleven in deze ruwe omgevingen kunnen worden gecontroleerd door veranderingen in hun fotosynthetische systemen te volgen. Metabole mechanismen, fotosynthetische efficiëntie en gevoeligheid voor licht of kweekomstandigheden kunnen worden onthuld door pigmentfluorescentie-emissieprofielen, als gevolg van nauwkeurige veranderingen in hun energieoverdracht of het vangenvan 5,6,7,8.
Autofluorescentie van cellulaire verbindingen kan worden gebruikt als een marker voor cytodiagnostiek of als een natuurlijke indicator van cellulaire toestand of metabolisme in reactie op externe en interne signalen door veranderingen in emissie9. Het kan ook worden gebruikt om taxonomisch verschillende groepen fotosynthetische organismen te onderscheiden10. Afhankelijk van de fylogenetische positie van fototrofe micro-organismen, kan men verschillende in vivo fluorescentiekenmerken vinden. Daarom is bij verschillende gelegenheden geprobeerd een taxonomische identificatie te maken op basis van de in vivo kenmerken van fototrofe fluorescentie (met inbegrip van fluorescentieabsorptie en emissiespectra)11,12. Vanwege de diversiteit in accessoire pigmenten tussen fytoplanktontaxa, kunnen verschillen in de golflengten waarbij chlorofyl a (Chl a) fluorescentie wordt gestimuleerd, of verschillen in emissiespectra, worden gebruikt om taxonomie13 af te leiden. De in vivo fluorescentie-excitatie en emissiespectra van deze exemplaren zijn niet alleen afhankelijk van de phyla van algen, maar ook van fotosysteemaanpassing14. De efficiëntie van energieoverdracht naar Chl a, of de verhouding van Chl a tot accessoire pigmenten, en het cellulaire pigmentgehalte zijn gevoelig voor groeiomstandigheden5.
Rode algen, met name Chroothece, hebben verschillende accessoire fluorescerende pigmenten-phycobiliproteïnen en carotenoïden; Het eerste concentraat in fycobilisomen gehecht aan de thylakoïden van chloroplasten. Phycobiliproteïnen (phycocyanine, phycoerythrin en allophycocyanine) kunnen licht op verschillende golflengten opvangen en doorgeven aan Chl a, wat fotosynthese in zeer verschillende licht- en kweekomstandigheden mogelijk maakt15. Chroothece-soorten kunnen bijvoorbeeld in grotten groeien of bijna opduiken in licht zoute kalkhoudende beken2.
Monochromatische lichten beïnvloeden de groei en pigmentsamenstelling van fotosynthetische organismen en zijn bestudeerd om de groei van fotosynthetische organismen in grotten te voorkomen of te beheersen. Mulec et al. toonden aan dat rood verrijkte verlichting de groei van cyanobacteriën, algen en planten bevordert16. Eerdere studies hebben ook gemeld dat groen licht de pigmentsamenstelling van cyanobacteriënbeïnvloedt 17, terwijl anderen hebben aangetoond dat groen licht de groei van de meeste fotosynthetische organismen voorkomt en sommige cyanobacteriën vertonen een vermindering van thylakoïden en een zwakkere gemiddelde fluorescentie-intensiteit18.
Om het vermogen van Chroothece als modelorganisme om zware omstandigheden te overwinnen te begrijpen, zijn gekweekte cellen blootgesteld aan toenemende lichtintensiteiten en monochroom licht (groen of rood)15, om te zien hoe het omgaat met de schemerige omstandigheden van grotten (waar rood licht overheerst). Het hierin gepresenteerde protocol reproduceert het effect van de bovengenoemde variabelen op Chroothece's phycobiliproteïnen op cellulair niveau met behulp van zijn eigen autofluorescentie.
Tegenwoordig wordt fluorescentie vaak gebruikt als een hulpmiddel om de fysiologische reacties van vaatplanten, microalgen, macroalgen en cyanobacteriën te bestuderen13,14,16. Spectrale confocale fluorescentiemicroscopie is een uitstekend hulpmiddel voor in vivo studies om de fysiologie van fotosynthetische monsters op eencellig niveau 10,17,18,19,20 te evalueren, door problemen in verband met de lage groeisnelheid in het laboratorium en de moeilijkheden bij het verkrijgen van voldoende biomassa voor de bijbehorende extractie en biochemische methodente vermijden 8 . Zodra cellen gedurende 2 weken onder verschillende kweekomstandigheden zijn behandeld, kan het lambdasscanprofiel in vivo worden gemeten. Hoewel er verschillende publicaties zijn waarin verschillende golflengten van excitatie door confocale beeldvorming zijn gebruikt 3,4,10,17, kunnen de meeste fycobiliproteïnen en Chl a worden gedetecteerd met behulp van een excitatielijn met een golflengte van 561 nm en de gedetecteerde emissie varieert van 570 tot 760 nm golflengte. Deze criteria zijn gebaseerd op een analyse die eerder is uitgevoerd 10 met commerciële zuivere pigmenten (tabel 1) door confocale beeldvorming en de verkregen resultaten bij verschillende algensoorten20,21,22.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td rowspan="2">Pigmenten</td>
			<td rowspan="2">λflmax (nm)</td>
			<td colspan="8">λ exc (nm)</td>
		</tr><tr><td>351</td>
			<td>364</td>
			<td>458</td>
			<td>476</td>
			<td>488</td>
			<td>514</td>
			<td>543</td>
			<td>633</td>
		</tr><tr><td>Chl een</td>
			<td>660.9-678.1</td>
			<td>43,4 ± 1,8</td>
			<td>11,2 ± 0,2</td>
			<td>1,8 ± 0,05</td>
			<td>2,0 ± 0,08</td>
			<td>12,2 ± 0,7</td>
			<td>6,0 ± 0,3</td>
			<td>4,2 ± 0,16</td>
			<td>80,7 ± 1,5</td>
		</tr><tr><td rowspan="2">R-PE</td>
			<td>569.2-583.3</td>
			<td>5,9 ± 0,6</td>
			<td>5,9 ± 0,16</td>
			<td>11,1 ± 0,04</td>
			<td>42,2 ± 0,3</td>
			<td>100,0 ± 0</td>
			<td>90,0 ± 0,3</td>
			<td>99,2 ± 0,08</td>
			<td>-</td>
		</tr><tr><td>652.1-668.6</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>1,5 ± 0,01</td>
			<td>3,7 ± 0,04</td>
			<td>26,7 ± 0,5</td>
			<td>8,7 ± 0,16</td>
			<td>11,1 ± 0,16</td>
			<td>11,3 ± 0,2</td>
		</tr><tr><td>C-pc</td>
			<td>636.2-676.4</td>
			<td>2,3 ± 0,04</td>
			<td>1,0 ± 0,01</td>
			<td>0,6 ± 0,004</td>
			<td>0,7 ± 0,008</td>
			<td>2,0 ± 0,08</td>
			<td>2,0 ± 0,04</td>
			<td>3,3 ± 0,16</td>
			<td>33,6 ± 0,9</td>
		</tr><tr><td>APC-XL</td>
			<td>667.3-683.8</td>
			<td>15,1 ± 1,5</td>
			<td>9,6 ± 0,98</td>
			<td>1,0 ± 0,04</td>
			<td>1,2 ± 0,08</td>
			<td>5,9 ± 0,7</td>
			<td>4,1 ± 0,5</td>
			<td>23,2 ± 3,5</td>
			<td>91,4 ± 2,3</td>
		</tr></tbody></table>Tabel 1: De zuivere pigmentinformatie die wordt gebruikt om de lambdasscananalyse uit te voeren. Deze tabel toont emissiepieken en schouders/fluorescentiebandmaxima van verschillende fluorochromen/pigmenten door confocale beeldvormingsspectrofotometrie voor alle excitatiegolflengten, en het percentage lichtemissie door pigmenten/fluorochromen. De waarden werden berekend met de formule: = MFI*100/255. Elke waarde is het gemiddelde ± SE (gemiddelde ± standaardfout ten opzichte van het gemiddelde). Zuivere pigmenten werden gebruikt voor het kalibreren van de confocale scanning laser microscoop als volgt 1,2,10. Chlorofyl a werd verkregen uit Spinacia oleracea, R-phycoerythrin (R-PE) uit Porphyra tenera en C-phycocyanine (C-PE) uit Spirulina sp. Alle soorten werden opgelost in gefilterd gedestilleerd water. Allophycocyanine-XL (APC-XL) werd verkregen uit Mastigocladus laminosus, dat werd opgelost in ammoniumsulfaat (60%) en kaliumfosfaat (pH = 7) om een concentratie van 38 mM te bereiken. De scans werden uitgevoerd met 400 μL van elke pigmentoplossing (concentratie van 1 mg / ml) met behulp van een 8-goed bedekte glazen bodemkamer.
De studie van een enkele excitatiegolflengte is een vrij nuttige eerste benadering. In dit geval is het echter noodzakelijk om de relatieve bijdrage van de verschillende complexen in het fluorescentiesignaal op te helderen, wat wordt aanbevolen om onder andere een fluorescentieverhouding of spectrumanalyse op verschillende golflengten uit te voeren.

<table><tbody><tr><td>&micro;-Dish 35 mm, hoog Glass Bottom</td><td>Ibidi&nbsp;</td><td>81158</td><td>-</td></tr><tr><td>24 zwarte plaat</td><td>Ibidi</td><td>82406</td><td>&nbsp;platte en heldere bodem voor hoogdoorvoermicroscopie</td></tr><tr><td>Algenincubator</td><td>Panasonic</td><td>MLR-352-PE</td><td></td></tr><tr><td>Confocale laserscanningmicroscoop</td><td>Leica Microsystems</td><td>SP8 TCS</td><td>-</td></tr><tr><td>Kolf</td><td>Fisher Scientific</td><td>15380591</td><td>Kan worden gekocht in een lokale buurtwinkel of online winkels.</td></tr><tr><td>groen filter</td><td>PNTA, LEE filters</td><td>-</td><td>Kan worden gekocht in een lokale buurtwinkel of online winkels.</td></tr><tr><td>HC PL APO 63X/1.30 GLYC CORR CS2</td><td>Leica Microsystems</td><td>506353</td><td>Glycerool-immersielens</td></tr><tr><td>Beeldverwervingssoftware. LAS X</td><td>Leica Microsystems</td><td>SP8 TCS</td><td>-</td></tr><tr><td>Lichtbron</td><td>Panasonic</td><td>FL40SSENW/37MLR-352-PE</td><td></td></tr><tr><td>Quantum fotoradiometer</td><td>DeltaOhm&nbsp;</td><td>DO 9721</td><td>-</td></tr><tr><td>R software</td><td>R Core Team, 2020</td><td>4.0.2.</td><td>-</td></tr><tr><td>rood filter</td><td>PNTA, LEE filters</td><td>-</td><td>Kan worden gekocht in een lokale buurtwinkel of online winkels.</td></tr><tr><td>SWES medium</td><td>University of Murcia</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Type G Immersievloeistof</td><td>Leica Microsystems</td><td>11513910</td><td>Glycerol&nbsp;</td></tr></tbody></table>

autofluorescentie beeldvorming om de fysiologie van rode algen te evalueren

Autofluorescence Imaging to Evaluate Red Algae Physiology

Rode algen (Rhodophyta) bevatten fycobiliproteïnen en koloniseren habitats met weinig licht, maar sommige (bijvoorbeeld sommige Chroothece-soorten ) kunnen zich ook in de volle zon ontwikkelen. De meeste rhodofyten zijn rood, maar sommige kunnen blauwachtig lijken, afhankelijk van de verhouding blauwe en rode biliproteïnen (phycocyanine en phycoerythrin). Verschillende fycobiliproteïnen kunnen licht op verschillende golflengten opvangen en doorgeven aan chlorofyl a, wat fotosynthese onder zeer verschillende lichtomstandigheden mogelijk maakt. Deze pigmenten reageren op habitatveranderingen in licht en hun autofluorescentie kan helpen bij het bestuderen van biologische processen. Met behulp van Chroothece mobilis als modelorganisme en de spectrale lambda-scanmodus in een confocale microscoop, werd de aanpassing van fotosynthetische pigmenten aan verschillende monochromatische lichten op cellulair niveau bestudeerd om de optimale groeiomstandigheden van de soort te raden. De resultaten toonden aan dat, zelfs wanneer de bestudeerde soort uit een grot werd geïsoleerd, deze zich aanpaste aan zowel zwakke als gemiddelde lichtintensiteiten. De gepresenteerde methode is vooral nuttig voor het bestuderen van fotosynthetische organismen die niet of zeer langzaam groeien onder laboratoriumomstandigheden, wat meestal het geval is voor mensen die in extreme habitats leven.

Chlorofyl a absorbeert over het algemeen blauwe en rode golflengten van zichtbaar licht, terwijl fycobiliproteïnen groene, gele en oranje golflengten gebruiken7. De autofluorescentie van deze pigmenten maakt de eerste benadering om fycobiliproteïnen en chlorofylgedrag onder experimentele en veldomstandigheden te bestuderen mogelijk.
Door de verkregen gegevens te vergelijken en op verschillende grafieken te plotten, kunnen significante veranderingen in de gemiddelde fluo...

Het huidige protocol beschrijft stapsgewijze autofluorescentiebeeldvorming en evaluatie van fycobiliproteïneveranderingen in rode algen op basis van spectrale analyse. Dit is een labelvrije en niet-destructieve methode om cellulaire aanpassing aan extreme habitats te evalueren, wanneer alleen schaars materiaal beschikbaar is en cellen langzaam of helemaal niet groeien onder laboratoriumomstandigheden.

Autofluorescentie beeldvorming om de fysiologie van rode algen te evalueren

Red algae (Rhodophyta) contain phycobiliproteins and colonize habitats with dim light, however some (e.g., some Chroothece species) can also develop in ...

Dit confocale microscopische protocol zal de interpretatie van het ecologische gedrag en de aanpassingen van microalgen uit extreme omgevingen met langzame groei in het laboratorium mogelijk maken met behulp van autofluorescentie van hun pigmenten. Deze techniek is niet invasief en minimaliseert artefacten omdat chemische verbindingen niet worden gebruikt. Het kennen van de prestaties van pigmenten van autotrofen en de bijbehorende groei zal het ontwerpen van de controlemethoden mogelijk maken die het grootste belang hebben voor toeristische grotten en architecturale monumenten.Begin met het bereiden van het entmateriaal van Chroothece mobilis door het over te brengen van de agarcultuur naar het zeewatermedium of swes vloeibaar medium. Houd alle culturen gedurende twee weken met een 16 tot 8 licht donkere fotoperiode bij 20 graden Celsius onder een lage witte lichtintensiteit en zonder schudden totdat de gewenste celdichtheid is verkregen. Gebruik één milliliter van de exponentiële fasecultuur met vijf keer 10 tot de derde cellen per milliliter celdichtheid om te enten in een 24-putplaat voor verschillende experimenten.Om het monochromatische lichteffect te reproduceren, gebruikt u het groene filter dat groen licht doorlaat van 470 tot 570 nanometer met een piek op de golflengte van 506 nanometer en rood licht aangepast met behulp van een filter tussen 590 en 720 nanometer en piekt op 678 nanometer. Stel de celculturen gedurende twee weken bloot aan dit licht. Schakel alle componenten van de omgekeerde confocale laserscanmicroscoop in, inclusief de laser.Monteer de cellen in het SWES-groeimedium van elke experimentele put van de 24-putplaat op een glazen bodemschaal van 35 millimeter voor beeldvorming. Kies het 63X of 1.30 numerieke diafragma of NA glycerol onderdompelingsobjectief en plaats glycerol over de lens. Plaats vervolgens de putplaat op het microscooppodium en zorg ervoor dat het monster niet beweegt tijdens de beeldacquisitie.Centreer het monster in het lichtpad en focus op het midden van de cel door het vlak met de hoogste fluorescentie-intensiteit te selecteren. Als u klaar bent, opent u de beeldacquisitiesoftware en kiest u XY lambda in de vervolgkeuzelijst in de acquisitiemodus. Selecteer de excitatielijn van de laser 561 nanometer, acht bits dynamisch bereik en 1024 bij 1024 pixels.Verzamel de fluorescentie-emissiespectra in de bandbreedte van 10 nanometer en de lambdastapgrootte van vier nanometer binnen het bereik van 570 tot 760 nanometer. Zet het gaatje op één luchtunit en voer de lambdascan uit. Nadat u dit proces in verschillende gezichtsvelden en onder de verschillende omstandigheden van rode en groene lichten hebt herhaald, slaat u alle gegevens op.Zodra de lambdascan is verkregen, klikt u op het kwantificeervenster bovenaan de software om de verzamelde fluorescentie-emissiespectra te evalueren. Ga naar het geopende projectvenster en selecteer één XY lambda-bestand. Selecteer gestapelde profielanalyse in de beeldvormingssoftware en definieer een interessegebied van vier micrometer vierkant in het midden van een cel om de gemiddelde fluorescentie-intensiteit te analyseren.Exporteer de gegevens en het CSV-bestand voordat u het proces herhaalt met verschillende cellen onder verschillende omstandigheden. Open vervolgens de CSV-bestanden om de verschillende fluorescentie-emissiepieken van alle gemeten interessegebieden te selecteren door de maximale fluorescentiegegevens van respectievelijk fycoerythrin phycocyanobilin, C.phycocyanine, allophycocyanine en chlorofyl A in het CSV-bestand te selecteren. Als u klaar bent, maakt u een nieuwe tabel met alle maximale fluorescentiewaarden die zijn verkregen uit elke fycobiliproteïne- en chlorofylpiek en plot u de gegevens in een grafiek.Er werden significante verschillen in gemiddelde fluorescentie-intensiteit waargenomen. De gemiddelde fluorescentie-intensiteit van phycoerythrin phycocyanobilin nam aanzienlijk af wanneer de cellen werden blootgesteld aan monochroom groen licht. Daarentegen werd geen verschil waargenomen in rood licht in vergelijking met de controle.Het groene licht had het tegenovergestelde effect op allophycocyanine en chlorofyl A, waarbij de gemiddelde fluorescentie-intensiteit aanzienlijk toenam als gevolg van de aanpassing van antennecomplexen als gevolg van een verhoogde hoeveelheid of verbeterde connectiviteit van onder andere de antennecomplexen. Het rode licht produceerde een niet-significante toename van allophycocyanine en chlorofylfluorescentie. Om het effect van verschillende groeiomstandigheden op cellen in cultuur te bestuderen, is het cruciaal om de metingen uit te voeren met precies dezelfde microscoopinstellingen.Het is mogelijk om andere omgevingsparameters te analyseren die relevant zijn voor de cultuur van autofluorescentie-organismen, evenals het fluorescentiesignaal binnen het zichtbare spectrum. Deze techniek is een zeer krachtige benadering van een studie van levensorganismen met verschillende autofluorescentiepigmenten.

autofluorescence-imaging-to-evaluate-red-algae-physiology

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

This video demonstrates a protocol for detecting and quantifying neutral lipids in algal cells by staining them with Nile red dye.

Nile Red Staining: A Technique to Detect and Quantify Intracellular Neutral Lipids in Algae

Een eenvoudig protocol om de neutrale vetgehalte van algen cellen te bepalen met behulp van een Nile Red kleuring procedure wordt beschreven. Deze tijdbesparende techniek biedt een alternatief voor traditionele-gravimetrische basis lipide kwantificering protocollen. Het is ontworpen voor de specifieke toepassing van controle bioproces prestaties.

Een eenvoudige en snelle protocol voor het meten van neutrale lipiden in algencellen met behulp van fluorescentie

Microbiële populaties bevatten aanzienlijke cel heterogeniteit, die de algehele gedrag kan dicteren. Moleculaire probe analyse door middel van flowcytometrie kan fysiologische staten van cellen te bepalen, maar de toepassing ervan varieert tussen soorten. Deze studie geeft een protocol naar cel sterfte binnen een cyanobacterie bevolking nauwkeurig bepalen, zonder onderschatten of opname vals positieve resultaten.

Moleculaire Probe Optimization to Cell Sterfte Bepaal in een fotosynthetische organisme (<em&gt; Microcystis aeruginosa</em&gt;) Met behulp van flowcytometrie

Hier beschrijven we een photobleaching methode ter vermindering van de autofluorescence van cyanobacteriën. Na photobleaching, wordt stochastische optische wederopbouw microscopie gebruikt voor het verkrijgen van driedimensionale Super resolutiebeelden van de cyanobacteriën FtsZ ring.

Photobleaching maakt super resolutie beeldvorming van de FtsZ Ring in de Cyanobacterium Prochlorococcus

Hier presenteren we een protocol om te bouwen van lab-schaal zeepbel kolom photobioreactors en ze gebruiken om cultuur microalgen. Het biedt ook een methode voor de bepaling van de groeisnelheid van de cultuur en de neutrale vetgehalte.

Teelt van groene microalgen in Bubble kolom Photobioreactors en een kwantitatieve analyse voor neutrale lipiden

Dit protocol demonstreert het gebruik van een fenotype microarray (PM) technologieplatform om metabolische vereisten van Chlamydomonas reinhardtii, een groene microalg, te definiëren en een bestaand metabolisch netwerkmodel te verfijnen.

High-Throughput Metabole Profilering voor Modelverfijningen van Microalgen

Snelle herhalingssnelheid fluorometer (FRRf) is een nuttige methode voor het meten van fotosysteem II fotofysiologie en primaire productiviteit. Hier beschrijven we een protocol om PSII-fotofysiologie van epizoïsche alg, Colacium sp. op substraat zoöplankton te meten met behulp van cuvette-type FRRf.

Het meten van fotofysiologie van attached stage van Colacium sp. door een Cuvette-Type Fast Repetition Rate Fluorometer

Dit protocol beschrijft fluorescentiebeeldvorming en analyse van de endogene metabole co-enzymen, gereduceerd nicotinamide-adenine (fosfaat) dinucleotide (NAD (P) H) en geoxideerd flavine-adenine dinucleotide (FAD). Autofluorescentie beeldvorming van NAD(P)H en FAD biedt een labelvrije, niet-destructieve methode om het cellulaire metabolisme te beoordelen.

Autofluorescentie beeldvorming om cellulair metabolisme te evalueren

Dit protocol bevat een stapsgewijze handleiding voor de Simultaneous Label-free Autofluorescence Multi-harmonic (SLAM) microscopische techniek, inclusief details over het genereren van de laserlichtbron, het voorbereiden van een weefselmonster, het uitvoeren van beeldvorming en het analyseren van de gegevens. SLAM bevordert niet-lineaire microscopie door vier complementaire labelvrije contrasten te meten om de micro-omgeving van het weefsel te onderzoeken.

Gelijktijdige labelvrije autofluorescentie multi-harmonische microscopie

In deze video laten we zien hoe te labelen en te visualiseren enkele synaptische blaasjes exocytose en handel in goudvissen het netvlies bipolaire cellen met behulp van totale interne reflectie fluorescentie (TIRF) microscopie.

Imaging exocytose in het netvlies bipolaire cellen met TIRF Microscopie

Verken autofluorescentiebeeldvorming om de fysiologie van rode algen te evalueren met confocale microscopie. Deze niet-invasieve methode analyseert pigmentveranderingen zonder chemische labels.

Autofluorescentie beeldvorming om de fysiologie van rode algen te evalueren

Meer video's verkennen