Name: Teken kunstmatige membraanvoeding voor Ixodes scapularis (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-11-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: Leer kunstmatige membraanvoeding voor teken van verschillende levensstadia zonder dierlijke gastheren. Deze methode maakt gecontroleerd onderzoek naar teken-pathogeen interacties mogelijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

1. Het voorbereiden van de tekenmembraankamer
<ol><li>Bereid een plat, niet-poreus oppervlak voor, zoals een glasvlak of een keramisch gecoate metalen basis van een armstandaard door het af te vegen met 70% ethanol en bedek het vervolgens met een enkele laag plasticfolie, waarbij u ervoor zorgt dat de plasticfolie vlak is en zonder bubbels of rimpels (zie figuur 1A).</li>
	<li>Plak 100% rayon lens reinigingspapier vast op het voorbereide oppervlak. Zorg ervoor dat het plat en enigszins strak is met tape over alle vier de zijden van het papier. Van twee stukken van 4 in x 6 in lenspapier kunnen membranen worden gemaakt met behulp van de volumes die in stap 1.3 worden beschreven. OPMERKING: Dit is voldoende om tot 12 voerkamers te maken (zie figuur 1B). Als het membraan voor larvale teken is, gebruik dan unryu-papier in plaats van lensreinigingspapier.</li>
	<li>Bereid het 00-10 hardheid siliconenmengsel door 5 ml van elk deel van de siliconenkit in een wegwerpcontainer te meten, de twee vloeistoffen licht te mengen voordat u 1,5 ml hexaan toevoegt. Blijf mengen totdat het mengsel homogeen en grondig gemengd is. OPMERKING: Als u membranen maakt voor volwassen teken, gebruik dan siliconen met een hardheid van 00-50.</li>
	<li>Gebruik een kleine wisser om het siliconenmengsel over het lenspapier te verdelen. Laat 1 minuut staan om er zeker van te zijn dat de siliconen in het lenspapier zijn gedrenkt. Schraap gestaag overtollige siliconen naar de zijkant met de wisser met behulp van een kleine hoeveelheid neerwaartse druk. Voer een tweede pass uit met de wisser, oefen geen neerwaartse druk uit, om eventuele lijnen van siliconen te verwijderen en een gladde laag te produceren. OPMERKING: Deze stap van de procedure kan enige oefening vereisen om membranen van optimale dikte te produceren voor elke levensfase (volwassenen: 150-200 μm; nimfen: 90-120 μm; larven: 80-100 μm). Een dikker membraan (binnen de voedingstoleranties van de levensfase) zal meestal betere resultaten opleveren door condensatie in de kamer te verminderen en de zelfherstellende eigenschap van het membraan te verbeteren.</li>
	<li>Alleen voor larven, dompel de bovenkant van de voedingskamer meerdere keren in Fluon fluorpolymeerhars (PTFE-30), zodat deze tussen de toepassingen kan drogen om een consistente laag te produceren. OPMERKING: De toepassing van Fluon vormt een antiaanbaklaag van fluorpolymeerhars vergelijkbaar met een antiaanbakpan. Dit vermindert het aantal larven dat naar de top van de kamer21 klimt.</li>
	<li>Laat het membraan minstens 24 uur uitharden in een stofvrije omgeving, zoals een gesloten chemische of bioveiligheidskast, voordat u doorgaat naar de volgende stap. Zie figuur 1C voor hoe het rayonlenspapier eruitziet nadat de siliconen zijn opgedroogd.</li>
	<li>Bereid het 30-hardheid siliconenmengsel om de kamers aan het membraan te bevestigen door gelijke delen siliconenmengsel A en B te mengen.</li>
	<li>Dompel de polycarbonaatkamers ongeveer een kwart inch (6 mm) in het siliconenmengsel en plaats ze vervolgens op het membraanvel, waarbij u ervoor zorgt dat u geen van de tape overlapt (figuur 1D).</li>
	<li>Laat de bevestigende siliconen minstens 24 uur uitharden voordat u naar de volgende stappen gaat.</li>
	<li>Snijd met behulp van een scalpel voorzichtig het membraan rond elk van de aangesloten kamers en snijd de randen af zodat het soepel in een put van de 6-wellplaat past zonder veel schrapen aan de zijkanten (figuur 1E). Laat voldoende materiaal buiten de kamer om de hechting van het membraan te maximaliseren. OPMERKING: Als er te veel buitenmateriaal overblijft, kan herhaalde verwijdering van de kamer uit de 6-wellsplaat ervoor zorgen dat het membraan gedeeltelijk loskomt van de kamer. Het repareren van losse membranen wordt beschreven in rubriek 5.</li>
	<li>Snijd een klein stukje van het overgebleven membraan uit elk van de hoeken en het midden van het membraanvel. Verwijder de plasticfolie van elk stuk. Meet de stukken met een micrometer om de gemiddelde membraandikte te bepalen. OPMERKING: Als de membraandikte niet binnen het tolerantiebereik voor de levensfase valt (zie stap 1.4), moeten de membranen worden weggegooid en opnieuw worden gemaakt. De papierdikte van Unryu is zeer variabel vanwege de dikke strengen vezels en dunne gebieden. Hoewel deze eigenschap larven in staat stelt om gebieden van optimale dikte te vinden, maakt het het moeilijk om de werkelijke membraandikte te bepalen.</li>
	<li>Plaats de voedingskamers samen met één O-ring per kamer in een glazen bekerglas dat gedurende ten minste 20 minuten bij 121 °C moet worden geautoclaveerd om te steriliseren. Laat de kamers afkoelen voordat u ze gebruikt.</li>
</ol>2. De tekenfeed instellen
<ol><li>Bereid een lamp of kamer zo voor dat de lichten 16 uur branden en vervolgens 8 uur uit zijn. Als u een lamp gebruikt, zorg er dan voor dat het waterbad in de volgende stap in het donker is voor die 8 uur.</li>
	<li>Zet een waterbad op 34 °C en met steunen zodat een 6-well plaat er lichtjes in kan zitten en drijven. Gebruik kleine glazen bekers verzonken in het waterbad als ondersteuning. Gebruik een transparante hoes voor het waterbad om een licht-donkercyclus voor de teken te behouden; gebruik indien nodig een T-standaard en plasticfolie om een hoes te maken. Om het risico op besmetting te verminderen, voegt u 0,02% benzalkoniumchloride toe aan het waterbad en stelt u een ander waterbad in op 36 °C voor het verwarmen van gekoeld bloed.</li>
	<li>Verwijder de voorbereide, geautoclaveerde membraankamers, plaats de O-ring rond de kamer (figuur 1F) en vul vervolgens elke kamer met voldoende 70% ethanol om het membraan te bedekken. Laat 5 minuten in een 6-wells plaat zitten en zoek dan naar eventuele lekken tussen de kamer en het membraan en in het membraan zelf. OPMERKING: Als het membraan lekt, zal ethanol zich ophopen in de basis van de put. Lekkende membranen moeten worden weggegooid.</li>
	<li>Leeg de ethanol uit de kamers en laat het vervolgens aan de lucht drogen in een bioveiligheidskast of laminaire stromingskap. OPMERKING: Dit kan enkele minuten duren, afhankelijk van de luchtvochtigheid.</li>
	<li>Tijdens het wachten, warmte-inactiveer het complement in het bloed door gedurende 40 minuten te verwarmen op 56 °C. Vul mechanisch gedefibrineerd runderbloed aan met 2 g/L glucose.</li>
	<li>Nadat het membraan droog is, brengt u ~ 20 μL phagostimulant aan op de binnenkant van de kamer en verspreidt u het vervolgens over het oppervlak door de kamer te kantelen. Zie rubriek 6 voor instructies met betrekking tot het bereiden van een phagostimulant uit tekenfrass.</li>
	<li>Wacht tot de phagostimulant droog is voordat u de teken met een borstel of tang aan de kamer toevoegt. Werk zo snel mogelijk bij het overbrengen van de teken naar de kamer om ontsnapping te voorkomen. Zet de teken in een buis op ijs gedurende 1-2 minuten voordat je ze overbrengt om hun vermogen om te ontsnappen te vertragen. Nadat de teken zijn overgebracht, verzegelt u de bovenkant met parafilm; span de parafilm niet te veel uit, omdat de warmte van het waterbad ervoor kan zorgen dat deze scheurt. OPMERKING: Tangen werken het beste met nimf- en volwassen levensfasen en borstels werken het beste met larvale levensfasen.</li>
	<li>Voeg 5 ml van het warmte-geïnactiveerde bloed per put/kamer toe aan een conische buis en plaats in het waterbad ingesteld op 36 °C. Breng gekoeld bloed op zijn minst op kamertemperatuur voordat je de teken eraan blootstelt. Zet vier kamers per 6-well plaat opzij voor eenvoudige bediening van kamers. Meer kamers per plaat moeten worden vermeden, maar afhankelijk van de grootte van het waterbad kunnen meer platen worden gebruikt.</li>
	<li>Voeg 5 μL 3 mM ATP en 50 μL 100x voorraad penicilline/streptomycine/fungizone per 5 ml bloed toe aan de buis.</li>
	<li>Breng 4,5 ml van het bloed over in een putje van een 6-wellsplaat en plaats de kamer vervolgens voorzichtig in de put, waarbij de O-ringhoogte op de kamer wordt aangepast, zodat het membraan in het bloed zit, maar de bloedspiegel rond de zijkant niet over de put heen komt. Plaats de put in het bloed onder een hoek om luchtbelvorming tussen het bloed en het membraan te voorkomen. OPMERKING: Een voltooide plaat is weergegeven in figuur 2.</li>
	<li>Plaats het deksel van de 6-wells plaat bovenop de voedingskamers; plaats vervolgens de 6-wellsplaat met kamers in het voorbereide waterbad van 34 °C en sluit het deksel. OPMERKING: Het deksel aan de bovenkant helpt voorkomen dat gecondenseerd water in contact komt met de parafilm en het bloed in de putten verdunt.</li>
</ol>3. Het onderhouden van de voedende teken door het bloed elke 12 uur te vervangen
<ol><li>Aliquot 5 ml van het warmte-geïnactiveerde bloed per put in een buis en warm het op in een waterbad van 36 °C. Ontdooi de ATP en penicilline/streptomycine/fungizone tegelijkertijd in het waterbad.</li>
	<li>Voeg 5 μL 3 mM ATP en 50 μL 100x voorraad penicilline/streptomycine/fungizone per put toe aan de bloedbuis. Breng 4,5 ml bloed over in een putje van een verse 6-wells plaat.</li>
	<li>Haal de 6-wells plaat met de tekenkamer uit het waterbad. Verwijder de kamer uit de put en spoel de buitenkant van de kamer en het membraan af met 10 ml steriele 1x PBS om het bloed te verwijderen.</li>
	<li>Gebruik geautoclaveerd filterpapier en dep het membraan en de kamer voorzichtig om het overtollige PBS te verwijderen. Vervang de parafilm aan de bovenkant van de kamer. Als er veel condensatie in de kamer is, dep dan de natte plekken af met geautoclaveerd filterpapier voordat u ze afsluit met verse parafilm.</li>
	<li>Plaats de tekenkamer in de nieuwe 6-wells plaat met vers bloed en pas indien nodig de O-ringhoogte aan. Herhaal stap 3.3-3.5 voor elke kamer op de plaat. Plaats het deksel van de 6-wells plaat over de bovenkanten van de kamers. Verplaats de nieuwe 6-wells plaat terug naar het waterbad van 34 °C.</li>
	<li>Herhaal stap 3.1-3.5 elke 12 uur tot het einde van de tekenvoeding. Wacht tot de teken zelf loskomen van het membraan wanneer ze worden opgezwollen of verwijder ze voorzichtig van het membraan met een zacht aanvoelend pincet terwijl ze nog steeds zijn bevestigd om gedeeltelijk opgezwollen teken te verkrijgen.</li>
</ol>4. Antischimmelbehandeling
OPMERKING: Voer alleen uit wanneer schimmelgroei op het membraan wordt gezien. Schimmel zal zich waarschijnlijk vormen aan de bloedkant van het membraan als de voeding van voldoende duur is. De eerste indicatie van schimmelbesmetting is kleine (1-3 mm) vlokken van gecoaguleerd bloed zichtbaar op het membraan. Wanneer schimmelbesmetting wordt opgemerkt, kunnen antischimmelbehandelingen de duur van het experiment verlengen en het stuwingssucces verbeteren.
<ol><li>Los 10.000 U nystatine per ml op in gedestilleerd water, 5 ml per voedingskamer. Filter-steriliseer met een spuitfilter van 0,1 μm.</li>
	<li>Voeg 5 ml nystatine-oplossing toe per put van een nieuwe 6-wellsplaat, één put voor elke voedingskamer.</li>
	<li>Plaats PBS-gespoelde kamers in de oplossing. Laat 10 min zitten.</li>
	<li>Spoel de behandelde membranen met PBS voordat u ze terugbrengt in vers bloed.</li>
	<li>Herhaal de antischimmelbehandeling om de 2-3 dagen (afhankelijk van de mate van schimmelbesmetting) tot de voltooiing van het experiment.</li>
</ol>5. Losgemaakte membranen opnieuw hechten met cyanoacrylaatlijm
OPMERKING: Voer alleen uit wanneer membraanloslating wordt opgemerkt.
<ol><li>Membranen kunnen gedeeltelijk loskomen van de voedingskamers, vooral tijdens het verwijderen van de 6-wellsplaat. Als dit gebeurt, spoel dan het bloedmembraan met PBS.</li>
	<li>Droog het getroffen gebied voorzichtig af. Het hoeft niet perfect droog te zijn, maar de aanwezigheid van vocht zorgt ervoor dat de lijm sneller uitzet. OPMERKING: Het opnieuw hechten van het membraan beperkt de werktijd, maar afhankelijk van de loslatingsgrootte kan een snellere insteltijd wenselijk zijn.</li>
	<li>Knijp een kleine hoeveelheid cyanoacrylaatlijm in de opening waar het membraan uit de kamer is getrokken. Houd ~2 min op zijn plaats om de lijm te laten uitharden.</li>
	<li>Plaats de kamer terug in het bloed in de 6-well plaat.</li>
</ol>6. Phagostimulant maken
OPMERKING: Voer uit aan het einde van een feed of voordat een membraanfeed is gestart.
<ol><li>Verzamel tekenuitwerpselen van een eerder membraanvoer of een andere bron van het voeren van teken. Bewaar de ontlasting bij -20 °C voordat u de fagostimulant maakt. Plet de pellets van tekenuitwerpselen en meng 0,1 g per 1 ml water. Voeg 1 mM tripeptide gereduceerd glutathion toe, los op en meng grondig door vortexing.</li>
	<li>Filter-steriliseer met een spuitfilter van 0,1 μm.</li>
	<li>Vries in bij -20 °C totdat het nodig is.</li>
</ol>

<ol><li>Rosenberg, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs%3A+trends+in+reported+vectorborne+disease+cases+-+United+States+and+territories%2C+2004-2016%5BTitle%5D)+AND+%22Morbidity+and+Mortality+Weekly+Report%22%5BJournal%5D)">Vital signs: trends in reported vectorborne disease cases - United States and territories, 2004-2016.</a> Morbidity and Mortality Weekly Report. 67 (17), 496-501 (2018).</li>
<li>Busch, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Widespread+movement+of+invasive+cattle+fever+ticks+%28Rhipicephalus+microplus%29+in+southern+Texas+leads+to+shared+local+infestations+on+cattle+and+deer%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26+Vectors%22%5BJournal%5D)">Widespread movement of invasive cattle fever ticks (Rhipicephalus microplus) in southern Texas leads to shared local infestations on cattle and deer.</a> Parasites & Vectors. 7, 188(2014).</li>
<li>Süss, J., Klaus, C., Gerstengarbe, F. W., Werner, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+makes+ticks+tick%3F+Climate+change%2C+ticks%2C+and+tick-borne+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Travel+Medicine%22%5BJournal%5D)">What makes ticks tick? Climate change, ticks, and tick-borne diseases.</a> Journal of Travel Medicine. 15 (1), 39-45 (2008).</li>
<li>Gray, J. S., Dautel, H., Estrada-Peña, A., Kahl, O., Lindgren, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+climate+change+on+ticks+and+tick-borne+diseases+in+Europe%5BTitle%5D)+AND+%22Interdisciplinary+Perspectives+on+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Effects of climate change on ticks and tick-borne diseases in Europe.</a> Interdisciplinary Perspectives on Infectious Diseases. 2009, 593232(2009).</li>
<li>Sonenshine, D. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSonenshine%2C+DE+%22Biology+of+Ticks%22">Biology of Ticks</a>. , Oxford University Press. New York. (1991).</li>
<li>Schwan, T. G., Piesman, J., Golde, W. T., Dolan, M. C., Rosa, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+an+outer+surface+protein+on+Borrelia+burgdorferi+during+tick+feeding%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Induction of an outer surface protein on Borrelia burgdorferi during tick feeding.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 92 (7), 2909-2913 (1995).</li>
<li>Massung, R. F., Priestley, R. A., Miller, N. J., Mather, T. N., Levin, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inability+of+a+variant+strain+of+Anaplasma+phagocytophilum+to+infect+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Inability of a variant strain of Anaplasma phagocytophilum to infect mice.</a> The Journal of Infectious Diseases. 188 (11), 1757-1763 (2003).</li>
<li>Koci, J., Bernard, Q., Yang, X., Pal, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Borrelia+burgdorferi+surface+protein+Lmp1+facilitates+pathogen+dissemination+through+ticks+as+studied+by+an+artificial+membrane+feeding+system%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Borrelia burgdorferi surface protein Lmp1 facilitates pathogen dissemination through ticks as studied by an artificial membrane feeding system.</a> Scientific Reports. 8 (1), 1910(2018).</li>
<li>Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manual+for+maintenance+of+multi-host+ixodid+ticks+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory.</a> Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).</li>
<li>Hart, T., Yang, X., Pal, U., Lin, Y. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Lyme+borreliae+proteins+promoting+vertebrate+host+blood-specific+spirochete+survival+in+Ixodes+scapularis+nymphs+using+artificial+feeding+chambers%5BTitle%5D)+AND+%22Ticks+and+Tick-Borne+Diseases%22%5BJournal%5D)">Identification of Lyme borreliae proteins promoting vertebrate host blood-specific spirochete survival in Ixodes scapularis nymphs using artificial feeding chambers.</a> Ticks and Tick-Borne Diseases. 9 (5), 1057-1063 (2018).</li>
<li>Hart, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+tropism+determination+by+convergent+evolution+of+immunological+evasion+in+the+Lyme+disease+system%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathogens%22%5BJournal%5D)">Host tropism determination by convergent evolution of immunological evasion in the Lyme disease system.</a> PLoS Pathogens. 17 (7), (2021).</li>
<li>Bernard, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasticity+in+early+immune+evasion+strategies+of+a+bacterial+pathogen%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Plasticity in early immune evasion strategies of a bacterial pathogen.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (16), 3788-3797 (2018).</li>
<li>Pierce, A. E., Pierce, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+note+on+the+cultivation+of+Boophilus+microplus+%28Canestrini%2C+1887%29+%28Ixodidae%3A+Acarina%29+on+the+embyonated+hen+egg%5BTitle%5D)+AND+%22Australian+Veterinary+Journal%22%5BJournal%5D)">A note on the cultivation of Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Ixodidae: Acarina) on the embyonated hen egg.</a> Australian Veterinary Journal. 32 (6), 144-146 (1956).</li>
<li>Doube, B. M., Kemp, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+temperature%2C+relative+humidity+and+host+factors+on+the+attachment+and+survival+of+Boophilus+microplus+%28Canestrini%29+larvae+to+skin+slices%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+for+Parasitology%22%5BJournal%5D)">The influence of temperature, relative humidity and host factors on the attachment and survival of Boophilus microplus (Canestrini) larvae to skin slices.</a> International Journal for Parasitology. 9 (5), 449-454 (1979).</li>
<li>Kröber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vitro+feeding+assay+to+test+acaricides+for+control+of+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Management+Science%22%5BJournal%5D)">An in vitro feeding assay to test acaricides for control of hard ticks.</a> Pest Management Science. 63 (1), 17-22 (2007).</li>
<li>Kuhnert, F., Diehl, P. A., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+life-cycle+of+the+bont+tick+Amblyomma+hebraeum+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+for+Parasitology%22%5BJournal%5D)">The life-cycle of the bont tick Amblyomma hebraeum in vitro.</a> International Journal for Parasitology. 25 (8), 887-896 (1995).</li>
<li>Kröber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Parasitology%22%5BJournal%5D)">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).</li>
<li>Andrade, J. J., Xu, G., Rich, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+silicone+membrane+for+in+vitro+feeding+of+Ixodes+scapularis+%28Ixodida%3A+Ixodidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">A silicone membrane for in vitro feeding of Ixodes scapularis (Ixodida: Ixodidae).</a> Journal of Medical Entomology. 51 (4), 878-879 (2014).</li>
<li>Oliver, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infection+of+immature+Ixodes+scapularis+%28Acari%3A+Ixodidae%29+by+membrane+feeding%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Infection of immature Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) by membrane feeding.</a> Journal of Medical Entomology. 53 (2), 409-415 (2016).</li>
<li>Oliver, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+dynamics+and+antibiotic+elimination+of+symbiotic+Rickettsia+buchneri+in+the+tick+Ixodes+scapularis+%28Acari%3A+Ixodidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Growth dynamics and antibiotic elimination of symbiotic Rickettsia buchneri in the tick Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae).</a> Applied and Environmental Microbiology. 87 (3), (2021).</li>
<li>Graham, E. E., Poland, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+of+Fluon+conditioning+for+capturing+cerambycid+beetles+in+different+trap+designs+and+persistence+on+panel+traps+over+time%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Economic+Entomology%22%5BJournal%5D)">Efficacy of Fluon conditioning for capturing cerambycid beetles in different trap designs and persistence on panel traps over time.</a> Journal of Economic Entomology. 105 (2), 395-401 (2012).</li>
<li>Munderloh, U. G., Liu, Y., Wang, M., Chen, C., Kurtti, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment%2C+maintenance+and+description+of+cell+lines+from+the+tick+Ixodes+scapularis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Establishment, maintenance and description of cell lines from the tick Ixodes scapularis.</a> Journal of Parasitology. 80 (4), 533-543 (1994).</li>
<li>Lehane, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+single+and+coinfections+of+human+pathogens+in+Ixodes+ticks+from+five+geographical+regions+in+the+United+States%2C+2013-2019%5BTitle%5D)+AND+%22Ticks+and+Tick-Borne+Diseases%22%5BJournal%5D)">Prevalence of single and coinfections of human pathogens in Ixodes ticks from five geographical regions in the United States, 2013-2019.</a> Ticks and Tick-Borne Diseases. 12 (2), (2021).</li>
<li>González, J., Bickerton, M., Toledo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+artificial+membrane+feeding+for+ixodid+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Tropica%22%5BJournal%5D)">Applications of artificial membrane feeding for ixodid ticks.</a> Acta Tropica. 215, (2021).</li>
<li>Król, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+transmission+paths+for+three+different+Bartonella+spp.+in+Ixodes+ricinus+ticks+using+artificial+feeding%5BTitle%5D)+AND+%22Microorganisms%22%5BJournal%5D)">Evaluating transmission paths for three different Bartonella spp. in Ixodes ricinus ticks using artificial feeding.</a> Microorganisms. 9 (5), 901(2021).</li>
<li>Anderson, J. F., Magnarelli, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biology+of+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Infectious+Disease+Clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Biology of ticks.</a> Infectious Disease Clinics of North America. 22 (2), 195-215 (2008).</li>
</ol>

Kunstmatige membraanvoeding van teken biedt een nuttig hulpmiddel voor een verscheidenheid aan experimentele procedures, maar zal waarschijnlijk niet voor alle toepassingen het voeren van dieren vervangen. Het onderhouden van grote kolonies teken in alle levensfasen zonder diervoeding is over het algemeen onhoudbaar. In plaats daarvan is het kunstmatige voedingssysteem waardevol voor andere doeleinden, zoals het infecteren van teken met pathogenen die niet worden ondersteund door modelgastheersers, het evalueren van de e...

Door teken overgedragen ziekten hebben een sterke invloed op de gezondheid van mens en dier over de hele wereld en zijn verantwoordelijk voor meer dan tweederde van alle vectorgerelateerde ziekten in de VS van 2004 tot 20161. Bovendien is het aantal gevallen de afgelopen jaren toegenomen, waarbij meer mensen en vee worden getroffen door teken en de bijbehorende ziekten 2,3. Hoewel er waarschijnlijk tal van oorzaken zijn voor de stijgende trend in het aantal gevallen, is het veranderende klimaat een belangrijke factor 3,4. De voorspelde voortdurende toename van het aantal door teken overgedragen ziektegevallen onderstreept de noodzaak om nieuwe hulpmiddelen te ontwikkelen om de relaties tussen teken en de ziekteverwekkers die ze overbrengen te onderzoeken.
Het is bekend dat teken tijdens het voeden veranderingen in fysiologie en genexpressie ondergaan en dat deze veranderingen een rol spelen bij de overdracht van ziekteverwekkers 5,6. Het kan moeilijk zijn om studies uit te voeren die de effecten van volledige en gedeeltelijke voeding op de overdracht en verwerving van pathogenen onderzoeken met behulp van diermodellen, met name in situaties waarin knaagdiermodellen niet vatbaar zijn voor infectie door een bepaald pathogeen. Anaplasma phagocytophilum Variant-1 stam wordt bijvoorbeeld van nature overgedragen tussen Ixodes scapularis en herten, maar is niet in staat om muizen te infecteren, wat de tekeninfectie in het laboratorium bemoeilijkt7. Kunstmatige voedingssystemen kunnen ook worden toegepast om pathogenen zoals Borrelia burgdorferi te helpen bestuderen via het gebruik van transgene mutanten met gendeleties die transmissie of infectie remmen8. Het gebruik van een kunstmatig voedingssysteem helpt onderzoekers de rol van de genen te isoleren door infectie of overdracht alleen aan de kant van de teek toe te staan, waardoor elke gastheerrespons wordt geïsoleerd die dergelijke studies kan verstoren.
Evenzo kunnen sommige levensfasen van teken die betrokken zijn bij ziekte en overdracht van dieren mogelijk niet worden geïnduceerd om zich te voeden met gemeenschappelijke laboratoriummodelsoorten. Ixodes scapularis-vrouwtjes moeten bijvoorbeeld worden gevoed met grotere dieren, meestal konijnen9. Hoewel vaak toegankelijk voor laboratoriumexperimenten, overtreffen de administratieve en houderijvereisten voor het gebruik van konijnen die van kleine knaagdieren en kunnen ze voor sommige laboratoria onbetaalbaar zijn. Andere tekensoorten, met name die welke van veterinair belang zijn, moeten worden gevoederd met runderen of andere grote dieren die in de meeste laboratoria niet praktisch te gebruiken zijn. In vitro voeding en infectiemethoden, zoals kunstmatige membraanvoeding, bieden alternatieven voor het gebruik van grote of exotische gastheerdieren.
Bovendien maakt het gebruik van een kunstmatig voersysteem bepaalde analyses mogelijk die mogelijk niet mogelijk zijn met traditionele diervoedingsmethoden. Een voorbeeld hiervan is dat, door de bloedbron van het voedingsmechanisme te scheiden, onderzoek van de rol die het bloed van verschillende gastheren kan hebben in B. burgdorferi-transmissie mogelijk wordt10. Dit onderzoek van gastheerbloed en de rol die bloed zelf speelt in afwezigheid van de immuunrespons van de gastheer is een belangrijke factor bij het kunnen begrijpen van pathogeentransmissiecycli en een die kunstmatige voedingssystemen kunnen helpen beantwoorden11. Het wordt ook mogelijk om de exacte transmissieaantallen van een pathogeen tijdens een feed te kwantificeren in plaats van alleen het overdrachtssucces en de vestiging in een gastheer 8,12 te onderzoeken.
Sommige van de eerste kunstmatige voedingsmembranen gemaakt voor harde teken werden gemaakt van dierenhuiden of van dieren afgeleide membranen in de jaren 1950 en 196013,14. Vanwege de biologische aard van deze membranen waren er problemen met zowel de productie van nieuwe membranen als de houdbaarheid. In de jaren 1990 werden volledig kunstmatige membranen ontwikkeld die gebruik maakten van een backing van gaas, papier of stof met siliconenimpregnatie15,16. Siliconen waren ideaal omdat de fysieke eigenschappen de rekbaarheid en lichte kleverigheid van de huid nabootsen, samen met de bio-inherente aard. Voortbouwend hierop beschreven Krober en Guerin, op wiens werk deze techniek was gebaseerd, een met siliconen geïmpregneerde rayonmembraanvoedingstechniek voor de kunstmatige voeding van I. ricinus17.
Verfijning van de methoden voor I. scapularis, een nauw verwante soort, heeft geleid tot opmerkelijke verschillen in de hardheid van siliconen die worden gebruikt bij membraanimpregnatie, het recept voor membraanproductie, afmetingen van de kamer en het aanhechtingsstimulerend middel. Hoewel de verfijningen die in deze studie zijn gerapporteerd, hebben geresulteerd in vergelijkbare membraankenmerken als die gerapporteerd door Andrade et al., die ook een op siliconen gebaseerd membraan op basis van Krober en Guerin ontwikkelden voor gebruik in I. scapularis, is er een verschil in de siliconenimpregnatiestappen, wat de flexibiliteit biedt om dit protocol te gebruiken voor onrijpe levensfasen van I. scapulularis15, 18. Deze studie beschrijft ook toevoegingen en technische wijzigingen op basis van herhaald gebruik van deze methode, best practices die resulteren in een succesvolle feed en het oplossen van problemen die zich kunnen voordoen. Deze methode is gebruikt om alle actieve levensfasen te voeden, teken te infecteren met pathogene bacteriën en teken bloot te stellen aan meerdere doseringen antibiotica 19,20. Hoewel de getoonde kunstmatige membraanvoedingsmethode voor I. scapularis is, is deze methode gemakkelijk aan te passen aan andere soorten teken met kleine wijzigingen in de membraandikte.

<table><tbody><tr><td>00-10 Hardness Silicone</td><td>Smooth-On</td><td>Ecoflex 00-10</td><td>Trial size van Smooth-On Store</td></tr><tr><td>00-50 Hardness Silicone</td><td>Smooth-On</td><td>Ecoflex 00-50</td><td>Trial size van Smooth-On Store</td></tr><tr><td>30 Hardness Silicone</td><td>Smooth-On</td><td>Mold Star 30</td><td>Trial size van Smooth-On Store</td></tr><tr><td>6-well cell culture plates</td><td>Corning Incorporated</td><td>3516</td><td></td></tr><tr><td>Adenosine triphosphate (ATP)</td><td>Millipore Sigma</td><td>A1852-1VL</td><td>Gebazigd om een waterige oplossing van 3 mM ATP te maken die is gefilterd gesteriliseerd via 0,2 micrometer filter</td></tr><tr><td>Bovine blood</td><td>HemoStat</td><td>DBB500</td><td>Mechaans gedefibrinerend; 500 mL is meestal voldoende voor één experiment</td></tr><tr><td>Clingwrap</td><td>Fisherbrand</td><td>22-305654&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Filter Paper</td><td>Fisherbrand</td><td>09-790-2C</td><td>Autoclave en laat afkoelen voor gebruik. Kan ook fijne kwaliteit gebruiken in plaats van medium</td></tr><tr><td>Fluon (aqueous polytetrafluoroethylene)</td><td>Bioquip</td><td>2871</td><td>Beschikbaar bij andere bronnen zoals https://canada-ant-colony.com/products/fluon-ptfe-10ml</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Millipore Sigma</td><td>G8270-100G</td><td></td></tr><tr><td>Hexane</td><td>Millipore Sigma</td><td>139386-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Lens paper</td><td>Fisherbrand</td><td>11-995</td><td>100% rayon</td></tr><tr><td>Nystatin &nbsp;</td><td>Gold Biotechnology</td><td>N-750-10</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Fisherbrand</td><td>S37440&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin/streptomycin/fungizone</td><td>Gibco</td><td>15240-096</td><td>Of equivalent generiek met concentratie als volgt (10.000 eenheden/mL van penicilline, 10.000 &micro;g/mL van streptomycine en 25 &micro;g/mL van Amfotericine B)</td></tr><tr><td>Phagostimulant</td><td>Made in House</td><td></td><td>Verzameld uit eerdere tekenvoedingen</td></tr><tr><td>Polycarbonate Pipe</td><td>McMaster-Carr</td><td>8585K204&nbsp;</td><td>Snijden tot 45 mm lengte, 1,25 inch buitendiameter, 1 inch binnendiameter. Snijden vereist een verslijtage slijpschijf.</td></tr><tr><td>Rubber O-rings</td><td>McMaster-Carr</td><td>9452K38&nbsp;</td><td>5 mm dik, 1,25 inch binnendiameter</td></tr><tr><td>Soft touch forceps</td><td>VWR</td><td>470315-238&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Super glue</td><td></td><td></td><td>cyanoacrylaatlijm</td></tr><tr><td>Unryu paper&nbsp;</td><td>Art supply stores</td><td></td><td>mulberry fiber 10 g/m2. Gekocht bij Wet Paint art supply store, St. Paul, MN, USA</td></tr></tbody></table>

teken kunstmatige membraanvoeding voor ixodes scapularis

Tick Artificial Membrane Feeding for Ixodes scapularis

Teken en de bijbehorende ziekten zijn een belangrijk onderwerp van studie vanwege hun volksgezondheid en veterinaire last. De voedingsbehoeften van teken tijdens zowel studie als opfok kunnen echter experimentele vragen of het vermogen van laboratoria om teken en hun bijbehorende pathogenen te onderzoeken, beperken. Een kunstmatig membraanvoedingssysteem kan deze problemen verminderen en nieuwe onderzoeksmogelijkheden openen die misschien niet mogelijk waren met traditionele diervoedersystemen. Deze studie beschrijft een kunstmatig membraanvoedingssysteem dat is verfijnd voor voedings- en stuwingssucces voor alle ixodes scapularis-levensfasen . Bovendien kan het kunstmatige membraanvoedingssysteem dat in deze studie wordt beschreven, worden aangepast voor gebruik met andere tekensoorten door eenvoudige verfijning van de gewenste membraandikte. De voordelen van een kunstmatig membraanvoedingssysteem worden gecompenseerd door de arbeidsintensiviteit van het systeem, de extra omgevingsfactoren die van invloed kunnen zijn op het voedingssucces en de noodzaak om de techniek voor elke nieuwe soort en levensfase van teken te verfijnen.

Een succesvolle voeding hangt af van het feit of een gedeeltelijke of volledige stuwing gewenst is. Succesvol gevoede I. scapularis worden een tint gunmetal grijs voor volwassenen en maken zich zelfstandig los van het membraan. Als ze echter ten minste erwtengroot zijn, kunnen ze bij het afronden van de voeding van het membraan worden losgemaakt. Voor onvolwassen stadia van I. scapularis varieert de grootte voor volledig gezwollen teken, en omdat ze, in tegenstelling tot volwassenen, geen kleurveranderi...

Hier wordt een methode gepresenteerd om teken in vitro te voeden via een kunstmatig membraansysteem om gedeeltelijke of volledige stuwing van een verscheidenheid aan tekenlevensfasen mogelijk te maken.

Teken kunstmatige membraanvoeding voor Ixodes scapularis

Ticks and their associated diseases are an important topic of study due to their public health and veterinary burden. However, the feeding requirements of ...

Hoewel kunstmatige membraanvoeding al eerder is gedaan, is ons protocol eenvoudiger in te stellen en aan te passen aan andere tekensoorten met enkele aanpassingen. Het belangrijkste voordeel van kunstmatige membraanvoeding is dat het blootstelling aan ziekteverwekkers en behandelingen mogelijk maakt die mogelijk niet haalbaar zijn via diervoeding. Dit kunstmatige membraanvoedingssysteem kan worden toegepast op andere geleedpotige soorten met enkele tests voor ideale fagostimulantia en modificaties op ideale membraandikte.Het produceren van de juiste membraandikte vereist enige oefening. Zorg ervoor dat u een micrometer gebruikt om de dikte op verschillende locaties op het membraan te meten. Benjamin Cull, een postdoc in ons laboratorium, zal me helpen om de procedure te demonstreren.Veeg om te beginnen een plat, niet-poreus oppervlak af, zoals een ruit van glas of keramisch gecoate metalen basis van een armstandaard met 70% ethanol en bedek het vervolgens met een enkele laag plasticfolie. Zorg ervoor dat de plasticfolie plat is en zonder bubbels of rimpels. Plak 100% rayon lensreinigingspapier vast op het voorbereide oppervlak.Zorg ervoor dat het plat en enigszins strak is met tape over alle vier de zijden van het papier. Bereid het 0010 hardheid siliconenmengsel door vijf milliliter van elk deel van de siliconenkit in een wegwerpcontainer te meten. Meng de twee vloeistoffen lichtjes en voeg 1,5 milliliter hexaan toe.Blijf mengen totdat het mengsel homogeen en grondig gemengd is. Gebruik een kleine wisser om het siliconenmengsel over het lenspapier te verdelen en laat het een minuut staan om ervoor te zorgen dat de siliconen in het lenspapier zijn gedrenkt. Schraap gestaag de overtollige siliconen naar de zijkant met de wisser met behulp van een kleine hoeveelheid neerwaartse druk.Voer een tweede pass uit met de wisser zonder de neerwaartse druk uit te oefenen om eventuele lijnen siliconen te verwijderen en een gladde laag te produceren. Alleen voor larven dompelt u de bovenkant van de voedingskamer meerdere keren in Fluon fluorpolymeerhars, zodat deze tussen de toepassingen kan drogen om een consistente laag te produceren. Laat het membraan minstens 24 uur uitharden in een stofvrije omgeving zoals een gesloten chemische of bioveiligheidskast.Meng vervolgens gelijke delen siliconenmengsel A en B om het siliconenmengsel met 30 hardheid te bereiden om de kamers aan het membraan te bevestigen. Dompel de polycarbonaatkamers ongeveer een kwart centimeter in het siliconenmengsel en plaats ze vervolgens op het membraanvel, waarbij u ervoor zorgt dat geen van de tapes wordt overlapt. Laat de hechtende siliconen minstens 24 uur uitharden.Snijd met behulp van een scalpel voorzichtig het membraan rond elk van de bevestigde kamers en snijd de randen af zodat het soepel in een put van de zes putplaat past zonder veel schrapen aan de zijkanten. Laat voldoende materiaal buiten de kamer om de toevoeging van het membraan te maximaliseren. Snijd een klein stukje van het overgebleven membraan uit elke hoek en het midden van het membraanvel.Verwijder de plasticfolie van elk stuk en meet de stukken met een micrometer om de gemiddelde membraandikte te bepalen. Plaats de voedingskamers samen met één O-ring per kamer in een glazen bekerglas dat gedurende ten minste 20 minuten bij 121 graden Celsius moet worden geautoclaveerd om te steriliseren. Laat de kamers afkoelen voordat u ze gebruikt.Nadat u de vooraf bereide, geautoclaveerde membraankamers hebt verwijderd en de O-ring eromheen hebt geplaatst, vult u elke kamer met voldoende 70% ethanol om het membraan te bedekken. Laat het vijf minuten in een zesputtenplaat zitten en zoek dan naar eventuele lekken tussen de kamer en het membraan en in het membraan zelf. Leeg de ethanol uit de kamers en laat het vervolgens aan de lucht drogen in een bioveiligheidskast of laminaire stromingskap.Om het complement in het bloed te verwarmen en te activeren, verwarmt u het gedurende 40 minuten op 56 graden Celsius en vult u mechanisch gedefibrilleerd runderbloed aan met twee gram per liter glucose. Zodra het membraan droog is, brengt u ongeveer 20 microliter phagostimulant aan op de binnenkant van de kamer en kantelt u de kamer om deze over het oppervlak te verspreiden. Wanneer de fagostimulant droog is, voegt u de teken snel toe aan de kamer met een borstel of een tang.Sluit de bovenkant af met parafilm omdat de warmte van het waterbad ervoor kan zorgen dat deze scheurt. Voeg vervolgens vijf milliliter van de warmte en geactiveerd bloed per put of kamer toe aan een conische buis en plaats het in het waterbad dat is ingesteld op 36 graden Celsius. Voeg vijf microliter drie millimolaire ATP en 50 microliter 100X voorraad penicilline streptomycine fungizone per vijf milliliter bloed toe aan de buis en breng 4,5 milliliter van het bloed over in een put van een zes putplaat.Plaats de kamer voorzichtig in de put en pas de O-ringhoogte op de kamer aan, zodat het membraan in het bloed zit, maar de bloedspiegel rond de zijkant niet over de put heen komt. Plaats vervolgens de put in het bloed onder een hoek om luchtbelvorming tussen het bloed en het membraan te voorkomen. Plaats het deksel van de zes putplaat op de voerkamers.Doe de zes putjesplaat met kamers in het voorbereide waterbad van 34 graden Celsius en het deksel. Voeg vijf microliter drie millimolaire ATP en 50 microliter 100X voorraad penicilline streptomycine fungizone per put toe aan de bloedbuis en breng 4,5 milliliter bloed over in een put van een verse zes putplaat zoals eerder getoond. Haal de zes putplaat met de tekenkamer uit het waterbad en haal de kamer uit de put.Spoel de buitenkant van de kamer en het membraan met 10 milliliter gesteriliseerde 1X PBS om het bloed te verwijderen. Gebruik geautoclaveerd filterpapier en dep het membraan en de kamer voorzichtig om het overtollige PBS te verwijderen. Als er veel condensatie in de kamer is, dep dan de natte plekken droog met geautoclaveerd filterpapier voordat u het afdicht met verse parafilm.Vervang vervolgens de parafilm aan de bovenkant van de kamer. Plaats de tekenkamer in de nieuwe zes putjesplaat met vers bloed en pas indien nodig de O-ringhoogte aan. Herhaal deze stappen voor elke kamer op de plaat.Plaats ten slotte het deksel van de zes putplaat over de bovenkant van de kamers en verplaats de nieuwe zes putplaat terug in het waterbad van 34 graden Celsius. Een doorlopende voeding met gedeeltelijk gezwollen ixodes scapularis nimfen wordt hier getoond. De zwarte of bruine stippen rond de aanhechtingsplaatsen zijn de vorst die tijdens en na het voer kan worden opgevangen om de phagostimulant te maken.Gedeeltelijk gezwollen ixodes scapularis nimfen worden gezien bevestigd aan het membraan. Een schil van de opgezwollen larvenschimmel is hier ook te zien. De tekenomgiftenummers en het gewicht van de eimassa worden in deze tabel weergegeven.Larvale en nymphale stuwkracht experimentele omstandigheden hadden hertenorgaanhomogenaat toegevoegd aan het bloed naast de supplementen die in deze techniek werden gebruikt. Hier werd succesvolle stuwing gedefinieerd als ofwel gezwollen teken die met succes vervellen naar de volgende levende fase of gezwollen vrouwtjes die met succes eieren legden. Het vergt oefening om een acceptabele dikte te krijgen bij het aanbrengen van siliconen op het lenspapier, dus het is altijd belangrijk om de dikte van het membraan te meten voor gebruik.Membraanvoeding kan teken blootstellen aan ziekteverwekkers of antibiotica. De effecten hiervan op aspecten van de tekenbiologie zoals ruissucces, het leggen van eieren en overleving kunnen na het voer worden beoordeeld.

tick-artificial-membrane-feeding-for-ixodes-scapularis

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

De collectie van besmette teek hemolymfe, speekselklieren, en speeksel is van belang om te onderzoeken hoe door teken overgedragen pathogenen ziekte te veroorzaken. In dit protocol laten we zien hoe hemolymfe en speekselklieren te verzamelen uit de...

Speeksel, speekselklieren en hemolymfe Collectie van Ixodes scapularis Teken

De ziekte van Lyme is de meest gerapporteerde vector overgedragen ziekte in Noord-Amerika. De verwekker, Borrelia burgdorferi is een spirocheet bacterie overgedragen door Ixodes teken. Transmissie en detectie van infectie bij diermodellen wordt geoptimaliseerd door het gebruik van teek voeding, die hier beschreven.

Voederen van Ticks on Animals voor Transmissie en Xenodiagnosis in Lyme Disease Research

Het produceren van gezonde laboratoriumopgevoerde tegels is essentieel voor het bestuderen van bosluisbiologie en kruis-pathogeen-interacties. Hier tonen wij een simpel protocol voor onvolgroeide tikvoeding die kosteneffectief en minder stressvol is voor muizen.

Opfok<em&gt; Ixodes scapularis,</em&gt; De Black-legged Tick: Het voeden van onvolwassen stadia op muizen

In deze studie werd een voedingssysteem ontwikkeld voor nimfen- en larvestadia van harde teek met behulp van een capsule die aan de laboratoriummuis is bevestigd. De voercapsule is gemaakt van flexibele materialen en blijft minstens een week stevig aan de muis vast zitten en maakt een comfortabele monitoring van het voeden van teek mogelijk.

Een capsule-gebaseerd model voor onrijpe Harde Tik Stadia Besmetting op Laboratoriummuizen

Het doel van dit protocol is om dierlijke en kunstmatige bloedmaaltijden aan Aedes aegypti-muggen te leveren via een kunstmatige membraanvoeder en het volume van de ingenomen maaltijd nauwkeurig te kwantificeren.

Het voeden en kwantificeren van dierlijk bloed en kunstmatige maaltijden in Aedes aegypti-muggen

Het huidige protocol beschrijft de isolatie van microRNA's uit teken speekselklieren en gezuiverde extracellulaire blaasjes. Dit is een universele procedure die veelgebruikte reagentia en benodigdheden combineert. De methode maakt ook het gebruik van een klein aantal teken mogelijk, wat resulteert in hoogwaardige microRNA's die gemakkelijk kunnen worden gesequenced.

Isolatie van microRNA's van Tick Ex Vivo Speekselklierculturen en Extracellulaire Blaasjes

Dit artikel presenteert de methodologie voor het blootstellen van mensen aan larvale Ixodes scapularis voor klinisch onderzoek. De techniek is relatief eenvoudig, acceptabel voor de onderzoeksvrijwilligers en kan worden aangepast aan de experimentele behoeften. Dergelijk onderzoek met menselijke proefpersonen moet worden uitgevoerd volgens protocollen voor klinisch onderzoek die zijn goedgekeurd door de bevoegde regelgevende instanties.

Een model voor experimentele blootstelling van mensen aan larvale Ixodes scapularis-teken

Deze methode schetst de ontwikkeling van een in vitro teken bloedvoedingssysteem met een 3D-geprinte kamer en een in het laboratorium vervaardigd siliconenmembraan. Het systeem maakt kunstmatige voeding van teken mogelijk, waardoor bemonstering in verschillende voedingsfasen eenvoudig is en er weinig bloed wordt gebruikt, wat een onschatbaar hulpmiddel biedt voor het bestuderen van ixodidteken.

Tekenbloed dat via een kunstmatig membraan op een 3D-geprinte kamer in Ixodid Tick Research wordt gevoed

In deze video en test is aangetoond dat de tests van de tolerantie van nicotine om twee soorten bladluizen die een tabaksplanten teistert in het veld en een dat niet.

Testen Nicotine Tolerantie in Bladluizen Met behulp van een kunstmatige dieet Experiment

Planar lipidendubbellagen, ook wel kunstmatige lipidendubbellagen, kunt u om te studeren ionengeleidende kanalen in een goed gedefinieerde omgeving. Hier tonen we de individuele stappen die nodig zijn om de bilaag kamer voor te bereiden, de elektroden en hoe om te testen dat de bilaag is geschikt voor single-channel metingen.

Voorbereiding van de Kunstmatige dubbellagen voor Elektrofysiologie Experimenten

Leer kunstmatige membraanvoeding voor teken van verschillende levensstadia zonder dierlijke gastheren. Deze methode maakt gecontroleerd onderzoek naar teken-pathogeen interacties mogelijk.

Teken kunstmatige membraanvoeding voor Ixodes scapularis

Meer video's verkennen