Name: Optogenetische remming van Rho1-gemedieerde actomyosinecontractiliteit in combinatie met meting van epitheliale spanning in Drosophila-embryos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-04-14T14:50:00.000+00:00
Duration: 12 min 35 s
Description: Ontdek optogenetische remming van Rho1-gemedieerde actomyosinecontractiliteit en meting van epitheliale spanning in Drosophila-embryo's. Deze methode biedt precieze temporele controle voor onderzoek naar weefselmorfogenese.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De auteurs bedanken Ann Lavanway voor de ondersteuning van beeldvorming. De auteurs bedanken het Wieschaus-lab en het De Renzis-lab voor het delen van reagentia en het Bloomington Drosophila Stock Center voor vliegenvoorraden. Deze studie wordt ondersteund door NIGMS ESI-MIRA R35GM128745 en American Cancer Society Institutional Research Grant #IRG-82-003-33 aan BH.

Optogenetische remming van Rho1-gemedieerde actomyosinecontractiliteit bij Drosophila

De auteurs verklaren dat het onderzoek werd uitgevoerd in afwezigheid van commerciële of financiële relaties die kunnen worden opgevat als een potentieel belangenconflict.

Dit protocol beschreef het gecombineerde gebruik van optogenetica en laserablatie om veranderingen in weefselspanning onmiddellijk na de inactivatie van actomyosinecontractiliteit te onderzoeken. De hier beschreven optogenetische tool maakt gebruik van de dominante negatieve vorm van Rho1 (Rho1DN) om endogene Rho1- en Rho1-afhankelijke actomyosinecontractiliteit acuut te remmen. Eerdere karakterisering van Opto-Rho1DN in de context van Drosophila ventrale groefvorming toonde aan dat de tool zeer effectief is in ...

Actomyosinecontractiliteit, de contractiele kracht die wordt uitgeoefend door niet-spiermyosine II (hierna 'myosine') op het F-actinenetwerk, is een van de belangrijkste krachten bij het veranderen van de celvorm en het aansturen van morfogeneseop weefselniveau 1,2. De activering van actomyosinecontractiliteit op het apicale domein van de epitheelcellen resulteert bijvoorbeeld in apicale vernauwing, die een verscheidenheid aan morfogenetische processen vergemakkelijkt, waaronder epitheliale vouwing, celextrusie, delaminatie en wondgenezing 3,4,5,6,7 . De activering van myosine vereist fosforylering van de regulerende lichte keten. Deze modificatie verlicht de remmende conformatie van de myosinemoleculen, waardoor ze bipolaire myosinefilamentbundels kunnen vormen met meerdere hoofddomeinen aan beide uiteinden. De bipolaire myosinefilamenten drijven de anti-parallelle beweging van actinefilamenten aan en resulteren in het genereren van contractiele kracht 1,8,9.
De evolutionair geconserveerde Rho-familie kleine GTPase RhoA (Rho1 in Drosophila) speelt een centrale rol in de activering van actomyosinecontractiliteit in verschillende cellulaire contexten10,11. Rho1 functioneert als een bimoleculaire switch door gtp (actieve vorm) of bbp (inactieve vorm)12 te binden. De cyclus tussen GTP- of GDP-gebonden Rho1 wordt gereguleerd door zijn GTPase-activerende eiwitten (GAPs) en guanine-nucleotide-uitwisselingsfactoren (GEF's)13. GEF's functioneren om de uitwisseling van BBP voor GTP te vergemakkelijken en zo Rho1-activiteit te activeren. GAPs daarentegen verbeteren de GTPase-activiteit van Rho1 en deactiveren zo Rho1. Geactiveerd Rho1 bevordert actomyosine contractiliteit door interactie met en activering van de downstream effectoren, Rho-geassocieerde kinase (Rok) en Diaphanous14. Rok induceert myosine-activering en actomyosinecontractiliteit door fosforylering van de regulerende lichte keten van myosine15. Daarnaast remt Rok ook de myosineregulerende lichte ketenfosfatase, en bevordert zo de myosinefilamentassemblageverder 16. Rok kan ook LIM-kinasen fosforyleren, die, wanneer geactiveerd, actinedemontage voorkomen door de actine-depolymerisatiefactor cofiline17,18 te fosforyleren en te remmen. Doorschijnend is een formine familie actine nucleator die actine polymerisatie bevordert, het verstrekken van een basis voor myosine te interageren met 19,20,21.
Hoewel de cellulaire mechanismen die actomyosinecontractiliteit activeren goed zijn opgehelderd, blijft ons begrip van de functie ervan bij het reguleren van dynamische weefselremodellering onvolledig. Het opvullen van deze kenniskloof vereist benaderingen die actomyosine snel kunnen inactiveren bij specifieke weefselregio's in vivo en de onmiddellijke impact op weefselgedrag en -eigenschappen kunnen registreren. Dit protocol beschrijft het gebruik van een optogenetische benadering om actomyosinecontractiliteit acuut te remmen tijdens Drosophila mesoderm invaginatie, gevolgd door meting van epitheliale spanning met behulp van laserablatie. Tijdens Drosophila gastrulatie ondergaan de ventraal gelokaliseerde mesoderm-voorlopercellen apicale vernauwing en invaginaleren van het oppervlak van het embryo door een voorste-posterieur georiënteerde groefte vormen 22,23. De vorming van ventrale groeven wordt al lang gebruikt als model voor het bestuderen van het mechanisme van epitheliale vouwing. Ventrale groefvorming wordt toegediend door het dorsaal-ventrale patroonsysteem in Drosophila24,25,26,27. De expressie van twee transcriptiefactoren, Twist en Snail, gelegen aan de ventrale zijde van het embryo, regelt de ventrale groefvorming en specificeert het lot van mesodermale cellen28. Twist en Snail activeren de rekrutering van de Rho1 GEF RhoGEF2 naar de top van de mesodermvoorlopercellen via een G-eiwit gekoppelde receptorroute en een RhoGEF2-adaptoreiwit, T48 29,30,31,32,33. Vervolgens activeert RhoGEF2 myosine in het apicale oppervlak van het potentiële mesoderm via de Rho-Rho-kinaseroute 34,35,36,37,38,39. Geactiveerd myosine vormt een supracellulair actomyosinenetwerk door het apicale oppervlak van het mesoderm primordium, waarvan de samentrekkingen apicale vernauwing veroorzaken en resulteren in een snelle toename van de apicale weefselspanning 14,37,40.
De optogenetische tool beschreven in dit protocol, Opto-Rho1DN, remt actomyosine contractiliteit door blauw-licht afhankelijke plasmamembraan rekrutering van een dominante negatieve vorm van Rho1 (Rho1DN)41. Een T19N-mutatie in Rho1DN elimineert het vermogen van het gemuteerde eiwit om GDP in te ruilen voor GTP en maakt het eiwit dus voortdurend inactief34. Een volgende mutatie in Rho1DN, C189Y, elimineert het naïeve membraanrichtsignaal42,43. Wanneer Rho1DN wordt toegediend aan het plasmamembraan, bindt het zich aan Rho1 GEF's en neemt het het vast, waardoor de activering van Rho1 en Rho1-gemedieerde activering van myosine en actine34,44 wordt geblokkeerd. De plasmamembraanrekrutering van Rho1DN wordt bereikt door een lichtafhankelijke dimerisatiemodule afgeleid van Cryptochrome 2 en zijn bindingspartner CIB1. Cryptochrome 2 is een blauwlicht geactiveerde Cryptochrome fotoreceptor in Arabidopsis thaliana45. Cryptochroom 2 bindt aan CIB1, een basisch helix-loop-helix-eiwit, alleen in zijn foto-geëxciteerde toestand45. Later bleek dat het geconserveerde N-terminale, fotolyase homologiegebied (PHR), van Cryptochrome 2 (CRY2PHR, hierna CRY2 genoemd) en het N-terminale domein (aa 1-170) van CIB1 (hierna CIBN) belangrijk zijn voor lichtgeïnduceerde dimerisatie46. Opto-Rho1DN bevat twee componenten. De eerste component is het CIBN-eiwit gefuseerd met een CAAX-anker, dat het eiwit lokaliseert naar het plasmamembraan47. De tweede component is mCherry-tagged CRY2 gefuseerd met Rho1DN41. Bij afwezigheid van blauw licht blijft CRY2-Rho1DN in het cytoplasma. Bij stimulatie van blauw licht wordt CRY2-Rho1DN gericht op het plasmamembraan door de interactie tussen membraanverankerde CIBN en geëxciteerde CRY2. Opto-Rho1DN kan worden geactiveerd door ultraviolet A (UVA) licht en blauw licht (400-500 nm, piekactivering bij 450-488 nm), of door een 830-980 nm gepulseerde laser bij het uitvoeren van twee-foton stimulatie41,46,47,48. Daarom wordt Opto-Rho1DN gestimuleerd door golflengten die normaal worden gebruikt voor opwindende GFP (488 nm voor beeldvorming met één foton en 920 nm voor beeldvorming met twee fotonen). Daarentegen stimuleren golflengten die gewoonlijk worden gebruikt voor opwindende mCherry (561 nm voor beeldvorming met één foton en 1.040 nm voor beeldvorming met twee fotonen) de optogenetische module niet en kunnen daarom worden gebruikt voor pre-stimulatiebeeldvorming. Het protocol beschrijft de benaderingen die worden gebruikt om het risico op ongewenste stimulatie tijdens monstermanipulatie te minimaliseren.
Laserablatie is op grote schaal gebruikt om spanning in cellen en weefsels te detecteren en te meten49. Eerdere studies hebben aangetoond dat, wanneer de laserintensiteit op de juiste manier wordt gecontroleerd, twee-foton laserablatie met behulp van een femtoseconde nabij-infrarode laser sommige subcellulaire structuren (bijv. Corticale actomyosinenetwerken) fysiek kan aantasten zonder plasmamembraanopname50,51 te veroorzaken. Als het weefsel onder spanning staat, resulteert laserablatie van een interessant gebied in het weefsel in een onmiddellijke uitwendige terugslag van de cellen naast het geableerde gebied. De terugslagsnelheid is een functie van de grootte van de spanning en de viscositeit van de media (cytoplasma) rond de structuren die terugslag ondergaan49. Vanwege de superieure penetratiediepte van de nabij-infrarode lasers en het vermogen om goed begrensde focale ablatie te bereiken, is twee-foton laserablatie bijzonder nuttig voor het detecteren van weefselspanning in vivo. Zoals aangetoond in dit protocol, kan deze methode gemakkelijk worden gecombineerd met Opto-Rho1DN-gemedieerde inactivatie van actomyosinecontractiliteit om de directe impact van Rho1-afhankelijke cellulaire contractiliteit op weefselmechanica tijdens dynamische weefselremodellering te onderzoeken.

<table><tbody><tr><td>35 mm glass-bottom dish</td><td>MatTek</td><td>P35G-1.5-10-C</td><td>Gebruikt voor monstervoorbereiding</td></tr><tr><td>60 mm &times; 15 mm Petri schaal met deksel</td><td>Falcon</td><td>351007</td><td>Gebruikt voor monstervoorbereiding</td></tr><tr><td>Zwarte doek voor het bedekken van de microscoop</td><td>Online</td><td>NA</td><td>Gebruikt om ongewenste lichtstimulatie te voorkomen</td></tr><tr><td>Clorox Ultra Germicadal Bleach (8,25% natriumhypochloriet)</td><td>VWR</td><td>10028-048</td><td>Gebruikt voor embryo-dechorinering</td></tr><tr><td>CO2 pad</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-114</td><td>Gebruikt voor kruisopstelling</td></tr><tr><td>ddH2O</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Gebruikt voor monstervoorbereiding</td></tr><tr><td>Dumont Style 5 pincet</td><td>VWR</td><td>102091-654</td><td>Gebruikt voor monstervoorbereiding</td></tr><tr><td>Eyelash tool (gemaakt van pure rode zabel ronde borstel #2)</td><td>VWR</td><td>22940-834</td><td>Gebruikt voor monstervoorbereiding</td></tr><tr><td>FluoView (Software)</td><td>Olympus</td><td>NA</td><td>Gebruikt voor beeldverwerving en optogenetische stimulatie</td></tr><tr><td>Halocarbon olie 27</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H8773-100ML</td><td>Gebruikt voor embryo-stadvisualisatie</td></tr><tr><td>ImageJ/FIJI</td><td>NIH</td><td>NA</td><td>Gebruikt voor beeldanalyse</td></tr><tr><td>MATLAB</td><td>MathWorks</td><td>NA</td><td>Gebruikt voor beeldanalyse</td></tr><tr><td>Nikon SMZ-745 stereoscoop</td><td>Nikon</td><td>NA</td><td>Gebruikt voor monstervoorbereiding</td></tr><tr><td>Olympus FVMPE-RS multifoton microscoop met InSight DS Dual-line Ultrafast Lasers voor gelijktijdige dual-wavelength multifoton beeldvorming,, een 25x/NA1.05 waterimmersie objectief (XLPLN25XWMP2), en een IR/VIS stimulatie-eenheid voor foto-activering/stimulatie. Dit systeem is ook uitgerust met een TRITC-filter (39005-BX3; AT-TRICT-REDSHFT 540/25x, 565BS, 620/60M), en een fluorescentie-verlichtingseenheid die wit licht uitzendt.</td><td>Olympus</td><td>NA</td><td>Gebruikt voor beeldverwerving en optogenetische stimulatie</td></tr><tr><td>SP Bel-Art 100-plaats polypropyleen vriesbox (Zwarte, lichtdichte box voor monsteroverdracht)</td><td>VWR</td><td>30621-392</td><td>Gebruikt om ongewenste lichtstimulatie te voorkomen</td></tr><tr><td>UV Filter Shield voor FM1403 Fluores (Oranje-rode kunststof schild)</td><td>Bolioptics</td><td>FM14036151</td><td>Gebruikt om ongewenste lichtstimulatie te voorkomen</td></tr><tr><td>VITCHELO V800 Koplamp met witte en rode LED-verlichting</td><td>Amazon</td><td>NA</td><td>Gebruikt om ongewenste lichtstimulatie te voorkomen</td></tr></tbody></table>

optogenetische remming van rho1-gemedieerde actomyosinecontractiliteit in combinatie met meting van epitheliale spanning in drosophila-embryo's

Optogenetic Inhibition of Rho1-Mediated Actomyosin Contractility Coupled with Measurement of Epithelial Tension in Drosophila Embryos

Contractiele krachten gegenereerd door actine en niet-spiermyosine II ("actomyosine contractiliteit") zijn van cruciaal belang voor morfologische veranderingen van cellen en weefsels op meerdere lengteschalen, zoals celdeling, celmigratie, epitheliale vouwing en vertakkende morfogenese. Een diepgaand begrip van de rol van actomyosinecontractiliteit in morfogenese vereist benaderingen die de snelle inactivatie van actomyosine mogelijk maken, wat moeilijk te bereiken is met conventionele genetische of farmacologische benaderingen. Het gepresenteerde protocol demonstreert het gebruik van een op CRY2-CIBN gebaseerd optogenetisch dimerisatiesysteem, Opto-Rho1DN, om actomyosinecontractiliteit in Drosophila-embryo's te remmen met nauwkeurige temporele en ruimtelijke controles. In dit systeem wordt CRY2 gefuseerd met de dominante negatieve vorm van Rho1 (Rho1DN), terwijl CIBN is verankerd aan het plasmamembraan. Blauw licht-gemedieerde dimerisatie van CRY2 en CIBN resulteert in een snelle translocatie van Rho1DN van het cytoplasma naar het plasmamembraan, waar het actomyosine inactiveert door endogene Rho1 te remmen. Daarnaast presenteert dit artikel een gedetailleerd protocol voor het koppelen van Opto-Rho1DN-gemedieerde inactivatie van actomyosine met laserablatie om de rol van actomyosine te onderzoeken bij het genereren van epitheliale spanning tijdens Drosophila ventrale groefvorming. Dit protocol kan worden toegepast op vele andere morfologische processen waarbij actomyosinecontractiliteit in Drosophila-embryo's betrokken is met minimale modificaties. Over het algemeen is dit optogenetische hulpmiddel een krachtige benadering om de functie van actomyosinecontractiliteit te ontleden bij het beheersen van weefselmechanica tijdens dynamische weefselremodellering.

In de niet-gestimuleerde embryo's die apicale vernauwing ondergingen, werd Sqh-mCherry verrijkt in het medioapische gebied van de ventrale mesodermale cellen, terwijl CRY2-Rho1DN-mCherry cytosolisch was (figuur 1A). Laserablatie binnen het vernauwingsdomein leidde tot een snelle weefselterugslag langs de A-P-as (figuur 1B,C). In de gestimuleerde embryo's werd het CRY2-Rho1DN-mCherry-signaal plasmamembraan gelokaliseerd, terwijl het medioapische ...

Actomyosine contractiliteit speelt een belangrijke rol in cel- en weefselmorfogenese. Het is echter een uitdaging om actomyosinecontractiliteit in vivo acuut te manipuleren. Dit protocol beschrijft een optogenetisch systeem dat snel Rho1-gemedieerde actomyosinecontractiliteit in Drosophila-embryo's remt, waardoor het onmiddellijke verlies van epitheliale spanning na de inactivatie van actomyosine in vivo wordt onthuld.

Optogenetische remming van Rho1-gemedieerde actomyosinecontractiliteit in combinatie met meting van epitheliale spanning in Drosophila-embryo's

Contractile forces generated by actin and non-muscle myosin II ("actomyosin contractility") are critical for morphological changes of cells and tissues at ...

Ons onderzoek bestudeert weefselmorfogenese, de vorming van complexe driedimensionale weefselstructuren in ontwikkeling. We zijn geïnteresseerd in de genen en de moleculen die morfogenese reguleren en proberen de fysische principes te begrijpen die ten grondslag liggen aan morfogenese. Bijvoorbeeld hoe mechanische krachten worden gegenereerd en hoe ze weefselrevalidatie aansturen.Contractiele krachten gegenereerd door filamenteuze actine en niet-spiermyosine II, ook bekend als actomyosine contractiliteit, is een van de belangrijkste krachten die weefselmorfogenese aandrijven. Ons huidige onderzoek richt zich op hoe actomyosinecontractiliteit de vouwing van bloedepitheelcelvellen bemiddelt, een fundamenteel weefselconstructiemechanisme in ontwikkeling. Een diepgaand begrip van de rol van actomyosinecontractiliteit in epitheliale vouwing en andere morfogenetische processen vereist benaderingen die actomyosine snel kunnen inactiveren op aangewezen tijd en locatie, en registreert de onmiddellijke impact van weefselgedrag en -eigenschappen.Dit is echter moeilijk te bereiken met behulp van conventionele genetische benaderingen. De aanpak die in dit protocol wordt beschreven, is ontworpen om aan te pakken hoe cellen en weefsels reageren op plotselinge veranderingen in mechanische krachten die normaal gesproken weefselremodellering aansturen. Dit is een belangrijke vraag, maar is moeilijk aan te pakken vanwege beperkte benaderingen die mechanische krachten in intacte weefsels snel kunnen veranderen.In deze studie ontwikkelden we een optogenetisch hulpmiddel om actomyosine snel te inactiveren in specifieke weefselgebieden in Drosophila-embryo's. We ontdekten dat het combineren van deze twee met laserablatie de directe impact van actomyosinecontractiliteit op weefselmechanica in epitheliale vouwing onderzocht. Onze bevindingen bieden nieuwe inzichten in het mechanische mechanisme apicale vernauwingsmedia tot epitheliale vouwing.Met handmatige modificaties kan het protocol eenvoudig worden aangepast om de functie van actomyosinecontractiliteit in een breed scala van morfogenetische processen te bestuderen.

optogenetic-inhibition-rho1-mediated-actomyosin-contractility-coupled

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Ontwikkelingsbiologie

Hier een protocol beschrijven we voor optogenetic manipulatie van motoneuronal activiteit, terwijl het volgen van veranderingen in motorvermogen (spiercontractie) in...

Optogenetic Perturbation van neurale activiteit met Laser Verlichting in Semi-intacte<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven in Motion

Presenteren we een installatie van optisch pincet gekoppeld aan een lichte blad Microscoop, en de uitvoering daarvan om te sonderen cel mechanica zonder kralen in de Drosophila embryo.

Indringende cel mechanica met kraal-vrije optisch pincet in de Drosophila Embryo

Hier beschrijven we een test van de contractility met behulp van Drosophila S2R + cellen. De toepassing van een exogene ligand, gevouwen gastrulatie (Fog), leidt tot het activeren van de mist signalering traject en mobiele contractility. Deze test kan worden gebruikt om te onderzoeken van de regulering van cellulaire contractility eiwitten in de mist signalering traject.

Een cel-gebaseerde Assay te onderzoeken niet-spier Myosin II Contractility via de gevouwen-gastrulatie signalering traject in Drosophila S2R + cellen

Dit protocol biedt een op Fiji gebaseerde, gebruiksvriendelijke methodologie, samen met eenvoudige instructies waarin wordt uitgelegd hoe u het gedrag van actomyosine in afzonderlijke cellen en gebogen epitheel weefsels betrouwbaar analyseren. Er zijn geen programmeervaardigheden vereist om de tutorial te volgen; alle stappen worden uitgevoerd op een semi-interactieve manier met behulp van de grafische gebruikersinterface van Fiji en bijbehorende plugins.

Analyse van Actomyosin dynamiek op lokale cellulaire en weefsel schalen met behulp van timelapse-films van gekweekte Drosophila Eier kamers

Hier presenteren we een methode om embryonale spiercontracties in Drosophila embryo's op te nemen op een niet-invasieve en detail georiënteerde manier.

Live beeldvorming en analyse van spiercontracties in Drosophila embryo

Het doel van dit protocol is om Rhodamine-geconjugeerde bolvormige actine te injecteren in Drosophila embryo's en beeld intranucleaire actine staaf assemblage na hitte stress.

Beeldvorming Intranucleaire Actin Staven in Live Heat Stressed Drosophila Embryo's

Een protocol om een co-cultuursysteem te genereren dat bestaat uit neuronen afgeleid van geïnduceerde pluripotente stamcellen (iPSC's), primaire corticale neuronen en astrocyten wordt beschreven. Dit co-cultuursysteem maakt detectie mogelijk van de vorming van synaptische contacten en circuits tussen nieuwe, iPSC-afgeleide neuronen en reeds bestaande corticale neuronen die channelrhodopsine-2 tot expressie brengen.

Een optogenetische Aanpak voor het beoordelen van de vorming van neuronale verbindingen in een co-cultuur systeem

Om het mechanisme van lipidenbeschikbaarheid in dooierzakmembranen tijdens de late stadia van embryonale ontwikkeling van vogels te bestuderen, hebben we een primaire Japanse kwartelembryonale endoderm epitheliale celkweeksysteem opgezet.

Primaire endodermale epitheelcellen Cultuur van de dooierzak membraan van de Japanse kwartel embryo

We beschrijven een multi-target chromogene whole-mount in situ hybridisatie (MC-WISH) procedure in intacte Drosophila embryo's toestaan ​​gelijktijdige en specifieke detectie van drie verschillende mRNA distributie patronen door contrasterende kleur neerslagen.

Multi-target Chromogene Whole-mount<em&gt; In Situ</em&gt; Hybridisatie voor het vergelijken van genexpressie Domeinen in<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryo

Een gewijzigde protocol voor ploïdie manipulatie maakt gebruik van een heat shock naar een één-cyclus kraam in cytokinese induceren in de vroege embryo. Dit protocol wordt gedemonstreerd in de zebravis, maar kan voor andere soorten.

Ploïdie Manipulatie van zebravis embryo&#39;s met Heat Shock 2 Treatment

Ontdek optogenetische remming van Rho1-gemedieerde actomyosinecontractiliteit en meting van epitheliale spanning in Drosophila-embryo's. Deze methode biedt precieze temporele controle voor onderzoek naar weefselmorfogenese.

Optogenetische remming van Rho1-gemedieerde actomyosinecontractiliteit in combinatie met meting van epitheliale spanning in Drosophila-embryos (Video) | JoVE Journal

Optogenetische remming van Rho1-gemedieerde actomyosinecontractiliteit in combinatie met meting van epitheliale spanning in Drosophila-embryo's

Meer video's verkennen